Posizionamento chirurgico di cateteri per durata Esercizio cardiovascolare test in Swine

Here we present a protocol to assess cardiopulmonary function in awake swine, at rest and during graded treadmill exercise. Chronic instrumentation allows for repeated hemodynamic measurements uninfluenced by cardiodepressive anesthetic agents.

Questo protocollo descrive la procedura chirurgica per cronicamente suina strumento e la procedura di esercitare suina su un tapis roulant motorizzato. All'inizio disfunzione cardiopolmonare è difficile da diagnosticare, soprattutto nei modelli animali, come la funzione cardiopolmonare è spesso misurata invasivo, richiede anestesia. Come molti agenti anestetici sono cardiodepressive, sottili cambiamenti nella funzione cardiovascolare possono essere mascherati. Al contrario, strumentazione cronica consente la misurazione della funzionalità cardiopolmonare nello stato di veglia, in modo che le misurazioni possono essere ottenuti in condizioni di riposo tranquillo, senza gli effetti di anestesia e trauma chirurgico acuto. Inoltre, quando gli animali siano adeguatamente formati, le misure possono essere ottenuti anche durante l'esercizio tapis roulant graduale.

Le sonde di flusso sono disposti intorno l'aorta o arteria polmonare per la misurazione della gittata cardiaca e intorno discendente anteriore dell'arteria coronaria per la misurazione della coronil flusso di sangue ario. cateteri piene di liquido vengono impiantati in aorta, arteria polmonare, atrio sinistro, ventricolo sinistro e ventricolo destro per la misurazione della pressione e il prelievo di sangue. Inoltre, a 20 G catetere è posizionato nella vena interventricolare anteriore per consentire coronarico prelievo di sangue venoso.

Dopo una settimana di recupero, suina sono collocati su un tapis roulant motorizzato, i cateteri sono collegati a pressione e flussometri, e suini sono sottoposti a un protocollo progressivo esercizio cinque fasi, con ogni fase della durata di 3 min. segnali emodinamici vengono continuamente registrati e campioni di sangue sono presi durante l'ultimo 30 secondi di ogni tappa esercizio.

Il principale vantaggio di studiare animali cronicamente strumentate è che permette la valutazione seriale di funzione cardiopolmonare, non solo a riposo, ma anche durante stress fisico come l'esercizio fisico. Inoltre, la funzione cardiopolmonare può essere valutata più volte durante la malattia lo sviluppo di unnd durante il trattamento cronico, aumentando così potenza statistica e quindi limitando il numero di animali necessari per uno studio.

Adeguata la funzione cardiopolmonare è essenziale per fornire al corpo ossigeno e sostanze nutritive, in particolare durante le condizioni di un aumento della domanda metabolica, come durante l'esercizio ^1. La risposta cardiopolmonare di esercizio è caratterizzato da una serie di adattamenti in funzione cardiaca, cioè., Un aumento della frequenza cardiaca, il volume contrattilità e ictus, e la funzione microvascolare, cioè, vasodilatazione nei letti vascolari forniscono muscoli esercitano così come nel polmonari vascolarizzazione, e vasocostrizione nei letti vascolari che alimentano il sistema gastrointestinale e muscoli inattivi ^1. La capacità di esercizio alterata è un marchio di garanzia precoce di disfunzione cardiopolmonare, e test da sforzo cardiopolmonare è usato come un metodo efficace per delineare tra disfunzione cardiaca, disfunzione vascolare e / o disfunzione polmonare in pazienti con ridotta capacità di esercizio ^2. All'inizio disfunzione cardiopolmonare è Difficult per diagnosticare, soprattutto nei modelli animali, come la funzione cardiopolmonare è spesso misurata invasivo, richiede anestesia, con molti agenti anestetici con proprietà cardiodepressive ^3.

strumentazione cronica consente la misurazione della funzione cardiopolmonare in stato di veglia, e quando gli animali sono completamente adeguati alle misurazioni condizioni di laboratorio può essere ottenuto in condizioni di riposo tranquillo, senza gli effetti dell'anestesia e trauma chirurgico acuto. Inoltre, quando gli animali sono adeguatamente formati, le misure possono essere ottenuti anche durante tapis roulant classificato esercizio ^4,5. Più in particolare, a sinistra e funzione ventricolare destra può essere valutato e legato alla perfusione miocardica, mentre regolazione del tono vasomotoria nel microcircolo coronarico, sistemica e polmonare può essere determinato. L'uso di cateteri piene di liquido permette di misurare pressione, nonché il prelievo di campioni di sangue, senza imporre annunciolo stress dizionale sugli animali. Un altro vantaggio di studiare animali cronicamente strumentate è che test cardiopolmonare può essere ripetuto consentendo l'uso di un animale come proprio controllo, sia durante lo sviluppo della malattia o durante il trattamento cronico, aumentando così potenza statistica e quindi limitando il numero di animali necessari per uno studio .

Anatomia cardiopolmonare di suini simile a quella degli esseri umani ed è possibile indurre varie forme di malattie cardiopolmonari, come diabete ^6, infarto miocardico ^7, ipertensione polmonare ^8,9 e stimolazione indotta insufficienza cardiaca ^10,11. Inoltre, la dimensione di suini permette strumentazione cronica, e campionamento del sangue ripetuta di quantità sufficiente per analizzare non solo emogasanalisi, ma anche di effettuare misure neuroumorali e / o per la ricerca di marcatori di malattia.

Questo protocollo descrive l'intervento chirurgico utilizzato per cronicastrumento suina mente così come il protocollo per l'esercizio del suina su un tapis roulant motorizzato.

Le procedure che coinvolgono soggetti animali sono stati approvati dal Comitato di cura degli animali a Erasmus Medical Center di Rotterdam (NL). Swine con pesi tra i 6 ei 80 kg è stato strumentato con successo utilizzando questo protocollo.

