1. Mosche bianche Manutenzione Colony <ol><li> Condizioni ambientali: mosche bianche colonie devono essere mantenuti in una stanza crescita controllata. Controllo di umidità relativa, temperatura, fotoperiodo, e l&#39;intensità della luce sono essenziali per la crescita di colonie ottimale (Figura 1). Una temperatura di 28 ° C, 30-50% di umidità relativa, ed un 14 hr fotoperiodo produrrà una colonia che si sviluppa da uovo ad emergere adulto in 18 giorni (questo tempo varia con la pianta ospite). L&#39;umidità relativa deve essere mantenuta al di sotto del 70% per scoraggiare la crescita di insetti e piante patogeni fungini. Tassi di fertilizzanti e di acqua devono essere ridotti per scoraggiare patogeni fungini e l&#39;accumulo di sale. L&#39;intensità della luce per la colonia dovrebbe essere piuttosto elevato. Lampadine fluorescenti VHO utilizzati in numero sufficiente per generare circa 800-1.000 candele ft all&#39;altezza baldacchino sono adeguate per la maggior parte delle piante (per esempio. Cotone, fagiolo, fagiolo di Lima, pomodoro). La pulizia è essenziale peruna colonia di mosche bianche di mantenere condizioni di allevamento ottimali. </li><li> Gabbie Colony: Aleurodidi devono essere mantenuti su piante in gabbie, anziché gratuito in camera di crescita. Le gabbie possono essere costruite in vari materiali, ma devono permettere: la ventilazione, la facilità di accesso, capacità di evitare la fuga mosche bianche o infiltrazione, e di dimensioni sufficienti a mantenere abbastanza piante per generare la popolazione di mosche bianche necessario. Buoni risultati sono stati ottenuti con organza, più controlli su alluminio (per forza) così come uno screening mosche bianche a prova (vedere la tabella di attrezzature e forniture specifiche). </li><li> Colony impianto di preparazione: Le specie di piante selezionate è una considerazione importante quando si inizia una colonia di mosche bianche. L&#39;impianto dovrebbe essere in grado di sostenere una popolazione ad alto insetto senza crollare. La pianta scelta per una colonia nonviruliferous dovrebbe essere un nonhost per il virus o virus che sono destinati ad essere trasmessi per evitare contaminazioni nella colonia e se il mantenimento di un virulicolonia ferous, deve essere ospite del virus. Le piante devono crescere abbastanza rapidamente per sostenere emergere di nuovi adulti entro 18 giorni di essere introdotto alla colonia ma non così rapidamente a superare le gabbie entro quattro settimane. Nano, cespuglio, o cultivar vegetali patio tipo sono raccomandati in quanto spesso producono una superficie fogliare simile a cultivar più alti, ma senza l&#39;allungamento dello stelo. </li><li> È molto importante per le piante posteriori per la colonia in serre in gabbie che escludono whiteflies e altri insetti. L&#39;uso di piante che sono infestati da aleurodidi, tripidi, acari o prima che entrino nella colonia può causare la colonia al collasso. Piante infestate hanno anche il potenziale per essere infettati con virus trasmesse dagli insetti, che interferiscono con gli studi di trasmissione del virus. </li></ol> 2. Mosche bianche Colony Istituzione <ol><li> Avviare una colonia per la prima volta utilizzando mosche bianche pulite - quelli gratuiti di virus vegetali, altri insetti, insetti e agenti patogeni. Questi possono essere ottenutida collaboratori o dal campo. Se il campo di raccolta, mosche bianche dovrebbero essere allevati per almeno 8 settimane su piante nonhost del virus delle piante, e verificare l&#39;assenza di sintomi di piante per essere sicuri che siano privi di virus vegetali. </li><li> Settimana 1: Introdurre mosche bianche pulite per la prima gabbia di piante. Mosche bianche possono essere introdotti mediante aspirazione di numeri noti o con una leggera agitazione mosche bianche di un&#39;altra pianta fonte secondo le richieste della colonia. Durante la settimana 1, mosche bianche sono le uova sulla parte inferiore della superficie delle foglie delle piante. Una dimensione approssimativa popolazione può essere previsto per ogni emersione in base al numero di adulti utilizzati per deporre le uova e il numero medio di uova deposte dalla whitefly femminile sulla pianta ospite in questione. </li><li> Settimana 2: Inizia un&#39;altra gabbia con l&#39;introduzione di mosche bianche a nuove piante ospiti per deporre le uova. Le piante nella gabbia iniziate in settimana 1 avranno uova, e alcune mosche bianche immature che coprono pagina inferiore delle foglie (Figura 2). Alcunialeurodidi