Mise en place chirurgicale de cathéters pour épreuve d'effort cardiovasculaire à long terme chez le porc

Here we present a protocol to assess cardiopulmonary function in awake swine, at rest and during graded treadmill exercise. Chronic instrumentation allows for repeated hemodynamic measurements uninfluenced by cardiodepressive anesthetic agents.

Ce protocole décrit la procédure chirurgicale à la peste de l'instrument de façon chronique et la procédure à exercer porcine sur un tapis roulant motorisé. Un dysfonctionnement cardio-pulmonaire précoce est difficile à diagnostiquer, en particulier dans des modèles animaux, que la fonction cardio-pulmonaire invasive est souvent mesurée, ce qui nécessite une anesthésie. Comme de nombreux agents anesthésiques sont cardiodépresseur, des changements subtils dans la fonction cardiovasculaire peuvent être masqués. En revanche, l'instrumentation chronique permet la mesure de la fonction cardio-respiratoire à l'état éveillé, de sorte que les mesures peuvent être obtenues dans des conditions de repos, sans les effets de l'anesthésie et de traumatisme chirurgical aiguë. En outre, lorsque les animaux sont correctement formés, les mesures peuvent également être obtenus au cours graduelle effort sur tapis roulant.

Les sondes de débit sont placés autour de l'aorte ou de l'artère pulmonaire pour la mesure du débit cardiaque et autour de l'artère interventriculaire antérieure coronaire pour la mesure de Coronle flux sanguin aire. cathéters remplis de liquide sont implantées dans l'aorte, l'artère pulmonaire, l'oreillette gauche, le ventricule gauche et le ventricule droit pour la mesure de pression et d'échantillonnage de sang. En outre, un cathéter G 20 est positionné dans la veine interventriculaire antérieure coronaire pour permettre le prélèvement de sang veineux.

Après une semaine de la reprise, les porcs sont placés sur un tapis roulant motorisé, les cathéters sont connectés à pression et de débitmètres, et les porcs sont soumis à un protocole d'exercice progressif en cinq étapes, à chaque étape une durée de 3 min. signaux hémodynamiques sont enregistrées en continu et des échantillons de sang sont prélevés au cours des 30 dernières secondes de chaque étape de l'exercice.

L'avantage principal de l'étude des animaux chroniquement instrumentés est qu'il permet l'évaluation de série de la fonction cardiorespiratoire, non seulement au repos, mais aussi lors d'un stress physique comme l'exercice. En outre, la fonction cardio-pulmonaire peut être évaluée à plusieurs reprises pendant la maladie le développement d'une au cours du traitement chronique, ce qui augmente la puissance statistique et donc de limiter le nombre d'animaux requis pour une étude.

La fonction cardiorespiratoire adéquate est essentielle pour fournir le corps avec de l'oxygène et des nutriments, en particulier dans des conditions de l'augmentation de la demande métabolique telles que cours de l'exercice ^1. La réponse cardiorespiratoire à l'exercice se caractérise par un certain nombre d'adaptations de la fonction cardiaque, ie., Une augmentation de la fréquence cardiaque, la contractilité et la course le volume et la fonction microvasculaire, à savoir, la vasodilatation dans les lits vasculaires alimentant muscles exerçant ainsi que dans la pulmonaire vasculaire, et la vasoconstriction dans les lits vasculaires alimentant le système gastro-intestinal ainsi que des muscles inactifs ^1. La capacité d'exercice avec facultés affaiblies est une caractéristique précoce de dysfonctionnement cardio-pulmonaire, et l'épreuve d'effort cardio-respiratoire est utilisé comme une méthode efficace pour délimiter entre la dysfonction cardiaque, de dysfonction vasculaire et / ou d'un dysfonctionnement pulmonaire chez les patients atteints de la capacité d'exercice avec facultés ^2. Début dysfonctionnement cardio-pulmonaire est difficult à diagnostiquer, en particulier dans des modèles animaux, que la fonction cardio-pulmonaire invasive est souvent mesurée, ce qui nécessite une anesthésie, avec de nombreux agents anesthésiques possédant des propriétés cardiodépresseurs ^3.

instrumentation chronique permet la mesure de la fonction cardio-respiratoire à l'état éveillé, et quand les animaux sont entièrement adaptés aux conditions de laboratoire mesures peuvent être obtenues en vertu des conditions de repos, sans les effets de l'anesthésie et de traumatisme chirurgical aiguë. En outre, lorsque les animaux sont formés de manière appropriée, les mesures peuvent également être obtenus au cours de l'exercice sur tapis roulant graduée ^4,5. Plus précisément, la gauche et la fonction ventriculaire droite peut être évaluée et liée à la perfusion myocardique, alors que la régulation du tonus vasomoteur dans la microcirculation coronaire, systémique et pulmonaire peut être déterminée. L'utilisation de cathéters remplis de fluide permet de mesurer la pression ainsi que le prélèvement d'échantillons de sang sans imposer annoncele stress conditionnelle sur les animaux. Un autre avantage de l'étude les animaux chroniquement instrumentés est que l'épreuve d'effort cardio-pulmonaire peut être répété en permettant l'utilisation d'un animal étant son propre témoin, que ce soit au cours du développement de la maladie ou au cours du traitement chronique, ce qui augmente la puissance statistique et donc de limiter le nombre d'animaux requis pour une étude .

Anatomie cardio de la peste ressemble beaucoup à celle de l'homme et il est possible d'induire diverses formes de maladies cardio-pulmonaires, telles que le diabète ^6, infarctus du myocarde ^7, l'hypertension pulmonaire ^8,9 et l'insuffisance cardiaque induite par stimulation à ^10,11. En outre, la taille de la peste permet instrumentation chronique, et des prélèvements sanguins répétés en quantité suffisante pour analyser non seulement les gaz du sang, mais aussi d'effectuer des mesures neurohumoraux et / ou pour rechercher des marqueurs biologiques de la maladie.

