ゆう c. リューにありがとう Tlp3 LBD 生産の彼の初期の作品。Mayra A. マチューカ Departamento Admistrativo de サイエンス、テクノロジー e Innovación COLCIENCIAS 博士奨学金に恩義ている。

1. 彼の6の式-Tlp3-大腸菌の LBD
<ol><li>BL21 のコドン-プラス (DE3) と 50 μ g mL-1アンピシリンを含む滅菌ルリア ベルターニカミラ (LB) スープ 150 mL を接種すると彼の6の式の pET151/D ・ TOPO ベクトル変換 RIPL 細胞 - Tlp3-LBD (アミノ酸残基 42-291) と孵化させなさいそれ (軌道直径 25 mm) シェーカーの 37 ° C で 200 rpm で一晩。</li>
	<li>流体培養基 LB の滅菌と 50 μ g mL-1アンピシリンの 800 mL を含む六つの 2 L エルレンマイヤー フラスコを準備します。各ステップ 1.1 から取得された一晩文化の 20 mL のフラスコを接種します。600 nm に達すると 0.6 の光学濃度まで 200 rpm で連続的な揺れで 37 ° C でそれらを孵化させなさい。</li>
	<li>フラスコ (未誘導コントロール サンプル)、ベンチトップ遠心分離機 (13,000 x g, 4 ° C, 10 分) を用いたペレットの 1 つから 1 mL を分注取るし、上澄みを廃棄します。後続の SDS-PAGE 解析のための-20 ° C で細菌のペレットを格納します。</li>
	<li>文化と各フラスコにイソプロピル β-D-thiogalactoside (IPTG) の 1 ミリメートルを追加することでタンパク質の発現を誘導します。さらに 4 時間 200 rpm でシェーカーの 37 ° C でフラスコ培養を続けます。</li>
	<li>4 ° C で 15 分間 5,000 × g で遠心分離によって細胞を収穫し、上澄みを廃棄します。 注: この時点で、プロシージャを一時停止できる細胞ペレットをストレージの-80 ° C のフリーザーに置くことによって。</li>
</ol>2. 分離と封入体の変性
<ol><li>250 mL のビーカーに手順 1.5 で取得したすべての細胞ペレットを転送し、100 mL のバッファー A (10 mM トリス-HCl、pH 8.0、150 mM の NaCl) を追加.細胞は、完全に (冷凍) 場合を解凍して、ペレットを再懸濁します。特に指定しない限り、氷のサンプルを保ちます。</li>
	<li>細胞を溶解し、完全なゲノム DNA のせん断を確認高圧 homogeniser を再懸濁細胞 3 回を渡します。</li>
	<li>ライセートの 4 ° C で 15 分間、10,000 × g で遠心分離します。上清 (可溶性画分) の 1 mL サンプルを収集し、後続の SDS-PAGE 解析のための-20 ° C で保存します。上澄みの残りの部分を破棄し、氷の上、ペレットを配置します。 注: このペレットは色が白い (ブラウンのシェードは、切れ目のない細胞から区別しやすい色で) 封入体が含まれていると。</li>
	<li>20 mL の氷冷バッファー B で徹底的に封入体ペレットを再懸濁します (10 mM トリス塩酸 pH 8.0、0.2 mM phenylmethanesulfonyl フッ化物 (PMSF) 1% トリトン X-100)。膜と膜タンパク質の脱色が容易になります。巻き上がりを支援するために 1-2 分の渦。</li>
	<li>4 ° C で 15 分間 10,000 x g でサンプルを遠心分離し、上澄みを廃棄します。</li>
	<li>ボルテックス 1-2 分、ペレットが小さな断片に分割されることを確認のためチューブで 20 mL の氷冷バッファー B に徹底的にペレットを再懸濁します。ペレットの再懸濁のため上下にサンプルをピペットで移しなさい。 注: 封入体の不純物から無料を取得徹底的にペレットを再懸濁しますに重要です。</li>
	<li>手順 2.5 を繰り返します。上清が曇りまたは色の場合 2.6 と上清まで (順番) 2.5 手順はクリアで無色。</li>
	<li>ボルテックス チューブに 1-2 分 (10 mM トリス塩酸 pH 8.0、0.2 mM PMSF) 20 mL の氷冷バッファー C でペレットを再懸濁します。</li>
	<li>手順 2.5 を繰り返します。</li>
	<li>25 mL の冷たい変性バッファー D (10 mM トリス塩酸 pH 8.0、8 M 尿素 10 mM ジチオトレイトール (DTT) 0.2 mM PMSF) 封入体ペレットを溶解するを追加します。ボルテックス 1 〜 2 分、またはペレットが小さな部分に分割するまで徹底的に再懸濁します。</li>
	<li>ミックス 4 ° C で 30-120 分の間 30 rpm の回転速度と軸の回転によって懸濁液</li>
	<li>30,000 × g、30 分のための 4 ° C での遠心分離によって変性蛋白質の解決を明らかにする、氷の上清を配置し、ペレットを破棄します。</li>
	<li>ブラッドフォードの試金を使用して蛋白質の集中を測定します。24 SDS ゲルの分析の因数を取るし、-20 ° C に配置 注: この時点で、手順スナップ凍結検体サンプルを液体窒素中で一時停止できる、ストレージの-80 ° C でそれを維持します。</li>
</ol>3. 蛋白質のリフォールディング
<ol><li>250 ml のバッファー E (3 M 尿素 100 mM トリス塩酸 pH 8.0、0.4 M L-アルギニン塩酸塩、20 mM 減少 L-グルタチオン、2 mM 酸化型グルタチオン) 500 mL ビーカーに、4 ° C までバッファーをクール</li>
	<li>彼の6を含む変性タンパク質ミックス 60 mg を追加-Tlp3-LBD がバッファーを 500 rpm で攪拌しながら 2.13 に 250 mL のバッファー E の手順で取得します。24-48 h の 500 rpm で連続攪拌しながら 4 ° C のリフォールディング ミックスを孵化させなさい。この手順で最終的なタンパク質濃度が 0.2 mg mL-1です。</li>