adulti introdotte durante settimana 1 saranno ancora in vita. </li><li> Settimana 3: Iniziare una terza gabbia con l&#39;introduzione di mosche bianche di nuovi impianti per deporre le uova. Le piante nella gabbia iniziato nel 1 settimana dovranno immaturo, così come molti nuovi aleurodidi adulti emergenti e ci dovrebbe essere un aumento molto evidente negli adulti mosche bianche popolazione. Le piante nella gabbia iniziate in settimana 2 avranno molte uova e mosche bianche immature che coprono la pagina inferiore delle foglie. </li><li> Settimana 4: Iniziare una quarta gabbia con l&#39;introduzione di mosche bianche di nuovi impianti per deporre le uova. Le piante nella gabbia iniziate in settimana 1 avranno molte mosche bianche adulte che sono circa una settimana dopo emersione. Le piante nella gabbia iniziate in settimana 2 avrà molte nuove mosche bianche adulte emergenti e ci dovrebbe essere un aumento molto notevole nella popolazione mosche bianche. Le piante nella gabbia iniziate durante la settimana 3 avranno molte uova e mosche bianche immature che coprono la pagina inferiore delle foglie. </li><li> Settimanale dopo il primo 4 weeks: Ogni settimana, inizia una nuova gabbia introducendo i whiteflies adulti dal quarto più antico gabbia (la gabbia iniziata in settimana 1) sui nuovi impianti in una nuova, gabbia pulita. La vecchia gabbia dovrebbe essere rimosso e le sue piante scartato. Queste mosche bianche sono circa 1 settimana di post-emergenza. Nel caso della colonia viruliferous, queste mosche bianche dovranno trasmettere il virus ai nuovi impianti, nonché le uova laici per la prossima generazione di mosche bianche. </li><li> Esperimenti di trasmissione prevede di utilizzare le mosche bianche che emergeranno nella gabbia della terza settimana. Se sono necessarie più mosche bianche, numeri di piante possono essere aumentati e più mosche bianche possono essere aggiunti alla settimana 1 gabbia per aumentare popolazione mosche bianche. </li></ol> 3. Metodo per l&#39;inoculazione di piante di prova <ol><li> Per assicurare elevate velocità di trasmissione: 1) Aleurodidi deve essere maneggiato più delicatamente possibile per evitare di danneggiare l&#39;insetto che consentirà di ridurre le velocità di trasmissione, 2) deve ricevere una sufficiente superficie fogliare disponibile per aleurodidi per IETla sua sonda o di un mangime. Un aumento del tempo di acquisizione o di un aumento del numero di piante ospiti di acquisizione può aumentare bassi tassi di infettività in piante di prova dovuto all&#39;addensamento nella acquisizione o periodo di accesso inoculazione. </li><li> Raccolta di Aleurodidi. Che segue è una procedura per la raccolta e la circolazione di numero preciso degli aleurodidi necessari a fini sperimentali. Per spostare un gran numero di mosche bianche, come è necessario per lo screening di resistenza, ad esempio, è sufficiente scuotere delicatamente le piante infestate da mosche bianche sopra le piante di prova o gli host di acquisizione infettate da virus (e in seguito le piantine). Assicurati di scuotere le piante per molti luoghi di ridurre al minimo gli effetti di aggregazione. </li><li> Di recente è emerso mosche bianche adulte (1-3 giorni dopo la nascita) sono molto attivi e si alimentano in modo spesso tendono a dare le velocità di trasmissione più alti 4. Aleurodidi più vecchi ancora trasmettono, ma ad una frequenza inferiore. Molteplici aleurodidi per pianta di prova (15-40 per plant) deve essere utilizzato per gli alti tassi di trasmissione da un rapporto di 1 mosca bianca per pianta provoca spesso inaccettabili tassi di trasmissione bassi 3,4. Il numero necessario dipenderà dal virus e la specie di acquisizione e di impianti di prova. </li><li> Montare i dispositivi di aspirazione e fiale di raccolta. (Figura 3) </li><li> Con una mano, tenere una scheda di plastica di colore giallo all&#39;interno della gabbia di colonia che contiene le mosche bianche da raccogliere. Battere delicatamente le piante per incoraggiare le mosche bianche adulte a volare. Mosche bianche saranno attratti dal cartellino giallo e voleranno dalla pianta alla carta, dove possono essere raccolti utilizzando un aspiratore e un respiro molto delicato. Non aspirare mosche bianche che si nutrono di piante. I loro stiletti sono incorporati nello stabilimento, mentre l&#39;alimentazione così li tirare fuori le piante si romperanno i loro stiletti e rendendoli incapaci di entrambi acquisire o trasmettere virus (Figura 4). </li><li> Raccogliere circa 20 