Ce protocole décrit la chirurgie utilisée pour chroniquely instrument porcine ainsi que le protocole d'exercice du porcine sur un tapis roulant motorisé.

Procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvés par le Comité de soins des animaux au Centre médical Erasmus de Rotterdam (NL). Porcine avec des poids entre 6 et 80 kg ont été instrumenté avec succès en utilisant ce protocole.

1. L'adaptation des animaux à la manipulation humaine

1. Après l'arrivée dans l'établissement, loger les animaux solitaires, mais de leur permettre d'interagir les uns avec les autres.
2. Accustomize porcine humaine à une manipulation et le transport de l'animalerie du laboratoire expérimental, par la manipulation de l'animal au moins une fois par jour pendant une semaine.
3. Former les animaux de manière appropriée pour des expériences d'exercice sur un tapis roulant motorisé en les exerçant sur le tapis roulant pour un minimum de trois fois avant la chirurgie.
4. Les animaux doivent être à jeun O / N avant la chirurgie pour prévenir les nausées, les vomissements et d'aspiration ainsi le potentiel des fluides de l'estomac.

2. Préparation pour la chirurgie

1. Sédation
   1. Préparer un médicament pour la sédation dans une seringue de 10 ml. Prémédication consiste en tilétamine / zolazepam (5 mg / kg), de xylazine (2,25 mg / kg) et de l'atropine (1 mg).
   2. Injecter la voie intramusculaire de médicament dans le muscle trapèze avec un 19 G 1.5 '' aiguille pour endormir le cochon.
   3. Attendez environ 10 min et vérifier pour la relaxation musculaire et l'inconscience de confirmer le niveau de sédation adéquate et stable.
   4. Placer un cathéter de sécurité périphérique 20 G dans une veine de l'oreille pour l'administration intraveineuse ultérieure de l'anesthésie et / ou des liquides.
2. Intubation et la ventilation
   1. Placez l'animal sur une table et / ou un chariot en position couchée.
   2. Ouvrez la bouche de l'animal avec un épandeur orale.
   3. En cas de détente insuffisante des mâchoires ou présence d'avaler des réflexes, qui entravent l'intubation, administrer thiopental (10 mg / kg) par voie intraveineuse via le cathéter oreille de la veine. Alternativement, le porc peut être masquéeavec de l'isoflurane à induire la sédation.
   4. Utiliser un laryngoscope classique avec une lumière et une lame Miller pour permettre à l'laryngoscopiste de visualiser directement le larynx. S'il y a un laryngospasme, appliquer lidocaïne 2% pour les cordons et les larynx pour réduire le spasme et de permettre l'intubation.
   5. Insérez un stylet d'intubation dans la sonde endotrachéale pour faire le tube conforme mieux à l'anatomie des voies aériennes supérieures et de passer le tube par la bouche et entre les cordes vocales dans la trachée.
   6. Gonfler le brassard de ballon avec une seringue de 10 ml pour aider à sécuriser en place, pour éviter les fuites de gaz respiratoires, et de protéger les voies respiratoires d'une éventuelle aspiration de liquide gastrique.
   7. Se connecter à un tube (échangeur de chaleur et d'humidité) filtre de protection respiratoire et la ventilation mécanique.
   8. Placez l'animal sur son côté droit sur la table d'opération.
   9. Pour atteindre des niveaux de pO2 100-120 mmHg, ventiler l'animal avec un mélange d'oxygène et de l'azote (1: 2 v / v), using les paramètres suivants du ventilateur: le mode de régulation de pression: pression expiratoire positive (PEEP) 4 cmH _{2 O;} la pression inspiratoire de pointe de 16 à 18 cm H _{2 O;} la fréquence respiratoire en fonction de la taille de l'animal (pour 20 kg animal, diminuer la fréquence avec l'augmentation de poids corporel), ce qui devrait se traduire par un volume courant de ~ 10 ml / kg, suivi par capnographie ventilation.
   10. Surveiller la température avec un thermomètre rectal et maintenir la température entre 37-39 ° C en utilisant une lampe chauffante ou tapis chauffant. En outre, surveiller le rythme cardiaque avec électrocardiographie.
3. Anesthésie
   1. Induire et maintenir une anesthésie de préférence en ajoutant 2,0% d'isoflurane (v / v) pour le mélange de gaz de ventilation, ou encore par l'administration intraveineuse de fentanyl (10 ug / kg / h) par l'intermédiaire du cathéter veineux oreille.
   2. Contrôler la profondeur de l'anesthésie adéquate en testant les réflexes de la douleur avec une biche jambe pincement de l'orteil avant de commencer la chirurgie. Si nécessaire, ajouteranesthésie supplémentaire ou attendre quelques minutes. Vérifiez réflexes de douleur régulièrement tout au long de la chirurgie.
4. Fluides et antibiotiques
   1. Administrer la première dose d'amoxicilline (25 mg / kg) par voie intraveineuse via le cathéter oreille de la veine.
   2. Connecter un système de transfusion au cathéter oreille de veine pour permettre lente perfusion de glucose à 10% (500 ml) pendant la chirurgie.
5. Stérilisation des site opératoire
   1. Raser et nettoyer la peau de l'animal sur une superficie d'environ 25 cm de largeur de la colonne vertébrale tout le chemin à l'aisselle gauche.
   2. Frotter la peau hydratée avec povidone-iode gommage (75 mg / ml) pendant environ 5 min.
   3. Enlever le savon de povidone-iode de la peau avec des gazes stériles humides, avant la stérilisation de la peau avec une lotion povidone-iode (100 mg / ml).
   4. Couvrir l'animal avec des champs opératoires stériles pour réduire le transfert de bactéries et la contamination ultérieure du site chirurgical.