1. L'adattamento degli animali alle manipolazioni umana

1. Dopo l'arrivo nella struttura, ospitare gli animali solitario, ma consentire loro di interagire con l'altro.
2. Accustomize suina alla manipolazione umana e trasporto dal stabulario al laboratorio sperimentale, gestendo l'animale almeno una volta al giorno per una settimana.
3. Addestrare gli animali in modo appropriato per gli esperimenti di esercizi su un tapis roulant motorizzato da loro l'esercizio sul tapis roulant per un minimo di tre volte prima di un intervento chirurgico.
4. Gli animali devono essere tenuti a digiuno O / N prima dell'intervento chirurgico per prevenire la nausea, vomito e così il potenziale aspirazione di liquidi dello stomaco.

2. Preparazione per la chirurgia

1. sedazione
   1. Preparare i farmaci per la sedazione in una siringa da 10 ml. Premedicazione consiste tiletamina / zolazepam (5 mg / kg), xilazina, (2,25 mg / kg) e atropina (1 mg).
   2. Iniettare il farmaco per via intramuscolare nel muscolo trapezio con un 19 G 1.5 '' ago per sedare il maiale.
   3. Attendere circa 10 minuti e verificare la presenza di rilassamento muscolare e perdita di coscienza per confermare il livello adeguato e stabile della sedazione.
   4. Posizionare un catetere di sicurezza periferico 20 G in una vena orecchio per la successiva somministrazione endovenosa di anestesia e / o liquidi.
2. Intubazione e la ventilazione
   1. Posto l'animale su un tavolo e / o carrello in posizione supina.
   2. Aprire la bocca dell'animale con spreader orale.
   3. In caso di insufficiente rilassamento delle ganasce o presenza di deglutizione riflessi, che ostacolano l'intubazione, amministrare tiopentale (10 mg / kg) per via endovenosa tramite il catetere orecchio vena. In alternativa, il maiale poteva essere mascheratocon isoflurano per indurre sedazione.
   4. Utilizzare un laringoscopio convenzionale con una luce e una lama Miller per consentire al laringoscopista di visualizzare direttamente la laringe. Se c'è laringospasmo, applicare 2% lidocaina alle corde e laringe per ridurre lo spasmo e consentire l'intubazione.
   5. Inserire un mandrino intubazione endotracheale nel tubo di rendere il tubo conforme meglio l'anatomia delle vie aeree superiori e passare il tubo attraverso la bocca e tra le corde vocali nella trachea.
   6. Gonfiare il bracciale palloncino con una siringa da 10 ml per contribuire a fissarlo in posizione, per evitare perdite di gas respiratori, e per proteggere le vie aeree da possibili l'aspirazione di liquidi dello stomaco.
   7. Collegare il tubo ad un (scambiatore di calore e umidità) Filtro respirazione e al ventilatore meccanico.
   8. Posto l'animale sul lato destro sul tavolo operatorio.
   9. Per ottenere livelli di pO2 di 100-120 mmHg, ventilare l'animale con una miscela di ossigeno e azoto (1: 2 v / v), using le seguenti impostazioni del ventilatore: la modalità di controllo della pressione: pressione positiva di fine espirazione (PEEP) 4 _cmH2O; picco di pressione inspiratoria 16 - 18 cm H _{2 O;} frequenza a seconda della dimensione dell'animale respirazione (di 20 kg animale, diminuire la frequenza con l'aumento di peso corporeo) dovrebbe tradursi in un volume corrente di ~ 10 ml / kg, monitorare la ventilazione con capnografia.
   10. Monitorare la temperatura con un termometro rettale e mantenere la temperatura tra 37-39 ° C utilizzando una lampada di calore o di stuoia di calore. Inoltre, il monitoraggio della frequenza cardiaca con elettrocardiogramma.
3. Anestesia
   1. Indurre e mantenere l'anestesia preferibilmente aggiungendo 2,0% di isoflurano (v / v) per il gas miscela di ventilazione o in alternativa mediante somministrazione endovenosa di fentanil (10 mcg / kg / h) attraverso il catetere orecchio vena.
   2. Controllare un'adeguata profondità dell'anestesia testando riflessi dolore con una cerva pizzico gamba punta prima di iniziare l'intervento chirurgico. Se necessario, aggiungereanestesia supplementare o attendere per qualche minuto. Controllare riflessi dolore regolarmente durante l'intervento chirurgico.
4. Fluidi e antibiotici
   1. Somministrare la prima dose di amoxicillina (25 mg / kg) per via endovenosa con il catetere orecchio vena.
   2. Collegare un sistema trasfusionale al catetere orecchio vena consentire infusione lenta di glucosio 10% (500 ml) durante l'intervento chirurgico.
5. Sterilizzazione di sito chirurgico
   1. Shave e pulire la pelle dell'animale su una superficie di circa 25 cm di larghezza dalla colonna vertebrale fino l'ascella sinistra.
   2. Scrub la pelle idratata con scrub iodopovidone (75 mg / ml) per circa 5 minuti.
   3. Rimuovere il sapone iodopovidone dalla pelle con garze sterili umidi, prima di sterilizzare la pelle con lozione iodopovidone (100 mg / ml).
   4. Coprire l'animale con teli chirurgici sterili per ridurre il trasferimento batterica e conseguente contaminazione del sito chirurgico.

3. Chirurgia

1. L'apertura del torace (toracotomia)
   1. Effettuare una incisione nella pelle, partendo 1 centimetro caudalmente all'angolo inferiore sinistro della scapola verso l'ascella sinistra (Figura 1). Utilizzare diatermia per cauterizzare i vasi sanguigni nella pelle per evitare un eccessivo sanguinamento.
   2. Tagliare il muscolo dentato e muscolo grande pettorale, utilizzando la modalità di taglio della diatermia. Anche utilizzare diatermia per cauterizzare i vasi sanguigni nello strato muscolare per evitare un eccessivo sanguinamento.
   3. Utilizzare smussa per dividere attentamente il muscolo intercostale del quarto spazio intercostale sinistro con un morsetto zanzara. Ora la superficie costiera del polmone sinistro coperto con pleura viscerale e parietale dovrebbe essere esposto.
   4. Per entrare nella cavità pleurica, perforare con attenzione entrambi gli strati della pleura e strappare aperto.
   5. Utilizzare un divaricatore toracico per separare i bordi della ferita e le costole e guidare con forza tessutia parte per ottenere una buona esposizione della cavità pleurica.
   6. Spingere via il polmone sinistro in direzione caudale e tenerlo in posizione con una garza umida. Ora il cuore e dei grossi vasi dovrebbero essere chiaramente esposti.
2. Il posizionamento di cateteri e sonde di flusso (figura 1)
   1. Utilizzare smussa per rimuovere ~ 2 ^cm 2 del circostante tessuto connettivo della aorta toracica discendente.
   2. Eseguire una sutura a borsa di, composto da tre punti, nella parete aortica con un non-assorbibile USP3-0 sutura intrecciata seta (ø0.2 mm).
   3. Penetrare la parete del vaso aortico con un acciaio 16 G ago in acciaio al centro della sutura a borsa di.
   4. Inserire la punta del catetere piene di liquido (finché l'anello) nell'aorta, tirare la sutura a borsa di saldamente insieme e legare le due stringhe di sutura.
   5. Per mantenere il catetere in posizione, avvolgere la sutura 3 volte in tutto il catetere sopra l'anello e di nuocioè le due stringhe di sutura. Ulteriori fissare il catetere con un nuovo punto circa 1 cm craniale dal luogo di inserimento.
   6. Collegare il catetere pieno di liquido al trasduttore di pressione calibrata, che è collegata al computer, per monitorare la pressione arteriosa media durante l'intervento chirurgico. Ottenere un gas sangue arterioso per verificare o modificare le impostazioni per la ventilazione corrette.
   7. Aprire il pericardio con un taglio incrociato. Essere consapevoli di tenere il nervo frenico che corre sopra il pericardio intatto.
   8. Identificare l'arteria polmonare e tirarlo leggermente in senso caudale con un divaricatore Farabeuf. Ora l'aorta ascendente e l'arco aortico dovrebbero essere esposti. Monitorare la pressione arteriosa media mentre ritraendo l'arteria polmonare.
   9. Fare un piccolo taglio (~ 1 cm) nel tessuto connettivo tra l'aorta ascendente e l'arteria polmonare con le forbici Metzenbaum, per poter sezionare sia l'aorta ascendente o l'arteria polmonare con una grande curvamorsetto di zanzara per posizionare la sonda di mandata.
   10. Posizionare l'elastico della sonda flusso intorno alla nave. Per facilitare questa operazione, posizionare una sutura attraverso una estremità del nastro di gomma, collocare questa sutura intorno al vaso e tirarlo fino alla elastico circonda il vaso.
   11. Fissare il dispositivo di misura della sonda di flusso sul elastico. Collegare la sonda di flusso al computer e controllare il segnale di uscita cardiaca sul computer per confermare il corretto posizionamento della sonda flusso.
   12. Posizionare cateteri piene di liquido nell'arteria polmonare, ventricolo destro, ventricolo sinistro e atrio sinistro allo stesso modo come descritto per il catetere aortico pieno di liquido (3.2.2 - 3.2.5). Si noti che non è necessario rimuovere il tessuto connettivo prima di eseguire una sutura a borsa di queste strutture.
   13. Esporre e sezionare la parte prossimale della discendente anteriore dell'arteria coronaria dapprima sollevato il tessuto con una pinza e facendo una piccola (2 - 3 mm) tagliato con le forbici Metzenbaum, Seguita da eccitante accuratamente il tessuto lontano dalla arteria con un batuffolo di cotone. Assicurare completa dissezione dell'arteria coronaria facendo passare un morsetto zanzara angolata dritto sotto.
   14. Effettuare un punto parallelamente alla vena coronaria interventricolare anteriore con una sutura, che è collegato al catetere venoso coronarico.
   15. Perforare la vena coronaria con l'ago da 20 G del catetere venoso coronarico e inserire la cannula del catetere per via endovenosa.
   16. Rimuovere l'ago e fissare il catetere con il punto già eseguito (3.2.14). Ulteriori fissare il catetere con un nuovo punto a circa 1 cm dal luogo di foratura iniziale.
   17. Posizionare la sonda flusso coronarico intorno anteriore sinistra precedentemente sezionato coronaria discendente. Quando l'arteria è ristretta ed è difficilmente visibile, utilizzare lidocaina 10% spray per rilassare il recipiente per ottenere una migliore esposizione della nave. Controllare il segnale del flusso coronarico sul computer per confIRM un corretto posizionamento della sonda di flusso (Figura 2).
3. traforo
   1. Tunnel le sonde di flusso singolarmente attraverso il terzo spazio intercostale sinistro sotto il muscolo e sopra la nervatura utilizzando un morsetto grande zanzara curvo.
   2. Tunnel i cateteri piene di liquido attraverso sia il terzo o il quinto spazio intercostale sinistro perforando il muscolo intercostale. Bloccare fuori i cateteri piene di liquido e togliere le tre vie rubinetto per ridurre al minimo l'area piercing e impedire la fuoriuscita dei cateteri piene di liquido durante il tunneling.
   3. Fissare le sonde di flusso e cateteri fluido-riempita con non-assorbibile seta USP2-0 intrecciato (ø0.3 mm) mediante una sutura stringa di borsa sul muscolo intercostale. Questa sutura serve anche per evitare perdite di aria dopo il ripristino della pressione intratoracica negativa.
   4. Fare tre incisioni nella pelle circa 2 cm sinistre e parallele alla colonna vertebrale, di circa 3 cm dilunghezza 3 cm di distanza l'uno dall'altro.
   5. PIERCE un trocar sotto il muscolo gran dorsale sinistro dal sito di incisione rostrale ai incisioni sul retro. Tunnel le sonde di flusso e cateteri fluido al indietro entro questo trocar.
   6. Posizionare i rubinetti sui cateteri piene di liquido e rimuovere il morsetto. Prelevare il sangue per rimuovere coaguli e bolle d'aria e riempire i cateteri fluido-riempita con 1.000 UI / ml di eparina. cateteri venosi coronarici devono essere riempiti con 5.000 UI / ml di eparina.
4. Chiusura del torace
   1. Fare un'incisione con una lunghezza di circa 1,5 cm 8 centimetri caudale e parallela alla prima incisione.
   2. Condurre la fuga dalla cavità pleurica attraverso il sesto muscoli intercostali per via sottocutanea a questa incisione con una grande pinza zanzare curvo. Collegare lo scarico al dispositivo di aspirazione per rimuovere eventuali residui di liquido e ripristinare pressione negativa nella cavità pleurica durante la chiusura del torace.
   3. Alleviare e gonfiareil polmone con una tenuta di fine inspirazione. Assicurare un'adeguata riempimento del polmone dal monitoraggio visivo.
   4. Chiudere il torace tirando le costole del quarto spazio intercostale insieme in due siti distinti con poliestere USP6 intrecciato non riassorbibile (Ø0.8 mm).
   5. Chiudere il muscolo dentato e muscolo grande pettorale con un punto in esecuzione e la pelle con una sutura sottocuticolare esecuzione utilizzando non assorbibile in seta intrecciata USP2-0 (ø0.3 mm)
   6. Suturare le incisioni sul lato dorsale con poliestere non riassorbibile USP2-0 intrecciato (ø0.3 mm) tra i cateteri. Prima un nodo direttamente sulla pelle per chiudere l'incisione, poi fissare i cateteri per la sutura con un nodo 1 cm dalla cute. Per le sonde di flusso, utilizzare un assorbibile USP2-0 intrecciato Polyglactin (ø0.3 mm) suture per prevenire il taglio della sutura nel filo sonda di flusso (Figura 1).
   7. Rimuovere con attenzione lo scarico, mentre applicando una pressione sul lato cranialel'incisione per mantenere la pressione negativa nella cavità pleurica. Chiudere l'incisione con una sutura stringa di borsa utilizzando non riassorbibile in poliestere intrecciato USP2-0 (ø0.3 mm) e sigillare la ferita con vaselina.

Figura 1. Panoramica del Top Chirurgia pannello di sinistra. La zona sterile dell'animale, che deve essere rasata e si trova tra le righe bleu sterilizzato. Il sito di incisione è raffigurato come la linea tratteggiata rossa. In basso pannello di sinistra: Immagine di cateteri e sonde di flusso: pieno di liquido catetere (A), sonda di flusso polmonare all'aorta / compresa elastico (B), catetere venoso coronarico incluso 20 ago G (C) e la sonda flusso coronarico (D). Pannello superiore destro: Schema di posizionamento dei cateteri e sonde di flusso. MAP, pressione arteriosa media; Cor venoso, catetere venoso coronarico; LAP, lasciato pressione atriale; LVPpressione ventricolare sinistra; RVP, la pressione del ventricolo destro; PAP, pressione arteriosa polmonare; CO, gittata cardiaca; CBF, flusso coronarico. Pannello in basso a destra:. Tunneled cateteri in uscita dal fondello serrato con un punto e un nodo a circa 1 cm di distanza lungo la sutura Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

5. Cessazione di anestesia e di recupero da un intervento chirurgico
   1. Interrompere l'anestesia quando tutti i siti di incisione sono chiusi.
   2. Fornire analgesia somministrando buprenorfina (0,015 mg / kg) im nel muscolo gracile.
   3. Fermare la ventilazione quando l'animale sta respirando in modo indipendente e staccare il tubo tracheale dal ventilatore. Controllare regolarmente se l'animale sta respirando a sufficienza.
   4. Mettere garze tra i siti esteriorizzazione i cateteri per assorbire fluido ferita.
   5. Per proteggere l'esterno SEgments dei cateteri, conferiscono all'animale un giubbotto elastico e confezionare il cateteri tra due pezzi di pelle di pecora artificiale.
   6. Sgonfiare il palloncino del tubo tracheale e estubare quando l'animale riacquista il suo riflesso di deglutizione.
   7. Fornire l'analgesia a lungo termine per mezzo di un cerotto a lento rilascio di fentanil (12 microgrammi / ora per un maiale di 20 kg; regolare la forza in base al peso corporeo). Collocare il cerotto su una parte sottile della pelle (come il basso addome) per garantire un'adeguata erogazione di analgesia.
   8. Casa l'animale separatamente per l'intero periodo post-operatorio. Prevedere una lampada di riscaldamento per la prima settimana dopo l'intervento chirurgico per mantenere l'animale caldo.
   9. Fornire abbastanza iv fluido se l'animale non è potabile in modo indipendente.
   10. Lavare i cateteri ripiene di liquido giornaliera, dapprima ritirando anima per rimuovere coaguli, quindi il riempimento con soluzione salina e infine con soluzione salina eparinizzata (1.000 - 5.000 UI / ml) per impedire la formazione di coaguli di sangue. Fare attenzione a non infondere alcuna Bubb ariales durante il lavaggio dei cateteri.
   11. Somministrare amoxicillina (25 mg / kg) ev al giorno per 6 giorni dopo l'intervento chirurgico per prevenire infezioni post-chirurgiche.
   12. Lasciare che l'animale di recuperare per una settimana prima di iniziare gli esperimenti tapis roulant.