mosche bianche adulte in un unico colleflaconcino ction per minimizzare i danni fisici agli insetti da aspirazioni ripetute (Figura 5). </li><li> Per cambiare il flacone di raccolta, toccare delicatamente il flaconcino su una superficie dura e tappo con Parafilm mentre le mosche bianche sono disorientati dalla intercettazioni. </li><li> Mettere una nuova raccogliere fiala sulla aspiratore e ripetere fino a quando il numero di mosche bianche necessari sono raccolti. Mosche bianche possono rimanere nelle fiale di raccolta a temperatura ambiente per diverse ore. </li><li> Di acquisizione. Aleurodidi sono posti su una pianta infetta da virus e permesso di nutrirsi delle piante infette per 48-72 ore. Periodi di acquisizione più lunghi di 72 ore generalmente non aumentano le velocità di trasmissione. Per i virus trasmessi in modo non permanente o semipersistent, 1 ora e diverse ore, rispettivamente, sono sufficienti periodi di accesso di acquisizione (Tabella 1). I migliori risultati si ottengono quando whiteflies sono date libero accesso alle piante in gabbie che confinano gli insetti ad un singolo impianto oapiù impianti. Tuttavia alcuni esperimenti richiedono l&#39;acquisizione di foglie specifici in cui possono essere usati Case gabbie di clip. Quando si utilizzano gabbie di clip, è importante accogliere la preferenza alimentazione mosca bianca per pagina inferiore delle foglie. Inoltre, affollamento di mosche bianche in gabbie di clip può ridurre i tassi di trasmissione - tassi accettabili di trasmissione sono stati raggiunti utilizzando 10 mosche bianche femminili per clip gabbia di 2,5 cm di diametro. </li><li> Inoculazione. Preparare una gabbia adatta al formato del inoculazione e posizionare le piantine dentro. Se solo una pianta è da inoculare considerare una singola gabbia di pianta. Se più di un impianto deve essere inoculato in considerazione una piccola struttura in PVC / sacchetto di organza gabbia o una gabbia di alluminio (Figura 6). Le dimensioni della gabbia utilizzata per l&#39;inoculazione dovrebbe essere leggermente più grande della dimensione della pianta (s) da inoculare. Velocità di trasmissione più elevate si ottengono quando mosche bianche sono tenuti vicino alla cupola della pianta e non dato un sacco di spazio libero. </li><li> Raccolta delle mosche bianche da host di acquisizione dipende dalle esigenze dell&#39;esperimento. Se sono necessari piccoli numeri, aspirare whiteflies come descritto sopra. Porre i flaconi di raccolta del whiteflies all&#39;interno della gabbia pressi delle piante e rimuovere il coperchio (Figura 7). Aprire il flacone e rilasciare le mosche bianche o invertire e picchiettare delicatamente il flacone per liberare le mosche bianche. Se sono richieste grandi numeri è sufficiente spostare le piante di acquisizione con mosche bianche nelle gabbie in cui sono ubicati gli impianti di prova e agitare delicatamente le mosche bianche al largo della pianta ospite acquisizione. Per entrambi i tipi di introduzione, assicurarsi di distribuire le mosche bianche attraverso le piante per ridurre al minimo l&#39;aggregazione e assicurare un inoculo uniforme. </li><li> Lasciare le mosche bianche per sondare o mangimi per la giusta quantità di tempo, ancora una volta dipende dal virus e in qualche misura la pianta ospite (Tabella 1). </li><li> Controllare le mosche bianche, almeno una volta durante il periodo di accesso inoculazione per assicurare che le mosche bianche sonoprobing o alimentando aprendo la gabbia e girando sopra alcune foglie su ogni pianta. </li><li> Per i periodi più lunghi di accesso inoculazione, disturbare le piante delicatamente (con un bastone di bambù o equivalente) per spazzolare le cime delle piante e incoraggiare le mosche bianche di ridistribuire sulle piante. La ridistribuzione delle mosche bianche aiuta a garantire una velocità di trasmissione superiore di contrastare la tendenza naturale di mosche bianche di aggregare. </li><li> Terminazione. Il periodo di accesso inoculazione è finita uccidendo le mosche bianche con sostanze chimiche approvate. Applicare due insetticidi uno dopo l&#39;altro: un insetticida da contatto di porre fine rapidamente aleurodidi adulto e un insetticida sistemico di interrompere eventuali mosche bianche che si sviluppano nelle seguenti settimane e quelli perdere per l&#39;insetticida di contatto (Figura 8). Un insetticida di contatto come il sapone insetticida e insetticidi sistemici come imidacloprid o pimetrozina sono stati utilizzati con buon successo. </li></ol>