	<li>8-10 L バケツにバッファー A の 7 L を準備し、24-48 h で行われる次のステップ (ステップ 3.4) の準備で 4 ° C まで冷却 (図 1のフローチャートを参照してください)。</li>
	<li>28 mm 膨張した径 10 mM エチレンジアミン四酸ナトリウム塩 (EDTA Na2) 200 mL に 12-14 kDa の分子量カットオフの透析チューブの ~ 50 cm の部分を浸すし、ガスの炎で沸騰するまで加熱します。リンス 200 ml ddH2o. の透析膜</li>
	<li>透析チューブ閉鎖と透析膜の一方の端をクランプし、250 mL の透析チューブに 3.2 で得られる混合物のリフォールディングを転送します。別のクランプの開放端を閉じます。漏れがないことを確認するための膜の整合性を確認します。</li>
	<li>3.3 準備したバッファー A の予冷 7 L の透析バケツに透析チューブを配置します。電磁攪拌棒、攪拌しながら透析チューブに接触しないことを確保するに配置します。</li>
	<li>500 rpm で攪拌を続けると 4 ° C でサンプルを透析しなさい、少なくとも 4 回 12 時間の期間にわたってバッファーを変更します。最後のバッファーの変更後に一晩を透析しなさいサンプルをまま。 注意: 透析中にフォールディングする蛋白質を可能にする変性タンパク質溶液からは徐々 に尿素 (~ 3 M) の超過分は削除します。重い蛋白質の沈殿物は、透析の終わりに観察できます。</li>
	<li>バケツから透析チューブを外し、500 mL ビーカーにその内容を転送します。別段、氷上では、蛋白質溶液を維持します。</li>
	<li>任意の沈殿したタンパク質を削除する 500 mL ガラス瓶の中に 0.43 μ m 孔サイズの膜を通して蛋白質の解決をフィルターします。</li>
</ol>彼の6の清浄化・固定化金属イオンアフィニ ティー ・ クロマトグラフィーを使用して蛋白質のタグ
<ol><li>
充電し、5 mL プレパックド キレート列を平衡します。
	<ol>
<li>蠕動性ポンプ、接続チューブに閉じ込められた空気がないことを確保するため列に接続します。</li>
		<li>DdH2o. の 25-50 mL を介して渡すことによって列を洗う</li>
		<li>0.1 M NiCl2の 3 mL を読み込んで、ddH2o. の 25 mL を通過して列を充電します。</li>
		<li>バッファー F (読み込みバッファー、20 mM トリス塩酸 pH 8.0、500 mM の NaCl、20 mM のイミダゾール) 25 mL でコラムを平衡させ。</li>
	</ol>
</li>
	<li>1 M トリス-HCl pH 8.0、25 mL の 5 M の NaCl と 2 M イミダゾール溶液 2.5 mL 2.5 mL を追加することによってバッファー F の組成に 3.9 手順で取得したリフォールディングモモルチャリンの蛋白質のサンプルを調整します。</li>
	<li>(自由な蛋白質) 率を 5 mL/min 以下で流れを破棄する列にサンプルをロードします。</li>
	<li>50-100 mL のバッファー F 非具体的バインドされたタンパク質を取り除き流れを破棄を洗い流します。</li>
	<li>溶出が彼の6-Tlp3-25 mL のバッファー G (溶出バッファー、トリス-HCl、20 mM 500 mM, 500 mM のイミダゾールの塩化ナトリウム) と LBD (ブラッドフォード試薬を使用してによって決まります)、蛋白質を含んでいるフロースルー分数をプール。</li>
	<li>ブラッドフォードの試金を使用してプールのサンプルの蛋白質の集中を測定します。小さなの SDS-PAGE 解析の-20 ° C の場所因数を取る</li>
</ol>5. 彼の6-タグの除去 TEV プロテアーゼ (オプション) を使用して
<ol><li>準備、バッファー H (TEV 胸の谷間バッファー、10 mM トリス塩酸 pH 8.0、150 mM の NaCl, 1% (v/v) グリセロール、2 mM DTT) 4 L 4 ° C に冷却し、なさい。</li>
	<li>透析チューブの約 5-7 cm カット (直径 2 ~ 3 cm) ddH2o. の 200 mL に浸し、</li>
	<li>彼の6を追加-彼 TEV プロテアーゼをタグ付き6-1 TEV 最終的なモル比 4.5 の手順で作製したタグ タンパク質: 8 蛋白質。</li>
	<li>透析チューブ閉鎖チューブの一方の端をクランプし、タンパク質/TEV プロテアーゼ混合物でそれを埋めます。もう一方の端を閉じて、漏れがないことを確認します。</li>
	<li>透析 (ステップ 5.1) のバッファー時間の予冷 4 L にチューブし、連続 4 ° C の孵化場所 2 h. 変更バッファーの攪拌と完了する TEV を介した開裂反応できるように一晩透析を続けます。</li>
	<li>一方で、準備し、クール (4 ° C) 4 L バッファーの (10 mM トリス塩酸 pH 8.0、150 mM の NaCl, 1% (v/v) グリセロール) 次の日の準備のために。</li>
	<li>オーバー ナイト透析後手順 5.6 で覚悟のバッファーにバッファーを交換し、4 ° C でさらに 1-2 時間を透析しなさい</li>
	<li>透析バケツからチューブを削除、チューブの一方の端を外すし、タンパク質溶液を 50 mL ファルコン チューブに転送します。0.43 μ m 孔サイズのシリンジ フィルターを通してソリューションをフィルター特に明記しない限り、氷の上保管してください。</li>
	<li>サンプルの体積を測定し、バッファー F の組成にトリス, 塩化ナトリウム, イミダゾールの集中を調整 (例:バッファー J でタンパク質溶液の 25 ml を追加する 1 M トリス-HCl pH 8.0, 5 の M の NaCl の 1.75 mL 0.25 mL と 2 M イミダゾールの 0.25 mL)。</li>
	<li>手順 4.1 で説明した 5 mL HiTrap キレート HP 列を準備します。</li>
	<li>列にサンプルをロード (流量: 5 mL/分) し、フロースルー、タグなしの Tlp3 LBD (42-291 残基) が含まれている収集します。分解されていないたんぱく質、劈開、彼の6-タグと彼の6- TEV は、列で保持されます。</li>
	<li>洗い流す 5 mL バッファー F (読み込みバッファー) を通過し、溶出液を収集するすべてのタグなしタンパク質を許可します。</li>
	<li>プール、溶出液は 5.11 と 5.12 の手順で取得した、タンパク質の濃度を測定します。小さな因数を取るし、SDS-PAGE 解析のための-20 ° C で保存します。</li>
</ol>6 Tlp3 LBD のサイズ排除クロマトグラフィー (ゲル濾過)
<ol><li>バッファー A の 1 L (10 mM トリス塩酸 pH 8.0、150 mM の NaCl) を準備し、0.43 μ m の膜を使ってフィルター処理します。</li>
	<li>4 mL/min の流速でバッファー A 26/60 サイズ排除カラムを平衡します。</li>
	<li>手順 5.13 15 mL 遠心濃縮器を用いた 10 kDa カットオフ (4 ° C、4,000 x g) 3-4 mL の量で得られる蛋白質のサンプルを集中します。</li>
	<li>13,000 × g、任意の沈殿したタンパク質を削除する 30 分のための 4 ° C での遠心分離によって蛋白質の解決を明らかにします。</li>
	<li>事前釣合い 26/60 ゲルろ過クロマトグラフィにサンプルをロードします。モニター UV トレース 4 mL/分の流量でバッファー A のクロマトグラフィーを実行します。Tlp3 LBD は 210-220 mL の保存ボリュームでた。ピーク画分をプールします。</li>
	<li>タンパク質濃度を測定します。小さなを取る SDS-PAGE 分析用分注。</li>
</ol>7 蛋白質の浄化の様々 な段階で収集されたサンプルの SDS ページの分析
<ol><li>1 L の SDS ページ実行バッファー (バッファー J) を用意し、25 mM を含むトリス, 250 mM グリシン pH 8.3、および 0.1% (w/v) ナトリウム dodecyl 硫酸 (SDS)。</li>
	<li>SDS ページの読み込みバッファー (バッファー K) × 5 の 10 mL を準備、0.25 M トリス-HCl pH 6.8 を含む 10% (w/v) SDS、グリセリン 50% (v/v)、1 mM DTT、0.05% ブロモフェノール ブルーします。</li>
	<li>浄化の別の手順中に収集される因数を許可 (1.3、2.3、2.13、4.6、5.13、6.6 のステップ) を再開します。</li>
	<li>各サンプルの総蛋白 5 x SDS ページの読み込み、バッファーし、ddH2O. 10 μ L にボリュームを調整の 2 μ L で 15 μ g に対応する量を混ぜる</li>
	<li>95 ° C、5-10 分でサンプルを加熱、30 s や転送のための 10,000 x g でそれらをスピン クリーン チューブにサンプル。</li>
	<li>15% ポリアクリルアミドのゲルの分離を用いた SDS-PAGE ゲルの準備 (5 mL 2.5 mL 30% (w/v) bis-アクリルアミド、1.2 mL の 1.5 M トリス-HCl pH 8.8, 1.2 mL ddH2O、50 μ L の 10% (w/v) SDS、50 μ L 20% (w/v) 過硫酸アンモニウム (AP)、3 μ L テトラメチルエチレンジアミン (TEMED)5% ポリアクリルアミド ゲルのスタック (2 mL: 340 μ L 30% (w/v) bis-アクリルアミドの 250 μ L 1 M トリス pH 6.8, 1.37 mL ddH2O, 20 μ L 10% (w/v) SDS、20 μ L 20% (w/v) 2 μ L TEMED APS)。</li>
	<li>電気泳動装置を組み立てるし、製造元の推奨に従ってバッファーを実行する SDS ページ × 1 でそれを埋めます。</li>
	<li>タンパク質分子量マーカーと 7.5 の手順で作製したサンプルをロードします。25 の定電流で電気泳動を行う mA。</li>
	<li>容器にゲルを転送、Coomassie の青染色液 25% (v/v) イソプロパノール、酢酸 10% (v/v) と 0.03% (w/v) ブリリアント ブルー R-250 を含む ddH2O. 追加 150 mL でそれをすすいでください。室温で 30 分間水平回転プラットフォーム上のコンテナーを配置します。</li>
	<li>DdH2O でゲルを洗浄し、5% (v/v) メタノールと 7% (v/v) 酢酸脱染め色液に配置します。1 h の水平回転プラットフォームを使用してミキシングしながらすすぐ。</li>
	<li>ゲルをイメージし、分析します。</li>
</ol>8. 円二色性 (CD) 分光分析の二次構造リフォールディングモモルチャリンの純粋な蛋白質の
<ol><li>0.5 - 1 mg の透析チューブに 6.6 のステップで得られるリフォールディングモモルチャリンのタンパク質を転送し、5 L の L のバッファー (50 mM リン酸ナトリウム pH 7.4)、4 ° C に冷却を含む透析バケツ連続攪拌しながら 4 ° C でサンプルを透析しなさいし、少なくとも 3-4 バッファー変更を実行に一晩を透析しなさいサンプルを離れる前に 2-4 h 以上。</li>
	<li>0.06 mg mL-1 10 kDa カットオフ遠心濃縮器を用いた透析タンパク質溶液を集中します。</li>
	<li>13,000 × g、30 分のための 4 ° C での遠心分離によって解決策を明らかにします。</li>
	<li>25 ° C 以上で、性分光を用いた 20 nm 分-1のスキャン レート 200 260 nm の波長範囲でサンプルの遠紫外 CD スペクトルを記録します。空のコントロールとして透析バッファーを使用します。3 通の録音を繰り返し、平均スペクトルを生成します。</li>
	<li>二次構造体の内容を計算による CD スペクトル、DichroWeb から CDSSTR プログラムを使用してサーバー25 (http://dichroweb.cryst.bbk.ac.uk)。</li>
</ol>

