Imaging ristenosi in-stent: un poco costoso, modello affidabile, rapido e preclinici

Questo video illustra come utilizzare un modello preclinico economico e affidabile per lo studio dei processi fisiopatologici pathobiological e di sviluppo in-stent restenosi. Longitudinale monitoraggio in vivo utilizzando OCT (Optical Coherence Tomography) e l'analisi delle immagini Ottobre sono anche dimostrato.

Modelli preclinici di restenosi sono essenziali per svelare i processi fisiopatologici che conducono alla ristenosi in-stent e per ottimizzare esistenti e futuri stent medicati.

Una varietà di anticorpi e di ceppi transgenici e knockout sono disponibili nei ratti. Di conseguenza, un modello per la ristenosi in-stent nel ratto sarebbe conveniente per gli studi pathobiological e fisiopatologici.

In questo video, vi presentiamo l'intera procedura e tranelli di un modello di topo stent adatto per ricerca di alta velocità dello stent. Mostreremo la procedura chirurgica di stent, e la valutazione della ristenosi in-stent con la tecnica più elegante di OCT (Optical Coherence Tomography). Questa tecnica assicura un'elevata precisione nella valutazione CSA placca (zone di sezione trasversale) e si correla bene con le sezioni istologiche, che richiedono tecniche speciali che consumano tempo e embedding e sezionamento. Ottobre di imaging consente inoltre il monitoraggio longitudinale dello sviluppo della ristenosi in-stent all'interno dello stesso animale in confronto a un tempo istantanee con istologia.

Aortica distribuzione stent

1. Maschi Sprague-Dawley di peso 550-600 g sono acquistati da Harlan (Indianapolis, IN, USA). Ratti casa in condizioni convenzionali, alimentati standard di ratto cibo e acqua ad libitum.
2. Anestetizzare ratto con isoflurano (2%) e ketamina (25 mg / kg). In vista microscopico, eseguire una media superiore mini-laparotomia per esporre l'aorta sottorenale.
3. Sezionare l'aorta addominale dal tessuto circostante, dal livello delle arterie renali fino alla biforcazione. ATTENZIONE: Non c'è bisogno di sezionare l'aorta dalla IVC.
4. Usa microclamps per fermare il flusso aortico sangue. Posizionare il morsetto prossimale per primo, seguito dal morsetto distale.
5. Aprire l'aorta con una piccola incisione trasversale e lavare l'aorta con eparina (200 unità).
6. L'endotelio aortico è denudato dal passaggio di un 2-francese catetere Fogarty embolectomia arteriosa (Baxter Healthcare, Deerfield, IL, USA).
7. Utilizzare qualsiasi dimensione umana stent tra 8mm e 12mm di lunghezza e 2,5 mm-3mm di diametro. ATTENZIONE: Il diametro dello stent non dovrebbe superare il diametro del vaso di oltre il 10% per evitare stenosi pre-e post-stent. ATTENZIONE: Non accendere la lunghezza dello stent all'interno dello studio stesso.
8. Distribuire lo stent con palloncino alla pressione appropriata per ottenere il diametro desiderato.
9. L'incisione aortica piccolo si chiude con 9-0 punti di sutura Prolene (Ethicon, Norderstedt, Germania).
10. Chiudere l'incisione addominale a strati con 4-0 punti di sutura Vicryl esecuzione (Ethicon, Norderstedt, Germania).
    Le suture cutanee devono ancora essere rimosse entro 7-14 giorni, anche quando Viacryl viene utilizzato.
11. Animali ricevuto Carprofen (6mg/kg) durante l'intervento, e Metamizol per 7 giorni in più in acqua potabile.

Optical Coherence Tomography (OCT) Imaging

Immagini ottobre si ottengono con i PTOM M2 sistema di imaging (Lightlab Imaging, Inc., Westford, MA, USA). ImageWire è una sonda di imaging per fornire la luce al tessuto e raccogliere i segnali. Il ImageWire composto da 0,006 "(0,15 mm) in fibra ottica core, all'interno di una guaina con un diametro esterno massimo di 0,019" (0,48 mm).

1. Anestetizzare ratto con isoflurano (2%) e ketamina (25 mg / kg). In vista microscopico, eseguire una laparotomia mediana rifare per esporre l'aorta sottorenale.
2. Morsetto l'aorta prossimale ed entrambi arteria iliaca.
3. Eseguire una arteriotomia trasversale alla fine distale dell'aorta, a filo con 1ml PBS utilizzando un catetere 28G e inserire il catetere ottobre e lo trasmette nell'aorta.
4. Motorizzato pullback ottobre l'imaging viene effettuata ad un tasso pullback di 1,0 mm al secondo.
5. Acquisire immagini a 15 fotogrammi al secondo, le immagini vengono visualizzate con una tabella di colori di look-up e archiviati in formato digitale.
6. Chiudere il arteriotomia.
7. Chiudere l'addominale e incisioni con 4-0 punti di sutura Vicryl esecuzione (Ethicon, Norderstedt, Germania).
   Le suture cutanee devono ancora essere rimosse entro 7-14 giorni, anche quando Viacryl viene utilizzato.
8. La formazione si svilupperà neointima massimo entro 6 settimane dopo l'impianto dello stent.