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

I metodi qui descritti sono stati sviluppati per un periodo di due decenni e sono basate sulle informazioni di base fornita da molti studi di trasmissione whitefly, comportamento e biologia. Poiché ci sono molte pubblicazioni, questo manoscritto si riferisce principalmente a recensioni e ad alcune pubblicazioni specifiche selezionate per illustrare il tipo di dati utilizzati per sviluppare questa tecnica. È molto importante in questa procedura che i whiteflies sono gestite dolcemente poiché rottura delle gambe e antenne può portare a comportamenti anomali e tassi inferiori di trasmissione. Raccolta con aspiratori e altri dispositivi meccanici di aspirazione non ha mai prodotto buoni risultati. Un&#39;altra considerazione per il successo è che il numero di whiteflies utilizzati per ottenere il 100% di trasmissione a piante di prova, deve essere determinata per ciascuna combinazione di pianta ospite e virus. Questo rapporto ottimale deve soltanto essere stabilita una volta. I migliori risultati sono stati ottenuti utilizzando whiteflies giovani adulti (1-3 giorni emergere passato) poiché g piùive più alti tassi di trasmissione. Gli anziani possono essere utilizzati, ma saranno necessari un maggior numero di mosche bianche per compensare i loro tassi di cambio ridotti. Le femmine sono noti per la trasmissione a tassi più elevati rispetto ai maschi, in quanto si nutrono più spesso rispetto ai maschi. Tuttavia non è di solito vale la pena il tempo di separare i sessi per la trasmissione. Questa procedura può essere modificato in molti modi per soddisfare le risorse e le esigenze del ricercatore. Quando si lavora con molti virus è meglio mantenere una singola colonia di mosche bianche allevati su piante nonhost del virus. Queste mosche bianche possono essere raccolti posto su piante infettate da virus per l&#39;acquisizione e poi, dopo l&#39;acquisizione delle mosche bianche possono essere spostati di nuovo per le piantine. Le piante destinate alla colonia dovrebbero essere coltivate in serre in gabbie per evitare l&#39;introduzione di mosche bianche che li possa infettare con un altro virus. Infestazione di queste piante con acari, tripidi, e altri parassiti vegetali può compromettere l&#39;health della colonia e causare il crollo. Infine l&#39;irrigazione delle piante colonia deve essere fatto con cura. Queste piante sono soggette a stress estremo dalla somministrazione di tante whiteflies e le condizioni di luce normali inferiori. Radice marciume funghi che vengono introdotti sul torba nelle miscele fuori suolo può diventare un problema se le piante vengono overwatered ancora una volta. Pretrattamento delle piante con un fungicida drench può eliminare alcuni dei problemi. Mentre la trasmissione mosche bianche dei virus delle piante può richiedere molto tempo e richiedono risorse importanti (come le camere di crescita) è essenziale per la trasmissione di alcuni virus per il quale non abbiamo altri mezzi di trasmissione. E &#39;anche un modo utile di impianti di vagliatura per la resistenza ai virus, in quanto utilizza lo stesso tipo di trasmissione che le piante in campo dovranno resistere. L&#39;uso di mezzi più artificiali di trasmissione non sempre dato i migliori risultati nelle valutazioni di germoplasma per Virus-resistenza.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the Item</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue No.</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Klayman Meteor Ltd. Petah Tikva 49130, Israel</td>
			<td>---</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Hummert International (www.hummert.com)</td>
			<td>27-4050-1 - 27-4062-1</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Collection Devices</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1135A</td>
			<td>Can also be made using eye droppers, flexible plastic tubing, plastic vacuum adaptors, and cheesecloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collection vials</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>8909</td>
			<td>Vials used depend on which aspirator is used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yellow plastic cards</td>
			<td>any company</td>
			<td>---</td>
			<td>Any bright yellow plastic card will work, can be purchased in many places.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Cages</td>
			<td>---</td>
			<td>---</td>
			<td>These are not commercially available and must be constructed. 60 cm x 60 cm x 60 cm cages work well for us. Our preference is for those constructed of aluminum window screening, nylon organdy, vinyl plastic, with a structure created using aluminum window frames. Doors are attached using piano hinges and sealed with weather stripping; tops of the cages are vinyl plastic. Cages can also be made of 1) plexiglass glued together on the edges with ventilation provided by screened openings cut on the side pieces; 2) large bags of nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening with internal supports provided by PVC pipes and fittings cut to desired lengths and assembled inside the bags, 3) wood frames and nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transmitting plant viruses using whiteflies

Aleurodidi, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, un complesso di specie morfologicamente indistinquishable 5, sono vettori di molti virus vegetali. Diversi generi di questi virus vegetali mosche bianche-trasmesse (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) comprendono diverse centinaia di specie di patogeni emergenti e economicamente significativi di importanti alimenti e piante tessili (recensito da 9,10,16). Questi virus non si replicano nel loro vettore, ma comunque sono spostati facilmente da pianta a pianta dalla mosca bianca adulta con vari mezzi (recensito da 2,6,7,9,10,11,17). Per la maggior parte di questi virus che alimentano mosche bianche è necessario per l&#39;acquisizione e l&#39;inoculazione, mentre per gli altri è richiesto solo di sondaggio. Molti di questi virus sono in grado o non può essere facilmente trasmessi con altri mezzi. Pertanto la manutenzione delle colture di virus, biologici e caratterizzazione molecolare (identificazione del campo ospite e sintomi) 3,13, Ecologia 2,12, richiede che i virus trasmessi agli host sperimentali utilizzando il vettore di mosca bianca. Inoltre lo sviluppo di nuovi approcci alla gestione, come ad esempio la valutazione di nuove sostanze chimiche o composti 14 15, nuovi approcci culturali 1,4,19, o la selezione e lo sviluppo di cultivar resistenti 7,8,18, richiede l&#39;uso di aleurodidi per trasmissione del virus. L&#39;uso di trasmissione mosche bianche di virus vegetali per la selezione e lo sviluppo di cultivar resistenti in programmi di riproduzione è particolarmente impegnativo 7. Selezione efficace e screening per la resistenza impiega un elevato numero di piante e vi è una necessità per il 100% delle piante da inoculate per trovare i pochi genotipi che possiedono geni di resistenza. Questi studi utilizzano un numero elevato di viruliferous mosche bianche, spesso più volte all&#39;anno. Manutenzione Whitefly descritto qui in grado di generare centinaia o migliaiadelle mosche bianche adulti sulle piante ogni settimana, tutto l&#39;anno, senza la contaminazione di altri virus delle piante. Piante gratuitamente sia aleurodidi e virus devono essere prodotti di introdurre nella colonia di mosche bianche ogni settimana. Whitefly culture devono essere tenuti liberi di mosche bianche patogeni, parassiti e parassitoidi che possono ridurre le popolazioni mosche bianche e / o ridurre l&#39;efficienza di trasmissione del virus. Colonie prodotte nella maniera descritta possono essere scalati rapidamente per aumentare o diminuire numeri della popolazione come necessario, e possono essere variate secondo le preferenze di alimentazione della whitefly basata sull&#39;host pianta del virus. Ci sono due tipi fondamentali di colonie di mosche bianche che possono essere mantenuti: un nonviruliferous e una mosca bianca viruliferous colonia. La colonia nonviruliferous è composta da mosche bianche allevati su piante virus e permette la disponibilità settimanale di mosche bianche che possono essere utilizzati per trasmettere i virus provenienti da diverse culture. Il viruliferous mosche bianche colonia,composto da mosche bianche allevati su piante infettate da virus, permette la disponibilità settimanale di mosche bianche che hanno acquisito il virus omettendo in tal modo un passo nel processo di trasmissione del virus.