著者は競合する金銭的な利益を宣言しません。

表現と細菌の化学受容器 Tlp3 のペリプラズム LBD の封入体から巻き戻しのための簡単な手順が表示されます。純粋な蛋白質の準備エシェリヒア属大腸菌、浄化および封入体の脱色でペット プラスミド エンコード遺伝子の過剰発現は、連続の親和性によって精製し変性タンパク質のリフォールディングとサイズ排除クロマトグラフィーの手順を実行します。容易に尿素変性とリフォールディング希釈/透析を介したを最適化頻繁に封入体26で堆積した蛋白質の適切な画必要となりますプロトコルで重要な手順です。
それを欠いているバッファーに対してサンプルを dialysing して、最初は、尿素を含むバッファーに変性のサンプルを希釈することによって、二段階の方法で達成された Tlp3 LBD の巻き戻し。このプロトコルを使用して得られるリフォールディングモモルチャリンのタンパク質機能と crystallisable18,23歳だった。ただし、提案手法には、いくつかの制限があります。それはよく知られているアミノ グループの carbamylation はタンパク質の変性し、尿素27,28,29の存在下で refolded 場合によく使われます。これは溶存の尿素時間分解し、安定した carbamylated の製品を形成するタンパク質のアミノ基と反応その他の官能基の31,とのマイナーな程度にシアン酸30を生成するという事実によるものです32. アルカリ性、高温の条件下での尿素の分解を加速します。だから、超純水から新鮮な尿素を作るお勧め (> 99%) 固体試薬とシアン酸の形成を減少させる低温 (4 ° C)30,33, リフォールディング/透析の手順に従います。また、トリスなどのアミンを含むバッファーを選択するグリシン リフォールディング ミックスのため、重炭酸アンモニウム、作り出されたシアン29,33の清掃をできるようにすることが重要。他のオプションは、グアニジン塩酸塩はタンパク質を化学的に変更する報告されていない代わりに、尿素、グアニジン塩酸塩を使用します。
に加えて尿素、還元剤 (DTT または β-メルカプトエタノール) はしばしば封入体を可溶化する必要と非ネイティブ内および分子間ジスルフィド結合を防ぐために減らされた状態26 のシステイン残基を維持することによって形成を債 ,34。Tlp3 LBD が 1 つの分子内ジスルフィド結合、このプロトコルでは、不溶性蛋白質の 10 mM DTT の再懸濁のため封入体変性バッファー (ステップ 2.10) に編入されました。DTT の濃度、〜 100 倍ヒートショックタンパク続きすべて DTT を徐々 に削除する透析ステップのバッファーにサンプルを希釈することによって減少した.このプロシージャの複数のジスルフィド結合が付いている蛋白質のリフォールディングへの応用における酸化・還元剤 (例えば酸化し、還元型グルタチオン (GSH/GSSH) 濃度の最適化を必要があることに注意することが重要です。GSSH/DTT、シスタミン/cysteamineor シスチン ・ システイン) 橋34,35の二硫化物の適切な形成を促進します。さらに、興味の蛋白質ジスルフィド結合形成にかかわらないシステインの登録は、すべて浄化バッファーに還元剤が追加必要があります。タンパク質のアミノ酸配列から潜在的なジスルフィド結合の予測は、インシリコでツールのいくつかを使用して実行できます (例: cys_rec: http://linux1.softberry.com/berry.phtml?topic=cys_rec&group=programs&サブグループ propt を =)。
異なった蛋白質の浄化のための提案するプロトコルの使用は洗浄段階 4.4 イミダゾールの集中の最適化を必要とする可能性がありますも。図 2 bに示すように、(IB をラベルの車線)、分離された封入体に含まれている、このインスタンスでは、主に興味の蛋白質。場合はその他の重要なバンドは SDS のページ手順 4.4 でイミダゾールの集中の増加、IB サンプルのゲル、汚染物質を除去する必要がありますが、タンパク質収率36,37を減らす可能性がありますに表示されます。他のオプションは、イミダゾールの集中の線形グラデーションを適用し、興味の蛋白質を含む溶出画分をプールすることです。
サイズ排除クロマトグラフィー精製の最後のステップは、同時に溶出粒子の分子量を推定し、蛋白質のオリゴマーの状態を取得するための手段を提供します。ただし、サイズ排除クロマトグラフィーによる分子量の推定のみです球状分子の正確な多くのタンパク質38,39のケースではないです。タンパク質を決定できる多角度光散乱 (秒 MALS)40または分析超遠心法41結合分子質量とサイズ排除クロマトグラフィーを用いた精度の高いオリゴマーの状態。以前、ソリューションの単量体の Tlp3 LBD が23秒 MALS 分析を使用して、この結果は他の dCACHE リガンド42,43に関するレポートを確認しました。
提案するプロトコル、その元のまたはわずかに変更された形態で使用されていますフォールディングし、x 線結晶学的研究17,18,19, dCACHE 家族からのいくつかの受容体リガンドを浄化するには23,42,44します。 この手順は、一般的に水溶性と crystallisable フォームで他の細菌の化学受容器のペリプラズム リガンドの少量の生産のため役に立つかもしれません。それぞれの個別のケースでプロトコル最適化が必要な可能性があります。封入体タンパク質リフォールディングの最適な脱色論じた点に加え洗剤 (例えばSDS または N − アセチル トリメチル アンモニウム塩化物) を使用する必要があります (例: L-アルギニン) 添加物とリフォールディング手順26,34,45,46の個々 の濃度と潜伏期間の調整。さらに、リフォールディング ステップでタンパク質濃度大幅リフォールディング収量に影響します。10 mg mL-1 ~ 1 ng mL-1濃度の範囲は、一般にテストする必要があります。Tlp3 LBD、タンパク質リフォールディング ミックスの最適濃度は 0.2 mg mL-1です。
非常に低いリフォールディング収量は通常トライアル リフォールディング条件がはるかに最適なサインです。収 (この手順に記載されている) として CD 分光法を用いた検証ことができます折り畳まれたタンパク質と一貫性のある 1 つが期待できます。さらに、得られた蛋白質の crystallisability sugguest に蛋白質の折られた状態をことができます。また、タンパク質は折り畳まれていることを確認する機能の試金 (ある場合) を使用できます。Tlp3 LBD、場合たとえば、タンパク質リフォールディング示されたそのリガンド結合能を保持する等温カロリメトリーで示すように。23

