Produzione di particelle pseudotioniche di influenza ad alto livello con le legiole di busta dei virus altamente patogeni H5N1 e Avian H7N9

Questo protocollo descrive un processo sperimentale per produrre particelle pseudotimi virali infettive ad alto tipo (pp) con glicoproteine da due ceppi influenzali A e come determinarne l'infettività. Questo protocollo è altamente adattabile per sviluppare pps di qualsiasi altro tipo di virus avvolto con diversi glicoproteine busta.

La trasmissione diretta occasionale dell'influenza aviaria altamente patogena Un virus H5N1 (HPAI H5N1) e H7N9 agli esseri umani e la loro letalità sono gravi problemi di salute pubblica e suggeriscono la possibilità di un'epidemia. Tuttavia, la nostra comprensione molecolare del virus è rudimentale ed è necessario studiare le proprietà biologiche delle sue proteine dell'involucro come bersagli terapeutici e sviluppare strategie per controllare l'infezione. Abbiamo sviluppato una solida piattaforma di particelle pseudotimi virali (pp) per studiare il virus dell'influenza aviaria, compresa l'analisi funzionale delle sue emagglutininina (HA) e delle leglicoproteine della neuraminidasi (NA), le caratteristiche di riassortimento degli HA e delle AN, recettori, tropismi, anticorpi neutralizzanti, diagnosi, infettività, ai fini dello sviluppo di farmaci e della progettazione di vaccini. Qui, descriviamo una procedura sperimentale per stabilire pps con le legiole di busta (HA, NA) da due ceppi influenzali A (HAPI H5N1 e 2013 avian H7N9). La loro generazione si basa sulla capacità di alcuni virus, come il virus della leucemia murina (MLV), di incorporare le glicoproteine della busta in un pp. Inoltre, abbiamo anche dettagliato come questi pp sono quantificati con RT-qPCR, e il rilevamento di infettività di virus nativi e non corrispondenti pps a seconda dell'origine delle hA e delle AN. Questo sistema è altamente flessibile e adattabile e può essere utilizzato per stabilire pp virali con legioproteine di busta che possono essere incorporati in qualsiasi altro tipo di virus avvolto. Pertanto, questa piattaforma di particelle virali può essere utilizzata per studiare i virus selvatici in molte indagini di ricerca.

La missione di una particella virale è quella di trasportare il suo genoma da una cellula ospite infetta a una cellula ospite non infetta e di consegnarlo nel citoplasma o nel nucleo in una forma di replica-competente¹. Questo processo è inizialmente innescato dal legame ai recettori cellulari ospiti, seguito dalla fusione di membrane virion e cellulari. Per i virus avvolti, come i virus dell'influenza, le glicoproteine a spillo sono responsabili del legame del recettore e della fusione^1,2. Le letalici virali (ad esempio, pirogeni, antigeni), sono coinvolte in molte importanti proprietà ed eventi, come l'inizio del ciclo di vita dei virus (legatura e fusione), la patogenesi virale, l'immunogenicità, l'apoptosi delle cellule ospiti e il tropismo cellulare, la via endocitica cellulare, così come la trasmissione e il riassortimento delle interspecie^1,3,4,5,6,7. La ricerca sulle glicoproteine della busta virale ci aiuterà a capire molti aspetti del processo di infezione virale. Le particelle virali pseudotipate (pp), anche definite pseudovirioni o pseudoparticelle, possono essere generate attraverso una tecnica di pseudotipizzazione^8,9,10. Questa tecnologia è stata utilizzata per sviluppare particelle pseudotimi di molti virus, tra cui l'epatite C^11,12, l'epatite B¹³, il virus della stomatite vescicolare (VSV)^14,15e il virus dell'influenza^16,17,18,19. Questa tecnologia si basa sulla proteina Gag-Pol dei lentivirus o di altri retrovirus.