Questi metodi per whitefly stabilimento colonie e manutenzione, così come la manipolazione di trasmettere virus vegetali sono stati utilizzati con successo in una serie di studi 4,11,12,14 così come molti altri non citati. Usando questi metodi con virus persistentemente trasmessi, abbiamo ottenuto ordinariamente i tassi desiderati di trasmissione del 100% per la selezione per la resistenza, lo screening insetticidi per la loro capacità di interferire con la trasmissione (e valutazione di composti che inducono resistenza) 13,14,17,18 ( Figura 9). Le procedure qui descritte possono essere e sono stati adattati alle molte posizioni in strutture di ricerca pubbliche e private. <table border="1"><tbody><tr><td> Tipo di trasmissione </td><td> Acquisizione Periodo di accesso (ora) </td><td> Inoculazione Periodo di accesso (ora) </td><td> Rif. </td></tr><tr><td> Non permanente </td><td> 1 </td&gt; <td> 2-24 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> Semipersistent </td><td> 6-24 </td><td> 8-24 </td><td> 10, 16 </td></tr><tr><td> Persistente </td><td> 48-72 </td><td> 48-72 </td><td> 3, 6, 8, 9 </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Tempi stimati che possono essere utilizzati per produrre alti tassi di trasmissione di virus con diversi tipi di relazioni con i loro vettori Bemisia tabaci specie complesse. Tempi stimati sono basati su tempi minimi pubblicati richiesti per la trasmissione 80-100% e modificato in alcuni casi per tenere conto di periodi di latenza e le differenze tra le popolazioni di mosche bianche, virus e piante ospiti. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig1.jpg" /> Figura 1. Un esempio di una mosca bianca viruliferous colonia. Questa stanza contiene le gabbie di crescita delle piante infettate con un begomovirus e infested con viruliferous mosche bianche. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig2.jpg" /> Figura 2. A sinistra: immaturi fasi della mosca bianca, Bemisia tabaci MEAM clade sensu De Barro 6 circa 1 settimana di post-emergenza e di destra: un adulto mosca bianca, un vettore efficace di molti virus delle piante. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3.jpg" /> Figura 3. Tipi di dispositivi di raccolta che possono essere utilizzati per raccogliere whiteflies per la trasmissione virus vegetale. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig4.jpg" /> Figura 4. A sinistra: carta di plastica giallo utilizzato per raccogliere gli adulti mosche bianche che mostrano mosche bianche pronte per la raccolta<html> . Destra: Raccolta mosche bianche da una carta di plastica giallo. Mosche bianche può essere visto sulla carta, come piccole macchie bianche / grigio. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig5.jpg" /> Figura 5. Whiteflies raccolti da aspirazione (20 in una fiala) dalla colonia sia pronta per acquisizione o inoculazione. <img alt="Figura 6" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6.jpg" /> Figura 6. In alto a sinistra:. Gabbie singole piante utilizzate a fini sia di acquisto o di inoculazione In alto a destra: gabbie più grandi realizzati in tubo pvc e organza. Inferiore: alluminio / schermo e gabbie di organza in una serra piante contenenti destinati ad una colonia mosca bianca. 32fig7.jpg &quot;/&gt; Figura 7. Mosche bianche vengono trasferiti a un unico impianto per inoculazione (o acquisizione). <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig8.jpg" /> Figura 8. L&#39;aggiunta di un insetticida sistemico inzuppare per terminare il periodo di accesso inoculazione mosche bianche. <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig9.jpg" /> Figura 9. Piante di campo in fase di valutazione per la resistenza a leaf curl virus giallo del pomodoro. Tutte le piante sono state inoculate in 5 settimane vecchie piantine e poi trapiantato al campo per la valutazione. Piante in primo piano sono una linea di germoplasma resistente, piante sullo sfondo sono linea germoplasma sensibili.

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Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Migliorare la nostra comprensione e la nostra capacità di gestire molti dei virus delle piante insetto-trasmesse richiede l&#39;uso del vettore. Trasmissione insetto di virus vegetali è una interazione tritrofico, e come tale richiede la manipolazione di insetti, virus, e vegetali. Vettori devono essere allevati in gran numero e manipolati in modo tale da assicurare alti tassi di trasmissione di piante test. Le basi di allevamento e di manipolare la mosca bianca,<em&gt; Bemisa tabaci</em&gt; (<em&gt; Hemiptera: Aleyrodidae</em&gt;), Un vettore di virus vegetali appartenenti a vari generi impianto emergenti virus, che rappresentano un gran numero di virus economicamente rilevanti è presentato.

Trasmissione di virus vegetali Utilizzo Aleurodidi

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

28.7K Views.  University of Florida. Migliorare la nostra comprensione e la nostra capacità di gestire molti dei virus delle piante insetto-trasmesse richiede l'uso del vettore. Trasmissione insetto di virus vegetali è una interazione tritrofico, e come tale richiede la manipolazione di insetti, virus, e vegetali. Vettori devono essere allevati in gran numero e manipolati in modo tale da assicurare alti tassi di trasmissione di piante test. Le basi di allevamento e di manipolare la mosca bianca,...