細菌の植民地化とホスト1,2,3の侵略を促進することによりカンピロバクターの病因に重要な役割を再生する走化性と運動性が示されています。走化性化学信号によって導かれて細菌の成長のための最適な環境に向かって移動することができます。このプロセスには、化学受容器と呼ばれるタンパク質や探触子のようなタンパク質 (Tlps) のセットによって細胞内および環境化学手掛かりの認識が含まれます。ほとんどの化学受容器は、表層のリガンド結合ドメイン (LBD)、膜貫通ドメインと細胞質信号ドメインの信号を転送する細胞内シグナル伝達蛋白質との相互作用を持つタンパク質を膜に埋め込まれて5,4,76,べん毛モーター。
11 の異なる化学受容器はcゲノム4,8で識別されています。これらの化学受容器の一部だけが特徴づけられているまでと Tlp1113 Tlp712Tlp411Tlp310,11Tlp19のリガンド特異性が知られています。この種の残りの化学受容器と他の細菌の多数の化学受容器の天然リガンドの同定が折り畳まれた、非常に純粋な組換え受容体リガンド14,の生産によって大幅に促進すること15,16しますただし、クローンエシェリヒア属大腸菌細菌化学受容器のペリプラズム リガンドをよく表現しようと封入体17,18,19 に彼らをターゲットに発生。.それにもかかわらず、この現象ことができます簡単に分離とリカバリを実現タンパク質の手に。ここでは、封入体からのタンパク質の回収、リフォールディングと例としてc受容体 Tlp3 のペリプラズム LBD を使用して浄化手法を提案します。この例は、Tlp3 LBD dCACHE 家族20の 2 成分ヒスチジンのキナーゼおよび原核生物20,21,の化学受容器に豊富ある検出ドメインに属するために選ばれました。22,23。
このアプローチで pET151/D ・ TOPO ベクトルに基づいた表現の構成要素は、彼の6N ターミナルを組み込む設計されています-タグの直後にタバコによってエッチング ウイルス (TEV) プロテアーゼ胸の谷間サイト、その後タグ除去19。プロトコルでは、封入体のタンパク質リフォールディング尿素減少によって尿素による脱色、分離大腸菌タンパク質発現について説明します。次のリフォールディング、サンプルは、オプションのタグ除去とサイズ排除クロマトグラフィーとのアフィニ ティー ・ クロマトグラフィーによって浄化されます。浄化された蛋白質の折られた状態を確認するには、円偏光二色性分光法を用いた.これは、以前異種受容体、ピロリ菌TlpC19の LBD を浄化し、回復に培われたメソッドの修正版です。この手順は、図 1の要約の蛋白質の純度と純粋なタグなし Tlp3 LBD 細菌文化、1 L あたりの 10-20 mg を得られます > SDS-PAGE により見積もられた 90%。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Tris base</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>497</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>MERK MILLIPORE</td>
			<td>1064041000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ampicillin</td>
			<td>G-BIOSCIENCES</td>
			<td>A051-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenylmethanesulfonyl fluoride (PMSF)&#160;</td>
			<td>MERCK</td>
			<td>52332</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton x-100</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>694</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl &#946;-D-thiogalactoside (IPTG)</td>
			<td>ASTRAL SCIENTIFIC PTY LTD</td>
			<td>AST0487</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urea</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>VWRC0568</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dithiothreitol</td>
			<td>ASTRAL SCIENTIFIC PTY LTD</td>
			<td>C-1029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-arginine monohydrochloride</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>A5131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reduced L-glutathione</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>G4251</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxidized L-glutathione</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>G4376</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>&#160;7558-79-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>10049-21-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dehydrate (EDTA)</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>VWRC20302.260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imidazole</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>I2399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>ASTRAL SCIENTIFIC PTY LTD</td>
			<td>BIOGB0232</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nickel chloride (NiCl2)</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>339350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>VWRC0167</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium dodecyl sulfate (SDS)</td>
			<td>SIGMA-ALDRICH</td>
			<td>L4509</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unstained Protein Ladder, Broad Range (10-250 kDa)</td>
			<td>NEW ENGLAND BIOLABS</td>
			<td>P7703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultracel centrifugal concentrator (Millipore)</td>
			<td>MERCK</td>
			<td>UFC901096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL Falcon tube</td>
			<td>FALCON</td>
			<td>BDAA352070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dialysis tubing</td>
			<td>LIVINGSTONE INTERNATIONAL PTY</td>
			<td>Dialysis</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Snakeskin dialysis tubing</td>
			<td>THERMO SCIENTIFIC&#8482;</td>
			<td>68100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prepacked HiTrap Chelating HP column</td>
			<td>GE HEALTHCARE LIFE SCIENCES</td>
			<td>17-0408-01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EmulsiFlex-C5 high-pressure homogeniser</td>
			<td>AVESTIN</td>
			<td>EmulsiFlex&#8482; - C5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump P-1</td>
			<td>GE HEALTHCARE LIFE SCIENCES</td>
			<td>18-1110-91&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superdex 200 HiLoad 26/60 size-exclusion column&#160;</td>
			<td>GE HEALTHCARE LIFE SCIENCES</td>
			<td>28989336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JASCO J-815 spectropolarimeter</td>
			<td>JASCO</td>
			<td>J-815</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

method for efficient refolding and purification of chemoreceptor ligand binding domain

化学受容器とリガンド特異性の分子基盤の解明を目指した構造研究の天然リガンドの同定は、大きく純粋な折り畳まれたリガンド結合ドメインの少量の生産によって容易にできます。クローン細菌エシェリヒア属大腸菌(E. 大腸菌) 化学受容器のペリプラズム リガンド結合ドメインをよく表現しようと封入体に彼らをターゲットに発生します。ここでは、封入体、そのリフォールディング、例としてカンピロバクター (c) 受容体 Tlp3 のペリプラズム dCACHE リガンド結合ドメインを用いた精製からタンパク質の回収の手法を提案します。アプローチを含む、劈開を持つ興味の蛋白質の表現彼の6-タグ、分離および尿素を介した脱色封入体タンパク質アフィニ ティー ・ クロマトグラフィーによる尿素の枯渇及び精製リフォールディングタグの取り外しとサイズ排除クロマトグラフィーが続きます。円偏光二色性分光は、純粋な蛋白質の折られた状態を確認する使用されます。このプロトコルは一般的に水溶性と crystallisable フォームで他の細菌の化学受容器の dCACHE ペリプラズム リガンド結合ドメインの少量の生産に有用なそれが実証されています。

