我々 はまた、重要な読書のガブリエルの手を感謝します。

すべての実験は、大阪大学・日本神経科学学会動物愛護委員会によって確立されたガイドラインに従って行われました。
1. 脊髄共培養系視床と大脳皮質の
メモ: 手順については、オリジナルの出版物7,8,13を参照してください。すべてのプロシージャは、無菌条件の下で行わなければなりません。Sprague-dawley (SD) ラットは、神経細胞の培養に使用されます。
<ol><li>
試薬の調製 注:次の試薬のボリュームは、1 匹のラット脳です。<ol>
<li>
変更された N2 サプリメント x 10 の準備13: インスリン (50 μ g/mL)、プロゲステロン (200 nM)、ヒドロコルチゾン (200 nM)、亜セレン酸ナトリウム (300 nM)、トランスフェリン (1 mg/mL)、プトレシン (1 mM)、グルコース (60 mg/mL)</li>
		<li>
準備血清を含む培(10 mL): 85 %dmem/f12 キー、変更 10 x N2 サプリメントは 10%、5% ウシ胎児血清 (FBS)</li>
		<li>
準備無血清培(20 mL): 90 %dmem/f12 キー、10% 変更 10 x N2 サプリメント</li>
		<li>ラット尾コラーゲン溶液0.5 mL を準備します。簡単に言えば、無菌条件下でのラットの尾からの柔らかい繊維を取り、酢酸溶液で一晩インキュベートします。遠心分離の後上澄み (数 mg/mL) を集め、冷蔵庫13します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
培養皿の準備
	<ol>
<li>35 mm のペトリ皿に膜挿入を配置します。</li>
		<li>膜にラット尾コラーゲン溶液の 40-50 μ L を追加し、中心の周りのコラーゲン ソリューションを普及します。</li>
		<li>空気は、クリーン ベンチで完全に膜を乾燥させます。</li>
		<li>膜媒体でビショビショですように、皿に 1.5-2 mL の血清を含む培養液を置きます。</li>
		<li>めっき前にインキュベーター (37 ° C、加湿の 95% の空気と 5% CO2) で培養皿を配置します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
皮質の準備
	<ol>
<li>10 分以上、70% エタノールですべての手術器具を滅菌します。</li>
		<li>生後 (P) 2 からすぐに全脳を解剖 (氷片に数分間浸漬) 冷たい麻酔下ラット。</li>
		<li>場所を 100 mm ペトリ皿冷たいハンクスの 100 mL を含む脳は平衡塩類溶液です。</li>
		<li>微細鉗子で脳から pia 問題を削除し、顕微鏡下のハサミで視覚と体性感覚野から皮質スライス (300-400 μ m 厚) をカット (詳細については、図 1を参照)。 注:双眼顕微鏡の下のグリッドのスケールでは、皮質の厚さはおよそ。 注:また、皮質無菌条件下で vibratome を作ることができます。</li>
		<li>使い捨てプラスチック ピペットと膜挿入にいくつかの皮質スライスを転送します。</li>
		<li>(詳細についてを参照してください8,13) 火磨かれたパスツール ピペットで文化挿入の中心近くスライスの位置を調整し、挿入から余分なメディアを削除します。 注:スライスは、ガスとメディアの両方の十分な供給を受信できるように、スライスの表面の下にわずか媒体のレベルを調整します。これはセル実行可能性にとって重要です。</li>
		<li>視床のブロックを取られ、それの隣に置かれた前に 1 日だけで加湿の 95% 空気と 5% CO2と文化の環境で 37 ° C で血清を含む培地のスライスを維持します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
視床のブロックの準備
	<ol>
<li>10 分以上、70% エタノールですべての手術器具を滅菌します。</li>
		<li>ペントバルビ タール (50 mg/kg) を麻酔薬の入った腹腔内投与による妊娠ラット (15 日) の麻酔します。</li>
		<li>子宮角からそれぞれの胚を解剖し、100 mm ペトリ皿冷たいハンクス平衡塩溶液の 100 mL を含む胚を配置します。</li>
		<li>双眼顕微鏡の下でそれぞれの胚から脳を削除し、核複雑と外側膝状体 (約 0.5 mm × 3)7 (図 1参照) 顕微鏡のはさみを使用してを含む主に視床のブロックをカットします。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
文化し、脊髄共培養系を維持
	<ol>
<li>パスツール ピペットを使用して、メンブラン フィルター上に配置されている皮質スライスの心室の表面の横にある視床ブロックを配置します。</li>
		<li>加湿の 95% の空気と 5% CO2の環境で 37 ° C で血清を含む培地の共培養系を維持します。</li>
		<li>2 日間の培養後培養の無血清培地での培地の半分を交換します。その後、2 〜 3 日ごと媒体を交換します。 注:媒体のレベルは、細胞の生存のために重要であるメディア交換後チェック必要があります。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. エレクトロポレーション
すべてのプロシージャは、無菌条件の下で行わなければなりません。
注:エレクトロポレーション 1 日後、ブロックの離脱を防ぐために視床のブロックの準備を実行します。
<ol><li>
プラスミド
	<ol>
<li>プラスミドの混合物を次のようにすること: pCAGGS 下流 2 μ g/μ L。pCAG-SYP EGFP の 3.5 μ g/μ l。 注:エンドトキシン フリーの Maxiprep キットを使用して両方のプラスミッドの浄化し、ハンクス平衡塩溶液中で溶解します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
エレクトロポレーション機器のセットアップ 刺激物やアイソレータなど電気計測器は、図 2に示すように接続してください。<ol>
<li>相性アイソレータに刺激を接続します。</li>
		<li>電極 (銀線 0.2 mm 径) をアイソレータの負の端子に接続します。</li>
		<li>電極 (銀線 1 mm 径) をシリーズに 100 Ω 抵抗とアイソレータの肯定的なターミナルに接続します。</li>
		<li>オシロ スコープ電流増幅器で電圧を測定することによって抵抗の両端で渡されるかどうかを監視するためにアンプを接続します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
ガラス ピペットの準備 注: ガラス ピペットの 2 種類は、プラスミド溶液の排出と電気パルスの応用に使用されます。<ol>
<li>電極引き手とガラス管からピペットを作る。</li>
		<li>(先端径が 20-50 μ m であるべき) 放出ピペットの先端を破る。</li>
		<li>挽くし、サンドペーパー火研磨 (内径は 50-200 μ m であるべき) 続いて電極ピペットの先端を研磨します。 注:それ直接組織に触れると、電極先端部は平らで滑らかでをする必要があります。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
電気穿孔法の手順
	<ol>
<li>マニピュレーターにイジェクトや電極のピペットを接続します。</li>
		<li>電極ピペットに銀線 (0.2 mm 径) を挿入します。</li>
		<li>プラスチック製のチューブを 1 mL の注射器に取り出しピペットを取り付けます。</li>
		<li>取る > 注射器吸引吐出ピペットにプラスミド溶液 5 μ L。</li>
		<li>エレクトロポレーション ステージ共を入れて培養培地に 1 mm 径の電極を挿入します。</li>
		<li>視床外植体に放出ピペットを配置します。</li>
		<li>先端が視床のブロックの表面に触れる後に注射器を手動でプッシュします。 注:プラスミッドの 0.5 μ L についてソリューションは 1 つの視床ブロックあたり通常使用されます。</li>
		<li>イジェクション ピペットの撤回後すぐに視床のブロックに電極ピペットを配置します。</li>
		<li>電気パルス (50-400 μ A、200 Hz で 1 ms の 200 の矩形パルスの 3 に 5 列車) を提供します。振幅とオシロ スコープの列車の数を監視します。 注:電流の振幅は、電極ピペット13の内径に依存します。</li>
		<li>電極ピペットを撤回し、インキュベーターに皿を返します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
顕微鏡観察
	<ol>
<li>EGFP の 2 つのフィルター セット装備直立した共焦点顕微鏡の顕微鏡ステージ上培養皿を置く (励起、488 nm; 排出, 515 nm) とした DsRed (励起、514 nm; 排出, 565 nm)。</li>
		<li>10-25 光学セクション 1-7 μ m のステップ サイズ、20 X 長作動距離の対物レンズでの画像を取る。個別に区別のラベル付き軸索した DsRed、SYP EGFP の両方を表現するを選択します。 注:観測地は約 0.7 × 0.7 mm (つまり 1024 x 1024 ピクセルに対応する、0.68 μ m/ピクセル)。</li>
		<li>毎日イメージングのためのすべての 24 h の画像をキャプチャします。室温で 10 分間以内に完了し、インキュベーターに文化を返します。短い間隔の時間タイムラプス イメージングのための環境湿度 95% 空気と 5% CO2 37 ° C で維持する培養室で文化を維持します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kageyama, G. H., Robertson, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+geniculocortical+projections+to+visual+cortex+in+rat:+evidence+early+ingrowth+and+synaptogenesis.">Development of geniculocortical projections to visual cortex in rat: evidence early ingrowth and synaptogenesis.</a> J. Comp. Neurol. 335 (1), 123-148 (1993).</li><li>Lopez-Bendito, G., Molnar, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thalamocortical+development:+how+are+we+going+to+get+there.">Thalamocortical development: how are we going to get there.</a> Nat. Rev. Neurosci. 4 (4), 276-289 (2003).</li><li>Espinosa, J. S., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+plasticity+of+the+primary+visual+cortex.">Development and plasticity of the primary visual cortex.</a> Neuron. 75 (2), 230-249 (2012).</li><li>Portera-Cailliau, C., Weimer, R. M., De Paola, V., Caroni, P., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+modes+of+axon+elaboration+in+the+developing+neocortex.">Diverse modes of axon elaboration in the developing neocortex.</a> PLoS Biol. 3 (8), 272 (2005).</li><li>Holtmaat, A., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experience-dependent+structural+synaptic+plasticity+in+the+mammalian+brain.">Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain.</a> Nat. Rev. Neurosci. 10 (9), 647-658 (2009).</li><li>Bhatt, D. H., Zhang, S., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+spine+dynamics.">Dendritic spine dynamics.</a> Annu Rev Physiol. 71, 261-282 (2009).</li><li>Yamamoto, N., Kurotani, T., Toyama, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+connections+between+the+lateral+geniculate+nucleus+and+visual+cortex+in+vitro.">Neural connections between the lateral geniculate nucleus and visual cortex in vitro.</a> Science. 245 (4914), 192-194 (1989).</li><li>Yamamoto, N., Yamada, K., Kurotani, T., Toyama, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+specificity+of+extrinsic+cortical+connections+studied+in+coculture+preparations.">Laminar specificity of extrinsic cortical connections studied in coculture preparations.</a> Neuron. 9 (2), 217-228 (1992).</li><li>Uesaka, N., Hirai, S., Maruyama, T., Ruthazer, E. S., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity+dependence+of+cortical+axon+branch+formation:+a+morphological+and+electrophysiological+study+using+organotypic+slice+cultures.">Activity dependence of cortical axon branch formation: a morphological and electrophysiological study using organotypic slice cultures.</a> J. Neurosci. 25 (1), 1-9 (2005).</li><li>Uesaka, N., Hayano, Y., Yamada, A., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interplay+between+laminar+specificity+and+activity-dependent+mechanisms+of+thalamocortical+axon+branching.">Interplay between laminar specificity and activity-dependent mechanisms of thalamocortical axon branching.</a> J. Neurosci. 27 (19), 5215-5223 (2007).</li><li>Uesaka, N., Nishiwaki, M., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+cell+electroporation+method+for+axon+tracing+in+cultured+slices.">Single cell electroporation method for axon tracing in cultured slices.</a> Dev. Growth Differ. 50 (6), 475-477 (2008).</li><li>Matsumoto, N., Hoshiko, M., Sugo, N., Fukazawa, Y., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapse-dependent+and+independent+mechanisms+of+thalamocortical+axon+branching+are+regulated+by+neuronal+activity.">Synapse-dependent and independent mechanisms of thalamocortical axon branching are regulated by neuronal activity.</a> Dev Neurobiol. 76 (3), 323-336 (2016).</li><li>Matsumoto, N., Sasaki, K., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+Method+for+Mammalian+CNS+Neurons+in+Organotypic+Slice+Cultures.">Electroporation Method for Mammalian CNS Neurons in Organotypic Slice Cultures.</a> Electroporation Methods in Neuroscience. , 159-168 (2015).</li><li>Molnar, Z., Blakemore, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+regional+specificity+for+connections+formed+between+thalamus+and+cortex+in+coculture.">Lack of regional specificity for connections formed between thalamus and cortex in coculture.</a> Nature. 351 (6326), 475-477 (1991).</li><li>Bolz, J., Novak, N., Staiger, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+specific+afferent+connections+in+organotypic+slice+cultures+from+rat+visual+cortex+cocultured+with+lateral+geniculate+nucleus.">Formation of specific afferent connections in organotypic slice cultures from rat visual cortex cocultured with lateral geniculate nucleus.</a> J. Neurosci. 12 (8), 3054-3070 (1992).</li><li>Yamamoto, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitory+mechanism+by+polysialic+acid+for+lamina-specific+branch+formation+of+thalamocortical+axons.">Inhibitory mechanism by polysialic acid for lamina-specific branch formation of thalamocortical axons.</a> J. Neurosci. 20 (24), 9145-9151 (2000).</li><li>Yamamoto, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+factors+regulating+lamina-specific+growth+of+thalamocortical+axons.">Characterization of factors regulating lamina-specific growth of thalamocortical axons.</a> J Neurobiol. 42 (1), 56-68 (2000).</li><li>Ohnami, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+RhoA+in+activity-dependent+cortical+axon+branching.">Role of RhoA in activity-dependent cortical axon branching.</a> J. Neurosci. 28 (37), 9117-9121 (2008).</li><li>Yamada, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+pre-+and+postsynaptic+activity+in+thalamocortical+axon+branching.">Role of pre- and postsynaptic activity in thalamocortical axon branching.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (16), 7562-7567 (2010).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

現在のプロトコルはまた TC 投影11以外の軸索の成長の発達的側面を研究する強力なツールです。例えば、皮質スライス培養とエレクトロポレーション技術の組み合わせは、皮質ニューロンと長期観測9,18の個々 の軸索形態を視覚化することができます。
現在のプロトコルを使用しては、蛍光タンパク質および興味の遺伝子の共発現による軸索分岐とシナプス形成における興味深い遺伝子の役割を分析できます。通常、以上蛍光蛋白発現細胞の 90% が co transfected 第 2 プラスミド プラスミド溶液のモル比が 1:218,19に調整されます。ただし、最適な比率は共トランスフェクション効果と異なる場合があります、ベクトルの間で発現レベルはさまざま。
現在のプロトコルは効率的タイムラプスの実験のため、いくつかの技術的な問題があります。日常用、共は、毎日顕微鏡ステージ上置かれました。毎日イメージング10によって真剣に影響を受ける軸索開発いませんでしたが、各観測は培養液と培地の pH の変化の蒸発を最小限に抑えるため 10 分以内完了必要があります。また、温度、湿度、顕微鏡ステージ12の文化の pH を維持するためにより良いででしょう。

哺乳類の脳 (TC) 視床皮質投射は、軸索ガイダンスとターゲットのメカニズムを検討する適切なシステムです。開発時に TC の感覚軸索は皮質骨板やフォーム枝や大脳皮質1,2の一次感覚野のシナプスで優先的に層 IV で育ちます。基本的な接続の確立後も環境の変化3,4によって軸索のアーバーおよびシナプス終末が改造されています。ただし、TC 軸索形態を動的に変更する方法がよくわかっていません。主な理由の 1 つは、単一細胞レベルでの構造変化を観察する適切な方法がないです。2 光子顕微鏡などの顕微鏡の最近の進歩は、生活皮質ニューロンの生体内での直接観測を許可している、全体的な TC の軌跡5,をキャプチャするためまだ技術的な限界があります。6。 したがって、体外TC 軸索のライブ イメージング法は、軸索分岐およびシナプス形成の構造解析のための強力なツールを提供します。
初めて私たちのグループは、透過膜7静的スライス培養法を設立しました。このメソッドを使用すると、ラット脳スライスされた感覚視床ブロックと遊走し、ラミナ特異 TC 接続されたこの脊髄共培養系7,8で締めくくっています。蛍光タンパク質を持つスパース ラベリングさらに TC の軸索の成長や枝の形成9,10,11を観察するができました。最近では、我々 は分岐の同時可視化手法を開発しているし、切片における個々 の TC の軸索のシナプス形成 cocultures12。TC 軸索およびシナプス前のサイトを同時に視覚化するには、下流と EGFP タグ シナプトフィジン (SYP EGFP) は切片培養電気穿孔法による視床のニューロンの数が少ないに cotransfected でした。現在のメソッドは TC 軸索の形態素解析を容易に、軸索分岐およびシナプス形成の因果関係を示すため使用できます長期観察できます。

<table style="border-collapse:collapse;width:344pt" width="459">
	<colgroup>
		<col style="width:113pt" width="151" />
		<col style="width:89pt" width="119" />
		<col style="width:84pt" width="112" />
		<col style="width:58pt" width="77" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">DMEM/F12</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">GIBCO</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">11320-033</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Hanks&#8217; balanced salt solution (HBSS)</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Nissui</td>
			<td class="xl21" style="width:84pt" width="112">5905</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Thermo Scientific</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">SH30396-03</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77">Hyclone</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Insulin</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Sigma</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">I6634</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Progesterone</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Sigma</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">P8783</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Hydrocortisone</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Sigma&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">H0888</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Sodium selenite</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Wako Pure 
			Chemical Industries</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">192-10843</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Transferrin&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Sigma</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">T1147</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Putrescine&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Sigma</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">P5780</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Glucose</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Wako 
			Pure Chemical Industries</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">16806-25</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">35 mm petri dishes</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Falcon</td>
			<td class="xl21" style="width:84pt" width="112">351008</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Millicell-CM insert</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Millipore</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">PICMORG50</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">100 mm petri dishes</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">BIO-BIK</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">I-90-20</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77">petri dish sterrile</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">HiPure Plasmid Maxiprep Kit</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Invitrogen</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">K210006</td>
			<td class="xl23" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="59" style="height:44.25pt">
			<td class="xl20" height="59" style="width:113pt;height:44.25pt" width="151">Disposable sterile plastic pipettes</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119"></td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">202-IS</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77">transfer pipets sterile</td>
		</tr>
		<tr height="54" style="height:40.5pt">
			<td class="xl20" height="54" style="width:113pt;height:40.5pt" width="151">Glass capillary: OD 1.2 mm</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Narishige</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">&#160;G-1.2</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77">inner diameter, 1.2 mm</td>
		</tr>
		<tr height="53" style="height:39.75pt">
			<td class="xl20" height="53" style="width:113pt;height:39.75pt" width="151">Silver wire: 0.2 and 1 mm&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Nilaco</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">AG-401265 (diameter, 0.2 mm), AG-401485 (diameter, 1.0 mm)</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">1 mL syringe</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Terumo</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">SS-01T</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Stimulator&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">A.M.P.I</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">Master 8</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Biphasic isolator&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">BAK ELECTRONICS</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">BSI-2</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Amplifier&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">A-M Systems</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">Model 1800</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Oscilloscope</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Hitachi</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">VC-6723</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Manipulator</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Narishige</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">SM-15</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Micromanipulator</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Narishige</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">MO-10</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Stereomicroscope&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Olympus</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">SZ40</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Universal stand&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Olympus</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">SZ-STU2</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Light illumination system&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Olympus</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">LG-PS2, LG-DI, HLL301</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Electrode puller&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Narishige</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">PC-10</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Confocal microscope</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Nikon</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">Digital eclipse C1 laser</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">x20 objective</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Nikon</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">ELWD 20x/0.45</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Culture chamber</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Tokai Hit</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">UK A16-U</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Sprague-Dawley (SD) rat</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Japan SLC and Nihon-Dobutsu</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112"></td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:113pt;height:30.0pt" width="151">Microsurgery scissors</td>
			<td class="xl20" style="width:89pt" width="119">Natsume&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:84pt" width="112">MB-54-1</td>
			<td class="xl20" style="width:58pt" width="77"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualization of thalamocortical axon branching and synapse formation in organotypic cocultures

軸索分岐とシナプスの形成は、精密な神経回路を確立するための重要なプロセスです。開発中には、感覚視床皮質 (TC) 軸索は大脳皮質の特定のレイヤーで枝とシナプスを形成します。にもかかわらず、軸索分岐とシナプス形成間明白な相関、因果関係はよくわかっていません。この問題に対処するため、我々 は最近脊髄共培養系における軸索 TC 個々 の分岐とシナプス形成の同時イメージング法を開発しました。
このプロトコルでは、切片培養とエレクトロポレーションの組み合わせから成っている方法について説明します。層構成などの特徴的な構造を維持する軸索のプロセスの遺伝子操作と観測の視床と大脳皮質脊髄共培養系を促進します。エンコードした DsRed と EGFP タグ シナプトフィジン (SYP EGFP) 2 つの明瞭なプラスミドはエレクトロポレーション法による視床のニューロンの数が少ないに cotransfected だったこのメソッドでは、個々 の軸索組織の TC ニューロンとシナプス前サイトを同時に可視化することができました。メソッドには、軸索分岐およびシナプス形成の因果関係を明らかにした長期的な観測も有効になります。

ここで TC 軸索分岐とシナプス形成との関係を明らかにすることを目的に記載されているの実験。同時に脊髄共培養系における少数の視床細胞やシナプス前のサイトは、単一の場所軸索の軌跡を視覚化するには、SYP EGFP とした DsRed エレクトロポレーションを使用して 2 つのプラスミドを導入させた。文化の第 2 週の間に軸索 TC 個別に区別はっきりした DsRed (図 3) でラベル付けされました。展示した DsRed、SYP EGFP 軸索のみ観察しました。ラベル付きの TC 軸索皮質のスライスを侵略し、切片における視床軸索 cocultures生体内で7,が見つかりましたフォーム枝流の特異性に似ているとことを示す上部の層は、主に枝を形成8,10,14,15,16,17。同時にした DsRed ラベル TC 軸索 (図 3D 3 f) に沿って SYP EGFP (SYP EGFP 涙点) の点状の集計を観察できます。それは可能性が SYP EGFP 涙点ほとんどシナプス前を表すことであるこれら SYP EGFP 涙点頃視床細胞のシナプス マーカーである VGLUT2 と PSD95 は、一般的なシナプス マーカーが陽性信号をコードして, 主TC 軸索12サイト。
さらにその軸索分岐を示した TC 軸索のタイムラプス イメージングと視床のニューロンのシナプス形成された継続的な追加と除去 (図 4)12。さらに、ほとんどの支店が (詳細についてを参照してください12) 支部結成をシナプス前サイトにトリガーを示す、SYP EGFP 涙点から出現する見つかりました。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56553/56553fig1.jpg"> 図 1.視床と大脳皮質の切片の共培養系の準備のためのプロシージャです。(A) 新生仔ラット脳の上面。最初のカットは、(1) 正中線と平行に行われます。その後、300 - 500 μ m 厚のコロナ セクションは一次視覚と体性感覚野 (2) からカットされます。最後に、(3) の皮質のスライスを取得するカット傍矢状洞を作る。(B) A 視床と大脳皮質の切片培養の模式図。生後 2 日目のラット脳スライスと胚 15 日目から視床のブロックは、メンブラン フィルターの遊走が。<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56553/56553fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56553/56553fig2.jpg"> 図 2.エレクトロポレーション用電気計測器の模式図。刺激、アイソレータ、電極ピペットを直列に接続します。負荷電 DNA を提供するため、電極のピペットはアイソレータの負の端子に接続されます。エレクトロポレーションの電流をオシロ スコープで監視できます。TH: 視床。<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56553/56553fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56553/56553fig3.jpg"> 図 3.培養 2 週間後共に視床皮質軸索。(A-F)(TC) 視床皮質軸索における共した DsRed と SYP EGFP の発現した DsRed プラス SYP EGFP プラスミド視床細胞 1 日体外(DIV) を使用してエレクトロポレーションで導入されました。(A) 12 部(B) A した DsRed ラベル視床細胞後視床と大脳皮質のスライス切片培養は皮質のスライスに軸索を拡張し、上層の枝を形作る。(C) (A)でボックス化された領域の拡大画像。(D-F)表示した DsRed ラベル TC 軸索(D) 、SYP EGFP 涙点(E) (C)の箱入りの地域。SYP EGFP のディスクリート蓄積は単一 TC 軸索に沿って観察されました。Th: 視床。スケール バー: (B) (C) 1 mm 100 μ m、および(F) 20 μ m.<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56553/56553fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56553/56553fig4v2.jpg"> 図 4.切片培養で SYP EGFP とした DsRed を表現する視床皮質軸索のタイムラプス イメージングします。した DsRed プラス SYP EGFP プラスミドは、電気穿孔法を用いた 1 DIV で視床細胞に導入されました。この軸索を毎日イメージしました 4 日間 (14 DIV に 11 部)。スケール バー: 50 μ m.<a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56553/56553fig4v2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Visualization of Thalamocortical Axon Branching and Synapse Formation in Organotypic Cocultures

このプロトコルでは、視床皮質軸索分岐およびシナプス形成の脊髄共培養系における視床と大脳皮質の同時イメージング法について説明します。個々 の視床皮質軸索とその神経終末は、下流と GFP タグ シナプトフィジン単細胞エレクトロポレーション法による可視化します。

視床皮質軸索分岐とシナプスの可視化脊髄共培養系における形成

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) ...

visualization-thalamocortical-axon-branching-synapse-formation

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

6.4K ビュー.  Kanazawa University. このプロトコルでは、視床皮質軸索分岐およびシナプス形成の脊髄共培養系における視床と大脳皮質の同時イメージング法について説明します。個々 の視床皮質軸索とその神経終末は、下流と GFP タグ シナプトフィジン単細胞エレクトロポレーション法による可視化します。

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Automated Interactive Video Playback for Studies of Animal Communication

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, parameter-based computer animation offers the opportunity to independently manipulate any number of behavioral, morphological, or spectral characteristics in the context of realistic, moving images of animals on screen. A major limitation of conventional playback, however, is that the visual stimulus lacks the ability to interact with the live animal. Borrowing from video-game technology, we have created an automated, interactive system for video playback that controls animations in response to real-time signals from a video tracking system. We demonstrated this method by conducting mate-choice trials on female swordtail fish, Xiphophorus birchmanni. Females were given a simultaneous choice between a courting male conspecific and a courting male heterospecific (X. malinche) on opposite sides of an aquarium. The virtual male stimulus was programmed to track the horizontal position of the female, as courting males do in the wild. Mate-choice trials on wild-caught X. birchmanni females were used to validate the prototype's ability to effectively generate a realistic visual stimulus.

Video playback is a widely used technique in animal behavior. We created and evaluated a program that applies rules-based, interactive playback of 3-D computer animations in response to real-time, automated data on subject behavior.

アニマルコミュニケーションの研究のための自動化されたインタラクティブなビデオ再生

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, ...

神経科学

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

器官型海馬スライスにおけるペア全細胞記録

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA (&#947;-aminobutyric acid) is the predominant inhibitory neurotransmitter in the brain. It is released from the presynaptic terminals of inhibitory neurons within highly specialized intercellular junctions known as synapses, where it binds to GABAA receptors (GABAARs) present at the plasma membrane of the synapse-receiving, postsynaptic neurons. Activation of these GABA-gated ion channels leads to influx of chloride resulting in postsynaptic potential changes that decrease the probability that these neurons will generate action potentials. 
During development, diverse types of inhibitory neurons with distinct morphological, electrophysiological and neurochemical characteristics have the ability to recognize their target neurons and form synapses which incorporate specific GABAARs subtypes. This principle of selective innervation of neuronal targets raises the question as to how the appropriate synaptic partners identify each other. 
To elucidate the underlying molecular mechanisms, a novel in vitro co-culture model system was established, in which medium spiny GABAergic neurons, a highly homogenous population of neurons isolated from the embryonic striatum, were cultured with stably transfected HEK293 cell lines that express different GABAAR subtypes. Synapses form rapidly, efficiently and selectively in this system, and are easily accessible for quantification. Our results indicate that various GABAAR subtypes differ in their ability to promote synapse formation, suggesting that this reduced in vitro model system can be used to reproduce, at least in part, the in vivo conditions required for the recognition of the appropriate synaptic partners and formation of specific synapses. Here the protocols for culturing the medium spiny neurons and generating HEK293 cells lines expressing GABAARs are first described, followed by detailed instructions on how to combine these two cell types in co-culture and analyze the formation of synaptic contacts.

Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

The molecular mechanisms that co-ordinate the formation of inhibitory GABAergic synapses during ontogeny are largely unknown. To study these processes,we have developed a co-culture model system which incorporates embryonic medium spiny GABAergic neurons cultured together with stably transfected human embryonic kidney 293 (HEK293) cells expressing functional GABAA receptors.

共培養モデルの組み込みGABA作動性中型有棘ニューロンおよびHEK293細胞における抑制性シナプスの形成を安定的にGABAを表現<sub&gt; A</sub&gt;受容体

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA ...

Whole-mount Imaging of Mouse Embryo Sensory Axon Projections

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we describe a method to label in situ a subset of dorsal root ganglion (DRG) axon projections to assess their phenotypic characteristics using several genetically manipulated mouse lines. The TrkA-positive neurons are nociceptor neurons, dedicated to the transmission of pain signals. We utilize a TrkAtaulacZ mouse line to label the trajectories of all TrkA-positive peripheral axons in the intact mouse embryo. We further breed the TrkAtaulacZ line onto a Bax null background, which essentially abolishes neuronal apoptosis, in order to assess growth-related questions independently of possible effects of genetic manipulations on neuronal survival. Subsequently, genetically modified mice of interest are bred with the TrkAtaulacZ/Bax null line and are then ready for study using the techniques described herein. This presentation includes detailed information on mouse breeding plans, genotyping at the time of dissection, tissue preparation, staining and clearing to allow for visualization of full-length axonal trajectories in whole-mount preparation.

We present here an optimized protocol to genotype, stain and prepare fetal mice for the imaging of peripheral nociceptor axon projections in the whole animal, as an effective method to assess sensory axon growth phenotypes in developing genetically engineered mice.

マウスの胚感覚軸索投影のホールマウントイメージング

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we ...

Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular guidance cues like netrin-1 and results in dramatic increases to the surface area of the axonal plasma membrane. Netrin-1-dependent axon branching likely involves temporal and spatial control of plasma membrane expansion, the components of which are supplied through exocytic vesicle fusion. These fusion events are preceded by formation of SNARE complexes, comprising a v-SNARE, such as VAMP2 (vesicle-associated membrane protein 2), and plasma membrane t-SNAREs, syntaxin-1 and SNAP25 (synaptosomal-associated protein 25). Detailed herein isa multi-pronged approach used to examine the role of SNARE mediated exocytosis in axon branching. The strength of the combined approach is data acquisition at a range of spatial and temporal resolutions, spanning from the dynamics of single vesicle fusion events in individual neurons to SNARE complex formation and axon branching in populations of cultured neurons. This protocol takes advantage of established biochemical approaches to assay levels of endogenous SNARE complexes and Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy of cortical neurons expressing VAMP2 tagged with a pH-sensitive GFP (VAMP2-pHlourin) to identify netrin-1 dependent changes in exocytic activity in individual neurons. To elucidate the timing of netrin-1-dependent branching, time-lapse differential interference contrast (DIC) microscopy of single neurons over the order of hours is utilized. Fixed cell immunofluorescence paired with botulinum neurotoxins that cleave SNARE machinery and block exocytosis demonstrates that netrin-1 dependent axon branching requires SNARE-mediated exocytic activity.

Light microscopy techniques coupled with biochemical assays elucidate the involvement of SNARE-mediated exocytosis in netrin-dependent axon branching. This combination of techniques permits identification of molecular mechanisms controlling axon branching and cell shape change.

軸索分岐と神経形態形成中に形質膜配信の役割を定義するために組み合わせる方法論を活用

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

嗅覚神経軸索分子識別コードの視覚化のための嗅球の四重免疫染色

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Improving the Application of High Molecular Weight Biotinylated Dextran Amine for Thalamocortical Projection Tracing in the Rat

High molecular weight biotinylated dextran amine (BDA) has been used as a highly sensitive neuroanatomical tracer for many decades. Since the quality of its labeling was affected by various factors, here, we provide a refined protocol for the application of high molecular weight BDA for studying optimal neural labeling in the central nervous system. After stereotactic injection of BDA into the ventral posteromedial nucleus (VPM) of the thalamus in the rat through a delicate glass pipette, BDA was stained with fluorescent streptavidin-Alexa (AF) 594 and counterstained with fluorescent Nissl stain AF500/525. On the background of green Nissl staining, the red BDA labeling, including neuronal cell bodies and axonal terminals, was more distinctly demonstrated in the somatosensory cortex. Furthermore, double fluorescent staining for BDA and the calcium-binding protein parvalbumin (PV) was carried out to observe the correlation of BDA labeling and PV-positive interneurons in the cortical target, providing the opportunity to study the local neural circuits and their chemical characteristics. Thus, this refined method is not only suitable for visualizing high quality neural labeling with the high molecular weight BDA through reciprocal neural pathways between the thalamus and cerebral cortex, but also will permit the simultaneous demonstration of other neural markers with fluorescent histochemistry or immunochemistry.

Here, we present a refined protocol to effectively reveal biotinylated dextran amine (BDA) labeling with a fluorescent staining method through a reciprocal neural pathway. It is suitable for analyzing the fine structure of BDA labeling and distinguishing it from other neural elements under a confocal laser scanning microscope.

トレースのラットにおける視床皮質投射のビオチン標識デキストランの高分子量アミンの運用の改善

High molecular weight biotinylated dextran amine (BDA) has been used as a highly sensitive neuroanatomical tracer for many decades. Since the quality of ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is tightly regulated during development and neuronal maturation. Importantly, deficits in synapse number can lead to cognitive dysfunction. Therefore, the evaluation of synapse number is an integral part of neurobiology. However, as synapses are small and highly compact in the intact brain, the assessment of absolute number is challenging. This protocol describes a method to easily identify and evaluate synapses in hippocampal rodent slices using immunofluorescence microscopy. It includes a three-step procedure to evaluate synapses in high-quality confocal microscopy images by analyzing the co-localization of pre- and postsynaptic proteins in hippocampal slices. It also explains how the analysis is performed and gives representative examples from both excitatory and inhibitory synapses. This protocol provides a solid foundation for the analysis of synapses and can be applied to any research investigating the structure and function of the brain.

A protocol for accurately identifying and analyzing synapses in hippocampal slices using immunofluorescence is outlined in this article.

海馬の齧歯動物の脳スライスにおけるシナプス密度の評価

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

Visualization and Live Imaging of Oligodendrocyte Organelles in Organotypic Brain Slices Using Adeno-associated Virus and Confocal Microscopy

Neurons rely on the electric insulation and trophic support of myelinating oligodendrocytes. Despite the importance of oligodendrocytes, the advanced tools currently used to study neurons, have only partly been taken on by oligodendrocyte researchers. Cell type-specific staining by viral transduction is a useful approach to study live organelle dynamics. This paper describes a protocol for visualizing oligodendrocyte mitochondria in organotypic brain slices by transduction with adeno-associated virus (AAV) carrying genes for mitochondrial targeted fluorescent proteins under the transcriptional control of the myelin basic protein promoter. It includes the protocol for making organotypic coronal mouse brain slices. A procedure for time-lapse imaging of mitochondria then follows. These methods can be transferred to other organelles and may be particularly useful for studying organelles in the myelin sheath. Finally, we describe a readily available technique for visualization of unstained myelin in living slices by Confocal Reflectance microscopy (CoRe). CoRe requires no extra equipment and can be useful to identify the myelin sheath during live imaging.

Myelinating oligodendrocytes promote rapid action potential propagation and neuronal survival. Described here is a protocol for oligodendrocyte-specific expression of fluorescent proteins in organotypic brain slices with subsequent time-lapse imaging. Further, a simple procedure for visualizing unstained myelin is presented.

可視化とアデノ随伴ウイルスと共焦点顕微鏡を用いた脊髄脳スライスにおけるオリゴデンドロ サイト オルガネラのライブ イメージング

Neurons rely on the electric insulation and trophic support of myelinating oligodendrocytes. Despite the importance of oligodendrocytes, the advanced ...