이 작품은 AMD에 대한 NIH / NHGRI 게놈 학술 / 학부 전환 수상 (K22 HG002908) 및 시스템 생물학 연구소와 룩셈부르크의 대학 간의 전략적 제휴에 의해 지원되었다. 변종 또는 플라스미드에 대한 요청은 아미 더들리 (aimee.dudley @ gmail.com)로 지정해야합니다.

1. 변형 건설 및 특성 <ol><li> 반수체 균주 짝짓기와 diploids 2를 선택 또는 자연적으로 발생하는 이형 균주를 사용하여 크로스에 사용되는 이형 이배체 균주를 구축. 변종 GFP 항구는 안된다. </li><li> 변형이 YPD 2 + 200 ㎍ / ㎖의의 G418에 성장 할 수 없음을 확인합니다. </li><li> 변형이 포자를 형성 할 수 있는지 확인합니다. BEST 낮은 포자 효율 십자가와 호환되지만 낮은 포자 주파수 증가의 FACS 정렬 시간이 필요합니다. <ol><li> 5 ㎖ YPD에 긴장의 O / N 문화를 설정하고 30 ℃에서 교반과 함께 성장 </li><li> PBS (산도 7.4)와 O / N 문화 0.5 ㎖를 세 번 씻으십시오. </li><li> 세척 세포 펠렛, 2 ㎖ 포자 매체 7의 상층 액과에 resuspend를 제거합니다. </li><li> RT에서 세포를 교반 및 40X의 목적으로 위상차 광학 현미경을 사용하여 테트라 형성을 위해 매일 확인합니다. </li> &lt;/ OL&gt; </li><li> tetrads 적은 수의 (~ 20) 종래의 해부 2,3에 의해 십자가의 포자 가능성을 예상하고있다. 다른 변형 배경 사이의 십자가의 포자 가능성은 넓게 예측할 다릅니다. 그러나, 포자 생존을 선험적 기대 전에 균주를 저장 및 유전형의 노동력 및 비용 집약적 단계에 BEST 실험의 효율성을 평가하는 데 사용될 수있다. 따라서이 단계는 것이 좋습니다. </li></ol> 바코드 플라스미드의 도서관과 Diploids 2. 변환 <ol><li> 다음 수정을 Gietz 우즈 8에 설명 된 변환 프로토콜을 사용하여 이형 이배체 변형에 pCL2_BC 바코드 플라스미드를 삽입합니다. <ol><li> 세포는 20 분 동안 30 ° C에서 변형 혼합물을 배양 한 후, 변형 믹스의 볼륨의 8 %에 DMSO를 추가합니다. DMSO를 첨가 변환 효율을 향상 제가 밝혀졌다N 일부 변형 배경 9. </li><li> 열 충격 단계 후, 간단한 원심 분리로 세포 펠렛 변환 혼합물을 가만히 따르다 및 YPD 부드럽게 세포를 씻어. 이어서, 1 ml의 YPD에서 세포를 재현 탁하고이를 교반없이 3 시간 동안 RT에서 회수 할 수있다. </li></ol></li><li> 판 한천 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖)에 도금에 의해 형질 전환을 선택합니다. 플라스미드 바코드의 복잡한 수영장을 보장하기 위해, 식민지의 많은 수의, 플레이트 당 ~ 2,500 식민지와 예를 들어, 5 판을 수확. </li><li> 식민지 (30 ° C에서 성장 2 ~ 3 일간) 볼 수 있습니다되면, 조심스럽게 액체 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖) + 15 % 글리세롤로 판을들을 긁어하여 형질 전환 체를 풀. 와동이 세포 현탁액은, 냉동 보존 유리 병에 전송하고, C. 각 플레이트에 대해 별도의 냉동 재고를 확인 -80 ° 동결. 이러한 냉동 재고품 단계 3.1 출발 균주로서 역할을하고 또한 원하는 경우, 나중에 더 tetrads를 생성하는데 사용될 수있다. </리&gt; </ol> 3. 바코드 Tetrads을 구하는 형질 전환 세포의 라이브러리 포자 형성된 <ol><li> 교반하면서 30 ° C에서 5 ㎖ YPD + G418 (200 ㎍ / ml)에 O / N의 성장에 2.3에서 만든 냉동 주식 세포를 부활. </li><li> O에서 세포를 세척 / N 배양 PBS (산도 7.4)의 3 배 후 포자 형성 매체 7 플러스 200 ㎍ / ㎖의의 G418에있는 세포를 재현 탁. </li><li> RT에서 포자의 문화를 선동하고 새로운 tetrads 형성 중지 할 때까지 매일 포자의 진행 상황을 모니터링 할 수 있습니다. </li><li> 문화가 잘 형성 tetrads과 상대적으로 적은 산모와 아기를 포함하면, 교반에서 문화를 제거하고 최소 7 일 동안 실온에서 둡니다. 일부 십자가가 (7.3에 설명 된대로 평가) 즉시 tetrads가 형성로 판 소화 장애에 대한 의무가있을 수 있지만, 추가 배양 (실험 7-10 일) 다른 십자가에 필수적입니다. 따라서이 단계는 것이 좋습니다. </li></ol> 4. 설립테트라 정렬을위한 FACS 게이츠 meiotically는 pCL2_BC 플라스미드에 SPS2-GFP 융합은 포자 문화 tetrads가 감지 형광하여 문화로부터 격리 될 수 있도록 표현했다. 다음 프로토콜 FACSAria II 개발되었다. <img alt="그림 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51401/51401fig2highres.jpg" width="500" /> 네 순차적 게이트의 그림 2. FACS 게이트. 시리즈는 tetrads을 분리하는 데 사용됩니다. (A)에 도시 게이트와 (B)는 대단히 짧은 시간의 수를 줄일 수 있습니다. 형광 이벤트는 (C)의 게이트에 선정된다. (D)의 막대 그래프는 두 개의 봉우리가 있습니다. 왼쪽 피크의 이벤트는 주로 tetrads (왼쪽 삽입 된 이미지), 그리고 오른쪽 피크 이벤트는 일반적으로 연결된 새싹 (오른쪽 삽입 된 이미지)와 tetrads 있습니다. 마지막 문은대부분 tetrads (빨간색 막대) 이벤트를 선택하려면이 막대 그래프에 적용. 이 수치는 등 1, 러들로에서 수정되었습니다. <ol><li> FACS 분류기에 포자 문화를 넣고 파편, 응집 세포 및 방울 당 여러 개의 세포를 제외 할 두 앞으로 산란 및 측면 산란 게이트를 설정 (그림 2A와 2B). </li><li> SPS2-GFP 기자 구문을 사용하는 경우 댓구 및 tetrads (10)를 포함 형광 세포의 인구가 있어야합니다. 문이 형광 이벤트 (그림 2C)를 포함하는 FSC 대 GFP. </li><li> 스트레인 배경에 따라서는 tetrads 및 다른 셀을 포함 덩어리를 제거하기 위해 추가 게이트를 포함 할 필요가있다. 이 필요한 경우, 형광 이벤트 FSC 히스토그램을 검사하고 낮은 FSC (그림 2D, 게이트 이벤트가 빨간색입니다) 이벤트를 포함하는 게이트를 지정합니다. </li><li> t의 효율성을 점검<html> 그는 현미경 슬라이드 상 ~ 1500 tetrads 정렬 및 400X 배율에서 위상차 현미경을 사용하여 비 tetrads에 tetrads의 비율을 계산하여 정권 게이팅. tetrads의 %가 정확하게 만 ~ 200 정렬 이벤트를 계산하여 추정 만 ~ 1,500 시간의 양을 줄일 수 정렬하면 현미경 슬라이드에 세포를 찾고 소비 할 수 있습니다. 대안 적으로, 비 tetrads 행 tetrads의 비율은 4.5 단계 동안 평가 될 수있다. </li><li> 주기적 분류기 정확하게 현미경 슬라이드 상 25 tetrads 정렬 및 400X 배율에서 위상차 현미경을 이용하여 액체 방울에 포함 된 세포를 검사함으로써 이벤트의 수를보고하는 것을 확인하세요. 물방울의 25 tetrads이 있어야합니다. FACS 악기의 분산을 평가하기 위해 3 배를 반복합니다. </li></ol> 한천 판에 5. 정렬 Tetrads p_upload/51401/51401fig3highres.jpg &quot;폭 =&quot;500 &quot;/&gt; FACS 분류기에 한천 플레이트의 그림 3. 배치. 표준 (원형) 한천 플레이트, 표준 (100mm 직사각형)의 중간에 배치 zymolyase 솔루션의 작은 방울로 tetrads를 정렬하는 96 - 웰 플레이트는 처음이다 셀 분류기의 스테이지에 배치하고 분류기는 (이 경우 D5에) 특정 우물에 tetrads을 입금하도록 프로그램되어있다. 그리고, 원형 한천 플레이트를 96 - 웰 플레이트 위에 놓이며 zymolyase의 저하가 지정된 잘 위에 중심되도록 정렬된다. <ol><li> FACS 분류기 근처에 위치 37 ° C 배양기에서 적어도 1.5 시간 동안 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖) 판의 원하는 번호를 따뜻하게. </li><li> 정렬 프로토콜의 주요 기능은 정확하게 FACS는 zymolyase 솔루션의 풀을 포함하는 한천 플레이트의 특정 위치에 tetrads 정렬 대상으로하는 기능입니다. t에이 작업을 수행하려면, &quot;랜드 마크&quot;를 배치 96 웰 플레이트그는 분류기의 셀 증착 장치 (ACDU)를 자동화. 96 - 웰 형식 잘 하나에 25 tetrads을 정렬하는 정렬 레이아웃을 준비합니다. 선택 잘 플레이트의 중앙 근처에, 예를 들면 잘 D5. 그림 3은 셀 분류기에로드 페트리 접시 96 - 웰 플레이트를 보여줍니다. 접시 당 25 tetrads를 정렬하면 잘 분리 된 콜로니를 얻을​​ 수 있습니다. </li><li> 분류기에 37 ° C 배양기에서 10 한천 플레이트의 스택을 가지고. </li><li> 접시의 중앙 부근에 한천에 zymolyase 솔루션 중 하나 한천 플레이트와 피펫 25 μL (0.7 M 소르비톨 1 ㎎ / ㎖)을 가져 가라. 그런 다음, 단계 5.2, 예를 들면 잘 D5에서 잘 대상에 zymolyase 방울을 정렬, 랜드 마크 96 - 웰 플레이트에 플레이트를 배치합니다. </li><li> 정렬을 시작하고 한천 플레이트에 zymolyase 방울의 중간에 25 tetrads을 입금. 그런 다음, 제거하고 플레이트를 커버한다. </li><li> 반복 5.4 단계 5.5 25까지 tetrads는 스택의 각 접시에 zymolyase 방울로 분류되었다. </li&gt; <li> 37 ° C의 배양기에 테트라 함유 플레이트의 스택을 반환합니다. </li><li> 모든 플레이트 tetrads가 될 때까지 5.7을 통해 5.3 단계를 반복합니다. </li></ol> 6.을 분리 포자 <ol><li> 1.5 시간 동안 37 ° C에서 테트라 함유 한천 플레이트의 각 스택을 품어. </li><li> , 인큐베이터에서 접시를 제거 접시 당 15-25 멸균 3mm 유리 구슬을 추가하고, 3 ~ 5 분 동안 스택 (또는 5 판의 두 스택 등)로 판을 흔들. 가장 포자 분리는 뒷면에 측면 또는 전면 좌우로 견고하게 판을 이동함으로써 달성된다. 이러한 판의 바깥 쪽 가장자리 주위에 구슬 &quot;소용돌이&quot;가 판을 이동하지 마십시오. 완료되면 접시에 구슬을 남겨주세요. </li><li> 구슬이 30 ° C 배양기에서 얼굴 플레이트의 스택을 놓습니다. 37 ° C 배양기에서 다음 스택 플레이트를 검색하고, 6.2 단계를 반복합니다. </li><li> 30 ° C에서 접시 O / N을 품어 </li></ol> 7. 수확 식민지 <ol><li> 후30 ° C에서 O / N 배양, 작은 식민지가 판을 형성해야합니다. 조심스럽게 유리 구슬을 방해하지 않고 인큐베이터에서 접시를 제거합니다. </li><li> 정중하게 유리 구슬을 제거하고 신속하게 깊은 용기에 번호판을 반전. 컨테이너는 그들을 위로 반사하여 한천 판을 칠 허용하지 않고 구슬을 잡을 수있을만큼 깊이해야한다. 이 반전되는 동안 접시의 바닥을 두드리는 것은 플레이트에 붙어있는 구슬을 제거하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 구슬은 탈 물로 잘 세척 및 고압 증기 멸균에 의해 살균 비누로 철저히 세척하여 재사용 할 수 있습니다. </li><li> 각 접시에 콜로니의 수를 계산하고 포자 분리 및 복구의 효율성을 추정하기 위해 식민지의 번호를 사용합니다. 예를 들어, 근처에 100 % 생존과 크로스 플레이트 당 25 tetrads 접시 당 100 콜로니의 총을 얻을 수 있습니다. </li><li> 각 콜로에서 충분한 식민지의 숫자 (높은 생존 능력의 십자가에 대한&gt; 65), 전송 세포와 플레이트에서+ G418 YPD 액체를 함유하는 96 - 웰 플레이트의 분리에 잘 NY. 또한, 우물이 같은 한천 플레이트에서 식민지를 포함하는 주목을; 이 정보는 테트라 할당 소프트웨어를 돕기 위해 사용될 것이다. </li><li> 유전자형과 냉동 글리세롤 주식 등의 변종을 절약 문화를 배정하는 96 - 웰 액체 접시를 사용합니다. RAD 태그 서열 및 서열 분석에 대한 세부 사항은 러들로 등의 알 1에서 찾을 수 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Ludlow, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+tetrad+analysis.">High-throughput tetrad analysis.</a> Nat Methods. 10, 671-675 (2013).</li><li>Rose, M., Winston, F., Hieter, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in Yeast Genetics A Laboratory Course Manual. , (1990).</li><li>Morin, A., Moores, A. W., Sacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+Saccharomyces+cerevisiae+asci.">Dissection of Saccharomyces cerevisiae asci.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Winge, O., Laustsen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+two+types+of+spore+germination,+and+on+genetic+segregations+in+Saccharomyces+demonstrated+through+single+spore+cultures.">On two types of spore germination, and on genetic segregations in Saccharomyces demonstrated through single spore cultures.</a> C.R. Trav. Lab. Carlsberg Ser. Physiol. 24, 263-315 (1937).</li><li>Coluccio, A., Neiman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interspore+bridges:+a+new+feature+of+the+Saccharomyces+cerevisiae+spore+wall.">Interspore bridges: a new feature of the Saccharomyces cerevisiae spore wall.</a> Microbiology. 150, 3189-3196 (2004).</li><li>Baird, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+SNP+discovery+and+genetic+mapping+using+sequenced+RAD+markers.">Rapid SNP discovery and genetic mapping using sequenced RAD markers.</a> PLoS One. 3, (2008).</li><li>Tong, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+genetic+analysis+with+ordered+arrays+of+yeast+deletion+mutants.">Systematic genetic analysis with ordered arrays of yeast deletion mutants.</a> Science. 294, 2364-2368 (2001).</li><li>Gietz, R. D., Woods, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+yeast+by+lithium+acetate/single-stranded+carrier+DNA/polyethylene+glycol+method.">Transformation of yeast by lithium acetate/single-stranded carrier DNA/polyethylene glycol method.</a> Methods Enzymol. 350, 87-96 (2002).</li><li>Hill, J., Donald, K. A., Griffiths, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DMSO-enhanced+whole+cell+yeast+transformation.">DMSO-enhanced whole cell yeast transformation.</a> Nucleic Acids Res. 19, 5791-57 (1991).</li><li>Gerke, J. P., Chen, C. T., Cohen, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+isolates+of+Saccharomyces+cerevisiae+display+complex+genetic+variation+in+sporulation+efficiency.">Natural isolates of Saccharomyces cerevisiae display complex genetic variation in sporulation efficiency.</a> Genetics. 174, 985-997 (2006).</li><li>Bloom, J. S., Ehrenreich, I. M., Loo, W. T., Lite, T. L., Kruglyak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+the+sources+of+missing+heritability+in+a+yeast+cross.">Finding the sources of missing heritability in a yeast cross.</a> Nature. 494, 234-237 (2013).</li><li>Fogel, S., Mortimer, R., Lusnak, K., Tavares, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiotic+gene+conversion:+a+signal+of+the+basic+recombination+event+in+yeast.">Meiotic gene conversion: a signal of the basic recombination event in yeast.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 43 Pt 2, 1325-1341 (1979).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

