נתמך על ידי NIH HL-10342.

1. הכנה לנוהל אחד צריך לקבל 1 ולהכין את הפריטים הבאים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קנולה. לאינטובציה של 20-35 עכברים גרמו, אנחנו משתמשים 1 אינץ או 1.5 ארוך, קטטר 20 המד הרביעי (BD Insylte, ניצוצות, MD או Jelco Optiva, קרלסבד, קליפורניה). קטטר סטרילי חדש יכול לשמש לכל עכבר, אבל גם צנתרים ניתן לעשות שימוש חוזר לאחר עיקור על ידי השרייה באתנול 70% בין הלילה. למרות שאף לא לוע קנה הנשימה של העכבר הוא נהלים סטריליים נאותים ניקיון, כולל שימוש בכפפות ומכשירים סטריליים, צריך להיות אחריו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כבל הסיב האופטי. אנו משתמשים ≈ 70 סנטימטר של כבל אופטי 0.5 מ&quot;מ מאדמונד אופטיקה, אבל האורך הוא לא קריטי. חשוב לוודא סיבים יש מוחלק לקצה שלה, שכן לאחר חיתוך הכבל לאורך בתער, הקצה נשאר חד יחסית, וזה לא לוקח הרבה מאמץ כדי לחדור קיר של קנה הנשימה. עם זאת, זה אניקל מאוד להחליק קצה זאת על ידי לחיצה על סיבי 2 סנטימטר מקצה ואז עושה עיגולים קטנים לכמה שניות עם קצות הקצה לגעת בפיסת נייר 1000 לחרוק שמיר (ראה הדגמה בווידאו והאיור 1 של מקדונלד, et al. 10). הקצה השני מוחדר דרך פקק גומי. המטרה זו מושגת בקלות על ידי דחיפת 1 מחט 18-מד דרך הפקק, החדרת הסיב האופטי דרך קדח המחט, ואז משייכת המחט. פקק הגומי מחובר למקור אור הלוגן 150 ואט (למשל NCL-150, Volpi ארה&quot;ב, או מכל מקור אחר, או אור, אפילו פחות מ 150 ואט). חשוב להקפיד להשתמש בפקק עשוי מגומי סיליקון (או חומר עמיד חום אחר), שכן גומי או פקק רגיל עלול לשרוף כשנמצאים כל כך קרוב למקור האור החם. </li></ol> 2. ביצוע אינטובציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראה איורים 1 ו 2. הכנס כבל סיב אופטי לאhrough קטע קצר של צינור גומי סיליקון (≈ 0.8 המ&quot;מ x 4 מ&quot;מ מזהה OD, קול-פאלמר, EW-96410-13). לקשור את צינור הגומי הזה הדוק למדי, תוך מתן אפשרות לכבל הסיב האופטי להיות מותאם. החדרת צינורית סיליקון בנוחות בסוף luer של הצינורית פותרת את עמדת כבל הסיב האופטי בתוך הצינורית. להתאים את המיקום של כבל הסיב האופטי, כך שהוא מרחיב דרך צינורית ≈ 4 המ&quot;מ מול קצה הצינורית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר מורדם בתמיכה אנכית, הושעה על ידי השיניים החותכות העליונות שלו (איור 3). רוב החוקרים למצוא את ההדמיה הטובה ביותר עם הצד הגחוני של העכבר מול עצמם. מאוד בעדינות לשלוף את הלשון ולהחזיק באגודל ובאצבע מורה. האצבע האמצעית מונחת בין הצוואר וגוף פלסטיק. מתיחה על הלשון עם האצבע ואגודל משמשת כדי לפתוח את הפה, וליישר את דרך אינטובציה, את הזווית של הראש מותאמת עם האצבע האמצעית מאחורי הצווארמוצג באיור 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות כבל הסיב האופטי כמקור אור והיכרויות, לדחוף אותו דרך מייתרי קול באופן חזותי. אם את המייתרים אינם גלויים, משוך בעדינות קשה על הלשון בעזרת אצבע האמצעית כתמיכה. כאשר הוכנס, לקדם את צינורית ≈ 5 מ&quot;מ נוסף. ואז, נזהר מאוד שלא להעביר את הצינורית, לשלוף כבל הסיב האופטי. לשקר העכבר למטה ולאבטח את הצינורית עם חתיכת הסרט ולתמוך רכזת הצינורית על פיסת פלסטלינה (פלסטלינה), כפי שמוצג באיור 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ההליך בשלב 3 לא יכול להיות הפגין בקלות או אפילו למד, שכן הוא במבצע סולו. עם זאת, על ידי התאמות עדינות של המתיחה על הלשון והתמיכה מאחורי הראש כמעט כל מי שינסה את זה בקרוב תמצא את הדרך הנכונה למצב את העכבר כדי להמחיש את מייתרי קול. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

