著者はDick Campbell博士（UC Irvine）に、神経を含まない動物の生成と維持のための元のプロトコール、注射器と注射針技術の適応に関するRui Wang、Danielle HagstromとDr. Rob Steele （UC Irvine）のコメントを寄稿した。この研究は、RCSAおよびNSFグラントCMMI-1463572によって支持された。

1.ダブルコルヒチン治療<ol><li> Hydra培地で0.4％のコルヒチン（重量/容量）溶液を3、4、17にする。 注意：コルヒチンは急性毒性であり、飲み込むと致死的であり、遺伝的欠陥を引き起こし、眼に損傷を引き起こす可能性がある。ヒュームフードで粉体を取り扱い、完全な個人用保護具（PPE）を着用してください。 </li><li>ペトリ皿中のコルヒチン溶液1mLあたり5Hydraの割合で0.4％コルヒチン中で24時間飢えさせたヒドラ鼓律器 （AEP株）を暗所で室温で8時間インキュベートする。 注： Hydra / mLコルヒチンは、 Hydraで皿を過密にするのを避けるためにどれだけの溶液を使用するかを決定するためのガイドラインです。その後の洗浄と溶液の変更には、同じ容量の溶液を使用します。 </li><li>コルヒチン溶液を取り出して交換するコルヒチンを含まない清潔なハイドラ培地で培養した。 Hydra培地で50μg/ mLのリファンピシンに移す前に、清浄なHydra培地にガラスパスツールピペットでシリアルトランスファーで5回洗浄します。 18℃のインキュベーターにHydraを保管してください。 注：ジメチルスルホキシド（DMSO）中、1〜2週間の治療に十分な1,000xリファンピシン（50mg / mL）を4℃で保存することができます。正確な量は、毎日使用される溶液の総容量によって決定することができる。例えば、1日2回交換する必要がある溶液10mLを含む2つの皿がある場合、1日に合計40mLの溶液が使用され、これは1日当たり1,000Xストック40μLまたは1日560μL 2週間の期間にわたって。次いで、ストックを使用時にHydra培地で1：1000に希釈する。 注意： DMSOは可燃性液体であり、容易に皮膚に浸透し、他の溶存化学物質を体内に吸収させます。ハンドヒュームフード内の溶剤を完全にPPEを着用してください。注目すべきことに、DMSOは4℃で凍結する</li><li> ヒドラが細胞を培地に押し出すのを止めるまで、リファンピシン含有Hydra培地を1日2回交換する。これは、一般に1週間の治療後である。この時点で、培地は1日1回交換することができます。治療後の日には、 ヒドラは触手を完全に失います。 Hydraを互いに接触させないようにしてください。それらが一緒に融合して、奇妙な形のHydraを生じる可能性があります （ 図 2A ）。 <ol><li>接触を防ぐために、円運動でディッシュを旋回させないでください。代わりに、 ハイドラがばらばらに広がるまで、垂直方向および水平方向に皿を静かに攪拌する。 18℃インキュベーターにHydraを置いたときにディッシュを点検し、必要に応じて調整する。 注意：メディアが2回交換された日は、メディアを交換してください朝は1回、午後/夕方はもう一度。 </li></ol></li><li>触手が形成され始めると、1週間に3〜4回、 ハイドラを強制給餌して、バフィングを開始します（セクション2と3を参照）。コルヒチン治療の約8〜9日後、 ハイドラは触手を元に戻します。 注意：触手の再成長は個人によって異なります。触手の成長の徴候を示す前に8〜9日以上かかることがあります。触角を再成長させない動物や奇妙な形をした動物（ 図 2B ）は、摂食するには小さすぎる動物や動物を取り除くべきです。これらのヒドラは、おそらく2回目の治療で生き残ることはできません。 ハイドラはまた芽を出すかもしれません。しかし、芽のいくつかは依然として間質細胞を有し、自分で食べることができる。 <ol><li>援助なしで食べることができ、親動物から切り離すことができる芽を取り除く。これらの動物を特定するには、生きたアルテミアを動物が自分でアルテミアを捕まえて食べるかどうか観察すること。 1または2のHydraは、自分で食べることもできます。これらも捨てるべきです。 注意：神経を含まないハイドラは、特徴的な風船状の形態を持ち、正常よりも短くて薄い触手（ネマトサイトの喪失による）を有し、正常な見た目の動物と容易に区別することができます（ 図 1A、1B ）。 </li></ol></li><li>最初のコルヒチン処置の3週間後に、コルヒチン処置を繰り返す（ステップ1.1〜1.5）。第2のコルヒチン処置は、残りの間質細胞および神経細胞を除去するために必要である3 。 </li></ol> 2.強制給餌<ol><li> Artemiaの嚢胞を、底部が先細になる細長いガラス容器に加えます。 Artemia水（6.72M NaCl）で容器を満たしてください。エグゼクティブを避けるより高い孵化収率のために水1Lあたり1gの嚢胞を矯正する。 <ol><li>パラフィルムで容器の上部を覆い、Parafilmを通して10 mLの血清学的ピペットを容器に挿入する。水槽の空気ポンプにチューブを取り付け、チューブをピペットの周りに取り付けることによって、エアレーションを提供します。ピペットの先端が容器の底に達することを確認し、底に嚢胞が沈着していないことを確認する。 アルテミアは48時間後に孵化するでしょう。 注意： アルテミアを孵化させるにはさまざまな方法がありますが、それはまったく同様に機能します。 </li></ol></li><li> アルテミアの水からアルテミアの水をArtemiaネット（水族館の供給会社から入手可能）にひずませ、DI水で約20秒間洗ってから、 Hydra培地を入れた皿に入れてください。 アルテミアの水の塩分はヒドラにとって高すぎるので、 アルテミアは洗う必要があります。 </li><li>解剖顕微鏡の下で、細い鉗子のペアでそれらを軽く絞ることによってアルテミアを安楽死させる。これは鉗子に固執し、摂食を困難にするので、腸を追放するのに十分なほど強く絞らないでください。 ヒドラに供給する前にアルテミアを軽く絞ると消化プロセスが助長されます14 。迅速な摂食を促進するために、新鮮に殺されたアルテミアを皿の中のヒドラの近くに置きます。 注：その後のすべてのステップは、解剖顕微鏡下で行う。 </li><li>ペダンツでヒドラを保持するには、1対の鉗子を使用します。 ヒドラを与える過程の間、花柄を持ち続けます。第二の鉗子のペアを使用して、 ヒドラを収縮させるためにボディコラムを挟みます。 </li><li>鉗子の第2のペアの先端を一緒に保持しながら、hypostome（動物の口の端にドーム型構造）の中心でタップします。これにより、口が開くことがあります。私口はタップで開かず、鉗子をhypostomeの中心に挿入して口を穿刺し、ついで鉗子の先端の圧力をわずかに解放する。これは、穿刺によって作られた口の開口部を引き伸ばす必要があります。 注： ヒドラは口が開いたときに収縮して虚脱することがあります（ 図 2C ）。これが起こると、 ArtemiaはまだHydraに挿入されている可能性があります。そうすることが難しい場合は、次のヒドラに移動し、しばらくして元のヒドラに戻り、もう一度やり直してください。 ヒドラはその後の口の開口部の間にそれほど収縮しない傾向がある。 </li><li>素早く鉗子でアルテミアを拾い、 ハイドラの胃腔に挿入します。できるだけ多くのアルテミアを胃腔がいっぱいになるまで挿入し、 アルテミアはヒドラを傷つけずに挿入することはできません。事故内部のアルテミアを引き出すか、口が閉まるのを防ぐ。平均して、これは5〜6人のアルテミアですが 、12頭までが大きな動物に与えられています。 <ol><li>口が閉まり始めると、上記のように鉗子で再び開きます。しかし、動物の中に既にあるアルテミアは口が開かれたときに出てくるかもしれないので注意が必要です。 </li><li> ヒドラがアルテミア全体にとって小さすぎる場合は、メスを使用してアルテミアを切り、 ヒドラの小さな小片を食べる。 アルテミアがヒドラの内部にとどまっていない場合は、 アルテミアをヒドラの中に入れて口が閉まるまで、 アルテミアを押すことが必要な場合があります。 </li></ol></li><li> Hydra培地中の新鮮な50μg/ mLのリファンピシンを含むディッシュに、偶発的な絡みを避けるために、ガラスのパスツールピペットで摂食したヒドラを注意深く移す。 アルテミアが追放された場合移している間にヒドラをロムし、新しい料理の中に入れてください。 注： ヒドラはプラスチックに比べてガラスに付着しにくいことが判明しているので、ガラスピペットを使用してヒドラを移す。ピペットの長さは関係ありませんが、5インチのピペットを使用する方がやや簡単です。 </li></ol>バフィング<ol><li>摂食後8時間から20時間の間、消化された物質を除去するためにヒドラを爆発させる。 </li><li>先端が平らになるまで、P320または類似のグリットサンドペーパーを用いて30Gの皮下注射針の先端を砂で落とす。 注： 27Gの皮下注射針も使えますが、より高いゲージのより小さな先端が好ましいです。 </li><li>ニードルを使い捨ての1 mLプラスチックシリンジに取り付け、シリンジにHydra培地で新鮮な50μg/ mLリファンピシンを充填する。 注： 1つのヒドラをバフィングするには、約0.05 mL〜0.1 mLの溶液が必要です。 1mLのsyriより大量のシリンジでは、溶液の力や体積を制御することがより困難であるため、好ましい。 </li><li>解剖顕微鏡の下で、 ハイドラの花柄を細かいポイントの鉗子で掴んで、針でhypostomeの中心をタップします。口が開いていない場合は、鉗子をhypostomeに挿入し、上記のように口を開けて摂食させます。 注：その後のすべてのステップは、解剖顕微鏡下で行う。 </li><li>すべての残骸が追放されるまで、50μg/ mLのリファンピシン溶液で胃腔全体を吹き飛ばすのを避けるために、シリンジを使用して、非常に静かに洗い流します。 ハイドラのサイズが許されない場合、ニードルは必ずしもハイドラに挿入する必要はありません。針は、口の開口部の近くに保持され、口の方に直接向けられてもよい。 </li><li>ガラスのパスツールピペットを使用して、新鮮な50の皿にハイドラを移し変えた81; g / mLのリファンピシンを含有する。 </li></ol> 4.免疫組織化学による品質管理注記：以下のプロトコルは、Shenk、M。A、 et al。 18 、Böttger、A 19 。すべての工程は、特に明記しない限り、室温（RT）で行う。インキュベーション工程にナテーターを使用することができ、染色品質を改善することができる。しかし、 ハイドラがお互いに絡み合ってしまった場合、すべてのステップは無しで実行することもできます。 <ol><li>ブロッキング溶液：10％ウシ胎仔血清（FBS）と1％DMSOを1×リン酸緩衝食塩水（PBS）で調製する。この溶液を使用するまで4℃で保存する（4.6および4.11ステップ）。溶液は1〜2日間保存することができます。 注：このプロトコルで使用されるすべてのソリューションは、適切な危険廃棄物として収集する必要があります。 </li><li> Hydra mの2％ウレタン200μLでHydraをリラックス1.7mLのマイクロ遠心チューブ中で1分間エッヂュームする。無神経、未処理、一次抗体なしで未処理、および二次抗体なしで未処理の4つの条件のそれぞれについて、チューブあたり5Hydraを使用する。 注： 1分を超えないでください。ウレタンで過ごす時間が長すぎると、動物の体調が悪くなるため、ここのタイミングは重要です。 </li><li>ウレタンを除去し、 HydraをHydra培地中の4％パラホルムアルデヒド（PFA）200μL中で15分間固定する。 </li><li>それぞれ10分間、1×PBSで3回サンプルを洗浄する。 注： PBSおよびPBSTxでのすべての洗浄は、500μLの溶液で行います。 </li><li> 500μLの0.5％Triton X-100をPBSで15分間浸透させる。 </li><li> 0.5％Triton X-100を除去し、500μLのブロッキング溶液を加える。サンプルを少なくとも1時間ブロックする。 </li><li>ブロッキング溶液中で抗チロシン - チューブリン抗体1：200を希釈する。 注：この濃度はde実験的に終了した。コントロールの信号が弱すぎると分かった場合は、濃度を上げる必要があります。非特異的結合がある場合、濃度を低下させる必要があるかもしれない。抗体のプレインキュベーションはまた、非特異的結合を減少させるのに役立ち得る。 </li><li>サンプルからブロッキング溶液を除去し、200μLの一次抗体を神経を含まないHydra 、未処理のコントロール、および未処理のコントロールを二次抗体なしで添加する。一次抗体を含まない未処理対照については、抗体なしで200μLのブロッキング溶液のみを添加する。 </li><li>サンプルを4℃で一晩（&gt; 12時間）インキュベートする。 注：あるいは、室温で5〜6時間インキュベートする。 </li><li>一次抗体を除去し、1×PBS（PBSTx）中の0.3％Triton X-100で広範にサンプルを洗浄する。 注：少なくとも2〜3回再使用できるので、一次抗体を保存して4℃で保管してください 。 </li><li>ヤギ抗マウスhP二次抗体1：500のブロッキング溶液。 200μLを神経を含まないHydra 、未処理対照、未処理対照に添加してください。二次抗体を含まない未処理コントロールの場合は、抗体なしでブロッキング溶液を200μL添加するだけです。 注：あるいは、蛍光二次抗体を使用することができ、そのためには、ステップ4.13〜4.17は不要である。蛍光セカンダリを使用すると時間が節約され、通常は十分ですが、hPセカンダリでは感度が向上します。二次の濃度は実験的に決定した。コントロールの信号が弱すぎるとわかった場合は、濃度を上げる必要があります。非特異的結合がある場合、濃度を低下させる必要があるかもしれない。 </li><li>サンプルを4℃で一晩インキュベートする。 </li><li>二次抗体を除去し、PBSTxで広範囲にサンプルを洗浄する。 </li><li> 1×PBT：0.2％ウシ血清アルブミン（重量/容量）、および0.05％Tween20を1×PBSに調製する。 sを培養する1倍のPBT中で30分間麻薬を投与する。 </li><li> 1x PBTを除去し、1：1,000 NHS-フルオレセインおよび1：PBT中1：10,000 H 2 O 2中のサンプルを暗所で15分間インキュベートする。このステップから、蛍光シグナルが光にさらされるにつれて減少するので、サンプルを可能な限り暗所に保管してください。 注： NHS-フルオレセインは、King、RSおよびNewmark、PA 20による詳細なFISHプロトコルに従って調製した</li><li>素早くPBSTxで3回、次に30分間で2回洗浄する。 </li><li> PBSTxに4℃で一晩放置して洗浄を続ける。 </li><li> 1倍のPBSTxで数回洗浄してください。細胞核を可視化するために、4 &#39;、6-ジアミノジ-2-フェニルインドール、二塩酸塩（DAPI）を用いたDNAカウンターシングのための以下の任意のステップを実施する。さもなければ、サンプルは今イメージされるかもしれません。 </li><li> 5mg / mLのDAPIストックをPBSTx中で1：500の作用濃度に希釈し、各チューブに200μLを加える。インコ試料を30分間沸騰させる。 注意： DAPIは発癌物質として知られています。完全なPPEを着用してください。 </li><li>蛍光顕微鏡で画像化する前に、DAPIを除去し、PBSTxで2〜3回サンプルを洗浄する。 </li></ol>

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著者は何も開示することはない。

ハイドラ間質細胞は、二重コルヒチン処理により除去することができる3,4 。最初の治療の後の日には、個々のヒドラ間の接触を防ぎ、 ヒドラの断片が変形したヒドラに融合するのを避けることが不可欠です。また、第2のコルヒチン処置は、そのような動物から残りの間質細胞を排除するのに十分ではない可能性があるため、最初の処置の後に無力で食べることができる動物は取り除かなければならない。 2回目のコルヒチン治療後に神経を含まないヒドラの生存率を最大にするには、最初の治療から回復した後、できるだけ多くのアルテミアを与え、回復と成長のために1〜2日間給餌する。各コルヒチン処理は、細胞が排出されるにつれてヒドラのサイズが著しく減少するため、各処理の前にヒドラが大きいほど、bヒドラが摂食と維持が可能な大きさに回復する可能性があります。 各治療後のHydraの生存率が低いため、多くのHydraで開始することが望ましい場合があります。しかし、あまりにも多くのヒドラの治療を一度に開始する場合は注意が必要です。これにより、最初の治療に続く栄養補給は困難で非常に時間を要する。最初の治療後に十分に給餌された動物は、より大きなサイズに回復し、したがって、2回目の治療後により高い生存率を有する。したがって、より少ないものから始め、より良い給餌に焦点を当てる方が生産性が高いかもしれません。一般的に、50〜100匹の動物から始めて、1〜2人が管理できます。可能な限り最大のハイドラから始めることが最善です。これらは、2つの治療法でよりよく生き残るためです。 ここに記載されている神経細胞を欠いているハイドラを強制給餌する方法は、より安全で簡単で時間がかかる過去3、4、14で説明した方法よりも効率的です。商業的に入手可能な鉗子および注射器の使用は、手で引っ張られたマイクロピペットチップの必要性をなくし、これは時間がかかり、作成が困難である。これらの道具の使用はまた、口をピペットする必要性を回避する。鉗子を使用した強制給餌は、最初は困難な場合がありますが、十分な時間と練習があれば、非常に簡単で効率的になります。まず、力を供給し、通常のヒドラをつまんで練習して、ツールでどれくらいの力を加え、 ハイドラを操作するかを感じる必要があります。様々な鉗子および針サイズを試験して、力供給および挫傷のための最適なツールを見出した。 ここに記載されているような抗体染色の使用は、hypostomeにおける神経細胞の不在を検査するためにのみ適切である。すべての間質細胞が排除されたことを確実にするために、動物を浸軟させ、存在する細胞の種類を調べることができる15 。

Hydraの神経系は神経網で構成されており、両方の上皮組織層に関連したニューロンがある。神経ネットは、低体温では密度が高く、体節では密度が低い。神経細胞は、分泌細胞、線虫細胞、生殖細胞およびニューロンを生じる多能性幹細胞である間質幹細胞に由来する。分裂細胞を死滅させる植物由来の毒素であるコルヒチン3,4 で処理することにより、 ヒドラ・ブルガリス（Hydra vulgaris）の間質細胞を排除することが可能である。コルヒチンは他の生物の微小管重合を阻害することが判明していますが、これまでの研究では、治療全体を通して微小管がヒドラに存在し、コルヒチンがHydra 3でこのように作用しないことが示唆されています。もう一歩udyは、 Tetrahymena pyriformis、Zea mays、ChlamydomonasおよびSchizosaccharomyces pombeを含むいくつかの生物において、コルヒチンがチューブリンに効率的に結合しないことを示唆している。コルヒチン処置は、内胚葉上皮細胞による間質細胞の食作用を誘導し、したがって、神経細胞、腺細胞および線維細胞がない動物の作製を可能にする。間質細胞が特にコルヒチン処置の影響を受けやすい理由は不明である。 Campbellは、有糸分裂後の間質細胞と間質幹細胞系統が損傷し貪食されていることを考えると、コルヒチンは有糸分裂活性に直接影響しないと結論している3 。注目すべきは、コルヒチン治療はハイドラ・ブルガリ（Hydra vulgaris）において良好に機能するが、 ヒドラ・オリゴアクシス（Hydra oligactis） 6のような他の種においてもうまく機能しないことが示されている。 </コルヒチンおよびヒドロキシ尿素を用いた改変治療は、神経を含まないHydra viridis 7を産生するために使用することができる。したがって、神経を含まないヒドラ （「上皮性ヒドラ 」とも呼ばれることもある）は、組織ホメオスタシスおよび再生における間質細胞系列からのこれらの特殊な細胞型の役割を研究するための有用なツールである。 ヒドラは、神経系なしで暮らすことができる動物の唯一の既知の例であるかもしれない。神経を含まないヒドラは、 ヒドラの再生、恒常性、および行動を調節する際に神経網の役割を解剖するのに特に有用なモデルとして役立つ。例えば、移植を介して間質細胞を神経を含まないHydraに導入することにより、神経細胞の分化を特徴付けることができた。さらに、神経を含まないヒドラは再生することができるため、代わりの、神経系に依存しない再生経路の調査を可能にする。そのような例の1つは、野生型ヒドラの神経系におけるcnox-2機能に依存することが示されているが、神経を含まないヒドラには存在しないようであり、代替的な頭部再生プロセスが存在し得ることを示唆する先端神経形成および頭形成である10 。 神経を含まないヒドラはまた、神経新生11の喪失後に、上皮細胞の発現および神経原性および神経伝達遺伝子の調節を研究するために使用されている11 。神経を含まないヒドラは自発収縮バースト12を示さず、これらのバーストは神経系によって調節されることを示している。しかし、神経を含まないHydraは体の柱を鉗子で挟むことに応答して収縮し、機械的刺激に応答する収縮はカップリングスルーによって媒介されることを示唆しているghギャップジャンクションを介して結合するが、自然収縮挙動は神経細胞のギャップジャンクションを介して結合することによって媒介される13 。 神経を含まないヒドラは、食物や還元型グルタチオン3を与えられても口を開けません。これは、食物の存在を検出して口を開けるように感覚ニューロンが必要であることを示唆しています3 。加えて、神経網は、開口部から内部の静水圧を自律的に調節することができず、特徴的な風船状の外観を呈する（ 図1B ）ため、浸透圧を感知する役割を果たすと思われる。頻繁な手動収縮による神経を含まないヒドラにおける静水圧の調節は、低体温および身体の柱におけるいくつかの異常な形態の喪失につながった。しかし、慢性的なデフレは成長への干渉をもたらした養子縁組、発芽、および組織組織8 。 神経を持たないヒドラは自分で食べることはできませんが、手動で動物を強制的に餌を与えて飼育することで、実験室で無期限に維持することは可能です。以前の刊行物は、無給餌のHydraを強制的に給餌する方法を記載しているが、これらのプロトコールは、マイクロピペットチップを使用することを必要としており、これを適切なサイズに注意深く引っ張る必要があり、チュービング14によってピペットに接続されたマウスピースを使用する。ここでは、より単純で、より安全で、より時間効率的な、給餌および飼育の方法が記載されている。 さらに、以前の研究では、固定された動物を個々の細胞に解離させて神経細胞が存在しないかどうかを検査し、細胞の形態学を調べた3,4,15）。 Hアルファ - チューブリンのチロシン化カルボキシル末端に対するモノクローナル抗体による免疫組織化学を、hypostome 13,16におけるニューロンの枯渇を確認するための浸軟の補完的方法として用いた。これまでの研究では、この抗体13を用いて、花柄のニューロンも視覚化することができることが示されているが、これらのニューロンは、身体の欄のものと同様に、免疫組織化学は、hypostomeにおける神経細胞の不在を確認するのに十分であり、細胞型形態に関する専門知識を必要としないが、間質幹細胞およびこれらの細胞の他の誘導体の欠如をチェックするために使用することはできない。解離および細胞形態学の研究はより厳密であり、治療の各段階の後に残っている各細胞型の数を定量的に説明することができる。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="663">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:303px;">Colchicine</td>
			<td style="width:75px;">Acros Organics</td>
			<td style="width:119px;">227120010</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:75px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">301025</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">Brine Shrimp Eggs</td>
			<td style="width:75px;">Brine Shrimp Direct</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Can be purchased locally</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">Brine Shrimp Hatchery Dish</td>
			<td style="width:75px;">Brine Shrimp Direct</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">60 mm x 15 mm Petri Dish</td>
			<td style="width:75px;">Celltreat</td>
			<td style="width:119px;">229663</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">30 G x 3/4&#34; Hypodermic Needle</td>
			<td style="width:75px;">Covidien</td>
			<td style="width:119px;">1188830340</td>
			<td style="width:167px;">A 27G needle may also be used</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 x Fine-tip Tweezers</td>
			<td style="width:75px;">Dumont</td>
			<td style="width:119px;">0109-5-PO</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Rifampicin</td>
			<td style="width:75px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:119px;">557303</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Goat anti-mouse lgG, Pab (HRP Conjugate)</td>
			<td style="width:75px;">Enzo</td>
			<td style="width:119px;">ADI-SAB-100-J</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:75px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP9703-100</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scalpel</td>
			<td style="width:75px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">08-920A</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td style="width:75px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">10437028</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DAPI (4&#39;,6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride)</td>
			<td style="width:75px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">D1306</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PBS Tablets</td>
			<td style="width:75px;">MP Bio</td>
			<td style="width:119px;">2810305</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Monoclonal Anti-Tubulin, Tyrosine</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T9028</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D2650</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:303px;">Hydrogen Peroxide</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">216763</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P6148</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Triton X - 100</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T9284</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tween 20</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P1379</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:303px;">Urethane</td>
			<td style="width:75px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">U2500</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Air Pump</td>
			<td style="width:75px;">Tetra</td>
			<td style="width:119px;">77846-00</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Glass Pasteur Pipette</td>
			<td style="width:75px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">53283-916</td>
			<td style="width:167px;">Length of the pipet does not matter</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">15 ml Tube</td>
			<td style="width:75px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89039-670</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;">P320 Sandpaper</td>
			<td style="width:75px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">IBGABBV00397</td>
			<td style="width:167px;">Can be purchased at local home improvement store</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation and long-term maintenance of nerve-free hydra

Hydraの間質細胞系譜には、多分化能性幹細胞およびその誘導体（腺細胞、線虫細胞、生殖細胞および神経細胞）が含まれる。間質細胞は、分裂細胞を死滅させる植物由来の毒素であるコルヒチンを用いて2回連続して処理することにより排除することができ、間質幹細胞に由来する分化細胞の再生可能性を消去する。これは、神経細胞を欠いたヒドラの生成を可能にする。神経を含まないポリープは、浸透圧を供給し、排泄し、または調節するためにその口を開くことができない。しかし、そのような動物は、定期的に力を与えて餌をつけた場合、生存し、実験室で無期限に培養することができる。神経細胞の欠如は、動物の行動および再生を調節する際の神経系の役割の研究を可能にする。以前に公開された神経を含まないヒドラの維持のためのプロトコールは、手で引いたマイクロピペットを用いた口のピペット操作ヒドラを飼い 、清掃する。ここでは、神経を含まないヒドラの維持のための改善されたプロトコールが導入されている。細く絞った鉗子を使用して口を強制的に開け、新しく殺されたアルテミアを挿入する。強制給餌後、動物の体腔をシリンジおよび皮下注射針を用いて新鮮な培地でフラッシュして未消化物質を除去する（ここでは「バフィング」と呼ぶ）。鉗子とシリンジを使用して神経を含まないハイドラを強制送達するこの新しい方法は、手で引っ張ったマイクロピペットチップを用いた口のピペット操作の必要性を排除します。したがって、プロセスをより安全にし、大幅な時間効率化を実現します。下垂体内の神経細胞が確実に排除されるように、抗チロシン - チューブリンを用いた免疫組織化学を行う。

最初の8時間のコルヒチン処置の直後に、すべてのヒドラは生き残る。これらのHydraの一部は触手のスタブだけを残し（ 図3A ）、他の人は触手を完全になくします（ 図 3B ）。次の1〜2日間、触手はすべてのHydraが触手を紛失するまで収縮を続けます。治療から約1週間後、 Hydraは、触手のような小さなスタブ（ 図 3C ）で、触手の再成長の徴候を示します （ 図 3D ）。オリジナルのヒドラのうち、約50〜60％が最終的に治療後1〜2週間で触手を再生します。 それに続いて動物の回復は、最初の治療後のものと同様である。したがって、両方の治療に入った元の数の動物の約10％が回復し、実験に適したサイズに成長する（ 図 1B ）。これらのヒドラは、未処理の動物よりも薄く見える触手を有し、組織がより透明であり、浸透圧を緩和するために口を開けないために肥大して見える（ 図 1A 、1B）。飼育されていない動物は数週間生き残ることができますが、飼いならされていない動物はサイズが小さくなり、摂食が難しくなります。 第二の治療の後に回復するヒドラは無期限に維持することができる。これらの動物は芽を出すことができ、したがって個体群を維持し成長させることができる。さらに、集団は、これらの動物を切断して再生させることができます4 。 免疫組織化学は、第2のコルヒチン処置後のヒポストームにおけるニューロンの喪失を確認する。下垂体の高密度神経網は、抗チロシン - チューブリン抗体13,16を用いて視覚化することができ、口および明らかな細胞体から外側に放射状の異なる繊維を示す（ 図 4A ）。これらの繊維は、コルヒチンを用いた二重治療によって産生された神経を含まないヒドラには存在しない（ 図 4B ）。さらに、DAPIによる共染色は、コルヒチン処置の結果として間質細胞系統の細胞の損失のために、未処理対照と比較して、神経を含まないヒドラにおける細胞核の数の減少を明らかにする（ 図4A、4B ）。 <img alt="図1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56115/56115fig1.jpg" /> 図1 。無神経および未処理のヒドラの比較。 （A）未処理のヒドラ 。 （B） 2回目のコルヒチン治療の22日後の神経を含まないヒドラ 。神経のない動物の腫れた身体の柱と薄い触手に注意してください。スケールバーは500μmです。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56115/56115fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56115/56115fig2.jpg" /> 図2 変形したヒドラの例。 （A） 2つのヒドラ </em&gt;最初の治療の後に一緒に融合した。 （B）奇妙な形のヒドラ 。 （C）口を開けた後に収縮したヒドラ 。スケールバーは400μmです。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56115/56115fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56115/56115fig3.jpg" /> 図3 最初の8時間のコルヒチン治療後のヒドラの代表的な画像。 （A）治療の直後に隙間のある触手を持つハイドラ 。 （B）治療直後に触手を完全に失ったハイドラ 。 （C）治療の8日後に触手を再開し始めているヒドラ 。 （D）治療の13日後に触手を完全に回復させたハイドラ 。スケールバーは400μmです。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56115/56115fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56115/56115fig4.jpg" /> 図4 免疫組織化学によって、低位の神経細胞の損失を確認することができます。 （A） （i）抗チロシン - チューブリン抗体および（ii）DAPIで標識された、未処置のヒドラの盲点および（B）第2のコルヒチン処置の約2週間後の神経を含まないヒドラの腹部。 （iii）はオーバーレイを示す。 *は口の位置を示します。最大z投影は、スピンディスク共焦点蛍光zスタックから得られ、e500ms（GFP）および15ms（DAPI）の露出を有する。明るさとコントラストを調整して視認性を向上させました。スケールバーは20μmです。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56115/56115fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a>

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Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

コルヒチンによる二重治療により、分裂細胞を死滅させる植物由来の毒素である神経を含まないハイドラ尋常性疣贅が生成され得る。これらのヒドラは自分自身で食べることはできません。この論文では、研究室で神経フリーのヒドラ・ブルガリスの長期的な維持のための改善された方法について述べる。

神経フリーの生成と長期維持<em&gt;ヒドラ</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...

generation-and-long-term-maintenance-of-nerve-free-hydra

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

12.4K ビュー.  UC San Diego. コルヒチンによる二重治療により、分裂細胞を死滅させる植物由来の毒素である神経を含まないハイドラ尋常性疣贅が生成され得る。これらのヒドラは自分自身で食べることはできません。この論文では、研究室で神経フリーのヒドラ・ブルガリスの長期的な維持のための改善された方法について述べる。 

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C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

C. elegansの正ブタノンの学習、短期、および長期連想記憶アッセイ

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

神経科学

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps shape attention and also protects cells from over-stimulation. Adaptation within the olfactory circuit of C. elegans was first described by Colbert and Bargmann1,2. Here, the authors defined parameters of the olfactory adaptation paradigm, which they used to design a genetic screen to isolate mutants defective in their ability to adapt to volatile odors sensed by the Amphid Wing cells type C (AWC) sensory neurons. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor3 for 30 min they will adapt their responsiveness to the odor and will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~1 hr. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor for ~1 hr they will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~3 hr. These two phases of olfactory adaptation in C. elegans were described as short-term olfactory adaptation (induced after 30 min odor exposure), and long-term olfactory adaptation (induced after 60 min odor exposure). Later work from L'Etoile et al.,4 uncovered a Protein Kinase G (PKG) called EGL-4 that is required for both the short-term and long-term olfactory adaptation in AWC neurons. The EGL-4 protein contains a nuclear localization sequence that is necessary for long-term olfactory adaptation responses but dispensable for short-term olfactory adaptation responses in the AWC4. By tagging EGL-4 with a green fluorescent protein, it was possible to visualize the localization of EGL-4 in the AWC during prolonged odor exposure. Using this fully functional GFP-tagged EGL-4 (GFP::EGL-4) molecule we have been able to develop a molecular readout of long-term olfactory adaptation in the AWC5. Using this molecular readout of olfactory adaptation we have been able to perform both forward and reverse genetic screens to identify mutant animals that exhibit defective subcellular localization patterns of GFP::EGL-4 in the AWC6,7. Here we describe: 1) the construction of GFP::EGL-4 expressing animals; 2) the protocol for cultivation of animals for long-term odor-induced nuclear translocation assays; and 3) the scoring of the long-term odor-induced nuclear translocation event and recovery (re-sensitization) from the nuclear GFP::EGL-4 state.

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

Here we describe a molecular readout of long-term olfactory adaptation in Caenorhabditis elegans. The Protein Kinase G, EGL-4, is necessary for stable adaptation responses in the primary sensory neuron pair called AWC. During prolonged odor exposure EGL-4 translocates from the cytosol to nucleus of the AWC.

の長期嗅覚順応の分子読み出し<em&gt; Cエレガンス</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

Improved Preparation and Preservation of Hippocampal Mouse Slices for a Very Stable and Reproducible Recording of Long-term Potentiation

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory encoding. LTP elicited in the CA1 region of acute hippocampal slices has been extensively studied. However the molecular mechanisms underlying the maintenance phase of this phenomenon are still poorly understood. This could be partly due to the various experimental conditions used by different laboratories. Indeed, the maintenance phase of LTP is strongly dependent on external parameters like oxygenation, temperature and humidity. It is also dependent on internal parameters like orientation of the slicing plane and slice viability after dissection.
The optimization of all these parameters enables the induction of a very reproducible and very stable long-term potentiation. This methodology offers the possibility to further explore the molecular mechanisms involved in the stable increase in synaptic strength in hippocampal slices. It also highlights the importance of experimental conditions in in vitro investigation of neurophysiological phenomena.

This paper presents a complete methodology to prepare and preserve in vitro acute hippocampal slices from adult mice. This protocol allows the recording of very stable long-lasting long-term potentiation (LTP) for more than 8 hours with a success rate of 95%.

長期増強の非常に安定しており、再現性録音のための改良された準備と海馬マウススライスの保全

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory ...

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and social interactions can be best studied by observing unrestrained, freely behaving animals. Weakly electric fish (WEF) display readily observable exploratory and social behaviors by emitting electric organ discharge (EOD). Here, we describe three effective techniques to synchronously measure the EOD, body position, and posture of a free-swimming WEF for an extended period of time. First, we describe the construction of an experimental tank inside of an isolation chamber designed to block external sources of sensory stimuli such as light, sound, and vibration. The aquarium was partitioned to accommodate four test specimens, and automated gates remotely control the animals&#39; access to the central arena. Second, we describe a precise and reliable real-time EOD timing measurement method from freely swimming WEF. Signal distortions caused by the animal&#39;s body movements are corrected by spatial averaging and temporal processing stages. Third, we describe an underwater near-infrared imaging setup to observe unperturbed nocturnal animal behaviors. Infrared light pulses were used to synchronize the timing between the video and the physiological signal over a long recording duration. Our automated tracking software measures the animal&#39;s body position and posture reliably in an aquatic scene. In combination, these techniques enable long term observation of spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish in a reliable and precise manner. We believe our method can be similarly applied to the study of other aquatic animals by relating their physiological signals with exploratory or social behaviors.

We describe a set of techniques for studying spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish over an extended period of time, by synchronously measuring the animal&#39;s electric organ discharge timing, body position and posture both accurately and reliably in a specially designed aquarium tank inside a sensory isolation chamber.

自由水泳弱電気魚の長期的な行動の追跡

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

行動するミツバチの二つの神経の処理段階での同時長期レコーディング

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building the highly ordered, complex structure of the mammalian cochlea proceeds for around ten days. In order to study changes in gene expression over this period and their response to pharmaceutical or genetic manipulation, long-term imaging is necessary. Previously, live imaging has typically been limited by the viability of explanted tissue in a humidified chamber atop a standard microscope. Difficulty in maintaining optimal conditions for culture growth with regard to humidity and temperature has placed limits on the length of imaging experiments. A microscope integrated into a modified tissue culture incubator provides an excellent environment for long term-live imaging. In this method we demonstrate how to establish embryonic mouse cochlear explants and how to use an incubator microscope to conduct time lapse imaging using both bright field and fluorescent microscopy to examine the behavior of a typical embryonic day (E) 13 cochlear explant and Sox2, a marker of the prosensory cells of the cochlea, over 5 days.

Live imaging of the embryonic mammalian cochlea is challenging because the developmental processes at hand operate on a temporal gradient over ten days. Here we present a method for culturing and then imaging embryonic cochlear explant tissue taken from a fluorescent reporter mouse over five days.

マウス蝸牛外植片の長期的タイムラプスイメージング

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

胚性齧歯類の脳から単離、プライマリ脳ドーパミンニューロンの文化と長期メンテナンス

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

の長期カルシウムイメージングのためのアガロースマイクロチャンバー<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic hippocampal neurons can often grow successfully on glass coverslips at high density under serum-free conditions, but low density cultures typically require a supply of trophic factors by co-culturing them with a glia feeder layer, preparation of which can be time-consuming and laborious. In addition, the presence of glia may confound interpretation of results and preclude studies on neuron-specific mechanisms. Here, a simplified method is presented for ultra-low density (~2,000 neurons/cm2), long-term (&#62;3 months) primary hippocampal neuron culture that is under serum free conditions and without glia cell support. Low density neurons are grown on poly-D-lysine coated coverslips, and flipped on high density neurons grown in a 24-well plate. Instead of using paraffin dots to create a space between the two neuronal layers, the experimenters can simply etch the plastic bottom of the well, on which the high density neurons reside, to create a microspace conducive to low density neuron growth. The co-culture can be easily maintained for &#62;3 months without significant loss of low density neurons, thus facilitating the morphological and physiological study of these neurons. To illustrate this successful culture condition, data are provided to show profuse synapse formation in low density cells after prolonged culture. This co-culture system also facilitates the survival of sparse individual neurons grown in islands of poly-D-lysine substrates and thus the formation of autaptic connections.

Low density cultures of primary hippocampal neurons usually require glia feeder layer to supply neurotrophic factors and sustain longevity. We describe here a simplified method to culture ultra-low density neurons on glass coverslips in the presence of a high density neuronal feeder layer, which facilitates investigation of specific neuronal-autonomous mechanisms.

超低密度のために簡略化された方法、長期初代海馬ニューロンの文化

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic ...