The authors would like to acknowledge Drs. Jonathan Reichner and Angle Byrd for cell experiment insight. The National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (GRFP) supported this work.

1. 3 차원 금형 설계 및 부품 <ol><li> 곰팡이 <ol><li> 작업을 시작하기 전에, 실리콘 엘라스토머 키트 생균 촬상 챔버 22mm 유리 커버 슬립, 및 치수 10.07 mm X 3.95 mm X 5.99 mm와 가공 알루미늄 금속 큐브를 얻었다. 바닥 홀더 커버 슬립을 배치하고 공급 업체의 지시에 따라 실의 나머지 부분을 조립하여 성형 용 라이브 세포 이미징 챔버를 준비합니다. </li><li> 다음에, 집게를 사용하여, 생균 촬상 챔버 하우징의 중간과 커버 슬립 위에 가공 된 알루미늄 금속 덩어리를 배치 한 다음 방치. </li><li> 엘라스토머 5 mL로 제조자의 프로토콜에 따라 실리콘 엘라스토머 솔루션을 섞는다. </li><li> 일회용 랩 주걱을 이용하여, 생균 촬상 설정 챔버로 실리콘 엘라스토머 용액을 부어 배치 가공 된 알루미늄 금속 큐브를 이동하지 않도록 보장한다. 경화 안전한 위치 O / N에서, 실험실 벤치에 시스템을 놓습니다. </li><li> 다음날 아침, 해체라이브 세포 이미징 챔버는, 제조업체가 권장하고 집게를 사용하여 곰팡이를 잡아 당깁니다. 집게를 사용하여 조심스럽게 금형에서 가공 된 알루미늄 금속 큐브의 압축을 풉니 다. 싱크대로 가서 탈 이온수로 금형을 씻어. 건조 종이 타월에 금형을 놓습니다. </li><li> 일단 드라이, 취미 유틸리티 나이프를 사용하여, 금형을 통해 슬릿을 잘라 실리콘 몰드의 내부에, 각각의 길이 방향 끝에서 2.34 mm의 이격. 당신이 실험을 위해 시스템을 구축 할 준비가 될 때까지 안전하고 건조한 장소에 금형 숙박을 보장합니다. </li></ol></li><li> 친수성과 소수성 유리 Coverslips는 준비 <ol><li> 콜라겐 매트릭스, 표면에 부착 친수성 ​​된 커버를 만들 수 있도록 : <ol><li> 일회용 피펫을 사용하여, 3- 아미노 프로필 - 트리 메 톡시 실란 150 μL를 측정하고 50 ML 튜브에 솔루션을 붓는다. 두 번째 일회용 피펫으로 50 ㎖ 튜브에 100 % 에탄올 30 ML을 추가하고 뚜껑을 닫습니다. 완전한 혼합을 보장하는, 2 분 동안 용액을 소용돌이. 피우리의 유리 페트리 접시에 솔루션과는 별도로 설정. </li><li> 두 번째 페트리 접시에 100 % 에틸 알코올 15ml를 붓고 따로 설정 (요리 레이블을해야합니다). </li><li> 새로운 일회용 피펫을 사용하여 탈 이온수 30 ㎖를 측정하고 50 ㎖ 튜브에 용액을 붓는다. 다음으로, 글루 타르 알데히드의 1875 μl를 새로운 일회용 피펫 측정을 사용하고 동일한 50 ㎖ 튜브에 솔루션을 부어 뚜껑을 닫습니다. 완전한 혼합을 보장하는, 2 분 동안 용액을 소용돌이. 세 번째 페트리 접시에 혼합물을 붓고, 따로 설정합니다. </li><li> 집게 사용하여, 하나의 22mm 둥근 유리 커버 슬립을 꺼내 일회용 피펫을 사용하여 100 % 에탄올 혼합물 양면을 씻어. </li><li> 100 % 에탄올 용액 30 ㎖ 접시에 3- 아미노 프로필 - 트리 메 톡시 실란으로 세정 된 유리 커버 슬립을 넣고 5 분 동안 용액에 앉아 있도록. </li><li> 집게로, 유리 커버 슬립을 꺼내 일회용 피펫 100 % 에탄올 용액 다시 헹군다. </li><li> 1875로 세척 유리 커버 슬립을 드롭글루 타르 알데히드의 μL와 증류수 30 ml의 혼합물을 30 분 동안 방치. </li><li> 30 분 후, 집게로 유리 커버 슬립을 제거하고 탈 이온수로 씻어 실온에서 건조 건조 조직 O / N에 배치합니다. </li><li> 반복 coverslip에 찍기와 같은 생성 된 솔루션을 필요한만큼 커버 슬립을 위해 이동. </li></ol></li><li> 지정된 프로토콜에 의해 소수성 된 커버를 확인합니다. <ol><li> 트리 데카 - 1,1,2,2- tetrahydrooctyl 500 μL, 아세트산 100 ㎕, 2 분 50 ML 튜브와 소용돌이에 헥산 19.4 ML을 추가합니다. 유리 페트리 접시에 솔루션을 붓고 따로 설정합니다. </li><li> 깨끗한 집게 사용하여, 하나의 유리 커버 슬립을 꺼내 2 분간 준비 혼합 용액에 놓습니다. 2 분 경과 후, 집게로 유리 커버 슬립을 꺼내 실온에서 건조 건조 조직 O / N에 일회용 피펫과 장소 커버 슬립을 사용하여 탈 이온수로 씻어. 사용 할 때까지 플라스틱 페트리 접시에 보관 커버 슬립. </li><li> 반복 커버 슬립의 DIPP보내고과 같은 생성 된 용액에 필요한만큼의 이동을위한 커버 슬립. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. 금형 조립 <ol><li> 일회용 피펫 화학 폐기물 용기 위에 90 %의 에틸 알코올로 린스하여 금형, 금형을 사용하기 전에. 다음, 탈 이온수 가득 페트리 접시에 금형을 배치하고 O / N 앉아 할 수 있습니다. </li><li> 금형 조립을 시작하기 전에 건조 공기에 수건에 핀셋과 장소를 사용하여 용액으로부터 금형을 가져 가라. </li><li> 주형은 공기를 건조시키는 동안, 고정밀 스크라이브 다이아몬드 공구를 사용하여 5.99 mm X 3.95 mm보다 약간 크게 두 사각형으로 사각형 친수성 ​​커버 슬립을 잘랐다. 실리콘 몰드로 잘라 슬롯에 각각의 컷 사각형 커버 슬립을 밀어 넣습니다. </li><li> 거꾸로 금형 플립과 일회용 피펫을 사용하여 실리콘 몰드 하단에 진공 그리스를 적용합니다. 다음, 다시 오른쪽을 위로 금형을 뒤집어 원형 친수성 ​​유리 커버에 금형의 바닥을 눌러도장을 만들 입술. </li><li> 일회용 장갑, 조립 형을 선택하고 일회용 페트리 접시에 다음 바이오 후드에 배치합니다. 실험이 발생하기 전에 금형을 소독하기 위해 1 시간 동안 자외선 바이오 후드 램프를 켭니다. </li></ol> 3. 콜라겐 혼합물 및 3D 매트릭스 <ol><li> 콜라겐 혼합물, 얼룩을 준비하고 표준 프로토콜 (28)에 따라 이미징 세포를 준비하기 전에. </li><li> 바이오 후드에서 표준 실험실 기술 및 프로토콜들 (29, 30)을 사용하여, 원하는 화학 유인 물질 농도에 15 ㎖의 튜브에 세포 화학 유인 물질 및 매체를 혼합한다. 피펫 5 15 ML 튜브에 특정 세포 미디어 화학 유인 물질 농도의 용액 ㎖의 가열 된 물을 욕조에 솔루션을 이동합니다. </li><li> 피펫을 사용하여, 현미경 실험에 대한 솔루션을 가열하는 가열 된 물을 욕조에 두 번째 15 ML 튜브 제자리에 바로 세포 미디어 5 ml의 압축을 풉니 다. </li><li> 배 인산염 완충액 바이오 후드, 30 μL 피펫마이크로 원심 분리기 튜브에 에드 솔루션 (PBS). 15 초 동안 동일한 마이크로 원심 분리 튜브 및 소용돌이에 1 N 수산화 나트륨 (NaOH) 6 μL를 추가한다. </li><li> 냉장고에서 콜라겐 나는 쥐의 꼬리 솔루션을 확보하고 표준 실험실 기술 및 프로토콜 29을 사용하여 바이오 후드로 이동합니다. 콜라겐은 여전히​​ 차가운 확인합니다. 같은 마이크로 원심 분리기 튜브에 콜라겐 168.3 μl를 피펫. </li><li> 다음, 같은 마이크로 원심 분리기 튜브에 피펫을 사용하여 노란색 - 녹색 형광 카르 복실 레이트 수정 마이크로의 18 μl를 추가합니다. 소용돌이 30 초에 대한 모든 솔루션을 마이크로 원심 분리기 튜브. </li><li> 마이크로 원심 분리기 튜브에 원하는 셀 미디어 세포 혼합물 (약 2 × 10 6 세포 / ㎖ 농도)의 77.7 μl를 추가하고 20 초 동안 피펫 팁을 사용하여 섞는다. 필요에 따라서, 형광 비드와 세포 생존율 테이블 (표 1)의 첨가에 적합한 맞춤형 콜라겐 혼합물을 수행하여 밀도 행렬을 변경. </li><li> 피펫 (300) &amp; #181 웰 중심으로 콜라겐 세포 혼합액의 L 준비된 몰드 어셈블리 (도 2). 일회용 페트리 접시 위에 주형을 배치하고, 5 % CO 2, 37 ℃에서 20 분 동안 표준 인큐베이터로 이동. </li><li> 인큐베이터에서 시스템을 제거하고 바이오 후드에 다시 배치합니다. 집게를 사용하여 각 coverslip에의 상단에 클램핑 멀리 금형에서 당겨에 의해 모두 소수성 커버 전표를 제거합니다. </li><li> 콜라겐 주형면이 평면 확산법 있도록 직선 여전히 보장하기 원하는 현미경과 화상 전체 시스템을 이동. </li><li> 100 μL 단일 채널 피펫을 사용하여 현미경 여전히 시스템으로 잘 # 1에 세포 미디어 100 μl를 추가합니다. 이어서, 100 ㎕의 단일 채널 피펫을 사용하여 잘 # 3에 원하는 화학 유인 물질 농도와 세포 배지 100 ㎕를 추가한다. </li><li> 즉시 모두 우물에 솔루션을 추가 한 후, 영상을 시작. </li></ol> 4. 이미징 및 확산모델링 <ol><li> 하나의 특정 농도를 계산하기위한 특정 콜라겐 밀도 확산 계수를 발견하고자하는 경우, 이하의 프로토콜을 따르 <ol><li> 대신 원하는 화학 유인 물질 농도와 세포 미디어를 생성하는 &quot;콜라겐 배합 및 3D 매트릭스&quot;위의 제목의 주어진 프로토콜을 따라 표준 계산 및 프로토콜 30을 사용하여 15 ML 튜브에 5 μm의 로다 민을합니다. </li><li> 공 촛점 이미지 시스템과 3D 콜라겐 매트릭스는 형광을 포착 아르곤 레이저 (488 nm의)을 사용하여 거꾸로 현미경에 장착. 이미지 최대 7 시간 동안 매 2 또는 3 초. </li></ol></li><li> 확산 모델링의 경우 : 아래의 수학적 모델을 사용하여, 다음과 같은 일반적인 단계를 처리 및 분석을위한 전산 소프트웨어 코드를 작성합니다. <img alt="식 (1)" src="/files/ftp_upload/52948/52948eq1.jpg" /><ol><li> 최대 INTEN에 의해​​ 스케일링 및 정상화를위한 전산 소프트웨어로 가져 오기 이미지SITY. 모서리를 선택하는 이미지의 회색 색상 맵 이미지를 변환합니다. 중앙 우측과 중앙의 왼쪽에, 이미지의 중심 축을 따라 선택. </li><li> 연산 소프트웨어 코드를 이용하여, 진정한 강도 둘 사이의 차이와 함께 정규화 강도를 플롯. </li><li> 피팅 (농도, 시간 및 길이)에 필요한 다음, 입력 매개 변수. </li><li> 시간에 대한 농도 및 정규화 데이터를 다항식으로 X 축에 걸쳐 농도 프로파일 플롯. </li><li> 연산 소프트웨어 코드를 이용하여 확산 계수를 계산한다. </li></ol></li></ol> 5. 실험 측정 <ol><li> 다시 확산 방정식을 참조하면, 아래에 도시 된 바와 같이, 시스템 내의 임의의 위치에 특정 농도를 찾는 방정식을 다시. <img alt="식 (2)" src="/files/ftp_upload/52948/52948eq2.jpg" /> 장소 : 일의 L = 길이전자 콜라겐 매트릭스 조사에서 X = 위치 확산 D는 = 계수 T = 경과 시간 </li><li> 화성 실험 동안, 순간 케모카인가 시스템에 추가 된 특정 시간을 기록 할 수 있도록. 세포 이동 운동이 발견되면, 공 초점 저속 기록을 기록하고, 영상 발생 가장자리에서 특정 시간 및 위치를 기록하도록 보장한다. </li><li> 데이터 분석 중에 확산 및 세포 실험 모두 콜라겐 내의 임의의 지점에서 정규화 특정 농도를 찾는 방정식으로 특정 셀에 대한 언급 경과 시간, 위치 및 확산 계수 플러그. </li></ol> TFM을 활용 6. 추적 세포 이동 <ol><li> TFM / DVC 기술은 아래의 프로토콜을 수행하여 세포 이동을 추적 할 수 : <ol><li> 잘 # 3에 원하는 화학 유인 물질의 농도를 첨가 한 후, 반전 MICR에 장착 공 초점 시스템 3D 콜라겐 매트릭스 촬상 시작할oscope는 셀이 조사를 찾을 수 있습니다. </li><li> 이동하는 세포가 발견되면, 시야의 중앙에 세포를 놓고 (Z 축에서 이미지), 압전 모터, 화상마다 1 또는 2 분을 이용한다. </li><li> 셀 구동력 발생 및 변형을 산출, TFM / DVC 프로토콜 31 다음 형광 비드의 변위를 찾는 연산 코드를 생성한다. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Adzick, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Molecular+and+Cellular+Biology+of+Wound+Repair.">The Molecular and Cellular Biology of Wound Repair.</a> Ann Surg. 225 (2), 236 (1997).</li><li>Reddi, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+morphogenetic+proteins:+an+unconventional+approach+to+isolation+of+first+mammalian+morphogens.">Bone morphogenetic proteins: an unconventional approach to isolation of first mammalian morphogens.</a> Cytokine Growth F. R. 8 (1), 11-20 (1997).</li><li>Coussens, , Werb, Z, L. M., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+and+cancer.">Inflammation and cancer.</a> Nature. 420 (6917), 860-867 (2002).</li><li>Vital-Lopez, F. G., Armaou, A., Hutnik, M., Maranas, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+the+effect+of+chemotaxis+on+glioblastoma+tumor+progression.">Modeling the effect of chemotaxis on glioblastoma tumor progression.</a> AIChE J. 57 (3), 778-792 (2011).</li><li>Hughes-Alford, S. K., Lauffenburger, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+of+gradient+sensing:+towards+building+predictive+models+of+chemotaxis+in+cancer.">Quantitative analysis of gradient sensing: towards building predictive models of chemotaxis in cancer.</a> Curr. Opin. Cell Biol. 24 (2), 284-291 (2012).</li><li>Friedl, P., Gilmour, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+cell+migration+in+morphogenesis,+regeneration+and+cancer.">Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer.</a> Nat. Rev. Mol Cell Bio. 10 (7), 445-457 (2009).</li><li>Cristini, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphologic+Instability+and+Cancer+Invasion.">Morphologic Instability and Cancer Invasion.</a> Clin. Cancer Res. 11 (19), 6772-6779 (2005).</li><li>Lammermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing.">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li><li>Parent, C. A., Devreotes, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cell's+sense+of+direction.">A cell's sense of direction.</a> Science. 284 (5415), 765-770 (1999).</li><li>Boyden, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemotactic+effect+of+mixtures+of+antibody+and+antigen+on+polymorphonuclear+leucocytes.">The chemotactic effect of mixtures of antibody and antigen on polymorphonuclear leucocytes.</a> J. Exp. Med. 115, 453-466 (1962).</li><li>Nelson, R. D., Quie, P. G., Simmons, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+under+agarose:+a+new+and+simple+method+for+measuring+chemotaxis+and+spontaneous+migration+of+human+polymorphonuclear+leukocytes+and+monocytes.">Chemotaxis under agarose: a new and simple method for measuring chemotaxis and spontaneous migration of human polymorphonuclear leukocytes and monocytes.</a> J. Immunol. 115 (6), 1650-1656 (1975).</li><li>Rosoff, W. J., McAllister, R., Esrick, M. A., Goodhill, G. J., Urbach, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generating+controlled+molecular+gradients+in+3D+gels.">Generating controlled molecular gradients in 3D gels.</a> Biotechnol. Bioeng. 91 (6), 754-759 (2005).</li><li>Wells, A., Kassis, J., Solava, J., Turner, T., Lauffenburger, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+factor-induced+cell+motility+in+tumor+invasion.">Growth factor-induced cell motility in tumor invasion.</a> Acta Oncol. 41 (2), 124-130 (2002).</li><li>Wilkinson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assays+of+leukocyte+locomotion+and+chemotaxis.">Assays of leukocyte locomotion and chemotaxis.</a> J. Immunol. Methods. 216 (1-2), 139-153 (1998).</li><li>Bonvin, C., Overney, J., Shieh, A. C., Dixon, J. B., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multichamber+fluidic+device+for+3D+cultures+under+interstitial+flow+with+live+imaging:+development,+characterization,+and+applications.">A multichamber fluidic device for 3D cultures under interstitial flow with live imaging: development, characterization, and applications.</a> Biotechnol. Bioeng. 105 (5), 982-991 (2010).</li><li>Noo, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophil+chemotaxis+in+linear+and+complex+gradients+of+interleukin-8+formed+in+a+microfabricated+device.">Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device.</a> Nat. Biotechnol. 20 (8), 826-830 (2002).</li><li>Shao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrated+microfluidic+chip+for+endothelial+cells+culture+and+analysis+exposed+to+a+pulsatile+and+oscillatory+shear+stress.">Integrated microfluidic chip for endothelial cells culture and analysis exposed to a pulsatile and oscillatory shear stress.</a> Lab Chip. 9 (21), 3118-3125 (2009).</li><li>Haessler, U., Kalinin, Y., Swartz, M. A., Wu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+agarose-based+microfluidic+platform+with+a+gradient+buffer+for+3D+chemotaxis+studies.">An agarose-based microfluidic platform with a gradient buffer for 3D chemotaxis studies.</a> Biomed. Microdevices. 11 (4), 827-835 (2009).</li><li>Friedl, P., Wolf, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumour-cell+invasion+and+migration:+diversity+and+escape+mechanisms.">Tumour-cell invasion and migration: diversity and escape mechanisms.</a> Nat. Rev. Cancer. 3 (5), 362-374 (2003).</li><li>Sixt, M., Lammermann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+analysis+of+chemotactic+leukocyte+migration+in+3D+environments.">In vitro analysis of chemotactic leukocyte migration in 3D environments.</a> Methods Mol. Biol. 769, 149-165 (2011).</li><li>Zigmond, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+polymorphonuclear+leukocytes+to+orient+in+gradients+of+chemotactic+factors.">Ability of polymorphonuclear leukocytes to orient in gradients of chemotactic factors.</a> J. Cell Biol. 75 (2 Pt 1), 606-616 (1977).</li><li>Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+direct-viewing+chemotaxis+chamber.">A new direct-viewing chemotaxis chamber.</a> J. Cell. Sci. 99 (Pt 4), 769-775 (1991).</li><li>Gilbert, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macromolecular+diffusion+through+collagen+membranes.">Macromolecular diffusion through collagen membranes.</a> Int. J. Pharm. 47 (1-3), 79-88 (1988).</li><li>Ramanujan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion+and+convection+in+collagen+gels:+implications+for+transport+in+the+tumor+interstitium.">Diffusion and convection in collagen gels: implications for transport in the tumor interstitium.</a> Biophys. J. 83 (3), 1650-1660 (2002).</li><li>Weadock, K., Silver, F. H., Wolff, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusivity+of+125I-calmodulin+through+collagen+membranes:+effect+of+source+concentration+and+membrane+swelling+ratio.">Diffusivity of 125I-calmodulin through collagen membranes: effect of source concentration and membrane swelling ratio.</a> Biomaterials. 7 (4), 263-267 (1986).</li><li>Erikson, A., Andersen, H. N., Naess, S. N., Sikorski, P., Davies, C. d. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+and+chemical+modifications+of+collagen+gels:+impact+on+diffusion.">Physical and chemical modifications of collagen gels: impact on diffusion.</a> Biopolymers. 89 (2), 135-143 (2008).</li><li>Moghe, P. V., Nelson, R. D., Tranquillo, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine-stimulated+chemotaxis+of+human+neutrophils+in+a+3-D+conjoined+fibrin+gel+assay.">Cytokine-stimulated chemotaxis of human neutrophils in a 3-D conjoined fibrin gel assay.</a> J. Immunol. Methods. 180 (2), 193-211 (1995).</li><li>Sundd, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+cell+imaging+of+paxillin+in+rolling+neutrophils+by+dual-color+quantitative+dynamic+footprinting.">Live cell imaging of paxillin in rolling neutrophils by dual-color quantitative dynamic footprinting.</a> Microcirculation. 18 (5), 361-372 (2011).</li><li>Sanders, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aseptic+Laboratory+Techniques:+Volume+Transfers+with+Serological+Pipettes+and+Micropipettors.">Aseptic Laboratory Techniques: Volume Transfers with Serological Pipettes and Micropipettors.</a> J. Vis. Exp. (63), 2754 (2012).</li><li>Stephenson, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Calculations for Molecular Biology and Biotechnology: A Guide to Mathematics in the Laboratory 2e. , (2010).</li><li>Bar-Kochba, E., Toyjanova, J., Andrews, E., Kim, K., Franck, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Fast+Iterative+Digital+Volume+Correlation+Algorithm+for+Large+Deformations.">A Fast Iterative Digital Volume Correlation Algorithm for Large Deformations.</a> Exp. Mech. In press, (2014).</li><li>Shenoy, V., Rosenblatt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion+of+Macromolecules+in+Collagen+and+Hyaluronic+Acid,+Rigid-Rod-Flexible+Polymer+Composite+Matrixes.">Diffusion of Macromolecules in Collagen and Hyaluronic Acid, Rigid-Rod-Flexible Polymer Composite Matrixes.</a> Macromolecules. 28 (26), 8751-8758 (1995).</li><li>Leddy, H., Guilak, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Site-Specific+Molecular+Diffusion+in+Articular+Cartilage+Measured+using+Fluorescence+Recovery+after+Photobleaching.">Site-Specific Molecular Diffusion in Articular Cartilage Measured using Fluorescence Recovery after Photobleaching.</a> Ann. Biomed. Eng. 31 (7), 753-760 (2003).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