3. Surgery

1. Ouverture du thorax (thoracotomie)
   1. Faire une incision dans la peau, à partir de 1 cm caudal à l'angle inférieur gauche de l'omoplate vers l'aisselle gauche (Figure 1). Utilisez diathermie pour cautériser les vaisseaux sanguins de la peau pour prévenir les saignements excessifs.
   2. Couper à travers le muscle grand dentelé et muscle grand pectoral, en utilisant la modalité de coupe de la diathermie. Également utiliser la diathermie pour cautériser les vaisseaux sanguins dans la couche musculaire pour prévenir les saignements excessifs.
   3. Utilisez dissection de diviser soigneusement le muscle intercostal du quatrième espace intercostal gauche avec un collier de moustique. Maintenant la surface costale du poumon gauche couverte de la plèvre viscérale et pariétale doit être exposé.
   4. Pour entrer dans la cavité pleurale, percer soigneusement les deux feuillets de la plèvre et les déchirer ouvert.
   5. Utiliser un écarteur thoracique pour séparer les bords de la plaie et les côtes et à conduire avec force tissusà part pour obtenir une bonne exposition de la cavité pleurale.
   6. Repousser le poumon gauche en direction caudale et le maintenir en place avec une gaze humide. Maintenant, le cœur et les gros vaisseaux doivent être clairement exposés.
2. Placement de cathéters et sondes de flux (Figure 1)
   1. Utilisez dissection d'enlever ~ 2 cm ^{2 de} tissu conjonctif autour de l'aorte thoracique descendante.
   2. Effectuer une suture en bourse, constitué de trois points de suture, dans la paroi aortique avec un USP3-0 suture de soie tressée non absorbable (Ø0.2 mm).
   3. Pénétrer dans la paroi de la cuve de l'aorte avec un acier 16 G aiguille inoxydable dans le milieu de la suture en bourse.
   4. Insérer la pointe du cathéter rempli de liquide (jusqu'à ce que l'anneau) dans l'aorte, tirer la suture en bourse fermement ensemble et nouer les deux chaînes de la suture.
   5. Pour maintenir le cathéter en place, enrouler le fil de suture 3 fois autour du cathéter dessus de l'anneau et de nouveau tà savoir les deux chaînes de la suture. sécuriser davantage le cathéter avec une nouvelle maille d'environ 1 cm crânienne du lieu d'insertion.
   6. Connecter le cathéter rempli de fluide vers le transducteur de pression calibré, qui est relié à l'ordinateur, pour surveiller la pression artérielle moyenne pendant la chirurgie. Obtenir un gaz du sang artériel pour vérifier ou ajuster les paramètres corrects de ventilation.
   7. Ouvrir le péricarde avec une coupe croisée. Soyez conscient de garder le nerf phrénique qui fonctionne sur le péricarde intact.
   8. Identifier l'artère pulmonaire et tirez-le légèrement dans la direction caudale avec un écarteur Farabeuf. Maintenant, l'aorte ascendante et crosse de l'aorte devraient être exposés. Surveiller la pression artérielle moyenne tout en rétractant l'artère pulmonaire.
   9. Faire une petite incision (~ 1 cm) dans le tissu conjonctif entre l'aorte ascendante et l'artère pulmonaire avec des ciseaux Metzenbaum, pour être en mesure de disséquer soit l'aorte ascendante ou l'artère pulmonaire avec une grande courbemoustique pince pour placer la sonde de débit.
   10. Placer la bande de caoutchouc de la sonde d'écoulement autour de la cuve. Pour faciliter cette opération, placer une suture à travers une extrémité de la bande de caoutchouc, placer cette suture autour de la cuve et le tirer jusqu'à ce que la bande de caoutchouc entoure la cuve.
   11. La fixation du dispositif de mesure de la sonde de flux sur la bande en caoutchouc. Connecter la sonde de débit à l'ordinateur et vérifier le signal de sortie cardiaque sur l'ordinateur pour confirmer un placement correct de la sonde de débit.
   12. Placez cathéters remplis de fluide dans l'artère pulmonaire, le ventricule droit, ventricule gauche et l'oreillette gauche en même manière que celle décrite pour le cathéter rempli de liquide aortique (3.2.2 - 3.2.5). Notez qu'il est pas nécessaire d'enlever le tissu conjonctif avant d'effectuer une suture en bourse dans ces structures.
   13. Exposer et disséquer la partie proximale de l'artère interventriculaire antérieure coronaire d'abord soulever le tissu avec une pince et de faire un petit (2-3 mm) couper avec des ciseaux Metzenbaum, Suivie attentivement taquiner le tissu loin de l'artère avec un coton-tige. Veiller à dissection complète de l'artère coronaire en faisant passer un petit angle droit moustiques pince-dessous.
   14. Faire une couture parallèle à la veine coronaire interventriculaire antérieure avec un fil de suture, qui est relié au cathéter veineux coronaire.
   15. Piquer la veine coronaire avec le G aiguille 20 du cathéter veineux coronaire et insérer la canule du cathéter par voie intraveineuse.
   16. Retirez l'aiguille et fixer le cathéter avec le point déjà effectué (3.2.14). sécuriser davantage le cathéter avec une nouvelle maille d'environ 1 cm de l'endroit de la ponction initiale.
   17. Placer la sonde de débit coronaire autour de l'antérieur gauche préalablement disséqué artère coronaire. Lorsque l'artère est rétrécie et est à peine visible, utiliser la lidocaïne 10% pulvérisation pour se détendre le navire pour obtenir une meilleure exposition de la cuve. Vérifiez le signal du flux coronaire sur l'ordinateur pour confirm un placement correct de la sonde de débit (Figure 2).
3. tunneling
   1. Tunnel sondes d'écoulement individuel à travers le troisième espace intercostal gauche et le muscle sous-dessus de la nervure à l'aide d'une pince courbe grande moustique.
   2. Tunnel cathéters remplis de fluide à travers le troisième ou le cinquième espace intercostal gauche en perçant le muscle intercostal. Clamper les cathéters remplis de fluide et retirer le robinet à trois voies pour réduire au minimum la zone de perforation et d'empêcher la fuite des cathéters remplis de liquide au cours de la construction de tunnels.
   3. Fixer les sondes de débit et les cathéters remplis de liquide non absorbable avec USP2-0 soie tressée (ø0.3 mm) au moyen d'une suture en bourse sur le muscle intercostal. Cette suture sert également à empêcher les fuites d'air après rétablissant la pression intrathoracique négative.
   4. Faire trois incisions dans la peau d'environ 2 cm sinistres et parallèle à la colonne vertébrale, à environ 3 cm delongueur 3 cm de distance les uns des autres.
   5. Percer un trocart sous le grand dorsal gauche dorsi de rostrale site d'incision des incisions sur le dos. Tunnel les sondes de flux et de cathéters de fluide vers l'arrière dans ce trocart.
   6. Placer les robinets sur les cathéters remplis de fluide et retirer la pince. Prélever du sang pour éliminer les caillots et les bulles d'air et de remplir les cathéters remplis de fluide avec 1000 UI / ml d'héparine. cathéters veineux coronaires doivent être remplis avec 5000 UI / ml d'héparine.
4. Fermeture du Thorax
   1. Faire une incision d'une longueur d'environ 1,5 cm, 8 cm caudal et parallèle à la première incision.
   2. Diriger l'écoulement à partir de la cavité pleurale dans les muscles intercostaux sixième sous-cutanée de cette incision avec une grande pince moustique courbe. Connecter le drain au dispositif d'aspiration pour enlever tout liquide restant et de rétablir une pression négative dans la cavité pleurale lors de la fermeture du thorax.
   3. Soulager et gonflerle poumon avec une attente de fin d'inspiration. Assurer un remplissage adéquat du poumon par une surveillance visuelle.
   4. Fermez le thorax en tirant sur les nervures de la quatrième espace intercostal ainsi que sur deux sites distincts avec non absorbable polyester USP6 tressé (Ø0.8 mm).
   5. Fermez le muscle dentelé et grand pectoral avec un point en cours d'exécution et de la peau avec une suture sous-cutanée en cours d'exécution à l'aide non-absorbable soie tressée USP2-0 (ø0.3 mm)
   6. Suturer les incisions sur la face dorsale de polyester non absorbable USP2-0 tressé (ø0.3 mm) entre les cathéters. Première faire un noeud directement sur la peau pour fermer l'incision, puis fixer les cathéters à la suture avec un noeud à 1 cm de la peau. Pour les sondes de débit, utiliser une tresse polyglactine absorbable USP2-0 (ø0.3 mm) suture pour éviter de couper le fil de suture dans le fil de la sonde de débit (Figure 1).
   7. Retirez délicatement le drain en appliquant une pression sur le côté du crâne del'incision pour maintenir une pression négative dans la cavité pleurale. Fermer l'incision avec une suture en bourse en utilisant non résorbable tressée polyester USP2-0 (ø0.3 mm) et sceller la plaie avec de la vaseline.