Video: Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Testing the Physiological Barriers to Viral Transmission in Aphids Using Microinjection

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When an uninfected aphid feeds on an infected plant it contracts the virus through the plant phloem. Once ingested, the virus must pass from the insect gut to the hemolymph (the insect  blood ) and then must pass through the salivary gland, in order to be transmitted back to a new plant. An aphid may take up different viruses when munching on a plant, however only a small fraction will pass through the gut and salivary gland, the two main barriers for transmission to infect more plants. In the lab, we use physalis plants to study PLRV transmission. In this host, symptoms are characterized by stunting and interveinal chlorosis (yellowing of the leaves between the veins with the veins remaining green). The video that we present demonstrates a method for performing aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut is preventing viral transmission.
The video that we present demonstrates a method for performing Aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut or salivary gland is preventing viral transmission.

Aphids are effective transmitters of plant viruses. Aphid microinjection of virus, the procedure we will show you today, is a technique allowing researchers to inject virus directly into the hemocoel of the aphid, bypassing the gut, one of the 2 major barriers for virus transmission in a circulative manner. The same technique is also used to inject dsRNA for RNAi.

Test della barriere fisiologiche di trasmissione virale in Afidi Utilizzando Microiniezione

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When ...

Ricerca

Biologia

Testing Nicotine Tolerance in Aphids Using an Artificial Diet Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well know to have insecticidal properties. One response of tobacco plants to herbivory, or being gnawed upon by insects, is to increase the production of this neurotoxic alkaloid. Here, we will demonstrate how to set up an experiment to address this question of whether a tobacco-adapted strain of the green peach aphid, Myzus persicae, can tolerate higher levels of nicotine than the a strain of this insect that does not infest tobacco in the field.

In this video and assay is demonstrated that tests the tolerance of nicotine to two types of aphids one that infests tobacco plants in the field and one that does not.

Test di tolleranza nicotina in Afidi Utilizzando un esperimento artificiale dieta

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well ...

Virus-induced Gene Silencing (VIGS) in Nicotiana benthamiana and Tomato

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA regulators: microRNAs, which are produced from non-protein coding genes and short interfering RNAs (siRNAs). Plants use RNAi to control transposons and to exert tight control over developmental processes such as flower organ formation and leaf development2,3,4. Plants also use RNAi to defend themselves against infection by viruses. Consequently, many viruses have evolved suppressors of gene silencing to allow their successful colonization of their host5.
Virus-induced gene silencing (VIGS) is a method that takes advantage of the plant RNAi-mediated antiviral defense mechanism. In plants infected with unmodified viruses the mechanism is specifically targeted against the viral genome. However, with virus vectors carrying sequences derived from host genes, the process can be additionally targeted against the corresponding host mRNAs. VIGS has been adapted for high-throughput functional genomics in plants by using the plant pathogen Agrobacterium tumefaciens to deliver, via its Ti plasmid, a recombinant virus carrying the entire or part of the gene sequence targeted for silencing. Systemic virus spread and the endogenous plant RNAi machinery take care of the rest. dsRNAs corresponding to the target gene are produced and then cleaved by the ribonuclease Dicer into siRNAs of 21 to 24 nucleotides in length. These siRNAs ultimately guide the RNA-induced silencing complex (RISC) to degrade the target transcript2.
Different vectors have been employed in VIGS and one of the most frequently used is based on tobacco rattle virus (TRV). TRV is a bipartite virus and, as such, two different A. tumefaciens strains are used for VIGS. One carries pTRV1, which encodes the replication and movement viral functions while the other, pTRV2, harbors the coat protein and the sequence used for VIGS6,7. Inoculation of Nicotiana benthamiana and tomato seedlings with a mixture of both strains results in gene silencing. Silencing of the endogenous phytoene desaturase (PDS) gene, which causes photobleaching, is used as a control for VIGS efficiency. It should be noted, however, that silencing in tomato is usually less efficient than in N. benthamiana. RNA transcript abundance of the gene of interest should always be measured to ensure that the target gene has efficiently been down-regulated. Nevertheless, heterologous gene sequences from N. benthamiana can be used to silence their respective orthologs in tomato and vice versa8.

Virus-induced Gene Silencing VIGS in Nicotiana benthamiana and Tomato

Description of a virus-induced gene silencing (VIGS) method for knock-down of gene expression in Nicotiana benthamiana and tomato.

Virale silenziamento genico (VIGS) in Nicotiana benthamiana E Pomodoro

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA ...