Le particelle virali pseudotipate possono essere ottenute utilizzando un sistema a tre plasmidi cotraducendo un plasmide di espressione glicoproteina virale, un plasmide di imballaggio retrovirale che manca il gene dell'involucro e un plasmide reporter separato nelle cellule produttrici di pp. Il retrovirus è assemblato dalla sua proteina Gag, e germoglia da una membrana cellulare infetta che esprime la proteina busta virus¹. Pertanto, è possibile ottenere pps di influenza ad alto titer utilizzando la proteina Gag retrovirus per produrre gemme su una membrana cellulare che esprime influenza HA e NA. Nei nostri studi precedenti, gli HA/NA in tutte le combinazioni erano funzionali e in grado di svolgere le funzioni corrispondenti nel ciclo di vita virale^16,17,18^,20,21. Questi pp sono usati per studiare le caratteristiche biologiche dell'influenza, tra cui l'eagoglutinazione, l'attività neuraminidese, il tropismo legante del recettore HA e l'infettività. Poiché HA e NA sono entrambe importanti proteine funzionali della superficie nel ciclo di vita virale, gli HA e le AN non corrispondenti derivati da diversi ceppi di influenza possono in parte dimostrare il riassortimento tra di loro. Qui, generiamo otto tipi di pp sottinfluenzali combinando due HA e due NA (derivati dal ceppo HPAI H5N1 e la macchia H7N9), utilizzando un sistema di pseudotipida a tre plasmi. Questi otto tipi di pp includono due pp nativi, H5N1pp, H7N9pp; due pps non corrispondenti, (H5-N9)pp, (H7-N1)pp; e quattro pp che ospitano una sola glicoproteina (HA o NA), H5pp, N1pp, H7pp, N9pp. Gli studi sul virus dell'influenza, come H5N1 e H7N9, sono limitati dai requisiti di biosicurezza. Tutti gli studi sui ceppi del virus dell'influenza selvatica devono essere eseguiti in un laboratorio di livello di biosicurezza 3 (BSL-3). La tecnologia delle particelle virali pseudotipata può essere utilizzata per confezionare un virione artificiale in un ambiente di livello di biosicurezza 2 (BSL-2). Pertanto, i pp rappresentano uno strumento più sicuro e utile per studiare i processi del virus dell'influenza a seconda dei suoi due principali glicoproteine: l'emagglutinina (HA) e la neuraminidasi (NA).

Questo protocollo descrive la generazione di questi pps con una strategia di cotransfezione a tre plasmide (panoramica nella Figura 1), come quantificare pps e il rilevamento dell'infettività. La produzione pp coinvolge tre tipi di plasmidi (Figura 1). Il gene gag-pol, che codifica la proteina Gag-Pol retrovirus, è stato clonato da un kit di confezionamento retrovirus e inserito nel plasmide di pcDNA 3.1 e chiamato pcDNA-Gag-Pol. Il gene delle proteine fluorescenti verdi potenziate (eGFP), che codifica la Proteina Fluorescente Verde, è stato clonato dal vettore pTRE-EGFP, inserito nel plasmide di pcDNA 3.1 e chiamato pcDNA-GFP. Durante la clonazione, è stata aggiunta una sequenza di segnale di imballaggio (sezione ) tramite un primer. I geni HA e NA sono stati clonati in un plasmide pVRC, chiamato pVRC-HA e pVRC-NA, rispettivamente. L'ultimo plasmide codifica la proteina di fusione e può essere sostituito con qualsiasi altra proteina di fusione di interesse. La nostra piattaforma di pseudotipigrafia include due plasmidi di espressione glicoproteina: pVRC-HA e pVRC-NA. Questo può semplificare la ricerca sul riassortimento tra diversi ceppi di virus in un ambiente BSL-2.

1. Giorno 1: Coltura cellulare e semina

1. Coltivare il rene embrionale umano (HEK) 293T/17 cellule in piatti da 60 mm con il mezzo essenziale modificato di Dulbecco (DMEM) integrato con 10% siero bovino fetale (FBS) e 100 U/mL penicillina-streptomicina (DMEM Complete Medium, DCM) in un incubatore di biossido di carbonio (CO₂₎a 37 gradi, 5% fino a circa l'80% di confluente.
   NOTA: si consigliano le cellule di passaggio basso HEK 293T/17.
2. Lavare con cura le cellule con 5 mL di fosfato tamponato salina (PBS) 1x.
   NOTA: la movimentazione manuale delle celle HEK 293T/17 deve essere molto delicata, perché si staccano facilmente.
3. Rimuovere PBS e dissociare le cellule con 1 mL di 0,25% soluzione di acido tetraceotico di etilene -etilene (EDTA). Collocare il piatto in un'incubatrice di CO₂ di 37 gradi centigradi per non più di 5 min fino a quando le cellule non vengono dissociate.
4. Disattivare trypsin aggiungendo 5 mL di DCM. Disperdere le cellule in una sospensione a cella singola pipeting su e giù più volte.
5. Trasferire le sospensioni cellulari in un tubo di centrifuga prechilled da 15 mL. Raccogliere le cellule con centrifugazione a 250 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
6. Decant il più possibile il super-natante. Risospendere il pellet cellulare con 6 mL di media DCM e contare le celle. Diluire le celle a 1 x 10⁶ celle / mL con supporto DCM.
7. Semina le cellule in una piastra a 6 pozzetti con 1 mL di sospensione cellulare per pozzo. Accarezzare delicatamente la piastra per distribuire uniformemente le cellule. Incubare la piastra durante la notte (14-16 h) in un incubatore di CO₂ a 37 gradi centigradi.

2. Giorno 2: Cotrasfezione a quattro plasmidi mediata dalla Lipofezione

1. Controllare la morfologia cellulare e la densità al microscopio luminoso invertito. Idealmente, le cellule dovrebbero essere circa 85% confluenti alla trasfezione. Sostituire il mezzo con 1 mL di supporto DMEM senza siero per pozzo, quindi rimettere la piastra nell'incubatrice.
   NOTA: la movimentazione manuale delle celle HEK 293T/17 deve essere molto delicata, perché si staccano facilmente.
2. Per ogni pozzo di cellule coltivate da trasfetare, diluire 8 L del reagente di trasfezione ad un volume di 150 l con ridotto siero medio (tubo 1). Mescolare delicatamente e incubare per 5 min a temperatura ambiente (RT, circa 20 gradi centigradi).
   NOTA: Per ogni campione di trasfezione, preparare due tubi di microcentrifuga da 1,5 mL, numerati 1 e 2.
3. Nel tubo 2, diluire 2,5 g di DNA plasmico in 150 l di Ridotto Serum Medium.
   NOTA: nel tubo 2, diluire ogni DNA plasmide come mostrato nella Tabella 1. Un plasmide codifica virus stomatite vestante (VSV) G glicoproteina (pLP-VSVG plasmide) è stato utilizzato come un controllo positivo, perché VSV è in grado di infettare una vasta gamma di cellule. Le particelle di controllo negative che non hanno le glicoproteine dell'involucro influenzale (zenv pps) sono state generate utilizzando pLAsmidi pcDNA-Gag-Pol e pcDNA-GFP.
4. Dopo un'incubazione di 5 min, unire il DNA diluito con la reagente di trasfezione diluita. Mescolare delicatamente e incubare per altri 15 min a RT.
5. Aggiungere il complesso DNA-lipidico al pozzo corrispondente contenente le cellule e il mezzo senza siero. Mescolare delicatamente dondolando la piastra avanti e indietro.
6. Dopo l'incubazione per 4-6 h in un incubatore di 37 gradi centigradi, il 5% di CO_2, rimuovere il mezzo e sostituire con 2 mL di DMEM. Incubare per altri 36-48 h in un incubatore di 37 gradi centigradi, 5% di CO_2.
   NOTA: Sostituire con DMEM senza siero e anticorpi. In questo protocollo, due UD e due DI ad possono essere utilizzate per generare otto tipi di pp (illustrati nella tabella 1).

3. Giorno 3: Semina di cellule suscettibili

1. Per il saggio di infettività, semina ogni tipo di cellule sensibili a 1 x 10⁴ cellule per pozzo in una piastra di 96 pozzetti.
   NOTA: Utilizzare due tipi di cellule bersaglio per eseguire il saggio di infettività in questo articolo: una linea cellulare umana derivata dall'alveolar (cellule A549) e le cellule del rene canino Madin-Darby (MDCK). Le cellule MDCK sono ampiamente utilizzate nella ricerca sull'influenza e possono essere un buon controllo. Questo passaggio è flessibile. Qualsiasi altra linea cellulare bersaglio può essere utilizzata in base ai requisiti di ricerca.
2. Incubare la piastra durante la notte (14-16 h) in un incubatore di CO₂ a 37 gradi centigradi.

4. Giorno 4: Raccolta di particelle virali pseudotipate, quantificazione e test di infezione

1. Raccolta di particelle virali pseudotipate
   1. Controllare il colore del supporto. Idealmente, dovrebbe essere rosa chiaro o leggermente arancione. Esaminare le cellule con un microscopio biologico fluorescente invertito ai sensi di 440-460 nm.
   2. A 36-48 h dopo la trasfezione, raccogliete i pp scorrendo attraverso un filtro a membrana di fluoruro polivinylidene (PVDF) da 0,45 m per eliminare i detriti cellulari.
   3. Dividere gli pps in piccoli volumi.
   4. Conservare gli pps a -80 gradi centigradi.
      NOTA: il protocollo può essere messo in pausa qui. Tuttavia, questo non è incoraggiato, perché l'infettività degli pps diminuirà bruscamente dopo il congelamento e lo scongelamento.
2. Quantificazione delle particelle virali pseudotipata
   1. Trasferire 20 - L di pp purificati in un tubo di microcentrifuga da 1,5 ml senza microcentrisi.
   2. Aggiungete 1 L di 0,24 U/mL di nucleasi benzonase. Incubare a 37 gradi centigradi per 1 h per eliminare qualsiasi contaminazione da DNA e RNA.
      NOTA: l'RNA bersaglio, comunemente abbassato di citomegalovirus (CMV)-GFP, è confezionato nel pps e può evitare di essere degradato dalla nucleasi benzonase.
   3. Congelare il campione a -70 gradi centigradi per disattivare la nucleale benzonase.
   4. Aggiungete 2 -L di proteinasi K. Incubare a 50 gradi centigradi per 30 min per digerire le proteine dell'involucro e rilasciare l'RNA CMV-GFP. Inattivare la proteinasi K a 100 gradi centigradi per 3 minuti.
   5. Quantificare i pps in tempo reale in senso in tempo reale con un kit RT-qPCR universale probe One-Step, utilizzando l'anticipo 5'-AACAAAAGCTGGACTCTCTCTGTTTAA-3', il primer inverso 5'-GGCTCTCTTGAGTTGACTAC-3', e la sonda 5'-FAM-CCCCCAAATGAAAGACCCGA-TAM-3', su un termociclista PCR in tempo reale. Normalizzare i pps per il numero di copia dell'RNA prima dell'infettività.
3. Assay di infettività
   1. Diluire ogni tipo di pps in termini di dati qRT-PCR a 4 x 10⁵ copie/mL (normalizzazione pp).
   2. Aggiungere Tosyl-Phenylalalnine Chloromethyl-Ketone (TPCK)-trypsin ad una concentrazione finale di 40 g/mL in pps che ospitano H7N9 HA. Incubare a 37 gradi centigradi per 1 h per formare le sue sottounità funzionali HA1 e HA2.
      NOTA: Non c'è bisogno di trattare gli pps che ospitano H5 con TPCK-trypsin, perché hanno più residui di arginina e lisina presso il sito di scissione HA1-HA2. Questo sito di scissione multi-basic può essere scisso da ubiquitose proteasi cellulari.
   3. Mescolare pp normalizzati con un supporto DMEM (senza siero) con un rapporto 1:1 (volume/volume).
   4. Portare la piastra contenente cellule sensibili all'armadio di biosicurezza.
   5. Aspirare il supernatante e lavare le cellule una volta con 0,1 mL di PBS preriscaldato.
   6. Aggiungere 0,1 mL di miscela pps-DMEM a un pozzo. Triplicare i test di infettività di ogni tipo di pps a una linea cellulare suscettibile (panoramica nella Figura 2).
   7. Incubare il pozzo 96 per 4-6 h in un incubatore di 37 gradi, 5% di CO_2.
   8. Aspirare il supernatante e sostituire con 0,1 mL di DCM.
   9. Incubare il pozzo 96 per altri 24-36 h in un incubatore di 37 gradi centigradi, con CO_2.

5. Giorno 5 o 6: Rilevamento di infettività

1. Portare la piastra 96 pozzo all'armadio biosicurezza.
2. Aspirare il supernatante e lavare le cellule 1x con 0,2 mL di PBS preriscaldato.
3. Rimuovere PBS e dissociare le celle con 0,1 mL di 0,25% soluzione trypsin-EDTA.
4. Collocare il piatto in un'incubatrice di CO₂ a 37 gradi centigradi per 3 min fino a quando le cellule non vengono dissociate.
   NOTA: Evitare di incubare per più di 5 min, perché questo porterà all'agglomerazione delle cellule.
5. Disattivare trypsin aggiungendo 0,4 mL di DCM.
6. Disperdere le cellule in sospensione a cella singola pipeting su e giù più volte.
7. Trasferire le sospensioni cellulari in un tubo di microcentrifuga da 1,5 mL refrigerato.
8. Determinare le celle gFP reporter-positivo con Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS).
   NOTA: per determinare il rapporto tra le celle bersaglio positive del reporter GFP, impostare i cancelli del citometro di flusso utilizzando i campioni di controllo (celle A549 non trattate o celle MDCK) e quindi contare le celle gFP reporter-positivi di 10.000 celle per campione.

A seconda della procedura generale descritta in precedenza, abbiamo generato 10 tipi di pp che combinano due HA di gruppo o glicoproteine VSV-G o lecoproteine senza busta (mostrate nella tabella 1). Sette di loro sono contagiosi. Gli pp s che non contengono glicoproteine senza involucro o solo il porto NA non hanno mostrato alcuna infettività qui. La procedura di produzione dell'influenza pp è descritta nella Figura 1. Le micrografie elettroniche di trasmissione di pppp (ad esempio, H5N1pp) sono mostrate nella Figura 3. I risultati dei saggi di infettività di questi pps sono mostrati in Figura 4. L'infettività dei sette tipi di ppè è stata valutata a un valore di 20 copie del genoma per cellula (GCP) [simile alla molteplicità dell'infezione (MOI)] . Nel gruppo pps che ospita H5, l'infettività di H5N1, (H5-N9) e H5 è stata del 90,05 : 4,05%, 17,78 % , 10,15 , 2,85% per la linea cellulare A549 e 40,37 - 4,92%, 5,24 x 1,32%, 4.88 0.27% rispettivamente per MDCK. Nel gruppo pps che ospita H7, l'infettività di H7N9, (H7-N1) e H7 è stata del 10,45 % , del 6,75%, del 6,75% dell'1,23%, dell'1,23% per la linea cellulare A549 e del 7,61 % , rispettivamente di 1,04%, 4,12 x 1,29%, 1,08 x 0,02% per MDCK. Per i saggi di infettività dei pps, in particolare HApp (H5pp, H7pp), neuraminidesi esogena non è stato aggiunto. In questo assaggio di infettività, le cellule MDCK sono state utilizzate anche come linea cellulare di controllo per testare l'infettività pps. L'infettività di VSVGpp è stata del 20,9 x del 2,00% per A549 e del 16,02 1,41% per le cellule MDCK. Le lecoloproteine delta-busta pp (zenv) non hanno mostrato infettività nel nostro studio. Questi dati hanno anche dimostrato che gli HA/AN provenienti da diversi ceppi di virus sono in grado di generare con successo particelle virali infettive. Nel loro insieme, la nostra piattaforma di pseudotipizzazione può sviluppare particelle virali pseudotitimi infettive utilizzate nella ricerca influenzale.

Figura 1: Panoramica della procedura di produzione dell'influenza pp. (A) Il plasmide di imballaggio pcDNA-Gag-pol, il reporter plasmid pcDNA-GFP e la busta plasmids pVRC-HA e pVRC-NA, sono cotransigettati nelle cellule HEK 293/17 che producono pp. (B) Nelle cellule HEK 293/17, le poliproteine Gag-Pol sono sintetizzate e trasportate da un meccanismo sconosciuto alla membrana cellulare. Le lecoproteine HA e NA vengono trasportate e ancorate sulla membrana cellulare attraverso il percorso secretoria. Il reporter plasmid pcDNA-GFP è trascritto nell'RNA genomico a singolo filamento di s-GFP. (C) Durante o dopo il trasporto, la proteina Gag-Pol recluta l'RNA genomico a singolo filamento di z-GFP attraverso i segnali di imballaggio del psioRNA, formando così i complessi pre-budding. (D) Il complesso assemblato Gag-pol-RNA induce la curvatura della membrana, portando alla formazione di un germoglio. Durante il germogliamento, le legaproteine di hAs/NA sono incorporate nelle particelle nascenti. Il budino viene completato quando la particella si stacca dalla membrana cellulare. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Disposizione generale del saggio di infettività. I test di infettività di ogni tipo di pps a una linea cellulare suscettibile sono stati misurati in triplice copia. Le cellule umane derivate dall'alveolar A549 e MDCK sono utilizzate come cellule sensibili. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Micrografie elettroniche di trasmissione di pps. Non concentrato (a sinistra) e concentrato (a destra) supernatale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: infettività dei pp normalizzati. L'infettività è presentata come la percentuale media di deviazione standard (SD) delle cellule infette (n . L'infettività di pps è stata valutata in due linee cellulari, cellule A549 e MDCK. Sette tipi di pp hanno mostrato vari profili di infettività in due cellule bersaglio. Pps che solo porto NA non sono mostrati qui in quanto non hanno manifestato alcuna infettività. Anche gli Pp che ospitano le glicoproteine senza inviluppo (invidiato) non mostravano infettabilità nel nostro studio. La percentuale di infettività ha indicato il rapporto tra le cellule cintive-positive della GFP in 10.000 cellule per campione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Tabella 1: Combinazioni di proteine HA e NA derivate dai virus H5N1 e H7N9 e le quantità (volume) richieste di DNA plasmide per una trasfezione ben di una piastra di 6 pozze. Secondo la concentrazione di preparati plasmide, calcolare il volume richiesto di ogni DNA plasmide. La quantità totale di DNA plasmide per la tranflessione di un pozzo è di 2,5 g. Per ottenere la massima efficienza di trasfezione e i più bassi effetti non specifici, abbiamo ottimizzato le condizioni di trasfezione variando le concentrazioni di DNA plasmide e reagente di tranfezione. Dopo l'ottimizzazione, il rapporto tra le quattro quantità di plasmidi è stato impostato su 16:16:1:1:1. Il volume di reagente di trasfezione utilizzato in un pozzo trasfezione di una piastra 6 pozzo è 8 l (non mostrato nella tabella). Due HA e due virus HA da H5N1 e H7N9 possono essere utilizzati per generare otto tipi di pp: H5N1pp, (H5 : N9)pp, H5pp, N1pp, H7N9pp, (H7 - N1)pp, H7pp e N9pp. Gli pp che ospitano le glicoproteine no-envelope (invitondo) o solo le glicoproteine NA non hanno mostrato alcuna infettività nel nostro studio.

In questo protocollo, descriviamo un metodo per produrre particelle pseudotimi del virus dell'influenza (pp) in un ambiente BSL-2. Il reporter plasmid pcDNA-GFP è incorporato nei pps e può essere utilizzato per quantificare pps da FACS in un assaggio di infettività. Abbiamo scelto due tipi di linee cellulari sensibili perché sono ampiamente utilizzate nella ricerca sull'influenza. Le cellule MDCK fornirebbero un buon controllo alle cellule umane immortalate variabili utilizzate in questi studi.

Questo protocollo si basa sul retrovirus MLV, che può incorporare un reporter GFP e produrre gemme sulla membrana cellulare. Questa tecnica è stata ampiamente sviluppata per il confezionamento di particelle di virus dell'influenza^4,22,23,24. Alcuni altri sistemi si basano sul sistema di pseudotipizzazione lentivirale HIV-1^19,25,26 o sul sistema di espressione delle cellule di insetti baculovirus^27,28,29. Molti altri geni reporter sono stati utilizzati anche per la produzione di pseudoparticelle, come la luciferasi (luminescenza)^30,31,32,33, z-gal/Lac ,^34,35, e fosfani alcalini secreti^36,37. Millet et al. utilizzato il saggio luciferasi per quantificare l'infettività delle particelle pseudotimi³³. Rispetto alla luciferasi, la fluorescenza verde della GFP è facilmente osservabile con un microscopio biologico fluorescente invertito. Questo è un modo conveniente per controllare l'efficienza della trasfezione e dell'infezione. Per questo studio, l'infettività può essere determinata direttamente rilevando le cellule gFP-positive con FACS.