Figure 1. Vue d'ensemble de la chirurgie du panneau en haut à gauche:. La zone stérile de l'animal, qui doit être rasé et se trouve entre les lignes bleu stérilisé. Le site de l'incision est dépeint comme la ligne pointillée rouge. Panneau inférieur gauche: Image de cathéters et des sondes de flux: remplie de liquide cathéter (A), la sonde de débit pulmonaire de l'aorte / y compris bande de caoutchouc (B), un cathéter veineux coronaire dont 20 aiguille G (C) et la sonde de débit coronaire (D). Haut panneau de droite: vue d'ensemble schématique de mise en place des cathéters et des sondes de flux. MAP, la pression artérielle moyenne; Cor veineux, un cathéter veineux coronaire; LAP, la pression auriculaire gauche; LVPla pression ventriculaire gauche; VPR, la pression ventriculaire droite; PAP, la pression de l'artère pulmonaire; CO, le débit cardiaque; CBF, le débit sanguin coronaire. Panneau en bas à droite:. Tunneled cathéters sortant le dos fixé avec un point et un noeud à environ 1 cm de distance le long de la suture S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

5. Résiliation de l'anesthésie et de récupération de la chirurgie
   1. Arrêtez l'anesthésie lorsque tous les sites d'incision sont fermés.
   2. Une analgésie par administration de la buprénorphine (0,015 mg / kg) im dans le muscle droit interne.
   3. Arrêtez la ventilation lorsque l'animal respire indépendamment et débrancher le tube trachéal du ventilateur. Vérifier régulièrement si l'animal respire suffisamment.
   4. Placez des tampons de gaze entre les sites d'extériorisation de cathéters à absorber le fluide de la plaie.
   5. Pour protéger l'externe SEgments des cathéters, donnent l'animal un gilet élastique et emballer les cathéters entre deux morceaux de peau de mouton artificielle.
   6. Dégonfler le ballon du tube trachéal et extuber lorsque l'animal retrouve sa réflexe de déglutition.
   7. Une analgésie à long terme au moyen d'un timbre de fentanyl à libération lente (12 ug / h pour une 20 kg de porc; ajuster la force en fonction de poids corporel). Placez le patch sur une partie fine de la peau (comme le bas de l'abdomen) pour assurer la prestation adéquate de l'analgésie.
   8. Maison l'animal séparément pour l'ensemble de la période post-opératoire. Fournir une lampe chauffante pour la première semaine après la chirurgie pour conserver la chaleur animale.
   9. Fournir suffisamment iv fluide si l'animal ne boit pas indépendamment.
   10. Rincer les cathéters remplis de fluide par jour, selon la première prélèvement de sang pour enlever les caillots, puis le remplissage avec une solution saline et enfin avec une solution saline héparinée (1000 - 5000 UI / ml) afin d'empêcher la formation de caillots dans le sang. Prenez soin de ne pas laisser infuser toute bubb d'airles sous balayage les cathéters.
   11. Administrer l'amoxicilline (25 mg / kg) iv par jour pendant 6 jours après l'intervention chirurgicale pour prévenir les infections post-chirurgicales.
   12. Permettre à l'animal de récupérer pendant une semaine avant de commencer les expériences de tapis roulant.