אף אחד מהמחברים יש ניגודי עניינים כדי לגלות.

ההליך המתואר כאן יש מספר יתרונות. ראשית המנגנון הוא פשוט וזול יחסית .. הייצור של המכשיר אינו דורש שום כלים מיוחדים או ציוד יקר. השימוש בקטטר שמציג גם הוא מקור האור אומר שלעולם אינו רואה את פתיחת קנה הנשימה כintroducer מתקרב פתיחת קנה הנשימה. השימוש בintroducer 0.5 מ&quot;מ משמש גם כדי למזער את הטראומה שעלולה להתרחש עם כניסה ראשונית של צינורית רחבה יותר. נשי לב שבדיקה אופטית דומה זמינה מספק מסחרי (Braintree Scientific, Braintree, MA). המכשיר שלהם משתמש במקור אור על מצברים וסיבים אופטיים. בעבודה הנוכחית, שבדקנו את ההליך עם מדידה חוזרת של מכניקת ריאות, אבל אינטובציה כזה באותה קלות יכולה לשמש כדי להחדיר כימיקלים או תאים לריאות, כפי שכבר תארה למסירה חוזרת של 12 LPS. בנוסף,דו&quot;ח מוקדם עם הליך אינטובציה פרימיטיבית יותר תאר את היכולת לעשות BAL חזר בעכברים בודדים 2, וזה יהיה הרבה יותר פשוט בצע עם גישת אינטובציה החדשה. בפועל, השיטה המתוארת כאן כבר למד בקלות לעמיתים, סטודנטים וטכנאים, שמעולם לא ניסו אינטובציה. למעשה, במהלך אימוני קבוצה, חלק מהתלמידים להיות בקיא מספיק אז ללמד חלק מהתלמידים האחרים שעוד לא ניסו את זה עדיין. שיטה זו ובכך יש יתרון משמעותי כפי שהוא מצמצם את מספר העכברים דרושים לאימון ואמור לאפשר פגיעה מינימאלית במחקרים חוזרים ונשנים. בעושה אינטובציה, יש כמה עניינים מעשיים שיש לדווח עליהן. חשוב להיות עדין ככל האפשר עם הנסיגה של הלשון בפתיחה הראשונית של הפה. אם מלקחיים מוגנים משמשים זה קל לפגוע בלשון, וזה יכול לאהד למותו של העכבר. ללמוד קודם איך לעשות אינטובציה, דבר החשוב ביותר הוא שימוש באצבע מאחורי הצוואר כדי להתאים את הזווית של הראש כדי לאפשר הדמיה של פתיחת קנה הנשימה. כאשר נעשה בצורה נכונה, עם מתיחה מספיק על הלשון, מייתרי הקול יכולים בקלות לראות. זהו צעד ראשוני זו הדמיה שבדרך כלל דורש זמן הרב ביותר, שכן ברגע פתיחת קנה הנשימה הוא ראה, זה פשוט יחסית להכניס את כבל הסיב וקטטר תוך ורידים. בתחילה אם יש בעיה עם הדמיה זו, המתאמן הוא לעתים קרובות לא מושך בלשון, בכוח רב. הגדלת משיכה זה מעט תסדר את נתיב ההדמיה כך שניתן לראות את מייתרי קול. Hamacher, et al., תאר מערכת אינטובציה ייחודית עם 4 להדמיה מיקרוסקופיות. הווידאו המקוון שלהם של אינטובציה זה הוא מצוין ומאוד מאלף, למרות האמצעים של מיצוב הראש והצוואר הוא לא לגמרי ברור מvidאיו ודמות. בעוד המערכת הם מתארים נראה לעבוד בצורה יעילה מאוד, זה דורש מיקרוסקופ ייעודי. שימוש במערכת וההליך שאנו מתארים, מייתרי קול וקנה נשימת הפתיחה ניתן לראות בעין בלתי מזוינת. בתיאור המקורי שלנו של שיטה 10 זה, תארנו הליך להוסיף חרוט לצינורית אינטובציה. זה טריזי קונוס לתוך לוע העכבר הצר ומונע מהצינורית מוחדרת עמוק מדי. אנחנו גילינו שפלח זה הוא שימושי בהוראת סטודנטי ההליך, שכן הוא מאוד קל להכניס את הצינורית לקארינה או מעבר, אולי חודר דרך קיר דרכי נשימה. הוראות פשוטות כדי להמציא הטריז ניתן למצוא שבנייר. עם זאת, ברגע שמישהו לומד את ההליך מספיק טוב והיכן להציב את הצינורית, התאמה זו אינה נחוצה עוד. לבסוף, יש לציין כי יש לנו נבדקנו בהליך זה רק עם 20 גרם צינורית בעכברים בוגרים צעירים של כמה זנים. במצב זה, יש לנו תוקף שקנה הנשימה ומייתרי קול יכולים לספק חותם טוב סביב הצינורית עם לחצי אוורור רגילים, כלומר יש את דליפת אוויר מינימאלית של הריאות עם אוורור מכאני. איור 6 מציג תוצאות מcannulation ב עכבר C57BL / 6, שבו 3 פיתיונות מיובשים אוויר גובר (0.5, 0.75, ומ&quot;ל 1) שמשו כדי לנפח את הריאות. זה ברור מנתון זה מהדלפות לחץ הן מינימאליות ללחץ נתיב אוויר של לפחות 15 CMH 2 O. עם זאת, אם משתמש באופן משמעותי צעירים יותר או מבוגרים יותר, או עכברי עכברים מזנים בעלי אנטומיה ריאה אחרת, ואז זה יהיה חכם כדי לאשר שיש דליפה מינימאלית. אם יש, אז ההליך עשוי לחייב שימוש בצינורית בגדלים שונה. לסיכום, הליך אינטובציה מתאר כאן הוא זול לפברק ופשוט לשימוש, ואת זה צריך לאפשר רוב החוקרים וטכנאי מעבדה כדי ללמוד במהירות להצלחהלצנרר עכברים עם ניסיון מועט יחסית.