복잡한 특성 매핑 (11)로부터 DNA 재조합 (12)를 기본 메커니즘의 연구에 이르기까지 유전학 연구의 많은 지역은 자손의 매우 큰 숫자와 DNA 염기 서열의 높은 볼륨을 필요로합니다. 높은 처리량의 DNA 시퀀싱의 용량을 기존의 접근 방식의 힘 결혼 기술 이전에 다루기 힘든이었다 연구를 가능하게 할 가능성이있다. 여러 높은 처리량 효모 유전학 방법은 특정 문제에 효과적으로 적용되어 있지만, 각각의 기존 테트라 분석의 광범위한 응용에 미치지 제한 사항이 있습니다. 테트라 해부를 결합 높은 처리량 접근 방식을 채택하고 효모 십자가의 자손 유전형에 의한 BEST 주소 이러한 과제. 멀티 플렉스 RAD 태그의 순서와 함께, BEST 고유 테트라 바코드에 의해 테트라 관계를 유지하면서 각각의 자손 균주의 유전자형 정보를 수집합니다하는 저렴한 방법을 제공합니다.0; 모든 현재 높은 처리 방법을 사용 BEST 가장 가깝게 수동 해부 효모 교차에 의해 제공된 정보가 되풀이되었습니다. BEST는 두 가지 주요 기능을 가지고 있습니다. 첫 번째는 빠르게 (프로토콜 5-6 단계) 거리 문화 unsporulated 세포 tetrads을 분리하는 FACS를 사용하는 것입니다. 형광 이벤트 (tetrads)의 수천을 분리 할 수​​있는 능력은 BEST에게 처리량이 가장 큰 이득을 제공합니다. 이 자동화로 인해 시각적으로 희귀 한 이벤트를 식별하는 데 필요한 시간이 증가로, 낮은 포자 효율 십자가 수동 해부를 통해 더 큰 이점을 제공한다. 두 번째 중요한 특징은 테트라 각각 자매 포자로 송신된다 고도로 복잡한 분자 바코드 (프로토콜 단계 2)의 사용이다. 이러한 바코드는 무작위 필요성 수동 정렬 격자의 배열 셀이 완화되는, 한천 플레이트에 분산 된 테트라 드 포자 간의 관계를 재구성 계산하는데 사용될 수 있기 때문이다. 마지막으로,분자 바코드와 포자 특정 GFP 리포터 유전자가 물리적으로 (같은 플라스미드에) 연결되어 있기 때문에, 분자 바코드를 유지 만 tetrads는 FACS 정렬에 의해 선택된다. 문화 포자 매체에 배양해야하는 시간을 제어하는​​ 두 가지 고려 사항이 있습니다. 포자 특정 기자 (SPS2-GFP)이 초기의 감수 분열로 표현되기 때문에 첫째, 혼자 GFP는 감수 분열 (즉, 산모와 아기를) 완료하지 않은 세포에서 완전한 4 - 포자 tetrads를 구분하지 않습니다. 추가 FACS 게이팅 형광, 불완전 tetrads의 수를 줄일 수 있지만, 원치 않는 사건을 줄일 수있는 가장 쉬운 방법은 단순히 포자 문화를 모니터링 (3.3 단계) 한 번 새로운 tetrads 형성 중지 진행되고있다. 우리의 실험에서는, 우선 댓구의 빈도는 1 % 미만이다. 둘째, 동요하지 않고 실온에서 포자 형성 매체에서 보낸 일부 십자가 추가 시간에 시그 (3.4 단계)촉진 시켜서 사실,이 단계는 약간의 십자가의 중단을 위해 절대적으로 필요하다 도금 동안 유리 구슬로 tetrads의 분리 ((프로토콜 6 단계). 향상시킵니다. 모두 높은 처리량 방법과 마찬가지로, BEST는 대응하는 기존의 방법보다 &quot;시끄럽다&quot;입니다. 기존 테트라 절제술에 비해 최고 효율의 겸손한 감소는 여러 가지 요인의 조합에서 발생할 수 있습니다. 한 가지 요인으로 인해 공정의 기계적 스트레스에 포자 사멸을 확산하거나 증가하는 동안 유리 비드의 접착에서 발생할 수있는, 달리 실행 가능한 포자의 증가 된 손실이다. 두 번째 요인은 세포의 감수 분열시 간단한 플라스미드 손실 될 수 있습니다. 세 번째 요인은 혼합 유전자형을 가진 식민지에서 발생 가능한 식민지에서 효과적인 감소 될 수있다, 우리의 파일럿 식민지의 추정 ~ 5 % 1을 교차. 이들 식민지 자매 포자 분리의 실패를 나타내는 것으로 보인다. 때문에 빠른 불소escence 정렬 및 포자 분리 tetrads 엄청난 숫자의 컬렉션을 허용, BEST는 잘 규모의 효율 감소를 극복하기 위해 장착되어 있습니다. BEST 미래의 반복 수동 절개의 접근 효율성을 증가시킬 수 있지만, 그것은 DNA 시퀀싱 용량의 현재 지수 궤적이 빠르게 사용할 변형 손실이 수준을 보상 할 것을 아마 가능성이 높습니다. 어쨌든, BEST는 적용 할 수있는 규모가 원소 분석을 수행 할 수있는 능력은 현재 설명서의 방법에 의해 실행할 수 없게되어 연구를 가능하게 할 것이다.