4. Tapis roulant Experiment (Figura 2)

1. Lavare i cateteri piene di liquido come descritto (3.5.10) e fissare i cateteri arrossate ai trasduttori di pressione. Misurare la temperatura rettale per poter ottenere valori dei gas ematici temperatura corretta.
2. Lavare i trasduttori di pressione con soluzione salina per evitare lo smorzamento dei segnali a causa di bolle d'aria. Attaccare i trasduttori di pressione alla maglia elastica sul lato dorsale.
3. Collegare i trasduttori di pressione e sonde di flusso all'amplificatore. Avviare la misurazione nel programma di computer e calibrare i trasduttori di pressione e le sonde di flusso con 0 mmHg essere aperto all'aria (e chiuso per animali) e 100 mmHg con un manometro.
4. commutare i tre vie rubinetto in modo che i cateteri fluido hanno una connessione aperta con i trasduttori di pressione. Si noti che le pressioni sanguigne possono ora essere ottenuti. Vedi segnali per forma e ampiezza (Figura 2).
5. Se necessario, collegare una linea di estensione di uno dei cateteri fluido per il campionamento di sangue venoso e arterioso mista.
6. Misurare l'emodinamica quando l'animale è sdraiato e in piedi in silenzio sul tapis roulant. pressione media del sangue sono misurati in un arco di tempo di 10 sec.
7. Ottenere arterioso e campioni di sangue venoso misto dapprima ritirando 5 ml di sangue utilizzando una siringa da 10 ml in modo che 1 ml di sangue puro possono essere ottenuti utilizzando una siringa da 1 ml eparinizzata. Per le coronarie campioni di sangue venoso, una siringa da 2 ml è usato al posto della siringa da 10 ml e il ritiro di 1 ml è sufficiente per ottenere il sangue puro.
8. Mantenere i sigillate 1 ml siringhe sul ghiaccio prima di elaborare i campioni di sangue con un analizzatore di gas del sangue per determinaremetabolico e ventilatorio condizioni dell'animale.
9. Sottoporre il suina ad un protocollo di esercizio cinque fasi sul tapis roulant, 3 min per velocità, 1-5 km / h (~ 85% della frequenza cardiaca massima). Ottenere emodinamica e gas ematici dopo 1,5 - 2 min per velocità su ciascuna velocità nella posizione di riposo.
10. Dopo il protocollo di esercizio chiudere i rubinetti e controllare se la deriva si è verificato nella calibrazione 0 mmHg, prendere nota di questa calibrazione. Rimuovere i trasduttori di pressione dei cateteri piene di liquido e scollegare le sonde di flusso.
11. Lavare i cateteri piene di liquido con soluzione fisiologica ed eparina (1.000 - 5.000 UI / ml). Proteggere i cateteri e sonde di flusso mettendoli sotto il giubbotto elastico tra due pezzi di pelle di pecora artificiale. L'animale può essere riportato alla sua gabbia.

Figura 2. Treadmill Experiment. Riquadro a sinistraLS: strumentato suina sul tapis roulant. cateteri piene di liquido sono collegati ai trasduttori di pressione, posti sul retro del suino. Pannello superiore destro: Panoramica del totale set-up sperimentale, tra cui tapis roulant, amplificatore e computer di registrazione. In basso pannello di destra: tipico esempio di dati emodinamici registrati. Da cima a fondo; pressione aortica (AoP, blu) e la pressione ventricolare sinistra (LVP, rosso); pressione atriale sinistra (LAP, blu) e la pressione ventricolare sinistra (rosso); pressione arteriosa polmonare (PAP, blu) e la pressione del ventricolo destro (RVP, rosso); flusso aortico / gittata cardiaca (AoF, blu); coronarica flusso sanguigno (CBF, rosso). Fate clic qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Esercizio fino a 5 km / h determinato un raddoppio della portata cardiaca da 4,3 ± 0,3 fino a 8,5 ± 0,7 L / min che è stato principalmente realizzato da un aumento della frequenza cardiaca da 137 ± 7 di 256 ± 8 battiti per minuto in combinazione con un piccolo aumento della gittata da 32 ± 2 a 36 ± 3 ml (Figura 3). L'aumento della gittata sistolica è stata facilitata da un aumento della contrattilità del ventricolo sinistro, come evidenziato da un aumento massimo della derivata prima della pressione ventricolare sinistra dP / dtmax insieme ad un aumentato tasso di rilassamento del ventricolo sinistro e un aumento sinistra pressione atriale, essendo la pressione di riempimento del ventricolo sinistro (figura 3). L'aumento della portata cardiaca insieme ad un aumento della concentrazione di emoglobina (da 8,5 ± 0,4 al 9,2 ± 0,4 g / dl) e un aumento estrazione di ossigeno corpo da 45 ± 1 al 71 ± 1% concesso un trIPL del consumo di ossigeno corpo (Figura 3). Si è verificato vasodilatazione sistemica come evidenziato da un aumento della conduttanza vascolare sistemica e una diminuzione della resistenza vascolare sistemica, che ospitava l'aumento della gittata cardiaca quasi completamente, in modo che significa pressione aortica aumentata leggermente (figura 3). Esercizio ha portato anche in modesta vasodilatazione nella circolazione polmonare, come evidenziato da un aumento del 33 ± 8% della conduttanza vascolare polmonare. Tuttavia, l'aumento 101 ± 8% della portata cardiaca, insieme con l'aumento della pressione atriale sinistra (da 3 ± 1 a 10 ± 1 mmHg), ha determinato un aumento della pressione arteriosa polmonare e quindi un aumento del postcarico ventricolare destro ( Figura 3).

L'aumento della frequenza cardiaca, insieme al leggero aumento della pressione arteriosa comportato un aumento ventricolare sinistra cons ossigeno miocardicoumption, che è stato principalmente accolti da un aumento del flusso sanguigno coronarico che, in combinazione con l'aumento della concentrazione di emoglobina comportato un aumento del trasporto di ossigeno del miocardio (da 310 ± 37 al 738 ± 68 mmol / min). L'aumento della domanda di ossigeno del miocardio è stato commisurato con l'aumento dell'apporto di ossigeno del miocardio, come l'estrazione di ossigeno del miocardio (79,8 ± 1,9% a riposo 81,6 ± 1,9% durante l'esercizio massima) è stato sostanzialmente mantenuto costante, con un conseguente coronarico saturazione di ossigeno venoso invariato e coronarico tensione di ossigeno venoso (Figura 3).

Figura 3. tipica risposta emodinamica di esercitare. Consumo di ossigeno corpo (BVO2) è stato utilizzato come indice per intensità di esercizio (X-assi di pannello AL). sono mostrate le risposte della frequenza cardiaca (HR, pannello A), gittata sistolica (SV, pannello B), maximum e minimo della derivata prima della pressione del ventricolo sinistro (dP / dTmax, pannello C e dP / dTmin, pannello D rispettivamente) come indici di contrattilità e della frequenza di relax, la gittata cardiaca (CO, pannello E), pressione arteriosa media (MAP , pannello di F), la conduttanza vascolare sistemica (SVC, pannello G), le resistenze vascolari sistemiche (SVR, pannello H), la pressione polmonare arteriosa (PAP, pannello J), la pressione atriale sinistra (LAP, pannello I), la conduttanza vascolare polmonare (PVC , pannello di K). Totale resistenza polmonare (indice di TPR per post-carico del ventricolo destro è aumentato durante l'esercizio fisico, Pannello L). L'aumento della frequenza cardiaca, insieme al leggero aumento della pressione arteriosa comportato un aumento sinistra consumi ventricolare ossigeno del miocardio (x assi di pannelli MP), che è stato essenzialmente accolto da un aumento del flusso sanguigno coronarico (CBF, pannello M) , come l'estrazione miocardica di ossigeno (MEO2, pannello N), coronarico saturazione di ossigeno venoso (CVSO2, pannello O) e coronarica tensione di ossigeno venoso (cvPO2, pannello P) sono stati minimamente influenzata.Tutti i dati sono presentati come media con errore standard della media (SEM). Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Il presente studio descrive l'intervento chirurgico per la strumentazione cronica di suini, nonché il protocollo per l'esercizio del suina strumentato su un tapis roulant motorizzato durante la misurazione emodinamica e prelievo di sangue per la misurazione del contenuto di ossigeno arterioso, venoso misto e sangue venoso coronarico.

I passaggi critici all'interno del protocollo
Ci sono diversi passaggi critici all'interno del protocollo che iniziano già durante la procedura di intubazione. Tiopentale (2.1.5) è un agente depressivo respiratorio, quindi, che richiede una rapida intubazione dopo la somministrazione. Inoltre, è importante monitorare attentamente impostazioni del ventilatore durante la procedura. Così, quando la cavità toracica viene aperto (passo 3.1.4), questo si traduce in una perdita di pressione negativa intratoracica. Per compensare questa perdita e per prevenire il collasso alveolare, la ventilazione richiede end pressione espiratoria positiva (PEEP). Inoltre, le impostazioni del ventilatore (inspiratorio stampa di piccoure) deve essere regolato per mantenere un volume corrente di ~ 10 ml / kg. Si noti inoltre che quando il polmone sinistro viene allontanato (3.1.6.) volume corrente possa essere ridotta perché solo una parte del polmone sinistro è ventilato. impostazioni del ventilatore deve essere regolato sulla base di gas nel sangue.

Un'altra nota importante rispetto alle misurazioni emodinamiche con liquido riempito cateteri è che vi è una differenza di pressione idrostatica tra il trasduttore di pressione ed il sito di inserimento del catetere pieno di liquido nel sistema cardiovascolare. La differenza di altezza tra il livello della pressione trasduttore di pressione sulla maglia elastica (4.2), e il punto di inserimento del catetere deve essere stimato durante l'intervento e al sacrificio dell'animale e corretta per per interpolazione preventiva oa trattamento di post i dati.

Un altro punto importante da considerare quando si utilizza questa tecnica è che la perdita di sangue, sia durante l'intervento chirurgico o durante ripetutiprelievo di sangue deve essere minimizzata, nonostante il fatto che suina sono relativamente grandi e di conseguenza hanno un grande volume di sangue (65 ml / kg). Durante la chirurgia, perdita di sangue durante l'inserimento dei cateteri può essere minimizzato semplicemente applicando compressione sulle punture. Secondo le linee guida sperimentazione animale, fino al 10% del volume di sangue circolante può essere assunto in un'unica occasione da normali, animali sani con effetti collaterali minimi, ma ci vorrà un animale circa 14 giorni di tempo per ricostituire tale quantità di sangue ^15. Ciò significa che il recupero da un intervento chirurgico è prolungato quando una notevole quantità di sangue è perso.

Durante il prelievo di sangue ripetuto durante gli esperimenti di esercizio, un massimo di 1,0% del volume di sangue circolante di un animale, o 0,6 ml / kg possono essere rimossi ogni 24 h ^15. Questo significa anche che la quantità di sangue che viene campionata durante l'esercizio treadmill, dovrebbe essere ben pianificata e che, dopo la rimozione del inicoaguli ziali che sono sempre presenti nel lume del catetere vicino alla punta all'interfaccia con il sangue, prelevato per irrigare le linee di sangue residuo devono essere restituite agli animali.

Modifiche e risoluzione dei problemi
cateteri piene di liquido impiantate devono essere lavati tutti i giorni per evitare malfunzionamenti a causa della formazione di coaguli di sangue. A seconda della quantità di coaguli di sangue nel fluido riempito cateteri, la quantità di eparina in ogni linea può essere variato da 1.000 UI / ml a 5000 UI / ml. La quantità di eparina deve essere mantenuta al minimo nella prima settimana dopo l'intervento chirurgico per prevenire le emorragie dalle ferite chirurgiche incisione a causa della presenza di eparina anticoagulante.

Tuttavia, anche quando lavata ogni giorno, alcuni cateteri piene di liquido si intasarsi. Quando questo accade, provare revoca sangue con una più piccola siringa da 2 ml applicando minima e / o pulsatile aspirazione. Si può passare qualche minuto prima del catetere sarà unintasato. Quando questo non funziona, lavare con cura una piccola quantità di soluzione fisiologica nel catetere e subito cercare di ritirare il sangue. Essere consapevoli che l'infusione può causare il distacco del trombo nella circolazione ed embolia di organi distali, a seconda del sito del catetere. Quando attenzione a vampate di calore non funziona, collegare la linea intasato ad un trasduttore di pressione per verificare se c'è ancora un segnale emodinamico. Se non vi è alcun segnale, la linea di fluido riempito deve essere sigillato dai diversi nodi e tagliare.

Interpretazione e limitazioni
Quando tutti i punti come detto sopra sono presi in considerazione, la combinazione di misure emodinamiche e campioni di sangue permette di interpretazione della risposta esercizio in termini di tutto il corpo e il consumo di ossigeno del miocardio, che sono misure migliori per intensità di esercizio della sola velocità treadmill ^{7,12 -14.}

Al fine di soddisfare le aumentate richieste metaboliche del corpo, ExerCISE richiede cambiamenti nella funzione cardiaca così come i cambiamenti nella perfusione locale. Tissue perfusione è regolata da variazioni diametro delle piccole arterie ed arteriole del letto vascolare fornire il tessuto. Fattori vasoattivi Myriad, derivate da sistemi neuroumorali, l'endotelio e metaboliti locali interagiscono per determinare il tono vascolare e garantire un'adeguata perfusione tissutale ^1,5,12,16. Le variazioni di resistenza vascolare sistemica e polmonare o l'inverso, la conduttanza vascolare, possono essere calcolati dalla pressione del sangue e segnali di flusso e interpretati in termini di variazioni di tono vasomotoria nel sistema vascolare sistemica e polmonare. Intuitivamente, la resistenza vascolare è spesso usato per valutare i cambiamenti nel tono vascolare. Tuttavia, nel nostro gruppo di ricerca, sosteniamo l'uso di conducibilità, anche se la conduttanza e la resistenza sono matematicamente correlate, con la conduttanza essendo flusso normalizzato per la pressione, e la pressione la resistenza pari diviso per il flusso. Anche se conduttanza e resistance sono intercambiabili, se si indaga l'effetto di un solo stimolo (per esempio, esercizio fisico) ^7,17, l'interpretazione dei due parametri può essere diverso quando si combinano esercizio con interventi farmacologici, per indagare i contributi di vari sistemi vasoattivi alla regolazione del tono vascolare ^{4 , 5,7,14,18.}

Durante l'esercizio, la circolazione sistemica trasforma da un sistema a riposo che è caratterizzata da un basso flusso e una elevata resistenza (cioè, bassa conduttanza) in un sistema ad alta portata e bassa resistenza (elevata conduttanza). Come tale, la vasodilatazione farmacologica ha conseguenze diverse per la conduttanza e resistenza durante il riposo contro l'esercizio. La diminuzione della resistenza che è prodotto da un vasodilatatore farmacologica a riposo è grande, mentre l'aumento della conduttanza è piccola. Al contrario, durante l'esercizio dello stesso grado di vasodilatazione traduce in un forte aumento della conduttanza, ma oolo una piccola diminuzione della resistenza. Così, quando viene utilizzato conduttanza, una maggiore vasodilatazione sembra verificarsi durante l'esercizio, mentre quando guardando vasodilatazione resistenza sembra essere maggiore a riposo. L'interpretazione dei dati si differenzia in tal modo quando si utilizza la resistenza o la conduttanza. Sebbene la scelta tra resistenza e conduttanza può sembrare piuttosto arbitraria, in fisica variabile che subisce il cambiamento primario è designato come numeratore dell'indice di una risposta ^7,17,18. Dal momento che durante l'esercizio della pressione sanguigna aortica rimane abbastanza costante, mentre aumenta gittata cardiaca marcatamente, il parametro più adeguato per descrivere la risposta vascolare sistemica di esercitare sembrerebbe essere sistemica conduttanza vascolare (gittata cardiaca / pressione sanguigna aortica), piuttosto che la resistenza. Inoltre, la circolazione sistemica è costituito da una molteplicità di letti vascolari da una varietà di organi che sono principalmente perfusi in modo parallelo. Dal momento che le resistenze in parallelo si sommano Reciprocamente, mentre conduttori paralleli sommano in modo lineare, qualsiasi cambiamento nella conduttanza di un particolare letto vascolare regionale traduce in un identico (assoluta) variazione della conduttanza vascolare sistemica totale. Questa considerazione presta ulteriore supporto per l'uso di conduttanza vascolare per descrivere le risposte vascolari sistemiche di esercitare e di interventi farmacologici.

La scelta sia per la resistenza o la conduttanza di descrivere le risposte vascolari ad esercitare nel letto polmonare sembra essere meno evidente, perché l'esercizio ha prodotto un aumento della portata cardiaca e della pressione arteriosa polmonare ^7,17. Una scelta sia per resistenza o conduttanza è anche meno critica, in vista dei cambiamenti indotti dall'esercizio fisico relativamente minori PVR e PVC rispetto al grado di vasodilatazione prodotto da, per esempio, ET-blocco dei recettori ^7. Di conseguenza, l'utilizzo di una resistenza o conduttanza per caratterizzare gli effetti vascolari ofa vasodilatatore farmacologica nella circolazione polmonare produrrà conclusioni simili.

Nella circolazione coronarica, l'interpretazione dei dati è ancora più complessa come la somministrazione sistemica di antagonisti farmacologici di sostanze vasoattive endogene risultati, non solo in alterazioni del tono nave resistenza coronarica, ma spesso producono anche cambiamenti pronunciati nelle variabili emodinamiche sistemiche ^{7,14,17, 19.} Questi emodinamica alterate influenzano il lavoro cardiaco, e di conseguenza provocano cambiamenti nel flusso sanguigno coronarico derivanti da variazioni esigenze metaboliche del cuore o da autoregolazione, piuttosto che come un effetto diretto dell'intervento su tono vascolare coronarico. Ad esempio, il blocco di un sistema vasocostrittore endogena diminuisce la pressione aortica media, come conseguenza della vasodilatazione sistemica, e suscita aggiustamenti autoregolazione in tono microvascolare coronarica. Inoltre, l'attivazione dei barocettori riflesso agisce per aumentare la frequenza cardiaca di unND contrattilità miocardica. Tali variazioni della frequenza cardiaca e / o la pressione sanguigna in seguito provocheranno alterazioni nel metabolismo del miocardio, che richiede una regolazione dell'apporto di ossigeno del miocardio e quindi nel flusso coronarico.

Per tener conto degli effetti di tali alterazioni indotte da farmaci nel consumo di ossigeno del miocardio, gli investigatori esaminano la relazione tra i livelli di ossigeno venoso coronarico e il consumo di ossigeno del miocardio (MVO ₂₎ ^4,5, in quanto questo approccio consente la valutazione di regolazione del tono dei vasi coronarici resistenza indipendentemente dalle variazioni della domanda di ossigeno del miocardio. La somministrazione di un vasodilatatore aumenterà trasporto di ossigeno del miocardio ad un dato livello di MVO _2. Poiché questo aumento di erogazione di ossigeno avviene senza un cambiamento nel consumo di ossigeno, estrazione di ossigeno del miocardio diminuirà, determinando così un aumento nel contenuto di ossigeno venoso coronarico e quindi in uno spostamento verso l'alto della relazione tra MVO ₂ e livelli di ossigeno venosi coronarici. E 'quindi assolutamente necessario misurare sia la richiesta di ossigeno del miocardio, nonché di fornitura di ossigeno al miocardio al fine di studiare correttamente la resistenza coronarica tono nave regolazione ^4,5.

Nonostante la sua eleganza e l'utilità, alcuni ricercatori hanno messo in evidenza i limiti di questo approccio ^20. Così, tracciando MVO ₂ contro coronarico venoso PO ₂ o venoso coronarico SO ₂ potrebbe essere considerato inadeguato perché queste variabili sono in realtà parte dell'equazione per il calcolo MVO _2. Di conseguenza, MVO _{2 non} è una variabile indipendente di coronarico venoso PO _{2 o} SO _2. In alternativa, gli investigatori dovrebbero considerare l'utilizzo di un altro indice di lavoro miocardico, il prodotto frequenza pressione (RPP), che è il prodotto della frequenza cardiaca e sinistra pressione sistolica ventricolare. Tuttavia, come RPP e MVO ₂ sono quasi linearmente correlati, substituting RPP per MVO ₂ produce risultati praticamente identici ^14, e la relazione tra MVO _{2 e} livelli di ossigeno venoso coronarico è considerato un modo sensibile di studiare le alterazioni del tono vasomotoria coronarica.

Significative in relazione a metodi esistenti
Un altro metodo comunemente utilizzato per valutare i cambiamenti nella regolazione del tono vascolare è l'uso di isolati piccole arterie o arteriole coronariche e polmonari in una pressione o filo myograph ^6,14,21. Il vantaggio degli studi myograph è che le navi possono essere studiate indipendente dei tessuti circostanti e senza potenzialmente confondere effetto dal fattori circolanti. Queste tecniche in vitro sono quindi complementari alle misurazioni in vivo. Tuttavia, in vivo e in vitro tecniche volte danno risultati opposti. Ad esempio, la risposta al potente vasocostrittore dell'endotelina è stato ridotto nel circulatio coronarica intatto n dopo infarto miocardico, ma è stata aumentata in isolate piccole arterie coronarie da suini con infarto miocardico rispetto ai suini di controllo sano. ²¹ Questa differenza tra l'in vivo e in dati in vitro è stato a causa di un aumento della soppressione dell'influenza vasocostrittore dell'endotelina da prostanoidi in vivo ^21.

Applicazioni future
Dato il ruolo proposto di cambiamenti nella funzione microvascolare coronarica a disfunzione ventricolare sia a sinistra che a destra, è necessaria una valutazione di questi cambiamenti nei modelli provvisti di malattie cardiovascolari. L'uso di animali cronicamente strumentato permette correlazioni della gravità della malattia con funzione microvascolare (dis). Inoltre, sia la funzione microvascolare coronarica e polmonare può apparire normale in condizioni di riposo basali, mentre la disfunzione microvascolare può essere rivelato sotto stress cardiovascolare, ad esempio durante l'esercizio.

In conclusione, l'uso di anima cronicamente strumentatols permette la valutazione seriale di funzionalità cardiopolmonare durante lo sviluppo della malattia o valutazione del trattamento, aumentando così potenza statistica e limitando il numero di animali necessari per uno studio.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo studio è stato sostenuto da Paesi Bassi Heart Foundation concessione 2000T038 (a DJ Duncker) concessione 2000T042 (D. Merkus), Commissione Europea FP7-HEALTH-2010 concessione MEDIA-261.409 (a DJ Duncker e D. Merkus), Paesi Bassi Iniziativa ricerca cardiovascolare: Heart Foundation olandese, la Federazione olandese per Università Centri medici, l'Organizzazione olandese per la ricerca di salute e sviluppo e la Royal Netherlands Academy of Sciences   CVON- ARENA cvon 2011-11 (a DJ Duncker), cvon-FEDRA CVON2012-08 (D. Merkus) e cvon-RECONNECT cvon 2014-11 (a DJ Duncker e D. Merkus), Sophia Foundation (di D. de Wijs-Meijler, D. Merkus e IKM Reiss).