彼の6の組換え発現-Tlp3-大腸菌の LBD 封入体の蛋白質の沈殿で起因しました。ステップ 2.13 で計算された細菌培養の 1 L から式収量だった彼の6の約 100 mg-Tlp3-LBD 封入体に堆積します。封入体、タンパク質リフォールディング アフィニ ティー ・ クロマトグラフィー、タグの削除、サイズ排除クロマトグラフィーによる精製・脱色成っている蛋白質の隔離プロシージャは、ここで説明し、図 1に示す、、純粋な、タグなし Tlp3 LBD 細菌文化の 1 L あたりの 10-20 mg を利回り。
220 mL (図 2 a) の保有量に対応する対称的な単一のピークとしてゲルろ過カラムから溶出する蛋白質。対固定ボリューム ログ (MW) の校正印刷を使用して分子量 (MW) の計算 (V保持(mL) = 549.3 73.9 x log(MW)) (http://www.embl.de/ EMBL 蛋白質の表現および浄化のコア機能のウェブサイトで入手可能pepcore/pepcore_services/protein_purification/chromatography/hiload26-0_superdex200/index.html), 29 kDa の値が得られました。この値は、その Tlp3 LBD はソリューションの単量体が示唆されたアミノ酸配列 (28.7 kDa) から計算された非常にだった。
浄化のプロセスを評価するには、別の手順で収集されたサンプルは、SDS-PAGE 解析を用いて評価しました。図 2Bのように、封入体に含まれている主に彼の6-Tlp3-LBD。このタンパク質の少量も誘導文化の可溶性画分に存在していた (IPTG(+))、未誘導文化 (IPTG(-))-T7 ポリメラーゼの漏れやすい表現の結果は明らか。彼の6-Tlp3-アミノ酸シーケンス (31.8 kDa) から計算した値に近い 28 kDa の明白な分子量のポリアクリルアミドゲルの LBD 移行します。彼の6-タグの除去、アフィニ ティー ・ クロマトグラフィー、ゲルろ過ステップ高純度のタンパク質が得られた (> 90% の電気泳動の同質性)。
このプロシージャによって得られるタンパク質がだったことを確認に折り返されている, 彼の6の二次構造-Tlp3-LBD が CD 分光法によって評価しました。Α-ヘリックスや β-シートのコンテンツ CD スペクトル (図 3) から CDSSTR を使用しての推定では、31% 23% の α と β の値を与えた。これらの値は、尿素変性封入体から回復したタンパク質が折り畳まれていることを示す (http://www.compbio.dundee.ac.uk/www-jpred/) (37% 26% と α β)、Jpred3 サーバーを使用してシーケンス解析から予測されたものに近いでした。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57092/57092fig1.jpg"> 図 1: 提案手法の概略図。組換え彼6-Tlp3-LBD が IPTG (参照 1) と誘導にエシェリヒア属大腸菌であらわ。4 h 式の後細菌細胞は収穫され、分離 (セクション 2 を参照)。封入体 (IB) を含む不溶性画分は膜とその後 IB が高濃度 (セクション 2 を参照) に尿素を含むバッファーに溶解した膜蛋白質の不純物の除去洗浄されます。彼の6-Tlp3-LBD は希釈バッファー E に続く緩やかな尿素除去 (セクション 3) のための網羅的な透析に refolded。Refolded 彼6-Tlp3-LBD は、固定された金属イオンアフィニ ティー ・ クロマトグラフィーによって精製セクション 4 で説明されているようです。彼の6-TEV プロテアーゼ (セクション 5) を使用してタグが削除されます。タグなし Tlp3 LBD が集中し、ゲルろ過クロマトグラフィー (セクション 6) によって更に精製します。SDS ページの分析のためのサンプルのコレクションのためのポイントが付いています *。<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57092/57092fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57092/57092fig2.jpg"> 図 2: 組換え Tlp3 LBD の浄化。(A) Superdex 200 ハイロード 26/60 ゲルろ過カラムにタグなし Tlp3 LBD のサイズ排除クロマトグラフィー トレース。保持量 220 mL で溶出する蛋白質。(B)は減少 15 %sds ページ Coomassie 青い染色ゲルです。M: タンパク質分子量マーカーIPTG (-): 未誘導コントロール採取手順 1.3;IPTG (+): 可溶性画分 IPTG 誘導 (ステップ 2.3 で収集した);IB: 孤立した封入体 (ステップ 2.13);Refolded 彼6-Tlp3-LBD: ステップ 4.6; からリフォールディングモモルチャリンの蛋白質のサンプル5.13; 手順で取得したタグなし Tlp3 LBD: 蛋白質のサンプルゲル濾過 1 および 2: 2 つの分数 (ステップ 6.6) ゲルろ過カラムから溶出する蛋白質のピークから。<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57092/57092fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57092/57092fig3.jpg"> 図 3: 円偏光二色性スペクトルの精製組換え Tlp3 LBD 。スペクトルは、25 ° c 50 mM リン酸ナトリウム pH 7.4 で記録されました。<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57092/57092fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Method for Efficient Refolding and Purification of Chemoreceptor Ligand Binding Domain

封入体、ミリグラム単位の微量のタンパク質を生成するための精製からカンピロバクター走 Tlp3 の dCACHE ペリプラズム リガンド結合ドメインの巻き戻しプロシージャが表示されます。

高効率巻き戻しと受容体リガンド結合領域の浄化法

Identification of natural ligands of chemoreceptors and structural studies aimed at elucidation of the molecular basis of the ligand specificity can be ...

method-for-efficient-refolding-purification-chemoreceptor-ligand

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

17.7K ビュー.  Monash Biomedicine Discovery Institute. 封入体、ミリグラム単位の微量のタンパク質を生成するための精製からカンピロバクター走 Tlp3 の dCACHE ペリプラズム リガンド結合ドメインの巻き戻しプロシージャが表示されます。

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An Efficient Method for the Synthesis of Peptoids with Mixed Lysine-type/Arginine-type Monomers and Evaluation of Their Anti-leishmanial Activity

This protocol describes the manual solid-phase synthesis of linear peptoids that contain two differently functionalized cationic monomers. In this procedure amino functionalized 'lysine' and guanido functionalized 'arginine' peptoid monomers can be included within the same peptoid sequence. This procedure uses on-resin (N-(1-(4,4-dimethyl-2,6-dioxocyclohexylidene)ethyl) or Dde protection, orthogonal conditions to the Boc protection of lysine monomers. Subsequent deprotection allows an efficient on-resin guanidinylation reaction to form the arginine residues. The procedure is compatible with the commonly used submonomer method of peptoid synthesis, allowing simple peptoids to be made using common laboratory equipment and commercially available reagents. The representative synthesis, purification and characterization of two mixed peptoids is described. The evaluation of these compounds as potential anti-infectives in screening assays against Leishmania mexicana is also described. The protozoan parasite L. mexicana is a causative agent of cutaneous leishmaniasis, a neglected tropical disease that affects up to 12 million people worldwide.

A protocol to synthesize peptoids with mixed cationic functionality in the same sequence is presented (lysine- and arginine-type monomers). Subsequent testing of these compounds against Leishmania mexicana, the protozoan parasites that cause cutaneous leishmaniasis, is also described.

混合リジン型/アルギニン型モノマーおよびそれらの抗リーシュマニア活性の評価とペプトイドの合成のための効率的な方法

This protocol describes the manual solid-phase synthesis of linear peptoids that contain two differently functionalized cationic monomers. In this ...

生化学

An Efficient Method for the Isolation of Highly Purified RNA from Seeds for Use in Quantitative Transcriptome Analysis

Plant seeds accumulate large amounts of storage reserves comprising biodegradable organic matter. Humans rely on seed storage reserves for food and as industrial materials. Gene expression profiles are powerful tools for investigating metabolic regulation in plant cells. Therefore, detailed, accurate gene expression profiles during seed development are required for crop breeding. Acquiring highly purified RNA is essential for producing these profiles. Efficient methods are needed to isolate highly purified RNA from seeds. Here, we describe a method for isolating RNA from seeds containing large amounts of oils, proteins, and polyphenols, which have inhibitory effects on high-purity RNA isolation. Our method enables highly purified RNA to be obtained from seeds without the use of phenol, chloroform, or additional processes for RNA purification. This method is applicable to Arabidopsis, rapeseed, and soybean seeds. Our method will be useful for monitoring the expression patterns of low level transcripts in developing and mature seeds.

We have succeeded in establishing a method for RNA isolation from plant seeds containing large amounts of oils, proteins, and polyphenols, which have inhibitory effects on high-purity RNA isolation. Our method is suitable for monitoring the expression of genes with low level transcripts in seeds.

定量的トランスクリプトーム解析に使用するための種子から高度に精製されたRNAの単離のための効率的な方法

Plant seeds accumulate large amounts of storage reserves comprising biodegradable organic matter. Humans rely on seed storage reserves for food and as ...

Identification of Plant Ice-binding Proteins Through Assessment of Ice-recrystallization Inhibition and Isolation Using Ice-affinity Purification

Ice-binding proteins (IBPs) belong to a family of stress-induced proteins that are synthesized by certain organisms exposed to subzero temperatures. In plants, freeze damage occurs when extracellular ice crystals grow, resulting in the rupture of plasma membranes and possible cell death. Adsorption of IBPs to ice crystals restricts further growth by a process known as ice-recrystallization inhibition (IRI), thereby reducing cellular damage. IBPs also demonstrate the ability to depress the freezing point of a solution below the equilibrium melting point, a property known as thermal hysteresis (TH) activity. These protective properties have raised interest in the identification of novel IBPs due to their potential use in industrial, medical and agricultural applications. This paper describes the identification of plant IBPs through 1) the induction and extraction of IBPs in plant tissue, 2) the screening of extracts for IRI activity, and 3) the isolation and purification of IBPs. Following the induction of IBPs by low temperature exposure, extracts are tested for IRI activity using a &#39;splat assay&#39;, which allows the observation of ice crystal growth using a standard light microscope. This assay requires a low protein concentration and generates results that are quickly obtained and easily interpreted, providing an initial screen for ice binding activity. IBPs can then be isolated from contaminating proteins by utilizing the property of IBPs to adsorb to ice, through a technique called &#39;ice-affinity purification&#39;. Using cell lysates collected from plant extracts, an ice hemisphere can be slowly grown on a brass probe. This incorporates IBPs into the crystalline structure of the polycrystalline ice. Requiring no a priori biochemical or structural knowledge of the IBP, this method allows for recovery of active protein. Ice-purified protein fractions can be used for downstream applications including the identification of peptide sequences by mass spectrometry and the biochemical analysis of native proteins.

This paper outlines the identification of ice-binding proteins from freeze-tolerant plants through the assessment of ice-recrystallization inhibition activity and subsequent isolation of native IBPs using ice-affinity purification.

アイスアフィニティー精製を用いた氷再結晶阻害とアイソレーションの評価による植物の氷結合タンパク質の同定

Ice-binding proteins (IBPs) belong to a family of stress-induced proteins that are synthesized by certain organisms exposed to subzero temperatures. In ...

Sample Preparation for Mass Spectrometry-based Identification of RNA-binding Regions

Noncoding RNAs play important roles in several nuclear processes, including regulating gene expression, chromatin structure, and DNA repair. In most cases, the action of noncoding RNAs is mediated by proteins whose functions are in turn regulated by these interactions with noncoding RNAs. Consistent with this, a growing number of proteins involved in nuclear functions have been reported to bind RNA and in a few cases the RNA-binding regions of these proteins have been mapped, often through laborious, candidate-based methods.
Here, we report a detailed protocol to perform a high-throughput, proteome-wide unbiased identification of RNA-binding proteins and their RNA-binding regions. The methodology relies on the incorporation of a photoreactive uridine analog in the cellular RNA, followed by UV-mediated protein-RNA crosslinking, and mass spectrometry analyses to reveal RNA-crosslinked peptides within the proteome. Although we describe the procedure for mouse embryonic stem cells, the protocol should be easily adapted to a variety of cultured cells.

We describe a protocol to identify RNA-binding proteins and map their RNA-binding regions in live cells using UV-mediated photocrosslinking and mass spectrometry.

質量分析を用いた識別 RNA 結合領域のための試料作製

Noncoding RNAs play important roles in several nuclear processes, including regulating gene expression, chromatin structure, and DNA repair. In most ...

Titration ELISA as a Method to Determine the Dissociation Constant of Receptor Ligand Interaction

The dissociation constant describes the interaction between two partners in the binding equilibrium and is a measure of their affinity. It is a crucial parameter to compare different ligands, e.g., competitive inhibitors, protein isoforms and mutants, for their binding strength to a binding partner. Dissociation constants are determined by plotting concentrations of bound versus free ligand as binding curves. In contrast, titration curves, in which a signal that is proportional to the concentration of bound ligand is plotted against the total concentration of added ligand, are much easier to record. The signal can be detected spectroscopically and by enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). This is exemplified in a protocol for a titration ELISA that measures the binding of the snake venom-derived rhodocetin to its immobilized target domain of &#945;2&#946;1 integrin. Titration ELISAs are versatile and widely used. Any pair of interacting proteins can be used as immobilized receptor and soluble ligand, provided that both proteins are pure, and their concentrations are known. The difficulty so far has been to determine the dissociation constant from a titration curve. In this study, a mathematical function underlying titration curves is introduced. Without any error-prone graphical estimation of a saturation yield, this algorithm allows processing of the raw data (signal intensities at different concentrations of added ligand) directly by mathematical evaluation via non-linear regression. Thus, several titration curves can be recorded simultaneously and transformed into a set of characteristic parameters, among them the dissociation constant and the concentration of binding-active receptor, and they can be evaluated statistically. When combined with this algorithm, titration ELISAs gain the advantage of directly presenting the dissociation constant. Therefore, they may be used more efficiently in the future.

A detailed protocol to perform a titration ELISA is described. Moreover, a novel algorithm is presented to evaluate titration ELISAs and to obtain a dissociation constant of binding of a soluble ligand to a microtiter plate-immobilized receptor.

受容体リガンドの相互作用の解離定数の決定法として elisa 法の滴定

The dissociation constant describes the interaction between two partners in the binding equilibrium and is a measure of their affinity. It is a crucial ...

Purification and Reconstitution of TRPV1 for Spectroscopic Analysis

Polymodal ion channels transduce multiple stimuli of different natures into allosteric changes; these dynamic conformations are challenging to determine and remain largely unknown. With recent advances in single-particle cryo-electron microscopy (cryo-EM) shedding light on the structural features of agonist binding sites and the activation mechanism of several ion channels, the stage is set for an in-depth dynamic analysis of their gating mechanisms using spectroscopic approaches. Spectroscopic techniques such as electron paramagnetic resonance (EPR) and double electron-electron resonance (DEER) have been mainly restricted to the study of prokaryotic ion channels that can be purified in large quantities. The requirement for large amounts of functional and stable membrane proteins has hampered the study of mammalian ion channels using these approaches. EPR and DEER offer many advantages, including determination of the structure and dynamic changes of mobile protein regions, albeit at low resolution, that might be difficult to obtain by X-ray crystallography or cryo-EM, and monitoring reversible gating transition (i.e., closed, open, sensitized, and desensitized). Here, we provide protocols for obtaining milligrams of functional detergent-solubilized transient receptor potential cation channel subfamily V member 1 (TRPV1) that can be labeled for EPR and DEER spectroscopy.

This article describes specific methods to obtain biochemical quantities of detergent-solubilized TRPV1 for spectroscopic analysis. The combined protocols provide biochemical and biophysical tools that can be adapted to facilitate structural and functional studies for mammalian ion channels in a membrane-controlled environment.

精製と TRPV1 の分光学的解析のための再構成

Polymodal ion channels transduce multiple stimuli of different natures into allosteric changes; these dynamic conformations are challenging to determine ...

Efficient Purification and LC-MS/MS-based Assay Development for Ten-Eleven Translocation-2 5-Methylcytosine Dioxygenase

The epigenetic transcription regulation mediated by 5-methylcytosine (5mC) has played a critical role in eukaryotic development. Demethylation of these epigenetic marks is accomplished by sequential oxidation by ten-eleven translocation dioxygenases (TET1-3), followed by the thymine-DNA glycosylase-dependent base excision repair. Inactivation of the TET2 gene due to genetic mutations or by other epigenetic mechanisms is associated with a poor prognosis in patients with diverse cancers, especially hematopoietic malignancies. Here, we describe an efficient single step purification of enzymatically active untagged human TET2 dioxygenase using cation exchange chromatography. We further provide a liquid chromatography-tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) approach that can separate and quantify the four normal DNA bases (A, T, G, and C), as well as the four modified cytosine bases (5-methyl, 5-hydroxymethyl, 5-formyl, and 5-carboxyl). This assay can be used to evaluate the activity of wild type and mutant TET2 dioxygenases.

Here, we present a protocol for an efficient single step purification of the active untagged human ten-eleven translocation-2 (TET2) 5-methylcytosine dioxygenase using ion-exchange chromatography and its assay using a liquid chromatography-tandem mass spectrometry (LC-MS/MS)-based approach.

10-11 転流 2 5-メチルシトシン ジオキシゲナーゼの LC MS/MS による分析法の開発や効率的に精製

The epigenetic transcription regulation mediated by 5-methylcytosine (5mC) has played a critical role in eukaryotic development. Demethylation of these ...

Extracellular Protein Microarray Technology for High Throughput Detection of Low Affinity Receptor-Ligand Interactions

Secreted factors, membrane-tethered receptors, and their interacting partners are main regulators of cellular communication and initiation of signaling cascades during homeostasis and disease, and as such represent prime therapeutic targets. Despite their relevance, these interaction networks remain significantly underrepresented in current databases; therefore, most extracellular proteins have no documented binding partner. This discrepancy is primarily due to the challenges associated with the study of the extracellular proteins, including expression of functional proteins, and the weak, low affinity, protein interactions often established between cell surface receptors. The purpose of this method is to describe the printing of a library of extracellular proteins in a microarray format for screening of protein-protein interactions. To enable detection of weak interactions, a method based on multimerization of the query protein under study is described. Coupled to this microbead-based multimerization approach for increased multivalency, the protein microarray allows robust detection of transient protein-protein interactions in high throughput. This method offers a rapid and low sample consuming-approach for identification of new interactions applicable to any extracellular protein. Protein microarray printing and screening protocol are described. This technology will be useful for investigators seeking a robust method for discovery of protein interactions in the extracellular space.

Here, we present a protocol to screen extracellular protein microarrays for identification of novel receptor-ligand interactions in high throughput. We also describe a method to enhance detection of transient protein-protein interactions by using protein-microbead complexes.

低親和性受容体-リガンド相互作用のハイスループット検出の細胞外タンパク質マイクロ アレイ技術

Secreted factors, membrane-tethered receptors, and their interacting partners are main regulators of cellular communication and initiation of signaling ...

Crystal Structure of the N-terminal Domain of Ryanodine Receptor from Plutella xylostella

Development of potent and efficient insecticides targeting insect ryanodine receptors (RyRs) has been of great interest in the area of agricultural pest control. To date, several diamide insecticides targeting pest RyRs have been commercialized, which generate annual revenue of 2 billion U.S. dollars. But comprehension of the mode of action of RyR-targeting insecticides is limited by the lack of structural information regarding insect RyR. This in turn restricts understanding of the development of insecticide resistance in pests. The diamondback moth (DBM) is a devastating pest destroying cruciferous crops worldwide, which has also been reported to show resistance to diamide insecticides. Therefore, it is of great practical importance to develop novel insecticides targeting the DBM RyR, especially targeting a region different from the traditional diamide binding site. Here, we present a protocol to structurally characterize the N-terminal domain of RyR from DBM. The x-ray crystal structure was solved by molecular replacement at a resolution of 2.84 &#197;, which shows a beta-trefoil folding motif and a flanking alpha helix. This protocol can be adapted for the expression, purification and structural characterization of other domains or proteins in general.

Crystal Structure of the N-terminal Domain of Ryanodine Receptor from Plutella xylostella

In this article, we describe the protocols of protein expression, purification, crystallization and structure determination of the N-terminal domain of&#160;ryanodine receptor from diamondback moth (Plutella xylostella).

コナガからのリアノジン受容体の N 末端ドメインの結晶構造

Development of potent and efficient insecticides targeting insect ryanodine receptors (RyRs) has been of great interest in the area of agricultural pest ...

Expression, Purification, Crystallization, and Enzyme Assays of Fumarylacetoacetate Hydrolase Domain-Containing Proteins

Fumarylacetoacetate hydrolase (FAH) domain-containing proteins (FAHD) are identified members of the FAH superfamily in eukaryotes. Enzymes of this superfamily generally display multi-functionality, involving mainly hydrolase and decarboxylase mechanisms. This article presents a series of consecutive methods for the expression and purification of FAHD proteins, mainly FAHD protein 1 (FAHD1) orthologues among species (human, mouse, nematodes, plants, etc.). Covered methods are protein expression in E. coli, affinity chromatography, ion exchange chromatography, preparative and analytical gel filtration, crystallization, X-ray diffraction, and photometric assays. Concentrated protein of high levels of purity (&#62;98%) may be employed for crystallization or antibody production. Proteins of similar or lower quality may be employed in enzyme assays or used as antigens in detection systems (Western-Blot, ELISA). In the discussion of this work, the identified enzymatic mechanisms of FAHD1 are outlined to describe its hydrolase and decarboxylase bi-functionality in more detail.

Expression and purification of fumarylacetoacetate hydrolase domain-containing proteins is described with examples (expression in E. coli, FPLC). Purified proteins are used for crystallization and antibody production and employed for enzyme assays. Selected photometric assays are presented to display the multi-functionality of FAHD1 as oxaloacetate decarboxylase and acylpyruvate hydrolase.