בשנת 1999, בראון ואח&#39;. פרסם מאמר המתאר שיטה לאינטובציה של ריאת 1 עכבר. כגון טכניקה יש תועלת רבה בתפקוד הריאתי עושה חוזר או שטיפת רונכואלוואולרית בעכברים בודדים במחקרים ארוכי טווח 2. מאז אותו המאמר מקורי, יש כבר כמה עיתונים אחרים שתארו גישות שונות לאינטובציה העכבר 3-9. בעוד כל השיטות האלה יכולות לשמש בהצלחה, הם בדרך כלל דורשים הכשרה או בעלות ניכרת. אחד הנושאים העיקריים עם אינטובציה כזו היא שככל שמתקרבת לגישות צינורית אינטובציה החדרה ממתינה קנה הנשימה, הצינורית עוצמה חוסמת את האור ולכן ההדמיה של בו הוא צריך ללכת. לפיכך, ההכנסה הופכת לעיוורת בזמן הקריטי ביותר. במאמר זה אנו מראים כיצד פשוט וזולים למיגור בעיה להדמיה זו, ובכך להבטיח אינטובציה המוצלחת עם אימונים או מועטים יחסיתניסיון.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> חומר </td><td> חברה </td><td> קטלוג # </td><td> הערה </td></tr><tr><td> צינורית אינטובציה </td><td> BD Insylte, ניצוצות, MD או Jelco Optiva, קרלסבד, קליפורניה </td><td></td><td> , 20-1-מד קטטר פנימה ארוך תוך ורידים (IV) </td></tr><tr><td> כבל סיב אופטי </td><td> אופטיקה אדמונד, רינגטון, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> כ אורכו של סיב אופטי 0.5 המ&quot;מ 2-רגל (סיבי פלסטיק תקשורת כיתה). קצה קצה הסיב שמוכנס לתוך קנה הנשימה צריך להיות מעוגל בעדינות על ידי החזקת סיבי ≈ 2 סנטימטר מקצה ואז עושים עיגולים קטנים בעת גרירת הקצה לכמה שניות על 1000-לחרוק נייר אמורי. </td></tr><tr><td> מקור אור </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> למרות שאנו משתמשים מקור 150-W הלוגן אור, כל מקור אור מקביל, גם עם הספק נמוך בהרבהניתן להשתמש בו. </td></tr><tr><td> פקק גומי סיליקון </td><td></td><td></td><td> פקק גומי סיליקון # 1 מתאים את מקור האור המשמש בהפגנה הזאת. מקורות אור שונים עשויים לדרוש גודל שונה. </td></tr><tr><td> צינור גומי סיליקון קטן </td><td> קול-פאלמר </td><td> EW-96410-13 </td><td> ≈ פיסת 1.5 סנטימטר של צינור גומי סיליקון (0.8 קוטר פנימי, קוטר חיצוני 4 מ&quot;מ) </td></tr><tr><td> עמדת תמיכה זוויתי </td><td></td><td></td><td> הוא constucted מפלקסיגלס, אבל כל חומר שיכול להיות מודבק חוט או חוט כדי להחזיק את העכבר בזווית כמעט אנכית יכול להיות בשימוש. </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

הליך פשוט לצנרר עכברים למדידת תפקוד ריאתי הייתי כמה יתרונות במחקרים ארוכי טווח עם מספרים מוגבלים או בעלי חיים יקרים. אחת הסיבות לכך שזה לא נעשה באופן שגרתי יותר הוא שזה קשה יחסית, למרות שקיים מספר מחקרים שפורסם שמתארים דרכים להשגתה. במאמר זה אנו מדגימים הליך שמבטל אחד המכשולים העיקריים הקשורים באינטובציה זה, כי מלדמיין את קנה הנשימה במשך כל הזמן של אינטובציה. הגישה משתמשת במקור אור סיב אופטי 0.5 מ&quot;מ המשמש כintroducer לכוון את הצינורית לקנה נשימת אינטובציה העכבר. אנחנו מראים שאפשר להשתמש בהליך זה כדי למדוד מכניקת ריאות בעכברים בודדים לאורך מסלול זמן של לפחות מספר שבועות. הטכניקה יכולה להיות מוגדרת עם חשבון ומומחיות יחסית קטנים, וזה יכול להיות באופן שגרתי הושג עם הכשרה מועטת יחסית. זה צריך MAKדואר מאפשר לכל מעבדה לשגרה לבצע אינטובציה זו, ובכך לאפשר מחקרים ארוכים טווח בעכברים בודדים, ובכך לצמצם את מספר העכברים הנדרשים ולהגדיל את הכח הסטטיסטי באמצעות כל עכבר כשליטה שלו.