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called photoreceptors to sense and adapt to light. The red/far-red light-absorbing phytochrome photoreceptors have been studied extensively. Phytochromes exist as a family of proteins with distinct and overlapping functions in all higher plant systems in which they have been studied1. Phytochrome-mediated light responses, which range from seed germination through flowering and senescence, are often localized to specific plant tissues or organs2. Despite the discovery and elucidation of individual and redundant phytochrome functions through mutational analyses, conclusive reports on distinct sites of photoperception and the molecular mechanisms of localized pools of phytochromes that mediate spatial-specific phytochrome responses are limited. We designed experiments based on the hypotheses that specific sites of phytochrome photoperception regulate tissue- and organ-specific aspects of photomorphogenesis, and that localized phytochrome pools engage distinct subsets of downstream target genes in cell-to-cell signaling. We developed a biochemical approach to selectively reduce functional phytochromes in an organ- or tissue-specific manner within transgenic plants. Our studies are based on a bipartite enhancer-trap approach that results in transactivation of the expression of a gene under control of the Upstream Activation Sequence (UAS) element by the transcriptional activator GAL43. The biliverdin reductase (BVR) gene under the control of the UAS is silently maintained in the absence of GAL4 transactivation in the UAS-BVR parent4. Genetic crosses between a UAS-BVR transgenic line and a GAL4-GFP enhancer trap line result in specific expression of the BVR gene in cells marked by GFP expression4. BVR accumulation in Arabidopsis plants results in phytochrome chromophore deficiency in planta5-7. Thus, transgenic plants that we have produced exhibit GAL4-dependent activation of the BVR gene, resulting in the biochemical inactivation of phytochrome, as well as GAL4-dependent GFP expression. Photobiological and molecular genetic analyses of BVR transgenic lines are yielding insight into tissue- and organ-specific phytochrome-mediated responses that have been associated with corresponding sites of photoperception4, 7, 8. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) of GFP-positive, enhancer-trap-induced BVR-expressing plant protoplasts coupled with cell-type-specific gene expression profiling through microarray analysis is being used to identify putative downstream target genes involved in mediating spatial-specific phytochrome responses. This research is expanding our understanding of sites of light perception, the mechanisms through which various tissues or organs cooperate in light-regulated plant growth and development, and advancing the molecular dissection of complex phytochrome-mediated cell-to-cell signaling cascades.

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

The molecular basis of spatial-specific phytochrome responses is being investigated using transgenic plants that exhibit tissue- and organ-specific phytochrome deficiencies. The isolation of specific cells exhibiting induced phytochrome chromophore depletion by Fluorescence-Activated Cell Sorting followed by microarray analyses is being utilized to identify genes involved in spatial-specific phytochrome responses.

Indagare tessuti e risposte fitocromo organo-specifici utilizzando FACS-Cell-assistita di tipo profili specifici di espressione in Arabidopsis thaliana</em

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called ...

Profiling Thiol Redox Proteome Using Isotope Tagging Mass Spectrometry

Pseudomonas syringae pv. tomato strain DC3000 not only causes bacterial speck disease in Solanum lycopersicum but also on Brassica species, as well as on Arabidopsis thaliana, a genetically tractable host plant1,2. The accumulation of reactive oxygen species (ROS) in cotyledons inoculated with DC3000 indicates a role of ROS in modulating necrotic cell death during bacterial speck disease of tomato3. Hydrogen peroxide, a component of ROS, is produced after inoculation of tomato plants with Pseudomonas3. Hydrogen peroxide can be detected using a histochemical stain 3'-3' diaminobenzidine (DAB)4. DAB staining reacts with hydrogen peroxide to produce a brown stain on the leaf tissue4. ROS has a regulatory role of the cellular redox environment, which can change the redox status of certain proteins5. Cysteine is an important amino acid sensitive to redox changes. Under mild oxidation, reversible oxidation of cysteine sulfhydryl groups serves as redox sensors and signal transducers that regulate a variety of physiological processes6,7. Tandem mass tag (TMT) reagents enable concurrent identification and multiplexed quantitation of proteins in different samples using tandem mass spectrometry8,9. The cysteine-reactive TMT (cysTMT) reagents enable selective labeling and relative quantitation of cysteine-containing peptides from up to six biological samples. Each isobaric cysTMT tag has the same nominal parent mass and is composed of a sulfhydryl-reactive group, a MS-neutral spacer arm and an MS/MS reporter10. After labeling, the samples were subject to protease digestion. The cysteine-labeled peptides were enriched using a resin containing anti-TMT antibody. During MS/MS analysis, a series of reporter ions (i.e., 126-131 Da) emerge in the low mass region, providing information on relative quantitation. The workflow is effective for reducing sample complexity, improving dynamic range and studying cysteine modifications. Here we present redox proteomic analysis of the Pst DC3000 treated tomato (Rio Grande) leaves using cysTMT technology. This high-throughput method has the potential to be applied to studying other redox-regulated physiological processes.

Reactive oxygen species level is elevated when cells encounter stress conditions. Here we show the example of 3'-3' diaminobenzidine staining as well as cysTMT labeling and mass spectrometry to profile the redox proteome in Pseudomonas syringae treated tomato leaves.