또는 세포없이 성공적으로 확산 실험을위한 가장 중요한 단계는 다음과 같습니다 올바르게 금형 조립을 설정하는 단계; 소수성 커버 슬립의 추출시 파손을 방지하기 위해 필요한 손재주를 현상하는 단계; 올바르게 확산 계수를 계산하기 매우 좋은 선형 시작 라인을 찾을 수 있도록; 콜라겐과 화학 유인 물질 모두의 실험적인 계산을 수정; 제대로 건조하지 않는 행렬을 보장하기 위해 라이브 세포 이미징 시스템의 사용; 및 멸균, 건강한 문화를 유지. 확산 실험을 실시하면, 확산 플롯 (도 4) 선형 확산 모델의 기존 형상과 일치하는지 확인하는 것이 필수적이다. 타행에보고 된 각 샘플에 여러 다른 위치에서 X-분석 실행, 그것은, 콜라겐의 다양한 농도의 로다 민위한 확산 계수의 평균을 산출 할 수있다<html> BLE 2. 콜라겐의 농도는 매트릭스의 다공성으로 인해 증가 감소 이러한 결과 콜라겐 겔 감소 통해 확산 계수 이전 연구와 일치한다. 정상 상태에서 확산 모델 방정식에 따라, 하나의 X 값에 걸쳐 선형 농도 프로파일을 가질 것으로 예상하고있다. 점 선형 함수를 맞춤으로써, 하나는 사실, 모든 선형임을 알 수있다. 세 콜라겐 농도에 대한 최적 라인들 각각에 대해 선형 트렌드 라인 피팅의 R 값은 2 또는 0.92 이상이었다. 모든 추정 플롯에서 잔차의 규범이 잘 맞는을 나타내는, 0.0227이었다. 이 선형 관계는 분석 솔루션과 일치한다. 예상되는 바와 같이 촬상 콜라겐 샘플의 가장자리에 바로 시작하지 않기 때문에 농도는 100 %에서 시작하지 않는다. 그것은 완벽 영상을 보정하는 것이 불가능하다. _content가 &quot;&gt; 또한, 우리는 결과를 비교 겔에 확산 보았다 다른 논문을 참조 할 수 있었다. Shenoy 및 로젠 블랏 2.2 X로 30 ㎎ / ㎖ 석신 콜라겐 용액 BSA (반경 = 4 ㎚)의 확산 계수를 발견 10 -7 cm 2 / 초 32. 로다의 반경은 콜라겐 (24)를 통해 빠르게 확산 시간을 설명 0.78 나노 미터이다. 확산 연구에서, 분자를 비교 반경을 이용하는 것이 일반적이다. 반경이 증가함에 따라, 분자량 또한 증가한다. Ramanujan에 등에 게 허여. 덱스 트란의 확산 계수 결과 (반경 = 6 ㎚) 중합 된 20 %의 콜라겐 겔에 4.72 × 10 -8 cm 2 / 초 24 될 (2.0 ㎎ / ㎖ 농도 겔 상당). 또 다시, 우리가 고려 분자 크기 차이를 취할 경우이 (D = 1.28 × 10 -6 cm 2 / 초) 우리가 2.0 ㎎ / ㎖ 농도 겔 관찰 확산 계수에 대등하다. Leddy 및 Guilak 스터드관절 연골의 덱스 트란 (33)를 통해 확산 IED. 관절 연골의 질량의 약 2/3 고분자 콜라겐 (주로 유형 II) 인 때문에 콜라겐 매트릭스를 통해 관절 연골을 통해 확산과 비교하는 것이 가능하다. Leddy과 Guilak는 CM -7 10 × 6 ~ 10 사이의 2 / 초 33로 관절 연골을 통해 3 kDa의 덱스 트란의 확산 계수를 발견했다. 시스템이 제대로 작동하는지 알면, 우리는 톱니 과도 시스템 열 전달 모델을 사용하여, 시스템 내 어딘가에 특정 농도를 계산할 수 있었다. 이러한 추가적인 메트릭은 세포 농도 구배 이해와 기울기를 추적하기 위해 세포 실험 중에 사용될 수있다. 우리의 접근 방식을 사용할 때의 시간의 실험 시간은 제한 요인 일 수있다. 따라서, 건조하지 않는 행렬을되도록 생균 이미징 시스템에 대한 커버를 사용하는 것이 중요하다. experimen 동안 커버를 사용하여TS, 우리는 성공적 겔 고갈없이 세포 실험 중에 7 시간 및 4 시간에 로다의 확산을 모니터링 할 수 있었다. 한 커버를 사용하지 않는 경우, 겔은 빠른 건조 크게 세포의 확산 및 이동에 영향을 미칠 수도있다. 본원에 기술 된 프로토콜은 화성 중에 3 차원 환경에서 셀 힘을 측정 할 수있는 잘 제어 된 평면 확산 모델 / 시스템을 사용한다. 여기에서 우리는 TFM / DVC 실험에 이용 될 수있는 새로 개발 된 간단한 시스템을 제시한다. 3D 콜라겐 매트릭스를 통해 1) 성공적 모델 확산 판 구배 확산 시스템, 세포 파종하면 화성 아닌 chemokinesis을 촉진하도록, 분석 식에 데이타를 맞춤으로써, 확인,이 시스템을 이용하여 연구 할 수있게됩니다 2) 다섯 가지 농도의 콜라겐에 대한 확산 계수를 계산; 3) 성공적으로 디 내의 화학 유인 물질의 특정 농도를 찾아ffusion 실. 이 접근 방식으로, 하나는 더 다각적 인 시스템과 복잡한 확산 그라디언트의 힘든 방법이없는 것은 아니다 쉽고 쉽게 사용할 특정 메트릭 셀 화성을 검사 할 수 있습니다.

화학 주성으로 공지 된 농도 구배를 향해 세포의 바람직한 움직임, 신체의 병리 생리 학적 과정에 중요한 역할을한다. 이러한 예로는 피부와 점막 상처 치유 1, 2 형태 형성, 염증 3 및 종양 성장 4,5-이다. 또한, 암세포가 모두 개인과 단체 셀 마이그레이션 전략 1-6 이주 할 수 있다는 것으로 알려져있다. 또한, 확산 불안정성 메커니즘 영양소 원을 향해 이민 따라서 넓은 영역 및 조직 7 침입 수 후 종양 바디 / 물체로부터 단일 클러스터 또는 세포의 분리를 유도하고있다. 또한, 다양한 이동 메커니즘으로 인해 부착 분자 (8)의 다른 역할로, 2 차원에서 3 차원으로 활성화 될 수 있음을 보여왔다. 따라서, 체외 분석에 생리 학적으로 관련에 이동 measureabl에서 세포 운동성을 조사하기 위해즉 간단한 방법은 세포 이동 현상 이해 9에 중요하다. 불행히도, 세포 이동을 분석하는데 어려움이 광범위한 정량 화성 분석은 일반적으로 공평한 세포 운동성 및 이동 현상 모델의 측정에 기초하고 긴 힘드는 방법을 필요로한다. 세포의 화학 주성을 조사하기 위해 과거의 실험 방법은 보이든 챔버 (10)와 아래 아가로 오스 분석 (11)를 포함한다. 그러나, 이러한 초기 분석에서, 세포 이동 실험은 시간에 관하여 움직임을 모니터하지 않았다. 더 중요한 것은, 실험에 사용 된 농도 기울기는 잘 정의되지 않은 또는 몇 시간보다 더 대한 시그널링을 유지하면서 완전히 이해했다. 또한, 초기 화성 챔버 시도는 두 가지 차원으로 세포의 이동을 제한 한 마이그레이션 (12)의 반응 속도를 모니터링하는 것을 허용하지 않았다. 보이든 챔버를 보면, 엔드 포인트 분석연구원은 시각적으로 마이그레이션을 관찰하는 것을 허용하지 것이다 직접 chemokinesis (랜덤 이동)에서 화성 (방향 이동)를 구별 할 수 없습니다. 또한, 기공의 크기와 두께의 여러 변수-차이 쉽게 재현하는 것은 매우 어렵다 챔버 막은 제 13, 14 및 케모카인에 세포 이주 반응을 은폐. 마이크로 유체의 새로운 이해와 함께, 새로운 챔버 및 마이크로 디바이스는 간질 흐름 조건 하에서 세포의 운동을 조사하기 위해 수단으로 조사 또는 15, 16 화학 주성되었다. 이 새로운 디바이스에서 새로운 셀 메트릭스 도입 및 셀 (17, 18)에 전단 응력의 ​​효과처럼, 조사했다. 불행하게도, 과거와 현재의 미세 유체 화성 챔버는 종양 세포의 침윤과 전이, 메신저 등 많은 생물학적 과정, 이후 2D 기판-중요한 후퇴로 세포 이동의 연구를 제한무네 세포 이동은, 3D 이동을 포함한다. 직접적인 관찰 챔버 - 여기서, 화학 유인 물질 용액은 세포를 포함하는 3 차원 겔과 접촉하고 또한도 19, 20를보고되었다. 이 챔버는 수평으로 서로 (21) 옆에 또는 동심 링 (22)로 결합되어, 두 개의 구획, 화학 유인 물질을 함유 한 세포를 포함하는 하나 있습니다. 이러한 시스템은 오른쪽 방향으로 지적되지만, 장기간의 화학 주성 시스템을 유지하지 않는다. 또한, 연구진은 투석 셀뿐만 아니라 정수압 23-25 ​​실시 콜라겐 샘플 트레이서 통해 분자의 확산 콜라겐 막을 통해 확산 성을 조사 하였다. 콜라겐 겔 일부 확산 실험은 자기장과 화학 결합 (26)을 이용하여 겔의 물리적 및 화학적 변형에 의존한다. COLLA에 확산 모델링을위한 인기있는 방법genous 조직 연속 포인트 광표백의 형광 이미징을 사용합니다. 이 방법은 중심의 콜라겐 조직에서 거대 분자의 확산 계수의 이방성을 밝혔다. 그러나, 광표백은 관절 연골에서 사용되지 행렬 콜라겐되었다. 유사하지만, 필요한 모델 실험은 특히 콜라겐 겔의 확산 계수의 이해를 통해 수행되어야한다. 더 중요하게, 시스템은 셀 구동력 발생을 측정하는 방법을 이용하지 않는다. 불행히도, 대부분의 시스템은 이상적인 시스템에 대한 하나 또는 두 핵심 요소가 누락 될 것 같다 : 셀 추적, 매트릭스, 재현성 용이 비교적 간단한 셋업의 최소화를 통해 화성 인자와 확산 그라데이션 이해의 허용 상호 작용 세포 - 세포, 및 치수 정량 단위 (즉, 속도, 힘, 특정 농도)를 측정 할 수있다. Moghe 등은. </em&gt; 27 세포가 초기에 겔을 통해 분산보다는 필터 표면에 농축 된 대부분의 요구 사항을 충족하는 시스템을 제안하지만, 세포가 생성하는 힘을 측정하는 것이 곤란했다. 이 목적을 위해, 우리는 하나의 셀을 측정하는 영상 분석 기술과 결합 경과 현미경에 기초 기존 분석법, 현대 확산 실 한계를 극복 할 수있는 3D 콜라겐 매트릭스의 주 화성을 조사하는 평면 구배 확산 시스템을 제시 3D 환경에서 힘. 이 프로토콜은 서로 다른 셀에서 3D 화성을 조사하는 데 사용될 수있는 간단한 3D 확산 실을 만드는 간단하면서도 혁신적인 방법을 제공한다.

<table><tbody><tr><td>Silicone elastomer kit</td><td>Dow Corning Corp</td><td>182 SIL ELAST KIT .5KG</td><td>a two-part misture with a 10:1 mix</td></tr><tr><td>Live cell imaging chamber</td><td>Live Cell Instrument</td><td>CM-B18-1</td><td>CMB for 18&amp;nbsp;mm round coverslips</td></tr><tr><td>22&amp;nbsp;mm Glass Coverslip</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0180281</td><td>Neuvitro Corp. cover slip 22&amp;nbsp;mm 1.5</td></tr><tr><td>Machined aluminum metal cube</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hobby utility knife</td><td>X-Acto</td><td>X3201</td><td></td></tr><tr><td>3-(aminopropyl) trimethoxysilane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>281778-5ML</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Polysciences, Inc</td><td>00216A-10</td><td>Glutaraldehyde, EM Grade, 8%</td></tr><tr><td>50 ml tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-432-22</td><td>Standard floor model and tabletop centrifuges</td></tr><tr><td>Glass Petri dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747A</td><td>Reusable Petri Dishes: Complete (60 x 15&amp;nbsp;mm)</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-327-379</td><td>Fine Point Forceps</td></tr><tr><td>Cover glasses</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-518-105A</td><td>Rectangle; 30 x 22&amp;nbsp;mm; Thickness No. 1</td></tr><tr><td>Tridecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrooctyl</td><td>Gelest</td><td>SIT8174.0</td><td></td></tr><tr><td>Acetic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099</td><td>Acetic acid ACS reagent, &amp;ge;99.7%</td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>296090</td><td>anhydrous, 95%</td></tr><tr><td>Ethyl alcohol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023</td><td>200 proof, for molecular biology</td></tr><tr><td>High-precision diamond scribing tool</td><td>Lunzer</td><td>PV-081-3</td><td>Straight extended tip scribe, .020&quot; (.50&amp;nbsp;mm) diameter by .200&quot; (5.0&amp;nbsp;mm) tip length</td></tr><tr><td>Vacuum grease</td><td>Dow Corning</td><td>14-635-5C</td><td>High-Vacuum Grease</td></tr><tr><td>15 ml tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-49D</td><td>15 ml conical centrifuge tubes with hydrophobic, biologically inert surface</td></tr><tr><td>10x phosphate buffered solution</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP399-500</td><td>1.37 M Sodium Chloride, 0.027 M Potassium Chloride, and 0.119 M Phosphate Buffer</td></tr><tr><td>1&amp;nbsp;N sodium hydroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>38215</td><td>Sodium hydroxide concentrate</td></tr><tr><td>Collagen I, rat tail</td><td>BD Biosciences</td><td>354236</td><td>Rat tail&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Micro centrifuge tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-681-332</td><td>Volume: 2.0 ml; &lt;br /&gt;O.D. x L: 13&amp;nbsp;x&amp;nbsp;40&amp;nbsp;mm; &lt;br /&gt;sterile; single-wrapped</td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>Carboxylate-modified microspheres</td><td>Invitrogen</td><td>&amp;nbsp;F-8813</td><td>Carboxylate-modified microspheres, 0.5 &amp;micro;m, yellow-green fluorescent (505/515), 2% solids</td></tr><tr><td>Rhodamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>83689</td><td>Rhodamine B for fluorescence</td></tr></tbody></table>

planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3d collagen matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

정확하게 세포의 이동을 평가하기 위해이 분석의 능력은 시스템의 좋은 설정에 의존한다. 따라서, 정확하게 확산 시스템 금형을 설계하고,도 1에 도시 된 바와 같이, 소수성과 친수성을 모두 커버 슬립을 배치에 상당한주의를 기울 반드시 중요하다. 시스템이 적절하게 설계하고 매우를 찾을 보장 확산 모델링 단계에서되면 시스템의 확산을 분석하기 위해,도 2에 도시 된 바와 같이 하나의 좋은 달성 할 수있는 선형 시작 라인 좋은 이미지를 형광. 성공적인 세포 주 화성 분석의 핵심은 확산 모델링 및 소프트웨어 연산으로 생성 된 코드를 통해 확산 및 특정 농도 방정식의 계수를 발견하는 일반적인 확산 방정식을 해결한다. 분석을 계산 소프트웨어로 이미지를 가져 오기 및 실행 한 후 (그림 3), 확산 계수평가 될 수있다 (표 2).도 4는 다섯 테스트 콜라겐 농도의 로다 민 통해 확산의 플롯을 나타낸다. 확산 플롯의 형상은 선형 확산 모델의 형상과 일치하는 전통적인. 그것은 로다의 확산 콜라겐 하부 콜라겐 밀도 빠르게 확산의 농도에 반비례하는 것을 알 수있다. 이것은 콜라겐의 농도가 더 높은 다공성을 갖는 한, 예상 할 수있다. 1.5 밀리그램 / ㎖ (도 4B)의 농도로 콜라겐 확산 플롯 가로줄 단순히 추적 신호의 채도의 결과이다. 도 4에 도시 된 바와 같이, 더 중요하게, 각 행은 시간을 정규화 농도가 결코 화학 어떠한 반전 없음을 나타내는, 동일한 시간 (DT)에서 이전 점을 초과하지 증가하는 반면에, 콜라겐 내부 특정 지점 (x, y)를 나타낸다. 이는 체의 중요한 특성 인motaxis 챔버는 역류하지 않고 화학 유인의 직접적인 흐름을 허용한다. 각각의 X 위치에서 마지막 10 이미지를 검토하여, 하나는 각각의 위치 로다의 정상 상태 농도의 플롯을 생성 할 수있다. 전체 샘플의 길이 (그림 5)에 걸쳐 외삽하여, 하나는 전체 샘플을보고 할 수 있습니다. 이 선형 확산 그라데이션 세포 실험 (그림 6)에 이용 될 수있는 전체 샘플의 길이에 걸쳐 일관성이 있음을 나타냅니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig1.jpg" /> 도 1 : 생균 촬상 실 평면 구배 확산 시스템 금형 조립체의 개략적 인 (1) (아래쪽 상단으로부터) 하부 하우징 (c) 친수성 22mm 커버 슬립, 금형 구성된 전체 시스템의 컴퓨터 연출. 상단 하우징, 및 유리 커버. (2) 개월의 치수<html> (a)를 인서트 절단 LD 도시된다. (3) (b)의 각면에 소수성 된 커버가 3 웰 시스템을 만들 수있는 컷 삽입에 미끄러와 콜라겐 매트릭스 금형. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52948/52948fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig2.jpg" /> 도 2 : 콜라겐 로다 현미경 화상의 예 1.0 ㎎ / ㎖의 콜라겐 농도 구배 평면 확산 시스템에서 동일한 z- 축 위치에서 로다 확산 실험 중에 찍은 이미지 주제,.. 스케일 바는 = (a) 0 분 (B)의 3 분 (c) 7 분, 로다 민 및 후 (d) 15 분 500 μm의 챔버에 첨가 하였다. 화살표는 콜라겐 매트릭스를 통해 로다 민 확산의 방향을 나타냅니다.e.com/files/ftp_upload/52948/52948fig2large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig3.jpg" /> 그림 3 :. 초기 (DT = 0) 이미지의 분석 및 2.5 ㎎ / ㎖ 콜라겐 농도 계산 소프트웨어 코드에 의해 생성 확산 계산의 개요의 예 () 흑백 렌더링 분석을위한 전산 소프트웨어에 업로드. (B) 특정 지점 강도 비교를위한 확산 계산을 위해 사용자에 의해 선택된 것 (x, y 축은 화소에서). 각 라인은 정상 상태에서 콜라겐 매트릭스를 통해 로다 민의 이미지 나 (D) 농도 프로필에 빨간색 포인트와 관련이 콜라겐 매트릭스를 통해 로다 민 (다) 확산 프로필. 평활화 된 데이터와 (E) 비교 (블루전자 점)과 부드럽게 하 고 진정한 (녹색 점의 차이와 확산 실험 (빨간 점)에서 진정한 데이터). (F)가 true (붉은 점)의 정규화 된 농도와 장착 (녹색 점) 실험을 통해 계산 소프트웨어 코드의 데이터. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52948/52948fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig4.jpg" /> 도 4 :. 다른 지점에서 평면 구배 확산 시스템을 사용하여 콜라겐 매트릭스를 통한 확산 프로파일의 예 각 라인은 사용자에 의해 계산 소프트웨어 코드로부터 선택된 다른 선택된 데이터 지점을 나타낸다. (A) 1.0 mg을 / ㎖ (B) 1.5 ㎎ / ㎖ (C) 2.0 ㎎ / ㎖ (D) 2.2 ㎎ / ㎖와의 밀도로 콜라겐 매트릭스 (E </st<html> 룽&gt;) 2.5 ㎎ / ㎖. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52948/52948fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig5.jpg" /> 도 5 :. 정상 상태에서 평면 구배 확산 시스템을 사용하여 콜라겐 매트릭스 전반 로다의 농도 (정규화) 프로파일의 예 원은 사용자에 의해 계산 소프트웨어 코드 비록 선택된 특정 데이터 포인트이다. 적색 선은 콜라겐 매트릭스 전체에 걸쳐 로다 농도를 표시 (도시 R 2 값) 베스트 라인 맞는 데이터 포인트를 사용하여 외삽 구성. (A) 1.0 mg을 / ㎖ (B) 1.5 ㎎ / ㎖ (C) 2.0 ㎎ / ㎖ (D) 2.2 mL의 밀리그램 / 및 (E) 2.5 ㎎ / ㎖의 밀도로 콜라겐 매트릭스.2948fig5large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/52948/52948fig6.jpg" /> 그림 6 : 세포 이동 실험의 예 3D 평면 구배 시스템에서 마이그레이션 호중구의 Z-슬라이스 현미경 이미지.. 호중구는 스타 실험의 시작 셀의 초기 위치를 나타내는 화학 유인 구배 (흰색 화살표 방향의 기울기를 도시하고 삼각형의 농도 프로파일을 나타낸다)을 향해 이동한다. 줄거리는 화살표가 다음에 소수점 방향을 나타냅니다 3D 공간에서 셀을 보여줍니다. 스케일 바는 10 μm의 =. 이미지 사이 DT = 5 분 (즉, AB). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52948/52948fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspaciNG = &quot;0&quot;&gt; <tbody><tr><td> 콜라겐 세포 밀도 </td><td> PBS </td><td> 형광 구슬 </td><td> NaOH를 </td><td> 콜라겐 나는 쥐의 꼬리 </td><td> 미디어 </td></tr><tr><td> 2.5 ㎎ / ㎖ </td><td> 10 % </td><td> 6 % </td><td> 2 % </td><td> 70.20 % </td><td> 11.80 % </td></tr><tr><td> 2.2 ㎎ / ㎖ </td><td> 10 % </td><td> 6 % </td><td> 2 % </td><td> 61.70 % </td><td> 20.30 % </td></tr><tr><td> 2.0 ㎎ / ㎖ </td><td> 10 % </td><td> 6 % </td><td> 2 % </td><td> 56.10 % </td><td> 25.90 % </td></tr><tr><td> 1.5 ㎎ / ㎖ </td><td> 10 % </td><td> 6 % </td><td> 2 % </td><td> 42.10 % </td><td> 39.90 % </td></tr><tr><td> 1.0 ㎎ / ㎖ </td><td> 10 % </td><td> 6 % </td><td> 2 % </td><td> 28.10 % </td><td> 53.90 % </td></tr></tbody></table> 표 1 : 사용자 정의 C형광 비드와 세포 생존율의 첨가하도록 ollagen 혼합물. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" ><tbody><tr><td> 콜라겐 젤의 농도 </td><td> 확산 계수 (2 cm / 초) </td></tr><tr><td> 2.5 ㎎ / ㎖ </td><td> 1.03 × 10 -6 2.54 × 10 -7 ± </td></tr><tr><td> 2.2 ㎎ / ㎖ </td><td> 1.28 × 10 -6 3.53 × 10 -7 ± </td></tr><tr><td> 2.0 ㎎ / ㎖ </td><td> 6.48 × 10 -6 1.66 × 10 -7 ± </td></tr><tr><td> 1.5 ㎎ / ㎖ </td><td> 1.05 × 10 -5 2.04 × 10 -7 ± </td></tr><tr><td> 1.0 ㎎ / ㎖ </td><td> 1.39 × 10 -5 1.06 × 10 -7 ± </td></tr><tr><td> 물 </td><td> 1.50 × 10 -5 </td></tr></tbody></table> 표 2 : 확산 계수.

Watch this Scientific Journal Video about Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix at JoVE.com

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

평면 그라데이션 확산 시스템은 3D 콜라겐 매트릭스에 화성을 조사하기 위해

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

planar-gradient-diffusion-system-to-investigate-chemotaxis-3d

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.4K 조회수.  California State University, Long Beach. Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

비디오: Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

형광 현미경과 영상 셀 마이그레이션을위한 접착제 및 가용성식이 그라디언트를 만들기

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

연구

생체공학

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

세 가지 차원 콜라겐 매트릭스 내에서 세포의 이동 분석

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to tumor and cancer metastasis. Despite intense research efforts, the basic biochemical and biophysical principles of cell migration are still not fully understood, especially in the physiologically relevant three-dimensional (3D) microenvironments. Here, we describe an in vitro assay designed to allow quantitative examination of 3D cell migration behaviors. The method exploits the cell&#8217;s mechanosensing ability and propensity to migrate into previously unoccupied extracellular matrix (ECM). We use the invasion of highly invasive breast cancer cells, MDA-MB-231, in collagen gels as a model system. The spread of cell population and the migration dynamics of individual cells over weeks of culture can be monitored using live-cell imaging and analyzed to extract spatiotemporally-resolved data. Furthermore, the method is easily adaptable for diverse extracellular matrices, thus offering a simple yet powerful way to investigate the role of biophysical factors in the microenvironment on cell migration.

The mechanical properties and microstructure of the extracellular matrix strongly affect 3D migration of cells. An in vitro method to study the spatiotemporal cell migration behavior in biophysically variable environments, at both population and individual cell levels, is described.

동심 젤 시스템은 3 차원 세포의 이동에 매트릭스 미세 환경의 생물 물리학 역할을 연구하는

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

3D 상호 작용의 연구에 대한 3D 콜라겐 젤과 마이크로 채널 준비<em&gt; 생체</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

An All-on-chip Method for Rapid Neutrophil Chemotaxis Analysis Directly from a Drop of Blood

Neutrophil migration and chemotaxis are critical for our body's immune system. Microfluidic devices are increasingly used for investigating neutrophil migration and chemotaxis owing to their advantages in real-time visualization, precise control of chemical concentration gradient generation, and reduced reagent and sample consumption. Recently, a growing effort has been made by the microfluidic researchers toward developing integrated and easily operated microfluidic chemotaxis analysis systems, directly from whole blood. In this direction, the first all-on-chip method was developed for integrating the magnetic negative purification of neutrophils and the chemotaxis assay from small blood volume samples. This new method permits a rapid sample-to-result neutrophil chemotaxis test in 25 min. In this paper, we provide detailed construction, operation and data analysis method for this all-on-chip chemotaxis assay with a discussion on troubleshooting strategies, limitations and future directions. Representative results of the neutrophil chemotaxis assay testing a defined chemoattractant, N-Formyl-Met-Leu-Phe (fMLP), and sputum from a chronic obstructive pulmonary disease (COPD) patient, using this all-on-chip method are shown. This method is applicable to many cell migration-related investigations and clinical applications.

This article provides the detailed method of performing a rapid neutrophil chemotaxis assay by integrating the on-chip neutrophil isolation from whole blood and the chemotaxis test on a single microfluidic chip.

혈액 방울로부터의 신속한 호중구 화학 주 화성 분석을위한 올 온칩 (all-on-chip) 방법

Neutrophil migration and chemotaxis are critical for our body's immune system. Microfluidic devices are increasingly used for investigating neutrophil ...

면역학 및 감염병학

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and chemical complexity of living tissues and mimic in vivo tissue functions. Recent advances in microfabrication technologies have facilitated the development of 3D in vitro environments in which cells can be integrated into a well-defined extracellular matrix (ECM) and a defined set of soluble or matrix associated biomolecules. However, technological barriers have limited their widespread use in research laboratories. Here, we describe a method to construct simple devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids in 3D microenvironments with a defined chemoattractant gradient. We illustrate the use of this platform for analysis of the response of epithelial cells and organoids to gradients of growth factors, such as epidermal growth factor (EGF). EGF gradients were stable in the devices for several days leading to directed branch formation in breast organoids. This analysis allowed us to conclude that collective gradient sensing by groups of cells is more sensitive vs. single cells. We also describe the fabrication method, which does not require photolithography facilities nor advanced soft lithography techniques. This method will be helpful to study 3D cellular behaviors in the context of the analysis of development and pathological states, including cancer.

We describe a method to construct devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids. This device allows analysis of cellular responses to soluble signals in 3D microenvironments with defined chemoattractant gradients. Organoids are better than single cells at detection of weak noisy inputs.

화학 유인 그라데이션에 대 한 다중 세포 반응의 3D 분석

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Traction Microscopy Integrated with Microfluidics for Chemotactic Collective Migration

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical gradient, known as chemotaxis, plays an important role in development, the immune response, wound healing, and cancer metastasis. While chemotaxis modulates the migration of single cells as well as collections of cells in vivo, in vitro research focuses on single-cell chemotaxis, partly due to the lack of the proper experimental tools. To fill that gap, described here is a unique experimental system that combines microfluidics and micropatterning to demonstrate the effects of chemical gradients on collective cell migration. Furthermore, traction microscopy and monolayer stress microscopy are incorporated into the system to characterize changes in cellular force on the substrate as well as between neighboring cells. As proof-of-concept, the migration of micropatterned circular islands of Madin-Darby canine kidney (MDCK) cells is tested under a gradient of hepatocyte growth factor (HGF), a known scattering factor. It is found that cells located near the higher concentration of HGF migrate faster than those on the opposite side within a cell island. Within the same island, cellular traction is similar on both sides, but intercellular stress is much lower on the side of higher HGF concentration. This novel experimental system can provide new opportunities to studying the mechanics of chemotactic migration by cellular collectives.

Collective cell migration in development, wound healing, and cancer metastasis is often guided by the gradients of growth factors or signaling molecules. Described here is an experimental system combining traction microscopy with a microfluidic system and a demonstration of how to quantify the mechanics of collective migration under biochemical gradient.

화학적 집단 이동을 위한 미세 유체와 통합된 견인 현미경 검사법

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical ...

Time-lapse Imaging of Mouse Macrophage Chemotaxis

Chemotaxis is receptor-mediated guidance of cells along a chemical gradient, whereas chemokinesis is the stimulation of random cell motility by a chemical. Chemokinesis and chemotaxis are fundamental for the mobilization and deployment of immune cells. For example, chemokines (chemotactic cytokines) can rapidly recruit circulating neutrophils and monocytes to extravascular sites of inflammation. Chemoattractant receptors belong to the large family of G protein-coupled receptors. How chemoattractant (i.e., ligand) gradients direct cell migration via G protein-coupled receptor signaling is not yet fully understood. In the field of immunology, neutrophils are popular model cells for studying chemotaxis in vitro. Here we describe a real-time two-dimensional (2D) chemotaxis assay tailored for mouse resident macrophages, which have traditionally been more difficult to study. Macrophages move at a slow pace of ~1 &#181;m/min on a 2D surface and are less well suited for point-source migration assays (e.g., migration towards the tip of a micropipette filled with chemoattractant) than neutrophils or Dictyostelium discoideum, which move an order of magnitude faster. Widely used Transwell assays are useful for studying the chemotactic activity of different substances, but do not provide information on cell morphology, velocity, or chemotactic navigation. Here we describe a time-lapse microscopy-based macrophage chemotaxis assay that allows quantification of cell velocity and chemotactic efficiency and provides a platform to delineate the transducers, signal pathways, and effectors of chemotaxis.

Here we describe methods using time-lapse, phase-contrast microscopy to image mouse resident peritoneal macrophages in a chemotactic complement C5a gradient. The protocols can be extended to other immune cells.

마우스 대식세포 화학의 시간 경과 화상 진찰

Chemotaxis is receptor-mediated guidance of cells along a chemical gradient, whereas chemokinesis is the stimulation of random cell motility by a ...

Generation of 3-D Collagen-based Hydrogels to Analyze Axonal Growth and Behavior During Nervous System Development

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is centered on culturing small pieces of embryonic or early postnatal rodent brains inside a 3-D hydrogel formed by the rat tail tendon-derived type I collagen with specific porosity. Tissue pieces are cultured inside the hydrogel and confronted to specific brain fragments or genetically-modified cell aggregates to produce and secrete molecules suitable for creating a gradient inside the porous matrix. The steps of this protocol are simple and reproducible but include critical steps to be considered carefully during its development. Moreover, the behavior of growing axons can be monitored and analyzed directly using a phase-contrast microscope or mono/multiphoton fluorescence microscope after fixation by immunocytochemical methods.

Here, we provide a method for analyzing the behavior of growing axons in 3D matrices, mimicking their natural development.

신경계 발달 중 축산 성장과 행동을 분석하는 3-D 콜라겐 기반 하이드로겔 생성

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is ...

신경과학

Imaging G Protein-coupled Receptor-mediated Chemotaxis and its Signaling Events in Neutrophil-like HL60 Cells

Eukaryotic cells sense and move towards a chemoattractant gradient, a cellular process referred as chemotaxis. Chemotaxis plays critical roles in many physiological processes, such as embryogenesis, neuron patterning, metastasis of cancer cells, recruitment of neutrophils to sites of inflammation, and the development of the model organism Dictyostelium discoideum. Eukaryotic cells sense chemo-attractants using G protein-coupled receptors. Visual chemotaxis assays are essential for a better understanding of how eukaryotic cells control chemoattractant-mediated directional cell migration. Here, we describe detailed methods for: 1) real-time, high-resolution monitoring of multiple chemotaxis assays, and 2) simultaneously visualizing the chemoattractant gradient and the spatiotemporal dynamics of signaling events in neutrophil-like HL60 cells.

Visual chemotaxis assays are essential for a better understanding of how eukaryotic cells control chemoattractant-mediated directional cell migration. Here, we describe detailed methods for: 1) real-time, high-resolution monitoring of multiple chemotaxis assays, and 2) simultaneously visualizing the chemoattractant gradient and the spatiotemporal dynamics of signaling events in neutrophil-like HL60 cells.

이미징 G의 호중구와 같은 HL60 세포에서 화성과 시그널링 이벤트 수용체가 매개 단백질 결합

Eukaryotic cells sense and move towards a chemoattractant gradient, a cellular process referred as chemotaxis. Chemotaxis plays critical roles in many ...