4. Tapis de course Experiment (Figure 2)

1. Rincer les cathéters remplis de fluide tel que décrit (3.5.10) et fixer les cathéters vidées sur les capteurs de pression. Mesurer la température rectale pour être en mesure d'obtenir des valeurs de gaz du sang de température corrigée.
2. Rincer les transducteurs de pression avec une solution saline pour empêcher l'amortissement des signaux dus à des bulles d'air. Fixer les transducteurs de pression de la veste élastique sur la face dorsale.
3. Connecter les transducteurs de pression et des sondes de flux à l'amplificateur. Commencer à mesurer dans le programme informatique et calibrer les capteurs de pression et des sondes de flux à 0 mmHg étant ouverte à l'air (et fermé à l'animal) et 100 mmHg à l'aide d'un manomètre.
4. Mettez le robinet à trois voies de manière à ce que les cathéters fluides ont une connexion ouverte avec les capteurs de pression. On notera que les pressions sanguines peuvent maintenant être obtenus. Contrôler les signaux de forme et l'amplitude (figure 2).
5. Si nécessaire, connectez une ligne d'extension à l'une des cathéters fluides pour l'échantillonnage de sang veineux et artériel mixte.
6. Mesurer l'hémodynamique lorsque l'animal est couché ainsi que debout tranquillement sur le tapis roulant. les pressions artérielles moyennes sont mesurées sur une période de 10 sec.
7. Obtenir artérielle et échantillons de sang veineux mixte d'abord retirer 5 ml de sang en utilisant une seringue de 10 ml de telle sorte que 1 ml de sang pur peuvent être obtenues en utilisant une seringue de 1 ml héparine. Pour les échantillons de sang veineux coronaire, une seringue de 2 ml est utilisé à la place de la seringue de 10 ml et le retrait de 1 ml est suffisante pour obtenir du sang pur.
8. Gardez les scellés seringues de 1 ml sur de la glace avant de traiter les échantillons de sang avec un analyseur de gaz du sang pour déterminerl'état métabolique et respiratoire de l'animal.
9. Soumettre les porcs à un protocole d'exercice en cinq étapes sur le tapis roulant, 3 min par la vitesse, 1-5 km / h (~ 85% de la fréquence cardiaque maximale). Obtenir l'hémodynamique et les gaz du sang après 1,5 à 2 min par la vitesse de chaque vitesse dans la position de repos.
10. Après le protocole d'exercice fermer les robinets et vérifier si la dérive est produite dans l'étalonnage 0 mmHg, faire une note de ce calibrage. Supprimer les capteurs de pression des cathéters remplis de fluide et déconnecter les sondes de débit.
11. Rincer les cathéters remplis de fluide avec une solution saline et de l'héparine (1000 - 5000 UI / ml). Protéger les cathéters et des sondes d'écoulement en les mettant sous la veste élastique entre deux pièces de peau de mouton artificielle. L'animal peut maintenant être retourné dans sa cage.

Figure 2. Tapis de course Experiment. Volet gauchels: instrumenté porcine sur le tapis roulant. cathéters remplis de liquide sont reliés aux capteurs de pression, mis sur le dos de la peste. panneau en haut à droite: Vue d'ensemble de la mise en place expérimentale totale, y compris les tapis de course, un amplificateur et un ordinateur d'enregistrement. Bottom panneau de droite: Exemple typique des données hémodynamiques enregistrés. Du haut jusqu'en bas; la pression aortique (AoP, bleu) et la pression ventriculaire gauche (LVP, rouge); la pression auriculaire gauche (LAP, bleu) et la pression ventriculaire gauche (rouge); la pression artérielle pulmonaire (PAP, bleu) et la pression ventriculaire droite (RVP, rouge); débit aortique / débit cardiaque (AoF, bleu); débit coronarien (CBF, rouge). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Exercice jusqu'à 5 km / h conduit à un doublement du débit cardiaque à partir de 4,3 ± 0,3 à 8,5 ± 0,7 L / min, qui a été principalement réalisé par une augmentation de la fréquence cardiaque de 137 ± 7 256 ± 8 battements par minute, en combinaison avec un légère augmentation du volume d'éjection de 32 ± 2 à 36 ± 3 ml (figure 3). L'augmentation du volume de la course a été facilitée par une augmentation de la contractilité du ventricule gauche, comme le montre une augmentation du maximum de la dérivée première de la pression ventriculaire gauche dp / dtmax ainsi qu'une augmentation du taux de relaxation du ventricule gauche et une augmentation de la gauche la pression auriculaire, étant la pression de remplissage du ventricule gauche (figure 3). L'augmentation du débit cardiaque ainsi qu'une augmentation de la concentration d'hémoglobine (de 8,5 ± 0,4 à 9,2 ± 0,4 g / dl) et une augmentation de l'extraction de l'oxygène du corps de 45 ± 1 à 71 ± 1% ont permis une tripling de la consommation d'oxygène du corps (figure 3). Vasodilatation systémique est produite comme le montre une augmentation de la conductance vasculaire systémique et une diminution de la résistance vasculaire systémique, qui logé l'augmentation du débit cardiaque presque complètement, de sorte que la pression aortique signifie que légèrement augmenté (figure 3). Exercice a également donné lieu à une vasodilatation modeste dans la circulation pulmonaire, comme en témoigne une augmentation de 33 ± 8% de la conductance vasculaire pulmonaire. Cependant, l'augmentation de 101 ± 8% du débit cardiaque, ainsi que l'augmentation de la pression auriculaire gauche (3 ± 1 10 ± 1 mm de Hg), conduit à une augmentation de la pression de l'artère pulmonaire et donc une augmentation de la postcharge du ventricule droit ( Figure 3).

L'augmentation de la fréquence cardiaque, ainsi que la légère augmentation de la pression artérielle a donné lieu à une augmentation de ventricule gauche inconvénients d'oxygène du myocardeumption, qui a été principalement pris en charge par une augmentation du débit sanguin coronarien qui, en combinaison avec l'augmentation de la concentration d'hémoglobine a donné lieu à une augmentation de la fourniture en oxygène du myocarde (à partir de 310 ± 37 à 738 ± 68 pmol / min). L'augmentation de la demande en oxygène du myocarde était en rapport avec l'augmentation de l'offre en oxygène du myocarde, que l'extraction d'oxygène du myocarde (79,8 ± 1,9% au repos 81,6 ± 1,9% au cours de l'exercice maximal) a été essentiellement maintenue constante, ce qui entraîne une saturation en oxygène inchangée coronaire veineux et coronaire la tension en oxygène veineux (figure 3).

Figure 3. Réponse hémodynamique typique d'exercer. La consommation d'oxygène du corps (BVO2) a été utilisé comme un indice de l'intensité de l'exercice (x-axes de panneau AL). Sont représentés les réponses de la fréquence cardiaque (HR, partie A), le volume systolique (SV, partie B), maxmum et le minimum de la dérivée première de la pression ventriculaire gauche (DP / dtmax, panneau C et DP / dTmin, panneau D resp) comme indices de contractilité et la vitesse de relaxation, le débit cardiaque (CO, panneau E), la pression artérielle moyenne (MAP , panneau F), la conductance vasculaire systémique (SVC, panneau G), la résistance vasculaire systémique (RVS, panneau H), la pression artérielle pulmonaire (PAP, panneau J), la pression auriculaire gauche (LAP, panneau I), la conductance vasculaire pulmonaire (PVC , panneau K). résistance pulmonaire totale (indice TPR pour la postcharge ventriculaire droite a augmenté pendant l'exercice, Groupe L). L'augmentation de la fréquence cardiaque, ainsi que la légère augmentation de la pression artérielle a entraîné une augmentation de la consommation gauche en oxygène du myocarde ventriculaire (x-axes de panneaux MP), qui a été principalement satisfaite par une augmentation du débit sanguin coronarien (CBF, panneau M) , que l'extraction d'oxygène du myocarde (MEO2, panneau N), coronaire saturation veineuse en oxygène (CVSO2, panneau O) et la tension d'oxygène du sang veineux coronaire (cvPO2, panneau P) ont été très peu affecté.Toutes les données sont présentées sous forme de moyenne avec l'erreur standard de la moyenne (SEM). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

La présente étude décrit la chirurgie pour chronique instrumentation de la peste ainsi que le protocole d'exercice du porcine instrumenté sur un tapis roulant motorisé tout en mesurant l'hémodynamique et de prendre des échantillons de sang pour la mesure de la teneur en oxygène dans le sang artériel, veineux mêlé et le sang veineux coronaire.

Étapes critiques dans le Protocole
Il existe plusieurs étapes critiques dans le protocole qui commencent déjà au cours de la procédure d'intubation. Thiopental (2.1.5) est un agent dépressif respiratoire, nécessitant donc une intubation rapide lors de l'administration. En outre, il est important de surveiller attentivement les réglages du ventilateur pendant la procédure. Ainsi, lorsque la cavité thoracique est ouverte (étape 3.1.4), cela se traduit par une perte de la pression intrathoracique négative. Pour compenser cette perte et pour éviter l'effondrement alvéolaire, ventilation nécessite pression expiratoire positive (PEEP). En outre, les réglages du ventilateur (pic inspiratoire presseure) doit être ajustée pour maintenir un volume courant de ~ 10 ml / kg. Notez également que lorsque le poumon gauche est repoussé (3.1.6.) volume courant est susceptible d'être diminué, car seule une partie du poumon gauche est ventilé. Les réglages du ventilateur doivent être ajustés en fonction des gaz sanguins.

Un autre point important en ce qui concerne des mesures hémodynamiques de cathéters remplis de liquide est qu'il y a une différence de pression hydrostatique entre le capteur de pression et le site d'insertion du cathéter rempli de fluide dans le système cardio-vasculaire. La différence de hauteur entre le niveau de la pression du capteur de pression sur le gilet élastique (4,2), et le point du cathéter d'insertion doit être estimée pendant la chirurgie et au moment du sacrifice de l'animal et corrigée par interpolation soit avant ou au traitement de post- les données.

Un autre point important à considérer lors de l'utilisation de cette technique est que la perte de sang, soit au cours de la chirurgie ou pendant répétéeprélèvement de sang doit être minimisé, en dépit du fait que les porcs sont relativement grandes et par conséquent avoir un grand volume de sang (65 ml / kg). Pendant la chirurgie, la perte de sang pendant l'insertion des cathéters peut être minimisé en appliquant simplement une compression sur les plaies de ponction. Selon les lignes directrices d'expérimentation animale, jusqu'à 10% du volume de sang circulant peut être pris en une seule fois à partir, les animaux normaux en bonne santé avec peu d'effets indésirables, mais il faudra un animal d'environ 14 jours pour reconstituer cette quantité de sang ^15. Cela signifie que la récupération de la chirurgie est prolongée lorsqu'une quantité importante de sang est perdue.

Au cours de la prise de sang répétées au cours des expériences de l'exercice, un maximum de 1,0% de la circulation du volume sanguin d'un animal, ou de 0,6 ml / kg peuvent être retirées toutes les 24 h ^15. Cela signifie également que la quantité de sang qui est échantillonné pendant l'exercice sur tapis roulant, doit être bien planifiée et que, après le retrait de l'inicaillots tielles qui sont toujours présents dans la lumière du cathéter près de la pointe à l'interface avec le sang, le sang restant retiré pour rincer les lignes devraient être retournés aux animaux.

Modifications et dépannage
cathéters remplis de fluide implantées doivent être rincés par jour pour empêcher un mauvais fonctionnement en raison de la formation de caillots dans le sang. En fonction de la quantité de la formation de caillots sanguins dans les cathéters remplis de liquide, la quantité d'héparine dans chaque ligne peut varier de 1000 IU / ml à 5000 IU / ml. La quantité d'héparine doit être maintenue à un minimum dans la première semaine après la chirurgie pour empêcher le saignement des plaies d'incision chirurgicale en raison de la présence de l'héparine anti-coagulant.

Cependant, même quand on tirait tous les jours, certains cathéters remplis de fluide vont être bloquées. Lorsque cela se produit, essayez de prélever du sang avec une petite seringue de 2 ml en appliquant une aspiration minimale et / ou pulsatile. Il peut prendre plusieurs minutes avant que le cathéter sera nonobstrué. Lorsque cela ne fonctionne pas, rincer soigneusement une petite quantité de solution saline dans le cathéter et essayer de retirer immédiatement le sang. Soyez conscient que la perfusion peut entraîner une libération de thrombus dans la circulation et de l'embolie des organes distaux, selon le site du cathéter. Lorsque rinçage attention ne fonctionne pas, connecter la ligne bouché à une pression transducteur de vérifier s'il y a encore un signal hémodynamique. S'il n'y a pas de signal, la ligne remplie de fluide doit être fermé par plusieurs noeuds et coupée.

Interprétation et limites
Lorsque tous les points que mentionné ci-dessus sont pris en compte, la combinaison des mesures hémodynamiques et des échantillons de sang permet à l'interprétation de la réponse de l'exercice en termes de corps et de la consommation d'oxygène du myocarde, qui sont de meilleures mesures pour l'intensité d'exercice que la vitesse tapis roulant seul ^{7,12 -14.}

Afin de répondre aux besoins métaboliques accrus de l'organisme, exerSCIE exige des changements dans la fonction cardiaque ainsi que des changements dans la perfusion locale. perfusion tissulaire est régulée par des changements de diamètre des petites artères et arterioles du lit vasculaire alimentant le tissu. Facteurs vasoactifs Myriad, provenant de systèmes neurohumoraux, l'endothélium et des métabolites locaux interagissent pour déterminer le tonus vasculaire et d'assurer la perfusion tissulaire adéquate ^1,5,12,16. Les changements dans la résistance vasculaire systémique et pulmonaire ou l'inverse, la conductance vasculaire, peuvent être calculées à partir des signaux d'écoulement pression artérielle et et interprétés en termes de changements dans vasomotricité dans le système vasculaire systémique et pulmonaire. Intuitivement, la résistance vasculaire est souvent utilisé pour évaluer les changements dans le tonus vasculaire. Cependant, dans notre groupe de recherche, nous préconisons l'utilisation de la conductance bien conductance et de résistance sont mathématiquement liées, avec conductance étant écoulement normalisée pour la pression, et la pression de résistance égale divisée par les flux. Bien que la conductance et la résistance sont interchangeables, si on étudie l'effet d'un seul stimulus (ie, l'exercice) ^7,17, l'interprétation des deux paramètres peut différer en combinant l'exercice avec des interventions pharmacologiques, pour enquêter sur les contributions des différents systèmes vaso-actives à la régulation du tonus vasculaire ^{4 , 5,7,14,18.}

Pendant l'exercice, la circulation systémique transforme d'un système au repos qui se caractérise par un faible débit et une résistance élevée (faible conductivité) dans un système à haut débit et une faible résistance, (conductance élevée). En tant que tel, la vasodilatation pharmacologique a des conséquences différentes pour la conductance et de résistance au repos par rapport à l'exercice. La diminution de la résistance qui est produite par un vasodilatateur pharmacologique au repos est grande alors que l'augmentation de la conductance est seul petit. En revanche, lors de l'exercice le même degré de vasodilatation se traduit par une forte augmentation de la conductance, mais oeul une petite diminution de la résistance. Ainsi, lorsque la conductance est utilisé, une plus grande vasodilatation semble se produire au cours de l'exercice, tandis que lorsque l'on regarde la vasodilatation résistance semble être plus grande au repos. L'interprétation des données diffère donc en utilisant la résistance ou la conductance. Bien que le choix entre la résistance et la conductance peut sembler quelque peu arbitraire, en physique la variable qui subit le changement principal est désigné comme le numérateur de l'indice pour une réponse ^7,17,18. Depuis lors exercer la pression sanguine aortique reste assez constant alors le débit cardiaque augmente nettement, le paramètre le plus approprié pour décrire la réponse vasculaire systémique d'exercer semble être systémique conductance vasculaire (débit cardiaque / aortique pression artérielle), plutôt que de la résistance. Par ailleurs, la circulation systémique se compose d'une multitude de lits vasculaires à partir d'une variété d'organes qui sont principalement perfusées d'une manière parallèle. Depuis résistances parallèles ajoutent réciprocitément, tandis que les conducteurs parallèles ajoutent de manière linéaire, toute modification de la conductance d'un lit vasculaire régionale notamment traduit par une (absolue) changement identique de la conductance vasculaire systémique totale. Cette considération étaye l'utilisation de la conductance vasculaire pour décrire les réponses vasculaires systémiques à l'exercice et les interventions pharmacologiques.

Le choix de la résistance ou la conductance de décrire les réponses vasculaires à exercer dans le lit pulmonaire semble être moins évident, parce que l'exercice produit des augmentations du débit cardiaque ainsi que la pression artérielle pulmonaire ^7,17. Un choix soit pour la résistance ou la conductance est également moins critique, compte tenu des modifications induites par l'exercice physique relativement mineures dans les PVR et du PVC par rapport au degré de vasodilatation produite par, par exemple, le blocage des récepteurs ^ET-7. En conséquence, l'utilisation de résistance ou conductance de caractériser les effets vasculaires ofa vasodilatateur pharmacologique dans la circulation pulmonaire donnera des conclusions similaires.

Dans la circulation coronaire, l'interprétation des données est d'autant plus complexe que l'administration systémique d'antagonistes pharmacologiques endogènes substances vaso-actives résultats non seulement à des altérations dans coronaire tonus des vaisseaux de résistance, mais souvent aussi produire des changements marqués dans les variables hémodynamiques systémiques ^{7,14,17, 19.} Ces hémodynamique modifiés influencent le travail cardiaque, et ainsi provoquent des changements dans le débit sanguin coronaire résultant de l'évolution des besoins métaboliques du cœur ou de l'autorégulation, plutôt que comme un effet direct de l'intervention sur le tonus vasculaire coronaire. Par exemple, le blocage d'un système vasoconstrictrice endogène diminue la pression aortique moyenne, à la suite d'une vasodilatation systémique, et provoque des ajustements à autorégulation coronaire tonalité microvasculaire. En outre, l'activation barorécepteur réflexe agit pour augmenter le rythme cardiaque d'uncontractilité myocardique e. De tels changements de la fréquence cardiaque et / ou la pression artérielle par la suite se traduiront par des altérations du métabolisme du myocarde, ce qui nécessite une adaptation de l'approvisionnement en oxygène du myocarde et donc du débit sanguin coronaire.

Pour tenir compte des effets de ces modifications induites par les médicaments de la consommation d'oxygène du myocarde, les enquêteurs examinent la relation entre les niveaux d'oxygène veineux coronaires et la consommation d'oxygène du myocarde (MVO ₂₎ ^4,5, que cette approche d'évaluation de la réglementation des coronaires tonus des vaisseaux de résistance permet indépendamment des variations de la demande en oxygène du myocarde. L'administration d'un vasodilatateur augmentera la livraison d'oxygène du myocarde à un niveau donné de MVO _2. Comme cette augmentation de l'apport d'oxygène se produit sans changement de la consommation d'oxygène, l'extraction d'oxygène du myocarde diminue, ce qui conduit à une augmentation de la teneur en oxygène du sang veineux coronaire et donc à un déplacement vers le haut de la relation entre MVO ₂ et les niveaux d'oxygène veineux coronaires. Il est donc impératif de mesurer à la fois la demande en oxygène du myocarde ainsi que l'approvisionnement en oxygène du myocarde afin d'étudier correctement la réglementation résistance coronarienne navire ton ^4,5.

Malgré son élégance et l'utilité, certains chercheurs ont mis en évidence les limites de cette approche ^20. Ainsi, traçant MVO ₂ par rapport PO veineuse coronaire _{2 ou} veineuse coronaire _{SO 2} peut être considéré comme inapproprié, car ces variables sont en fait une partie de l'équation pour calculer MVO _2. Par conséquent, MVO _{2 ne soit pas} une variable indépendante de la PO veineux coronaire ₂ ou SO _2. Alternativement, les enquêteurs devraient envisager d'utiliser un autre indice de travail du myocarde, le produit le taux de pression (RPP), qui est le produit de la fréquence cardiaque et de la pression systolique ventriculaire gauche. Cependant, comme RPP et MVO ₂ sont presque une relation linéaire, substituting RPP pour MVO ₂ donne des résultats pratiquement identiques ^14, et la relation entre MVO _{2 et} les niveaux d'oxygène veineux coronaires est considéré comme un moyen sensible de l'étude des altérations dans coronaire tonus vasomoteur.

Significatives par rapport aux méthodes existantes
Une autre méthode couramment utilisée pour évaluer les changements dans la régulation du tonus vasculaire est l'utilisation de petites artères isolées ou artérioles coronaires et pulmonaires dans une pression ou d'un fil myographe ^6,14,21. L'avantage des études de myographe est que les navires peuvent être étudiées indépendamment des tissus environnants et sans risquer de confondre l'effet de facteurs qui circulent. Ces techniques in vitro sont donc complémentaires aux mesures in vivo. Cependant, in vivo et in vitro, des techniques donnent parfois des résultats opposés. Par exemple, la réponse au vasoconstricteur puissant endothéline a été réduite dans le circulatio coronaire intacte n après un infarctus du myocarde, mais a été augmentée dans isolées coronaires petites artères de porcs avec infarctus du myocarde par rapport à la peste de contrôle sain. ²¹ Cette différence entre le in vivo et in vitro était due à une suppression accrue de l'influence vasoconstrictrice de l'endothéline par prostanoïdes ²¹ in vivo.

futures applications
Étant donné le rôle proposé des modifications de la fonction microvasculaire coronarienne dans une dysfonction ventriculaire droite et à gauche, l'évaluation de ces changements dans les modèles pertinents de maladies cardio-vasculaires est nécessaire. L'utilisation d'animaux chroniquement instrumentés permet corrélations de la gravité de la maladie avec la fonction microvasculaire (dys). En outre, à la fois la fonction coronarienne et pulmonaire microvasculaire peut apparaître normale dans des conditions de repos de base, tandis que la dysfonction microvasculaire peut être révélée en vertu de stress cardiovasculaire, comme pendant l'exercice.

En conclusion, l'utilisation de anima chroniquement instrumentésls série permet une évaluation de la fonction cardio-pulmonaire, soit au cours du développement de la maladie ou de l'évaluation du traitement, ce qui augmente la puissance statistique et en limitant le nombre d'animaux requis pour une étude.

Les auteurs ont rien à révéler.

Cette étude a été soutenue par les Pays-Bas Coeur Fondation subvention 2000T038 (DJ Duncker) subvention 2000T042 (à D. Merkus), Commission européenne FP7-HEALTH-2010 subvention MEDIA-261409 (à DJ Duncker et D. Merkus), Initiative de recherche cardiovasculaire Pays-Bas: la Fondation Coeur néerlandais, la Fédération néerlandaise des centres médicaux universitaires, l'Organisation néerlandaise pour la recherche en santé et le développement et l'Académie royale néerlandaise des sciences   CVON- ARENA CVON 2011-11 (DJ Duncker), CVON-PHAEDRA CVON2012-08 (à D. Merkus) et CVON reconnexion CVON 2014-11 (DJ Duncker et D. Merkus), Fondation Sophia (à D. de Wijs-Meijler, D. Merkus et IKM Reiss).