Profiling tiolo Proteome Redox Utilizzando tag spettrometria di massa isotopica

Pseudomonas syringae pv. tomato strain DC3000 not only causes bacterial speck disease in Solanum lycopersicum but also on Brassica species, as well as on ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Fruit Analisi Volatile Utilizzando un naso elettronico

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the raw materials for human societies (e.g. wood, paper, textile and biofuel industries)1,2. However, understanding the biosynthesis and function of these components remains challenging.
Cell wall glycans are chemically and conformationally diverse due to the complexity of their building blocks, the glycosyl residues. These form linkages at multiple positions and differ in ring structure, isomeric or anomeric configuration, and in addition, are substituted with an array of non-sugar residues. Glycan composition varies in different cell and/or tissue types or even sub-domains of a single cell wall3. Furthermore, their composition is also modified during development1, or in response to environmental cues4.
In excess of 2,000 genes have Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans been predicted to be involved in cell wall glycan biosynthesis and modification in Arabidopsis5. However, relatively few of the biosynthetic genes have been functionally characterized 4,5. Reverse genetics approaches are difficult because the genes are often differentially expressed, often at low levels, between cell types6. Also, mutant studies are often hindered by gene redundancy or compensatory mechanisms to ensure appropriate cell wall function is maintained7. Thus novel approaches are needed to rapidly characterise the diverse range of glycan structures and to facilitate functional genomics approaches to understanding cell wall biosynthesis and modification.
Monoclonal antibodies (mAbs)8,9 have emerged as an important tool for determining glycan structure and distribution in plants. These recognise distinct epitopes present within major classes of plant cell wall glycans, including pectins, xyloglucans, xylans, mannans, glucans and arabinogalactans. Recently their use has been extended to large-scale screening experiments to determine the relative abundance of glycans in a broad range of plant and tissue types simultaneously9,10,11.
Here we present a microarray-based glycan screening method called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) (Figures 1 &amp; 2)10,11 that enables multiple samples (100 sec) to be screened using a miniaturised microarray platform with reduced reagent and sample volumes. The spot signals on the microarray can be formally quantified to give semi-quantitative data about glycan epitope occurrence. This approach is well suited to tracking glycan changes in complex biological systems12 and providing a global overview of cell wall composition particularly when prior knowledge of this is unavailable.

A technique called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) for the characterisation of plant cell wall glycans is described. This method combines the specificity of monoclonal antibodies directed to defined glycan-epitopes with a miniature microarray analytical platform allowing screening of glycan occurrence in a broad range of biological contexts.

Profiling Glycan dei polimeri cellula vegetale da parete usando i microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the ...

High-throughput Titration of Luciferase-expressing Recombinant Viruses

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with viruses that do not form plaques. As an alternative to plaque assays, we have developed a high-throughput titration method that allows for the simultaneous titration of a high volume of samples in a single day. This approach involves infection of the samples with a Firefly luciferase tagged virus, transfer of the infected samples onto an appropriate permissive cell line, subsequent addition of luciferin, reading of plates in order to obtain luminescence readings, and finally the conversion from luminescence to viral titers. The assessment of cytotoxicity using a metabolic viability dye can be easily incorporated in the workflow in parallel and provide valuable information in the context of a drug screen. This technique provides a reliable, high-throughput method to determine viral titers as an alternative to a standard plaque assay.

This article presents a high-throughput luciferase expression-based method of titrating various RNA and DNA viruses using automated and manual liquid handlers.

High-throughput Titolazione della luciferasi che esprimono ricombinanti virus

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, several traits are typically characterized using molecular assays to aid in epidemiological studies. These traits include species identification, insecticide resistance, parasite infection status, and host preference. Since populations of the Anopheles gambiae complex are morphologically indistinguishable, a polymerase chain reaction (PCR) is traditionally used to identify species. Once the species is known, several downstream assays are routinely performed to elucidate further characteristics. For instance, mutations known as KDR in a para gene confer resistance against DDT and pyrethroid insecticides. Additionally, enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) or Plasmodium parasite DNA detection PCR assays are used to detect parasites present in mosquito tissues. Lastly, a combination of PCR and restriction enzyme digests can be used to elucidate host preference (e.g., human vs. animal blood) by screening the mosquito bloodmeal for host-specific DNA. We have developed a multi-detection assay (MDA) that combines all of the aforementioned assays into a single multiplex reaction genotyping 33SNPs for 96 or 384 samples at a time. Because the MDA includes multiple markers for species, Plasmodium detection, and host blood identification, the likelihood of generating false positives or negatives is greatly reduced from previous assays that include only one marker per trait. This robust and simple assay can detect these key mosquito traits cost-effectively and in a fraction of the time of existing assays.

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Un test multi-rilevamento per la malaria Trasmissione Zanzare

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Imaging Spatial Reorganization of a MAPK Signaling Pathway Using the Tobacco Transient Expression System

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular fluorescent complementation (BiFC) assay in tobacco epidermal cells, from testing protein-protein interaction to monitoring spatial distribution of signal transduction in plant cells. In this protocol, we used the BiFC assay to show that the interaction and the signaling between the Arabidopsis MAPKKK YODA and MAPK6 occur at the plasma membrane. When the scaffold protein BASL was co-expressed, the YODA-MAPK interaction redistributed and spatially co-polarized with CFP-BASL. This modified tobacco expression system allows for quick examination of signaling localization and dynamic changes (less than 4 days) and can accommodate multiple of fluorescent protein colors (at least three). We also presented detailed methods to quantify protein distribution (asymmetric spatial localization, or &#34;polarization&#34;) in tobacco cells. This advanced tobacco expression system has a potential to be used widely for quick testing of dynamic signaling events in live plant cells.

At the subcellular level, signaling events are dynamically modulated by developmental and environmental cues. Here we describe a protocol that employs the tobacco transient expression system to monitor dynamic protein-protein interaction and to disclose spatial organization of signal transduction in plant cells.

Imaging Riorganizzazione spaziale di una via di segnalazione MAPK Utilizzando il sistema transitorio Expression Tabacco

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular ...