NIHは、HL-10342でサポートされている。

1。手順の準備一つは、最初に以下のアイテムを入手し、準備する必要があります。 <ol><li> カニューレ。20〜35グラムのマウスの気管内挿管については、我々は長い1または1.5インチ、20ゲージの静脈カテーテル（BD Insylte、スパークス、MDまたはJelco Optiva、Carlsbad、CA）を使用しています。新しい滅菌カテーテルを各マウスに使用することができますが、カテーテルはまた一晩70％エタノールに浸漬することにより、滅菌後に再使用することができます。マウスの咽頭気管もどちらも滅菌手袋や楽器の使用を含め、適切な無菌の清浄度の手続きであるが、従わなければならない。 </li><li> 光ファイバーケーブルは、我 々は、エドモンド·オプティクスから0.5mmの≈70センチメートル光ケーブルを使用していますが、長さは重要ではありません。これは、カミソリで長さにケーブルを切断した後、エッジは比較的鋭い残されているので繊維は、その縁平滑化を持っていることを確認することが重要であり、それは気管壁を貫通するくらいの努力を取ることはありません。しかし、私はの端から約2cmファイバを保持してから、千グリットのエメリー紙（の映像と図1のデモンストレーションをご覧に触れるなど先端の縁に数秒間小さな円を作ることで、この縁を滑らかにするのは非常に簡単マクドナルドら 10）。もう一方の端はゴム栓に挿通されている。これは、最も簡単にまず針を引っ込める、ストッパーを介して、18ゲージの針を押し込み、針穴を通して光ファイバを挿入することによって達成される。ゴム栓は、150ワットのハロゲン光源（ 例えば 、NCL-150、ボルピ米国、またはその他の、光源、偶数未満150ワット）に接続されている。暑い光源に近いので位置する場合は通常のゴムやコルクが燃えるかもしれないので、シリコーンゴム（または他の耐熱性材料）で作られたストッパーを使用することを確認することが重要です。 </li></ol> 2。挿管を行う<ol><li> 図1と図2を参照してください。光ファイバケーブルtを挿入hroughシリコーンゴムチューブの短い曲（≈0.8ミリメートル内径x外径4ミリメートル、コール - パーマー、EW-96410から13）。まだ光ファイバケーブルを調整することを可能にしながら、かなりタイトなこのゴムチューブを接続します。カニューレのルアー終わりにぴったりのシリコンチューブを挿入するカニューレ内部の光ファイバ·ケーブルの位置を修正しています。それがカニューレ先端の前にカニューレ≈4ミリメートルを通って延びるように、ファイバーオプティックケーブルの位置を調整します。 </li><li>その上顎（ 図3）によって中断され、垂直支持に麻酔マウスを置きます。ほとんどの研究者は、自分自身が直面しているマウスの腹側で最高の可視化を見つける。非常に優しく舌を引き出し、親指と人差し指で押したままにします。中指は首とプラスチック支持体との間に配置されます。人差し指と親指で舌の上でトラクションが口を開こうと、挿管経路をまっすぐにするために使用され、ヘッドの角度は、首の後ろに中指で調整されている図3に示す。 </li><li>光源および導入として光ファイバケーブルを使用して、可視化声帯を通してそれをプッシュする。コー​​ドが表示されていない場合は、そっとサポートとして中指を使って舌の上で懸命に引っ張る。挿入されると、さらにカニューレ≈5ミリメートルを進める。その後、 カニューレを移動しないように非常に注意して、光ファイバケーブルを引き出す。マウスを横になってテープでカニューレを固定すると、 図4に示すようにプラスチシン（モデリングクレイ）の作品にカニューレハブをサポートしています。 </li><li>それはソロの操作ですので、ステップ3の手順を簡単に教えたりさえ、例証することはできません。しかし、舌と頭の後ろのサポートのトラクションの微妙な調整によりほぼこれを試した全ての人はすぐに声帯を視覚化するためにマウスを置くための正しい方法を見つける。 </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

執筆者はいずれも、開示する利益相反はありません。

ここで説明する手順では、いくつかの利点があります。最初の装置はシンプルで比較的安価である..装置の製作は、特別なツールや高価な設備を必要としません。カテーテルの使用はまた、光源が一つは紹介者が気管開口部に近​​づくにつれて、気管開口部の視力を失うことがないことを意味していることを紹介しています。 0.5ミリメートル導入器の使用はまた、大規模なカニューレの最初の挿入で発生する可能性のある外傷を最小にするのに役立ちます。我々はそれに類する光プローブは、商用ベンダー（トリー·サイエンティフィック、ボストン、マサチューセッツ州）から入手可能であることをここで注意。それらのデバイスは、バッテリ駆動の光源と光ファイバを使用しています。 本研究では、肺機能の繰り返し測定で手順をテストしたが、LPSの12の繰り返しの配信のために説明してきたような挿管は、同じように簡単に、肺内に化学物質や細胞を植え付けるために使用することができる。加えて、より原始的な挿管の手順と事前レポートには、個々のマウス2で繰り返さBALを行う能力を説明し、これははるかに単純に新しい挿管アプローチで達成されるでしょう。 実際には、ここで説明する方法は簡単に仲間や学生、挿管を試みたことがなかった技術者に教えられてきた。実際には、集合研修時に、学生の何人かはその後まだ試していなかった他の学生の何人かを教えることは十分に堪能になる。それは練習のために必要なマウスの数を最小限にし、検討を重ね、最小限のダメージを許可する必要がありますので、この方法は、このようにかなりの利点があります。 挿管をする際に、言及されるべきいくつかの実用的な問題があります。口の中の最初の開口部に舌の後退とともに、できるだけ穏やかにすることが重要です。保護されていない鉗子が使用されている場合、それは舌を傷つけることは容易であるが、これはLEAができマウスの死にd。第一挿管を行う方法を学ぶことに、最も重要なことは、気管開口部の可視化を可能にするために、ヘッドの角度を調整する際に、首の後ろに指を使用することである。舌の上で十分なトラクションと、正しく設定が完了したら、声帯を簡単に見ることができます。それは、通常、1回気管開口部が見られるので、それはファイバーケーブルおよび静脈カテーテルを挿入するのは比較的簡単ですが、ほとんどの時間を必要とし、この初期化ステップです。最初は、この可視化の問題がある場合には、研修生は、しばしば十分な力で舌を引っ張っていません。声帯が表示されるように、このプルを大きくすると、わずかに可視パスを整理します。 Hamacher、 らは 、顕微可視化4でユニークな挿管システムを述べる。頭と首の位置決め手段は、VIDから完全に明らかではありませんが、この挿管​​の彼らのオンラインビデオは、優れた、非常に有益であるEOと図。それらが記述するシステムは非常に効率的に動作するように思われるが、それは専用の顕微鏡を必要とします。私たちが記述したシステムと手順を使用して、声帯と気管開口部が肉眼で見ることができます。この方法で10の私達の元の説明では、挿管カニューレにコーンを追加する手順を説明した。このコーンは狭いマウス咽頭にウェッジとあまりにも深く挿入されるカニューレを防ぐことができます。我々は、それはおそらく、気道壁を貫通し、気管分岐部以降までカニューレを挿入するために非常に簡単ですので、このウェッジは、学生に手順を教えるのに有用であることを発見した。ウェッジを製作するための簡単​​な手順は、その紙に記載されています。しかし、一度誰かが十分によく手順を学習し、どこにカニューレを配置するには、この適応は不要になりました。 最後に、我々はほんの数株の若い成体マウスでは20グラムカニューレを使用してこの手順をテストしていることに注意する必要があります。このような状況で、我々は気管と声帯は正常な換気圧力にカニューレの周りは非常に良いシールを提供することができることが確認されました、 すなわち最小の空気漏れは、機械換気と肺の外にあります。内挿管上から図6に示す結果は、 3増加する空気ボーラス（0.5、0.75、1ミリリットル）が肺を膨らませるために使用されたC57BL / 6マウス、。これは、圧力リークは少なくとも15 CMH 2 Oの気道内圧を最小限に抑えよりもこの図から明らかな一つは異なる肺の解剖を有する株から実質年下またはそれ以上の年齢のマウス、またはマウスを使用している場合しかし、それは最小限の漏れがあることを確認するのが賢明だろう。存在する場合、プロシージャは異なるサイズのカニューレを使用する必要があります。 要約すると、挿管の手順ここで説明するには、使用して製作するのが安価で簡単であり、そしてそれは、ほとんどの研究者や研究室の技術者が素早く正常に学ぶことができるはず比較的少ない経験でマウスを挿管する。

1999年には、ブラウンらは、マウス肺1の挿管のための方法を説明する論文を発表した。このような技術は、縦断的研究2における個々のマウスにおける反復肺機能や気管支肺胞洗浄を行う際に、かなりのユーティリティを持っています。そのオリジナルの紙なので、マウス挿管3月9日に異なるアプローチを説明してきた他のいくつかの論文があった。これらの方法のすべてが正常に使用できますが、彼らは通常、かなりのトレーニングやコストを必要とします。そのような挿管の主な問題の一つは、挿管カニューレが近づくにつれて気管保留中の挿入に近づく、カニューレ自体が故に光、それが行く必要がどこの可視化を阻止することである。したがって、挿入が最も重要な時期にあるブラインドになります。本稿では、それによって、比較的少ないトレーニングで成功した挿管を確保するか、または、簡単かつ安価この可視化の問題を解消する方法を示し経験。

<table border="1"><tbody><tr><td> 材料 </td><td> 会社 </td><td> カタログ＃ </td><td> コメント </td></tr><tr><td>挿管カニューレ</td><td> BD Insylte、スパークス、MDまたはJelco Optiva、カールスバッド、カリフォルニア州</td><td></td><td> 1インチの長さの、20ゲージの静脈内（IV）カテーテル</td></tr><tr><td>光ファイバー·ケーブル</td><td>エドモンド·オプティクス、バーリントン、ニュージャージー州</td><td> ＃NT02-542 </td><td> 0.5mmの光ファイバー（通信グレードのプラスチック繊維）の約2フィートの長さ。気管内に挿入されたファイバ端の縁がやさしく≈2 CMエンドからファイバを保持した後、1000グリットエモリー紙に数秒間先端をドラッグしながら小さな円を作って丸めなければならない。 </td></tr><tr><td>光源</td><td>ボルピ</td><td> NCL-150 </td><td>私たちも、はるかに低いワット数150 Wのハロゲン光源は任意の同等な光源を使用していますが使用することができます。 </td></tr><tr><td>シリコーンゴム栓</td><td></td><td></td><td>第1位シリコーンゴム栓はこのデモで使用される光源に適合します。異なる光源は異なるサイズを必要とするかもしれません。 </td></tr><tr><td>小さいシリコーンゴムチューブ</td><td>コー​​ル - パーマー</td><td> EW-96410から13 </td><td>シリコーンゴムチューブの≈1.5センチメートルピース（0.8内径4ミリメートル外径） </td></tr><tr><td>アングルド支持スタンド</td><td></td><td></td><td>我々は、プレキシガラスからconstuctedされていますが、スレッドまたはワイヤーがほぼ垂直の角度でマウスを保持するために貼り付けることができるため、任意の材料を用いることができる。 </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

肺機能測定のためのマウスを挿管するための簡単​​な手順では、限られた数字や高価な動物との縦断的研究では、いくつかの利点を持っているでしょう。これは、より日常的に行われていないことを理由の一つは、それを達成するための方法を説明するいくつか発表された研究があるにもかかわらず、相対的に難しいということです。本稿では、挿管の全体の時間の間に気管を可視化することが、この挿管​​に関連する主要なハードルの一つを排除する手順を示しています。アプローチは、マウスの気管内に挿管カニューレを指示するイントロデューサとして機能0.5ミリメートルファイバーオプティックライトソースを使用します。我々は、それが少なくとも数週間の時間経過とともに、個々のマウスの肺メカニクスを測定するためにこのプロシージャを使用することが可能であることを示している。技術は、比較的少ない費用と専門知識を使用して設定することができ、それが日常的に比較的少しのトレーニングで達成することができる。これは、MAKべき日常的にこの挿管を行うために、任意の実験室のための可能な電子ば、それによって個々のマウスにおける縦断的研究、それによって必要とされるマウスの数を最小限にし、独自のコントロールとして、それぞれのマウスを使用して統計的検出力を増加させることを可能にする。

方法の評価として、我々は27.7の平均重量（±SEM）±0.40 gで4つの20週齢の雄BALB / cマウスを使用していました。彼らは肺抵抗が以前11に記載されているように 、システムを用いて測定した5週連続、について調査を行った。各マウスは、IP注射を介して生理食塩水にケタミン（100μg/ gでBW）およびキシラジン（15μg/ gで、BW）で麻酔しました。上記のように彼らはその後挿管した。カニューレが気管ではなく食道内にあるかどうか疑義がある場合、これは小さなデンタル·ミラーを使用して検証することができます。冷凍庫にミラーを保持し、カテーテルのルアー·ハブの前に場所を必要とするとき。カテーテルが気管内にある場合は、吐き出された息がミラーで見えるコンデンセートを形成することになる。 挿管後、我々は、マウスを2 Hzの速度と0.2ミリリットルの一回換気量で換気した換気装置と測定肺抵抗にマウスを接続し、呼吸抵抗<html>インダクタンスは、前述の11として吸気閉塞法により測定した。 図5は、4匹のマウスのそれぞれに5週間の測定値を示しています。再現性は、少なくとも週間間隔で、測定前のは効果がない、ことを示す、優れています。これは、より困難な、潜在的外傷手順2で、個々のBALB / cマウスにおける力学とBAL細胞プロファイルの以前に報告された週刊誌の評価と一致している。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig1.jpg" /> 図1。挿管に使用する項目を示す絵が。ファイバーケーブルは反対側の端の近くに縛らシリコーンゴムチューブの小片で、シリコーンゴム栓に挿入されて示されている。 図2に示すように、シリコーンゴム栓は、光源に接続されています。 <html> &quot;&gt; <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig2.jpg" /> 図2。挿管カニューレを介して挿入ファイバーオプティックケーブルのもう一方の端と光源に接続されたゴム栓を示す。シンプルなサポートは挿管中にマウスを保持するために立っている絵は、左に表示されます。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig3.jpg" /> 図3。マウスの位置を示す二つの視点は、挿管のために準備。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig4.jpg" /> 図4。この図は、換気のために準備ができて挿管され、マウスを示しています口の周りにテープが動いてからカニューレを保持するのに役立ちます。プラスチシンの小片（モデリング粘土）は、人工呼吸器に接続するためのカニューレハブを固定するのに便利な休息を提供します。 ontent &quot;のfo：キープtogether.withinページ=&quot; always &quot;を&gt; <img alt="図5" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50318/50318fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig5.jpg" /> 図5。 4匹のマウスのそれぞれからの肺抵抗（異なる色で）5週間間隔で測定。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig6.jpg" /> 図6。 0.5の注射、0.75、1ミリリットル以下の1挿管マウスにおける気道内圧のチャート記録が示されている。各ボリュームは20から40秒間保持した後、次のインフレその前にリリースした。応力緩和後の回復が非常に遅い漏れがあるかもしれませんが、これは正常な換気または動的な肺機能測定の評価にほとんど影響を持っているでしょう。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50318/50318fig6large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。

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A Simple Method of Mouse Lung Intubation

本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。

マウス肺挿管の簡単な方法

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

50.6K ビュー.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. 本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

医学

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

マウス肺の病理生理学を研究するための非侵襲的気管内挿管

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

生物学

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

挿管媒介気管内（IMIT）点眼：非侵襲的、肺特異的送達システム

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

口腔気管挿管と人工肺虚血再灌流手術のマウスモデル

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

免疫・感染学

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

マウスにおける反復性の耳管挿管

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of acute lung injury or acute inflammation. The current most commonly used methods in acute lung injury mouse models are an intraperitoneal injection of LPS and tracheostomy for the tracheal infusion of LPS. However, the former method lacks lung targeting and damages other organs, and the latter method induces operative trauma, infection risk, and a low survival rate. Here, we recommend a noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation method for LPS instillation in mice. In this method, LPS is noninvasively introduced into the trachea through the oropharyngeal cavity to be instilled into the lung with the help of an apparatus for endotracheal intubation. This method not only assures lung targeting but also avoids damage and the risk of death in the animals. We expect that this approach will become widely used in the field of acute lung injury.

Here, we propose a protocol for intratracheal lipopolysaccharide (LPS) delivery via noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation. This method minimizes the trauma of the surgical procedure for the animal and accurately delivers LPS to the trachea and then to the lungs.

マウスにおける非侵襲的気管内リポ多糖点滴

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...