일반적으로가 원소 분석으로 알려진 감수 유전자 매핑, 효모 유전학의 중심이다. 간단히, 각 각 염색체의 단일 복사본을 포함하는 두 개의 반수체 균주, 각 염색체의 두 개의 사본, 각 부모로부터 하나 이형 이배체 긴장을 형성하기 위해 결합됩니다. 질소 이배체 세포를 굶주리는 것은 염색체 복제, 재 배열을 받아야하고, 각각의 부모로부터 대립 유전자의 새로운 조합으로 네 개의 반수체 세포 (포자 또는 segregants)로 나누어 (포자)하는 감수 분열을 유도한다. 단일 감수 분열로 인한 사 포자 테트라 박리라는 수동 프로세스에 의해 단리 될 수있다. 1937 4에 해당 출판물 때문에 상대적으로 조금 변경되었습니다 기존 테트라 해부 2,3 세 가지 목표를 가지고 있습니다. 첫째, 감수 분열 (tetrads)을받은 세포는 식물 세포의 배경에서 멀리 격리해야합니다. 기존의 분석에서, 이것은 사용하는 사람의 연구원에 의해 수행된다현미경은 시각적으로 agar 접시에 tetrads을 식별하고 미세 조작기 장치는 시각적으로 agar 접시에 tetrads을 식별하고 플레이트의 세포가없는 지역에 테트라를 이동하는 미세 조작기를 이용하여 사용합니다. 다음으로, 테트라에서 4 개의 포자는 물리적으로 interspore 연결을 방지하기 위해 구분해야합니다. 테트라 내에서 포자는 자낭, 원래 배체 세포의 세포벽의 남은 및 interspore 교량 5 세트 모두 함께 개최된다. 기존 테트라 분석에서 자낭은 소화 효소에 의해 제거하고, 연구원은 interspore 교량을 파괴하고 포자를 떨어져 애타게 미세 조작기를 사용합니다. 마지막으로, 개개의 포자는 포자의 관계를 유지 그리드 화 패턴으로 배열되어, 네 개의 행 즉, 모든 자손은 동일한 일본어 테트라 여동생 포자이다. 경험이 풍부한 효모 연구원은 10 tetrads (일반적으로 허용되는 최소 수를 해부하는 과정을 완료 할 수 있습니다약 15 분에) 간 당. 우리는 우리가 1 (BEST) T의 etrads의 nabled S의 equencing B의 arcode의 E 전화를 새로운 높은 처리량가 원소의 유전자형 방법을 개발했습니다. BEST는 절연되어 자손 많은 수의 유전자형, 그리고 네 감수 제품의 자매 포자의 관계를 복구 할 수 있도록하는 방식으로 개인과 유지의 생성 및 유전자형을 가능하게하여 높은 처리량 유전학 현재의 방법에 따라 확장합니다. 이 세 가지 주요 전략 (그림 1)를 사용하여 수행됩니다. 첫 번째는 GFP와 세포의 감수 분열을받은 셀 라벨과 그들이 (FACS)를 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 분리 할 수​​ 기자 구문의 소개입니다. 제가 원소의 네 포자에 송신하고 Progen는 재조합 DNA의 염기 서열에 의해 판독 될 수있는 형태로 매우 복잡한 DNA 바코드의 내장 (15 무작위 뉴클레오티드 문자열)이며따라서 Y와 같은 테트라에서 자매 포자를 식별합니다. 세 번째는 유전자형 단계이며, BEST 포착하는 게놈 마커 세트뿐만 아니라 테트라 특정 바코드를 모두 다수의 유전자형 플랫폼과 호환됩니다. 우리는 이에 일관된 2-3 자손 균주의 게놈의 %뿐만 아니라 캡처, 제한 사이트 관련 DNA 태그 시퀀싱 (RAD-서열) 특정 제한 사이트 1 게놈 시퀀싱을 지시 6 방법을 사용 플라스미드 매개 바코드 . 십자가에서 경험적으로 파생 된 유전자형 데이터와 함께 테트라 관계의 회복은 낮은 순서의 범위와 마커의 상태와 inviable (따라서 복구 할 수없는) 개인의 전체 유전자형을 포함하여 누락 된 정보의 정확한 추론을 할 수 있습니다. 여기서, 우리는 감수 매핑을 위해 가장 일반적으로 사용되는 미생물, 효모 S.보기에서 방법의 응용을 설명 사카로 마이 세스 세레 비시 애. 그러나 유기체 특정 정말이에요의 사소한 대체와신사는, GFP 융합 예를 들어, 다른 포자 특정 단백질이 방법은 감수 매핑이 집중 또는 현재 어려운 훨씬 더 노동하는 생물 등 다른 미생물에 쉽게 양도해야한다. <img alt="그림 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51401/51401fig1highres.jpg" width="400" /> 그림 1. 가장 좋은 방법. (A) pCL2_BC 플라스미드는 포자 특정 GFP 융합, G418에 대한 저항, 그리고 15 메르 임의의 바코드와 함께 2 마이크론 플라스미드이다. 플라스미드 라이브러리의 건설은 러들로 등의 알 1에 설명되어 있습니다. (B) 바코드 플라스미드의 풀은 십자가에서 이배체 균주로 변환됩니다. (C) 형질 전환 한 다음 선택에서 재배되고 ~ 10,000 변형 식민지 풀링 및 포자됩니다. 감수 분열시가 원소의 각 포자가 공동 상속바코드 플라스미드의 평. (D) Tetrads는 FACS로 unsporulated 세포를 분리하고 소화 각 포자가 식민지를 형성 할 수 있도록 중단되는 한천 플레이트에 수집됩니다. (E) 콜로니는 그 다음 96 웰 플레이트에 고른 phenotyped 및 유전자형된다. 유전형 동안 플라스미드 바코드 판독하고 각각의 테트라 개의 멤버를 식별하기 위해 사용된다. 이 그림은 러들 외 여러분 1에서 수정되었습니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51401/51401fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="726">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:295px;">FACSAria II (Special order unit)</td>
			<td style="width:149px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:127px;">-</td>
			<td style="width:155px;">Other cell sorters should work for this procedure. The key factors are: (1) a laser/detection system for the fluorescent reporter being used (488nm laser to excite EGFP in our case), (2) the ability to sort single events, (3) the ability to sort onto microscope slides for assessing the sort quality and (4) the ability to sort onto petri dishes (which may need</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Automated Cell Deposition Unit (for FACSAria II)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td colspan="2">643155 (if purchased separately from the FACSAria instrument)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Zymolyase 100T</td>
			<td>Seikagaku Biobusiness</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">G418</td>
			<td>A.G. Scientific</td>
			<td></td>
			<td>http://www.agscientific.com/molecular-biology/gene-expression/g-418-sulfate-solid.html</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

best: barcode enabled sequencing of tetrads

테트라 분석은 효모 유전학을위한 유용한 도구입니다,하지만 프로세스의 힘든 수동 성격은 큰 규모에 해당 응용 프로그램을 방해하고있다. 바코드 Tetrads의 시퀀싱 (BEST) 1, 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체 할 수있었습니다. BEST 직접 자낭이 효소 소화하고 포자가 중단되고, 무작위로 유리 구슬 도금에 의해 배열 한천 플레이트에 tetrads의 형광 활성화 된 셀 정렬을 허용하는 포자 특정 GFP 융합 단백질의 미덕으로 tetrads을 분리합니다. 포자 유전자형 동안 읽을 분자 바코드를 사용하여 동일한 테트라에서 유래, 즉 정보를하는지에 대한 반수체 식민지 다음, 자매 포자 관계가 할당됩니다. 수동 해부의 병목 현상을 제거함으로써, tetrads의 수백 또는 수천 분에 격리 할 수​​ 있습니다. 여기에서 우리는 효모에 최선을 수행하는 데 필요한 실험 절차에 대한 자세한 설명을 제공사카로 마이 세스 세레 비시 애, 반수체 감수 자손에서 파생 된 식민지의 분리를 통해 이형 이배체 변형으로 시작.

BEST 크게 tetrads 포자로부터 절연 될 수있는 속도를 향상시킬 수있다. 이 방법은 제공 할 수있는 처리량의 예를 들어, 한 연구원은 3 시간 1 149 한천 플레이트로 정렬 FACS 및 포자 분리 (단계 5.1 6.3을 통해) 한. 동등한 수익률 (약 3,725 tetrads)는 수동 해부의 90 시간을 필요로한다. 그러나, 많은 높은 처리량 방법과 마찬가지로, 방법의 현재 반복 수동 절개에 비해 효율의 일부 손실이있다. 콜로니 수가 감소 수동 해부 (단계 1.4)에 의해 결정 크로스 포자 생존 능력에 기초하여 계산 된 기대에 비해 회수로 이는 손실이 나타난다. 포자 손실 (토의)의 원인이 랜덤 포자에 영향을 가정하면, 추정 회수 콜로니가 1, 2, 3 또는 4 포자가 복구되고있는 tetrads의 부재 (도 4)이 얼마나 많이 만들어 질 수있다. 테트라 수준 성공적으로 (식민지로) 포자를 복구 할 수 있습니다. 실패의 방법 효율의 그림 4. 시뮬레이션 이항 분포가 사용 된 등 포자 inviability, 유리 구슬에 포자 부착, 서로 포자를 분리 실패가 원인 일 수 있습니다 성공적으로 회수 된 모든 포자의 비율에 기초하여 4, 3, 2 또는 1 콜로니를 생산하는 (적어도 하나의 성공적으로 회수 된 포자) tetrads의 예상 비율은 계산. 또는 - 4 - 포자 tetrads이 그래프는 궁극적으로 (3)에 조립합니다 균주의 수에 거친 가이드 역할을 할 수 있습니다. 플레이트 증가 당 콜로니 수가 있으므로 회수 완료 tetrads의 수는 않는다. 실험은 위의 설명에서 100 %로 포자 생존 가까이 함께 십자가에서 25 tetrads은 (DET로) 설명서를 해부하여 ermined 1 149 한천 플레이트에 도금했다. 이 실험에서 관찰 된 접시 당 콜로니의 최대 수는 20 포자 개별 콜로니를 형성하지 못했음을 나타내는, 80이었다. 접시 당 콜로니의 평균 수는 65 식민지 이상을 포함하는 61 판 수확 순서가되었다에서 62. 식민지였다. 또는 4 - - 시퀀싱 품질 관리를 통과 3700 균주, 72 %가 3 계산적으로 지정 될 수있는 포자를 tetrads.

Watch this Scientific Journal Video about BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads at JoVE.com

BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads

Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱 (BEST)를 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체합니다. BEST는 한천 플레이트에 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 tetrads를 격리 유리 구슬로 교반하여 포자를 분리하고, 무작위로 배열 된 식민지는 분자 바코드를 사용하여 동일한 원본 테트라에서 파생 된 결정합니다.

BEST : Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱

Tetrad analysis is a valuable tool for yeast genetics, but the laborious manual nature of the process has hindered its application on large scales. ...

best-barcode-enabled-sequencing-of-tetrads

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

10.0K 조회수.  Pacific Northwest Diabetes Research Institute.  Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱 (BEST)를 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체합니다. BEST는 한천 플레이트에 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 tetrads를 격리 유리 구슬로 교반하여 포자를 분리하고, 무작위로 배열 된 식민지는 분자 바코드를 사용하여 동일한 원본 테트라에서 파생 된 결정합니다. 

비디오: BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads

Competitive Genomic Screens of Barcoded Yeast Libraries

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily. The tempo of these advances is accelerating, promising greater depth and breadth. In light of these extraordinary advances, the need for fast, parallel methods to define gene function becomes ever more important. Collections of genome-wide deletion mutants in yeasts and E. coli have served as workhorses for functional characterization of gene function, but this approach is not scalable, current gene-deletion approaches require each of the thousands of genes that comprise a genome to be deleted and verified. Only after this work is complete can we pursue high-throughput phenotyping. Over the past decade, our laboratory has refined a portfolio of competitive, miniaturized, high-throughput genome-wide assays that can be performed in parallel. This parallelization is possible because of the inclusion of DNA 'tags', or 'barcodes,' into each mutant, with the barcode serving as a proxy for the mutation and one can measure the barcode abundance to assess mutant fitness. In this study, we seek to fill the gap between DNA sequence and barcoded mutant collections. To accomplish this we introduce a combined transposon disruption-barcoding approach that opens up parallel barcode assays to newly sequenced, but poorly characterized microbes. To illustrate this approach we present a new Candida albicans barcoded disruption collection and describe how both microarray-based and next generation sequencing-based platforms can be used to collect 10,000 - 1,000,000 gene-gene and drug-gene interactions in a single experiment.

We have developed comprehensive, unbiased genome-wide screens to understand gene-drug and gene-environment interactions. Methods for screening these mutant collections are presented.

Barcoded 효모 게놈 라이브러리의 경쟁력 화면

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily.  The tempo of these advances is ...

연구

생물학

Detection of Rare Genomic Variants from Pooled Sequencing Using SPLINTER

As DNA sequencing technology has markedly advanced in recent years2, it has become increasingly evident that the amount of genetic variation between any two individuals is greater than previously thought3. In contrast, array-based genotyping has failed to identify a significant contribution of common sequence variants to the phenotypic variability of common disease4,5. Taken together, these observations have led to the evolution of the Common Disease / Rare Variant hypothesis suggesting that the majority of the "missing heritability" in common and complex phenotypes is instead due to an individual's personal profile of rare or private DNA variants6-8. However, characterizing how rare variation impacts complex phenotypes requires the analysis of many affected individuals at many genomic loci, and is ideally compared to a similar survey in an unaffected cohort. Despite the sequencing power offered by today's platforms, a population-based survey of many genomic loci and the subsequent computational analysis required remains prohibitive for many investigators.
To address this need, we have developed a pooled sequencing approach1,9 and a novel software package1 for highly accurate rare variant detection from the resulting data. The ability to pool genomes from entire populations of affected individuals and survey the degree of genetic variation at multiple targeted regions in a single sequencing library provides excellent cost and time savings to traditional single-sample sequencing methodology. With a mean sequencing coverage per allele of 25-fold, our custom algorithm, SPLINTER, uses an internal variant calling control strategy to call insertions, deletions and substitutions up to four base pairs in length with high sensitivity and specificity from pools of up to 1 mutant allele in 500 individuals. Here we describe the method for preparing the pooled sequencing library followed by step-by-step instructions on how to use the SPLINTER package for pooled sequencing analysis (<a href="http://www.ibridgenetwork.org/wustl/splinter" target="_blank">http://www.ibridgenetwork.org/wustl/splinter</a>). We show a comparison between pooled sequencing of 947 individuals, all of whom also underwent genome-wide array, at over 20kb of sequencing per person. Concordance between genotyping of tagged and novel variants called in the pooled sample were excellent. This method can be easily scaled up to any number of genomic loci and any number of individuals. By incorporating the internal positive and negative amplicon controls at ratios that mimic the population under study, the algorithm can be calibrated for optimal performance. This strategy can also be modified for use with hybridization capture or individual-specific barcodes and can be applied to the sequencing of naturally heterogeneous samples, such as tumor DNA.

Pooled DNA sequencing is a fast and cost-effective strategy to detect rare variants associated with complex phenotypes in large cohorts. Here we describe the computational analysis of pooled, next-generation sequencing of 32 cancer-related genes using the SPLINTER software package. This method is scalable, and applicable to any phenotype of interest.

파편을 사용하여 풀링된 장면에서 드문 게놈 변종의 탐지

As DNA sequencing technology has markedly advanced in recent years2, it has become increasingly evident that the amount of genetic variation between any ...

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While physical interactions can indicate which bacterial proteins are associated as complexes, they do not necessarily reveal pathway-level functional relationships1. GI screens, in which the growth of double mutants bearing two deleted or inactivated genes is measured and compared to the corresponding single mutants, can illuminate epistatic dependencies between loci and hence provide a means to query and discover novel functional relationships2. Large-scale GI maps have been reported for eukaryotic organisms like yeast3-7, but GI information remains sparse for prokaryotes8, which hinders the functional annotation of bacterial genomes. To this end, we and others have developed high-throughput quantitative bacterial GI screening methods9, 10.
Here, we present the key steps required to perform quantitative E. coli Synthetic Genetic Array (eSGA) screening procedure on a genome-scale9, using natural bacterial conjugation and homologous recombination to systemically generate and measure the fitness of large numbers of double mutants in a colony array format. Briefly, a robot is used to transfer, through conjugation, chloramphenicol (Cm) - marked mutant alleles from engineered Hfr (High frequency of recombination) 'donor strains' into an ordered array of kanamycin (Kan) - marked F- recipient strains. Typically, we use loss-of-function single mutants bearing non-essential gene deletions (e.g. the 'Keio' collection11) and essential gene hypomorphic mutations (i.e. alleles conferring reduced protein expression, stability, or activity9, 12, 13) to query the functional associations of non-essential and essential genes, respectively. After conjugation and ensuing genetic exchange mediated by homologous recombination, the resulting double mutants are selected on solid medium containing both antibiotics. After outgrowth, the plates are digitally imaged and colony sizes are quantitatively scored using an in-house automated image processing system14. GIs are revealed when the growth rate of a double mutant is either significantly better or worse than expected9. Aggravating (or negative) GIs often result between loss-of-function mutations in pairs of genes from compensatory pathways that impinge on the same essential process2. Here, the loss of a single gene is buffered, such that either single mutant is viable. However, the loss of both pathways is deleterious and results in synthetic lethality or sickness (i.e. slow growth). Conversely, alleviating (or positive) interactions can occur between genes in the same pathway or protein complex2 as the deletion of either gene alone is often sufficient to perturb the normal function of the pathway or complex such that additional perturbations do not reduce activity, and hence growth, further. Overall, systematically identifying and analyzing GI networks can provide unbiased, global maps of the functional relationships between large numbers of genes, from which pathway-level information missed by other approaches can be inferred9.

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Systematic, large-scale synthetic genetic (gene-gene or epistasis) interaction screens can be used to explore genetic redundancy and pathway cross-talk. Here, we describe a high-throughput quantitative synthetic genetic array screening technology, termed eSGA that we developed for elucidating epistatic relationships and exploring genetic interaction networks in Escherichia coli.

에 박테리아 기능 네트워크 및 경로를 매핑<em&gt; 대장균</em&gt; 합성 유전자 배열을 사용하여

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

Identification of Protein Complexes in Escherichia coli using Sequential Peptide Affinity Purification in Combination with Tandem Mass Spectrometry

Since most cellular processes are mediated by macromolecular assemblies, the systematic identification of protein-protein interactions (PPI) and the identification of the subunit composition of multi-protein complexes can provide insight into gene function and enhance understanding of biological systems1, 2. Physical interactions can be mapped with high confidence vialarge-scale isolation and characterization of endogenous protein complexes under near-physiological conditions based on affinity purification of chromosomally-tagged proteins in combination with mass spectrometry (APMS). This approach has been successfully applied in evolutionarily diverse organisms, including yeast, flies, worms, mammalian cells, and bacteria1-6. In particular, we have generated a carboxy-terminal Sequential Peptide Affinity (SPA) dual tagging system for affinity-purifying native protein complexes from cultured gram-negative Escherichia coli, using genetically-tractable host laboratory strains that are well-suited for genome-wide investigations of the fundamental biology and conserved processes of prokaryotes1, 2, 7. Our SPA-tagging system is analogous to the tandem affinity purification method developed originally for yeast8, 9, and consists of a calmodulin binding peptide (CBP) followed by the cleavage site for the highly specific tobacco etch virus (TEV) protease and three copies of the FLAG epitope (3X FLAG), allowing for two consecutive rounds of affinity enrichment. After cassette amplification, sequence-specific linear PCR products encoding the SPA-tag and a selectable marker are integrated and expressed in frame as carboxy-terminal fusions in a DY330 background that is induced to transiently express a highly efficient heterologous bacteriophage lambda recombination system10. Subsequent dual-step purification using calmodulin and anti-FLAG affinity beads enables the highly selective and efficient recovery of even low abundance protein complexes from large-scale cultures. Tandem mass spectrometry is then used to identify the stably co-purifying proteins with high sensitivity (low nanogram detection limits).
Here, we describe detailed step-by-step procedures we commonly use for systematic protein tagging, purification and mass spectrometry-based analysis of soluble protein complexes from E. coli, which can be scaled up and potentially tailored to other bacterial species, including certain opportunistic pathogens that are amenable to recombineering. The resulting physical interactions can often reveal interesting unexpected components and connections suggesting novel mechanistic links. Integration of the PPI data with alternate molecular association data such as genetic (gene-gene) interactions and genomic-context (GC) predictions can facilitate elucidation of the global molecular organization of multi-protein complexes within biological pathways. The networks generated for E. coli can be used to gain insight into the functional architecture of orthologous gene products in other microbes for which functional annotations are currently lacking.

Identification of Protein Complexes in Escherichia coli using Sequential Peptide Affinity Purification in Combination with Tandem Mass Spectrometry

Affinity purification of tagged proteins in combination with mass spectrometry (APMS) is a powerful method for the systematic mapping of protein interaction networks and for investigating the mechanistic basis of biological processes. Here, we describe an optimized sequential peptide affinity (SPA) APMS procedure developed for the bacterium Escherichia coli that can be used to isolate and characterize stable multi-protein complexes to near homogeneity even starting from low copy numbers per cell.

의 단백질 단지의 식별<em&gt; 대장균</em&gt; 직렬 질량 분석법과 함께 순차적 펩타이드의 동질 정화를 사용하여

Since most cellular processes are mediated by macromolecular assemblies, the systematic identification of protein-protein interactions (PPI) and the ...

Next-generation Sequencing of 16S Ribosomal RNA Gene Amplicons

One of the major questions in microbial ecology is &#8220;who is there?&#8221; This question can be answered using various tools, but one of the long-lasting gold standards is to sequence 16S ribosomal RNA (rRNA) gene amplicons generated by domain-level PCR reactions amplifying from genomic DNA. Traditionally, this was performed by cloning and Sanger (capillary electrophoresis) sequencing of PCR amplicons. The advent of next-generation sequencing has tremendously simplified and increased the sequencing depth for 16S rRNA gene sequencing. The introduction of benchtop sequencers now allows small labs to perform their 16S rRNA sequencing in-house in a matter of days. Here, an approach for 16S rRNA gene amplicon sequencing using a benchtop next-generation sequencer is detailed. The environmental DNA is first amplified by PCR using primers that contain sequencing adapters and barcodes. They are then coupled to spherical particles via emulsion PCR. The particles are loaded on a disposable chip and the chip is inserted in the sequencing machine after which the sequencing is performed. The sequences are retrieved in fastq format, filtered and the barcodes are used to establish the sample membership of the reads. The filtered and binned reads are then further analyzed using publically available tools. An example analysis where the reads were classified with a taxonomy-finding algorithm within the software package Mothur is given. The method outlined here is simple, inexpensive and straightforward and should help smaller labs to take advantage from the ongoing genomic revolution.

Characterizing microbial community has been a longstanding goal in environmental microbiology. Next-generation sequencing methods now allow for the characterization of microbial communities at an unprecedented depth with minimal cost and labor. We detail here our approach to sequence bacterial 16S ribosomal RNA genes using a benchtop sequencer.

16S 리보솜 RNA 유전자 증폭 산물의 차세대 시퀀싱

One of the major questions in microbial ecology is &#8220;who is there?&#8221; This question can be answered using various tools, but one of the ...

Targeted DNA Methylation Analysis by Next-generation Sequencing

The role of epigenetic processes in the control of gene expression has been known for a number of years. DNA methylation at cytosine residues is of particular interest for epigenetic studies as it has been demonstrated to be both a long lasting and a dynamic regulator of gene expression. Efforts to examine epigenetic changes in health and disease have been hindered by the lack of high-throughput, quantitatively accurate methods. With the advent and popularization of next-generation sequencing (NGS) technologies, these tools are now being applied to epigenomics in addition to existing genomic and transcriptomic methodologies. For epigenetic investigations of cytosine methylation where regions of interest, such as specific gene promoters or CpG islands, have been identified and there is a need to examine significant numbers of samples with high quantitative accuracy, we have developed a method called Bisulfite Amplicon Sequencing (BSAS). This method combines bisulfite conversion with targeted amplification of regions of interest, transposome-mediated library construction and benchtop NGS. BSAS offers a rapid and efficient method for analysis of up to 10 kb of targeted regions in up to 96 samples at a time that can be performed by most research groups with basic molecular biology skills. The results provide absolute quantitation of cytosine methylation with base specificity. BSAS can be applied to any genomic region from any DNA source. This method is useful for hypothesis testing studies of target regions of interest as well as confirmation of regions identified in genome-wide methylation analyses such as whole genome bisulfite sequencing, reduced representation bisulfite sequencing, and methylated DNA immunoprecipitation sequencing.

Bisulfite amplicon sequencing (BSAS) is a method for quantifying cytosine methylation in targeted genomic regions of interest. This method uses bisulfite conversion paired with PCR amplification of target regions prior to next-generation sequencing to produce absolute quantitation of DNA methylation at a base-specific level.

DNA 메틸화 분석 차세대 시퀀싱 대상

The role of epigenetic processes in the control of gene expression has been known for a number of years. DNA methylation at cytosine residues is of ...

Amplification, Next-generation Sequencing, and Genomic DNA Mapping of Retroviral Integration Sites

Retroviruses exhibit signature integration preferences on both the local and global scales. Here, we present a detailed protocol for (1) generation of diverse libraries of retroviral integration sites using ligation-mediated PCR (LM-PCR) amplification and next-generation sequencing (NGS), (2) mapping the genomic location of each virus-host junction using BEDTools, and (3) analyzing the data for statistical relevance. Genomic DNA extracted from infected cells is fragmented by digestion with restriction enzymes or by sonication. After suitable DNA end-repair, double-stranded linkers are ligated onto the DNA ends, and semi-nested PCR is conducted using primers complementary to both the long terminal repeat (LTR) end of the virus and the ligated linker DNA. The PCR primers carry sequences required for DNA clustering during NGS, negating the requirement for separate adapter ligation. Quality control (QC) is conducted to assess DNA fragment size distribution and adapter DNA incorporation prior to NGS. Sequence output files are filtered for LTR-containing reads, and the sequences defining the LTR and the linker are cropped away. Trimmed host cell sequences are mapped to a reference genome using BLAT and are filtered for minimally 97% identity to a unique point in the reference genome. Unique integration sites are scrutinized for adjacent nucleotide (nt) sequence and distribution relative to various genomic features. Using this protocol, integration site libraries of high complexity can be constructed from genomic DNA in three days. The entire protocol that encompasses exogenous viral infection of susceptible tissue culture cells to integration site analysis can therefore be conducted in approximately one to two weeks. Recent applications of this technology pertain to longitudinal analysis of integration sites from HIV-infected patients.

We describe a protocol for amplifying retroviral integration sites from the genomic DNA of infected cells, sequencing the amplified virus-host junctions, and then mapping these sequences to a reference genome. We also describe techniques to quantify the distribution of integration sites relative to various genomic annotations using BEDTools.

레트로 바이러스 통합 사이트의 증폭, 차세대 시퀀싱 및 게놈 DNA 매핑

Retroviruses exhibit signature integration preferences on both the local and global scales. Here, we present a detailed protocol for (1) generation of ...

3' End Sequencing Library Preparation with A-seq2

Studies in the last decade have revealed a complex and dynamic variety of pre-mRNA cleavage and polyadenylation reactions. mRNAs with long 3&#39; untranslated regions (UTRs) are generated in differentiated cells whereas proliferating cells preferentially express transcripts with short 3&#39;UTRs. We describe the A-seq protocol, now at its second version, which was developed to map polyadenylation sites genome-wide and study the regulation of pre-mRNA 3&#39; end processing. Also this current protocol takes advantage of the polyadenylate (poly(A)) tails that are added during the biogenesis of most mammalian mRNAs to enrich for fully processed mRNAs. A DNA adaptor with deoxyuracil at its fourth position allows the precise processing of mRNA 3&#39; end fragments for sequencing. Not including the cell culture and the overnight ligations, the protocol requires about 8 h hands-on time. Along with it, an easy-to-use software package for the analysis of the derived sequencing data is provided. A-seq2 and the associated analysis software provide an efficient and reliable solution to the mapping of pre-mRNA 3&#39; ends in a wide range of conditions, from 106 or fewer cells.

This protocol describes a method for mapping pre-mRNA 3&#39; end processing sites.

3' 끝 시퀀싱 A seq2 라이브러리 준비

Studies in the last decade have revealed a complex and dynamic variety of pre-mRNA cleavage and polyadenylation reactions. mRNAs with long 3&#39; ...

Tick Microbiome Characterization by Next-Generation 16S rRNA Amplicon Sequencing

In recent decades, vector-borne diseases have re-emerged and expanded at alarming rates, causing considerable morbidity and mortality worldwide. Effective and widely available vaccines are lacking for a majority of these diseases, necessitating the development of novel disease mitigation strategies. To this end, a promising avenue of disease control involves targeting the vector microbiome, the community of microbes inhabiting the vector. The vector microbiome plays a pivotal role in pathogen dynamics, and manipulations of the microbiome have led to reduced vector abundance or pathogen transmission for a handful of vector-borne diseases. However, translating these findings into disease control applications requires a thorough understanding of vector microbial ecology, historically limited by insufficient technology in this field. The advent of next-generation sequencing approaches has enabled rapid, highly parallel sequencing of diverse microbial communities. Targeting the highly-conserved 16S rRNA gene has facilitated characterizations of microbes present within vectors under varying ecological and experimental conditions. This technique involves amplification of the 16S rRNA gene, sample barcoding via PCR, loading samples onto a flow cell for sequencing, and bioinformatics approaches to match sequence data with phylogenetic information. Species or genus-level identification for a high number of replicates can typically be achieved through this approach, thus circumventing challenges of low detection, resolution, and output from traditional culturing, microscopy, or histological staining techniques. Therefore, this method is well-suited for characterizing vector microbes under diverse conditions but cannot currently provide information on microbial function, location within the vector, or response to antibiotic treatment. Overall, 16S next-generation sequencing is a powerful technique for better understanding the identity and role of vector microbes in disease dynamics.

Here we present a next-generation sequencing protocol for 16S rRNA sequencing which enables identification and characterization of microbial communities within vectors. This method involves DNA extraction, amplification and barcoding of samples through PCR, sequencing on a flow-cell, and bioinformatics to match sequence data to phylogenetic information.

다음-세대 16S rRNA Amplicon 시퀀싱에 의해 틱 미생물 특성

In recent decades, vector-borne diseases have re-emerged and expanded at alarming rates, causing considerable morbidity and mortality worldwide. Effective ...

Visualization of 3D White Adipose Tissue Structure Using Whole-mount Staining

Adipose tissue is an important metabolic organ with high plasticity and is responsive to environmental stimuli and nutrient status. As such, various techniques have been developed to study the morphology and biology of adipose tissue. However, conventional visualization methods are limited to studying the tissue in 2D sections, failing to capture the 3D architecture of the whole organ. Here we present whole-mount staining, an immunohistochemistry method that preserves intact adipose tissue morphology with minimal processing steps. Hence, the structures of adipocytes and other cellular components are maintained without distortion, achieving the most representative 3D visualization of the tissue. In addition, whole-mount staining can be combined with lineage tracing methods to determine cell fate decisions. However, this technique has some limitations to providing accurate information regarding deeper parts of adipose tissue. To overcome this limitation, whole-mount staining can be further combined with tissue clearing techniques to remove the opaqueness of tissue and allow for complete visualization of entire adipose tissue anatomy using light-sheet fluorescent microscopy. Therefore, a higher resolution and more accurate representation of adipose tissue structures can be captured with the combination of these techniques.

The focus of the present study is to demonstrate the whole-mount immunostaining and visualization technique as an ideal method for 3D imaging of adipose tissue architecture and cellular component.

전체-마운트 얼룩을 사용 하 여 3D 백색 지방 조직 구조의 시각화

Adipose tissue is an important metabolic organ with high plasticity and is responsive to environmental stimuli and nutrient status. As such, various ...