Analizzando le immagini Ottobre

Misure ottobre vengono eseguite utilizzando il software proprietario Lightlab ottobre imaging con un topo-based.

1. Calibrare il sistema alla riflessione del filo ottobre imaging, che è la tecnica standard di calibrazione per questo sistema.
2. Traccia lume dello stent e aree delle sezioni trasversali (CSA) manualmente ad ogni intervallo 1,0 mm.
3. Calcolare l'area trasversale della placca come CSA stent sottratto dal CSA lume. Calcolare placca zona per cento CSA placca diviso per CSA stent (%). Calcolare la media aree placca per cento.

Validazione della tecnica di ottobre

Risultati Ottobre correlano bene con l'istopatologia (Figura 1). CSA placca istologici sono calcolati come sopra descritto. L'istologia rivela iperplasia intimale con alta densità di cellule fusiformi e solo poche cellule mononucleate infiammazione. Dopo 6 settimane, gli stent sono interamente rivestiti con tessuto di granulazione neointimale e il CSA placca misure di 1,3 ± 0,4 mm ² in uno stent da 2,5 mm.

Figura 1: Ottobre (A) e istologiche (B, ingrandimento 16x) le immagini dello stent 6 settimane dopo la distribuzione. Risultati ottenuti da CSA placca immagini Ottobre correlano bene con l'istopatologia. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande della figura 1.

Anche se l'arteria iliaca coniglio e maiale i modelli delle arterie coronarie sono le più frequentemente utilizzate per il posizionamento dello stent ^1, una combinazione di radiologia e di attrezzature chirurgiche è richiesto, capacità di alloggiamento animale è limitata, ed i costi di acquisto sono elevati. Limiti del modello di ratto stent è necessario l'uso di stent progettato specificamente per i ratti, il metallo-arteria rapporto con conseguente più danno vascolare ^2, e l'incidenza artificialmente elevato di trombosi ^3.

Il modello di stenting ratto è un ⁴ semplice, economico, rapido e accurato modello preclinico. Dopo la relazione iniziale di stenting diretto dell'aorta ratto da Lowe et al. ^5, fattibilità e l'idoneità di questo modello per la valutazione della fisiopatologia della ristenosi in-stent è stato completamente dimostrato ^5,6. Il diametro dell'aorta ratto è sufficiente per consentire l'espansione degli stent disponibili in commercio senza interruzioni dell'architettura nave fisiologico. E 'stato dimostrato che i meccanismi fisiopatologici, come la formazione di trombi, l'infiammazione e la proliferazione SMC, si sviluppano in questi modelli di ratto come fanno nel coniglio e maiale. Di conseguenza, questi modelli sono rappresentazioni bene il processo reale di ristenosi.

L'alta risoluzione ottobre tecnologia di imaging è utile per valutare iperplasia intimale. La profondità di penetrazione è solo 1,5-2 mm, ma la sua risoluzione è un ordine di grandezza superiore a quella degli ultrasuoni intravascolari (IVUS) ^7,8. Diversi studi a confronto con ottobre IVUS concludere che ottobre è attualmente la tecnica preferita per valutare iperplasia neointimale dopo ^8-10 impianto di stent. Soprattutto nei piccoli animali con diametri dei piccoli vasi, l'alta risoluzione di Ottobre lo rende migliore la modalità di imaging per la valutazione della ristenosi.

In sintesi, questo video mostra che (1) aortica stenting ratto è facilmente fattibile, (2) stent aorta addominale di ratto è adatto per i test stent fabbricato industrialmente e (3) Ottobre imaging è una tecnica precisa ed elegante per il monitoraggio longitudinale di in-stent ristenosi.

Tutti i ratti sono stati ospitati nella struttura cura degli animali presso la Stanford University Medical Center (Stanford, Ca), alla temperatura standard, umidità e condizioni di illuminazione, e sono stati forniti ratto cibo e acqua ad libitum. L'indagine conforme alla Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio pubblicato dal National Institutes of Health (NIH pubblicazione n ° 85-23, riveduta nel 1996). Il protocollo dello studio è stato approvato dal gruppo amministrativa per la cura degli animali da laboratorio, la Stanford University.

Finanziamento
Il presente studio è stato sostenuto dal fondo di ricerca Falk per il Dipartimento di Chirurgia cardiotoracica della Stanford University School of Medicine, Stanford, CA, USA. Tobias Deuse è stato finanziato da una borsa di studio della Società Tedesca cardiaca. Sonja Schrepfer ha ricevuto un assegno di ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) (SCHR992/2-1).