In questo metodo, diversi passaggi influiscono in modo critico sui risultati. La densità cellulare ottimizzata è un fattore critico per il successo della trasfezione. In questo protocollo, una densità cellulare compresa tra l'80 e il 90% di confluenti è risultata ottimale per la produzione di virus dell'influenza pp. Densità cellulare superiore o inferiore si tradurrà in una minore efficienza di trasfezione. Un buon stato fisiologico delle cellule produttrici è anche molto importante per l'elevata produzione di particelle. Questo è il motivo per cui il passaggio cellulare inferiore HEK 293T/17 cellule sono raccomandati per produrre pps in questo protocollo. Inoltre, il volume del reagente di trasfezione e il rapporto delle quattro quantità di plasmidi possono anche influenzare l'efficienza della trasfezione. Per ottenere la massima efficienza di trasfezione, si consiglia di ottimizzare questi fattori variando e testandone la quantità. Abbiamo impostato il rapporto di quattro quantità di plasmidi come 16:16:1:1 e il volume del reagente di trasfezione come 8 -L per una tranfezione ben in una piastra 6 pozzo. Un altro problema è la gestione delle cellule. Le cellule HEK 293T/17producer sono a bassa adesione, quindi la gestione manuale delle cellule deve essere molto delicata. La lipofezione può portare ad un aumento della permeabilità cellulare, e il siero e gli anticorpi nel mezzo possono aumentare la citotossicità. È meglio usare DMEM privo di siero e anticorpi per colture cellule HEK 293T/17 post-trascurate. Inoltre, il tempo di raccolta è importante. A 36-48 h dopo la trasfezione, il colore del supernatante cellulare deve essere controllato per assicurarsi che sia rosa o arancione-rosa prima della raccolta pp. Il supernatante giallo indica che il mezzo è troppo acido per sostenere la crescita cellulare e di solito porta a scarse rese pp.

Abbiamo eseguito il saggio di trasfezione in una piastra 6 pozzo. Per ottenere più volume pp è possibile aumentare il numero di pozzi di trasfezione e i supernattivi che contengono gli stessi pps possono essere raggruppati insieme. In alternativa, qualche altro tipo di navi può essere utilizzato per aumentare la resa pp. Ad esempio, 18 l di reagente di trasfezione e 5,5 g di DNA plasmide possono essere utilizzati per eseguire la trasfezione con 2,2 x 10⁶ cellule in un piatto da 60 mm. Allo stesso modo, un assaggio di infettività può essere effettuato in una piastra di 24 pozzi.

Il successo di questa tecnica può essere influenzato da molti fattori. Pertanto, la procedura dovrebbe essere ottimizzata per la confezione di particelle di diversi tipi di virus.

In questo protocollo, sono state generate particelle virali pseudotitimi di HPAI H5N1 e H7N9, così come i loro riassortivi. In questo metodo, usiamo qRT-PCR del GFP-RNA nell'assaggio di infettività a livello di singola cellula (come copie del genoma per cellula) invece di Tissue Culture Infectious Dose 50 (TCID50) o MOI tradizionale^23,38,39. I metodi di titolazione dell'infettività del virus si basano su saggi di placca o saggi TCID50, che richiedono tempo e manodopera. Entrambi i saggi si basano sulla misurazione degli effetti citopatici visibili (CPE) causati dall'infezione da virus nelle linee cellulari, quindi può essere difficile titorare i virus di bassa infettività (cioè H7pp in questo studio). Pensiamo che sia un metodo conveniente, efficace e rapido per normalizzare pps con qRT-PCR dell'RNA GFP contenuto in influenza pps.

Nel loro insieme, la nostra tecnica è sicura e adattabile e può essere utilizzata per studiare i virus avvolti, inclusi i loro recettori, tropismi, funzione del lecoproteina, anticorpi neutralizzanti, sviluppo di farmaci antivirus, diagnosi e progettazione del vaccino e Valutazione.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni da di medicina provinciale e piano di scienza e tecnologia della salute (Grant Numbers, 2017KY538), Hangzhou Municipal Medicine and Health Science and Technology Plan (Grant Numbers, OO20190070), Hangzhou Medical Science e Technology key Project (Grant Numbers, 2014-11) e Hangzhou progetto di applicazione autonoma comunale di sviluppo sociale e ricerca scientifica (Grant Numbers, 20191203B134).