כהערכה של השיטה, השתמש ארבעה עכברי BALB / ג גבריים בן 20 בשבוע עם משקל ממוצע (± SEM) של 27.7 ± 0.40 גרם. הם למדו על חמישה שבועות רצופים, בי התנגדות הריאות נמדדה תוך שימוש במערכת כפי שתוארה קודם לכן 11. כל עכבר היה מורדם עם קטמין (100 מיקרוגרם / g BW) וxylazine (15 מיקרוגרם / g BW) בתמיסת מלח בהזרקת ה-IP. אז הם מחוברים לצינורות כמתוארים לעיל. אם יש ספק כלשהו אם הצינורית היא בקנה הנשימה ולא בוושט, זה יכול להיות מאומת באמצעות מראה שיניים קטן. שמור על המראה במקפיא, וכאשר יש צורך במקום מול רכזת luer של קטטר. אם הצנתר הוא בקנה הנשימה, נשימת הנשף תהווה מעובה נראה במראה. לאחר אינטובציה, אנחנו מחוברים אז את העכברים להנשמה והתנגדות ריאות נמדדת העכברים מאווררים עם שיעור של 2 הרץ ונפח של 0.2 מיליליטר גאות, והתנגדות בדרכי נשימה<html> tance נמדד על ידי שיטת חסימת השאיפה כפי שתואר קודם לכן 11. איור 5 מראה 5 מדידות שבועיות בכל אחד 4 עכברים. שחזור הוא מצוין, שהראה כי, לפחות במרווחים שבועיים, אין השפעת המדידה המוקדמת. זה עולה בקנה אחד עם הערכות שבועיות שדווחו בעבר של מכניקה ופרופילים סלולריים BAL בעכברים בודדים BALB / ג עם הליך קשה יותר ופוטנציאל טראומטי 2. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig1.jpg" /> איור 1. פריטי תמונה מראים המשמשים לאינטובציה. כבל הסיב האופטי מוצג מוכנס לתוך פקק גומי סיליקון, עם חתיכה קטנה של צינור גומי סיליקון הקשורה ליד הקצה השני. פקק גומי סיליקון מחובר למקור האור, כפי שמוצג באיור 2. <html> &quot;&gt; <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig2.jpg" /> איור 2. תמונה מראה פקק גומי מחובר למקור אור בקצה שני של כבל סיב האופטי המוחדר דרך צינורית אינטובציה. תמיכה פשוט לעמוד להחזיק את העכבר במהלך אינטובציה מוצגת גם בצד השמאל. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig3.jpg" /> איור 3. שתי נקודתי מבט המראה את מיקומו של עכבר הכין עבור אינטובציה. <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig4.jpg" /> איור 4. נתון זה מראה עכבר מוכן לאוורור מונשם. הקלטת סביב הפה מסייעת לשמור על הצינורית ממנה לזוז. פיסה קטנה של פלסטלינה (פלסטלינה) מספקת מנוחה נוחה כדי לאבטח את רכזת הצינורית לחיבור למכונת ההנשמה. ontent &quot;fo: לשמור-together.within עמודים =&quot; תמיד &quot;&gt; <img alt="איור 5" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50318/50318fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig5.jpg" /> איור 5. התנגדות ריאות מכל 4 עכברים (בצבעים שונים) נמדדה ב5 מרווחים שבועיים. <img alt="איור 6" src="/files/ftp_upload/50318/50318fig6.jpg" /> איור 6. הראה ששיא תרשים של לחץ דרך נשימה בעכבר מונשם אחד לאחר זריקות של 0.5, 0.75, ו 1 מ&quot;ל. כל כרך נערך לשניות 20-40, לאחר מכן שוחרר לפני כן האינפלציה הבאה. למרות שעשוי להיות דליפה איטית מאוד לאחר התאוששות הרפית המתח, זה יהיה השפעה זניחה על אוורור או הערכה של תפקוד הריאתי מדידות דינמיות נורמלי. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50318/50318fig6large.jpg" target="_blank">לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Method of Mouse Lung Intubation at JoVE.com

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

מאמר זה מתאר שיטת striaghforward ויעילה של intubating עכברים למדידת תפקוד הריאתי או החדרה ריאתי, שמאפשרת לעכברים להתאושש ולהיחקר בתקופות מאוחרות יותר. ההליך כרוך מקור אור סיב אופטי יקר שמאיר ישירות לקנה נשימה.

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

50.5K Views.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. מאמר זה מתאר שיטת striaghforward ויעילה של intubating עכברים למדידת תפקוד הריאתי או החדרה ריאתי, שמאפשרת לעכברים להתאושש ולהיחקר בתקופות מאוחרות יותר. ההליך כרוך מקור אור סיב אופטי יקר שמאיר ישירות לקנה נשימה.

Video: A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

המודל של טרשת עורקים Flow-induced מופרע על העורק הראשי עכבר ידי קשירת חלקי שיטה פשוטה של ​​בידוד RNA מן התרדמה האנדותל

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

הנחיות אינטובציה בחירה fiberoptic ילדים

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

A Simple Guide Screw Method for Intracranial Xenograft Studies in Mice

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma (glioma) and medulloblastoma. The widely used stereotactic approach only allows for the injection of a single animal at a time, is labor intensive and requires highly specialized equipment. The guide screw method, initially developed by Lal et al.,1 was developed to eliminate cumbersome stereotactic procedures. We now describe a modified guide screw approach that is rapid and exceptionally safe; both of which are critical ethical considerations. Notably, our procedure now incorporates an infusion pump that allows up to 10 animals to be simultaneously injected with tumor cells.
To demonstrate the utility of this procedure, we established human U87MG glioma cells as intracranial xenografts in mice, which were then treated with AMG102; a fully human antibody directed to HGF/scatter factor currently undergoing clinical evaluation2-5. Systemic injection of AMG102 significantly prolonged the survival of all mice with intracranial U87MG xenografts and resulted in a number of complete cures. 
This study demonstrates that the guide screw method is an inexpensive, highly reproducible approach for establishing intracranial xenografts. Furthermore, it provides a relevant physiological model for validating novel therapeutic strategies for the treatment of brain cancers.

In order to evaluate novel therapeutic paradigms for the treatment of glioma, physiological relevant models are essential. We utilize an implantable guide screw procedure for establishment of intracranial xenograft models that is more rapid and safer than stereotactic approaches.

מדריך פשוט בורג שיטה ללימודי xenograft תוך גולגולתי של עכברים

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Implantation of Fibrin Gel on Mouse Lung to Study Lung-specific Angiogenesis

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and repair damage in simple tissues in the orthopedic and periodontal fields. However, attempts to regenerate the structures and functions of more complex three-dimensional (3D) organs such as lungs have not been very successful because the biological processes of organ regeneration have not been well explored. It is becoming clear that angiogenesis, the formation of new blood vessels, plays key roles in organ regeneration. Newly formed vasculatures not only deliver oxygen, nutrients and various cell components that are required for organ regeneration but also provide instructive signals to the regenerating local tissues. Therefore, to successfully regenerate lungs in an adult, it is necessary to recapitulate the lung-specific microenvironments in which angiogenesis drives regeneration of local lung tissues. Although conventional in vivo angiogenesis assays, such as subcutaneous implantation of extracellular matrix (ECM)-rich hydrogels (e.g., fibrin or collagen gels or Matrigel - ECM protein mixture secreted by Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells), are extensively utilized to explore the general mechanisms of angiogenesis, lung-specific angiogenesis has not been well characterized because methods for orthotopic implantation of biomaterials in the lung have not been well established. The goal of this protocol is to introduce a unique method to implant fibrin gel on the lung surface of living adult mouse, allowing for the successful recapitulation of host lung-derived angiogenesis inside the gel. This approach enables researchers to explore the mechanisms by which the lung-specific microenvironment controls angiogenesis and alveolar regeneration in both normal and pathological conditions. Since implanted biomaterials release and supply physical and chemical signals to adjacent lung tissues, implantation of these biomaterials on diseased lung can potentially normalize the adjacent diseased tissues, enabling researchers to develop new therapeutic approaches for various types of lung diseases.

Recapitulation of the organ-specific microenvironment, which stimulates local angiogenesis, is indispensable for successful regeneration of damaged tissues. This report demonstrates a novel method to implant fibrin gels on the lung surface of living mouse in order to explore how the lung-specific microenvironment modulates angiogenesis and alveolar regeneration in adult mouse.

השרשה של הפיברין ג&#39;ל על עכבר ריאות לחקר אנגיוגנזה ריאות ספציפית

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and ...

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT): מערכת לא פולשני, ריאות ספציפי משלוח

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to disability or death. Injury-based animal models of lung repair and regeneration are limited by injury-specific responses making it difficult to differentiate changes related to the injury response and injury resolution from changes related to lung repair and lung regeneration. However, use of animal models to identify these repair and regeneration signaling pathways is critical to the development of new therapies aimed at improving pulmonary function following lung injury. The mouse pneumonectomy model utilizes compensatory lung growth to isolate those repair and regeneration signals in order to more clearly define mechanisms of alveolar re-septation. Here, we describe our technique for performing mouse pneumonectomy and sham pneumonectomy. This technique may be utilized in conjunction with lineage tracing or other transgenic mouse models to define molecular and cellular mechanism of lung repair and regeneration.

Mouse pneumonectomy is a commonly employed model of compensatory lung growth. This procedure can be used in conjunction with lineage tracing or transgenic mouse models to elucidate underlying mechanisms.

עכבר דגם ריאה של פיצוי ריאות צמיחה

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

שיטה של ​​מבודד<em&gt; Ex Vivo</em&gt; ריאות זלוף במודל עכברוש: ​​לקחים מפיתוח תכנית EVLP עכברוש

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

A Simple Device to Rapidly Prepare Whole Mounts of the Mouse Intestine

Preparing whole mounts of the mouse small intestine and colon for subsequent analysis or quantification can be time consuming and difficult. We describe the use of a simple device to cut and &#8216;roll&#8217; mouse intestines to rapidly prepare whole mount preparations of superior and uniform quality to that which can be achieved by hand. The device comprises a base that holds 4 stainless steel rods and a top, which acts a cutting guide. The rods are inserted into the lumen of the small intestine [divided into thirds] and the colon. The rods and samples are then placed over a piece of filter paper or card into the holding slots in the base of the device. The top of the device is then positioned and serves as a cutting guide. The two angled sections in the center of the top piece are used to guide a knife or scalpel and cut the intestines longitudinally on the top of the rods. Once the intestinal sections have been cut, the top is removed and the card,&#160;tissue and rods gently removed from the device and placed on the bench. The rods are then gently rolled sideways to flatten and stick the intestinal segments onto the underlying piece of filter paper or card. The final preparation can then be examined or fixed and stored for later analysis. The preparations are invaluable for the study of intestinal changes in normal or genetically modified mouse models. The preparations have been used for the study and quantification of the effects of inflammation (colitis), damage, pre-cancerous lesions (aberrant crypt foci (ACFs) and mucin depleted foci (MDFs)) and polyps or tumors.

The use of a simple device to cut and &#8216;roll&#8217; mouse intestines to rapidly prepare whole mount preparations is described.

מכשיר פשוט להכין במהירות mounts כל ממעי העכבר

Preparing whole mounts of the mouse small intestine and colon for subsequent analysis or quantification can be time consuming and difficult. We describe ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

שיטה פשוטה של אינטובציה ריאות המאוסות