We thank Yixian Zheng (Carnegie Institution of Washington, Baltimore, MD) for the original protocol and assistance in initial setup and members of the Lei laboratory for critical reading of the manuscript. This work was funded by the Intramural Research Program of the National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases.

1. הפעלת המחזור: עובר מתזמן הערה: המחזור מתחילה עם 1.5 גרם של חומר שנאסף (תערובת המורכבת של עוברים ו / או כמה זחלי instar ראשונים) מן המחזור הקודם. חומר זה יוצב במכל פלסטיק (ראה טבלה של חומרים / ציוד ספציפי) עם תערובת שמרים פעילה עד לשלב גלמים. המכל ייסגר לאחר כניסתה של התערובת הביולוגית של עוברים וזחלים עם המכסה כדי למנוע מאפשר הזחלים לברוח. זה הכרחי כדי לעשות חורים לתוך המכסה על מנת לאפשר זרימת אוויר. כדי להימנע מהצורך הזחלים בריחה דרך החורים, אטמי קצף משמשים. לבסוף, מומלץ ללבוש כפפות וחלוק מעבדה, לא רק בסעיף זה אלא גם בפרוטוקול כולו, כדי להימנע מקבלת בגדים מלוכלכים או מכתים עם אקונומיקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרה מיכל הפלסטיק. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך שלושה חורים רבועים עם סכין גילוח במכסה מיכל הפלסטיק שלpproximately 2.2 ס&quot;מ. להוסיף קלטת (סרט תיוג 3/4 אינץ &#39;) על ארבע כנפות כל חור כדי להבטיח התאמה הדוקה עבור אטמי קצף (50 x 55 מ&quot;מ, DXL), ולאחר מכן למקם תקע קצף אחד בכל חור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את החלק הפנימי של מיכל פלסטיק בניילון נצמד. במהלך הסרט הזה, להוסיף שכבה של צמר גפן כדי לכסות את החלק התחתון של מיכל פלסטיק. לקרוע את הכותנה עם האצבעות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכינים את האוכל זבוב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 333 מ&quot;ל מים ללא יונים בכוס 500 מ&quot;ל. תוך ערבוב כוס עם פס מגנטי, להוסיף 167 μl של חומצה propionic ו 1.08 מ&quot;ל של חומצה זרחתית, מן פתרונות מניות (99.96% ו -85%, בהתאמה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט מוסיפים 77.5 גרם של שמרים יבשים פעילים, הימנעות גושים גדולים. לאחר המסת השמרים היבשים, להוסיף 38.8 גרם של סוכרוז. הערה: סוכרוז צריך להיות המרכיב האחרון להתווסף כי מייד לאחר הוספת רכיב זה, תסיסה תתחיל. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיד לאחר המסת סוכרוז, יוצקים אתמזון על הכותנה, ולוודא כדי לכסות את הכותנה באופן שווה. סגור את מיכל פלסטיק עם מכסה כדי למנוע זבובים נמלט בתוך המעבדה לזהם את המזון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend 1.5 גרם של העוברים שנקטפו (לא dechorionated) מן המחזור הקודם עם 5 מ&quot;ל של אתנול 70%. לחתוך לשניים שני ניירות לסנן ולהפיץ את התערובת הביולוגי באופן שווה על פני 4 חתיכות בעזרת מרית או העברה pipet עם קצה רחב (לחתוך במידת הצורך). הנח את ניירות לסנן על גבי צמר גפן טבול ולסגור את המכסה. לבסוף, דגירה מיכל הפלסטיק ב RT (24ºC) ולחות (35%) עד לשלב הגולם. הערה: מיכל פלסטיק לא צריך להיות ממוקם בתא לח, אחרת זה יעודד את הצמיחה של חיידקים. </li></ol> המשך 2. של המחזור: מעובר כדי זבובים. הערה: חלק זה של המחזור נמשכת מן העוברים להציב מיכל הפלסטיק ביום 1 עד 9 ימים לאחר מכן כאשר הזבובים הבוגרים יצאומן הגלמים. במהלך 8 ימים אלה שום דבר לא צריך להיעשות אך ניטור כי עוברי להתקדם כראוי לשלבים הבאים של מחזור החיים תסיסנית עד eclosion. אם הזחלים מתחילים למות ולהפוך שחור במהלך פרק זמן זה, כי אטמי קצף אינם צמודים מדי וכי אוורור נאות מסופק. תקופה זו היא זמן טוב לנקות את הכלוב אוכלוסיית הזבובים מן המחזור הקודם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו את העוברים להפוך -1 instar זחלים סביב 24 שעות לאחר הנקבה הבוגרת הפקידה אותן לתוך אוכל זבוב (ראה שלב 3). הזחלים שיבקעו יאכילו ממזון הזבוב המוכן בשלב 1 במהלך 4 ימים, גדל שרת פעמים ל -2 nd ו -3 rd instar זחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הכלוב אוכלוסיית הזבובים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכלוב ב 4 ºC למשך 30 דקות לפחות להאט את הפעילות של זבובים. הסר את הרשת כי היא מכסה את צידו האחד של הכלוב, ובתנועה מהירה, מכסה את הצד הפתוח עם פלסטיק Biohazard גדולתיק. שופך את תכולת הכלוב לתוך השקית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם שקית Biohazard עדיין מכסה את צידו האחד של הכלוב, מקם את הכלוב אנכי מעל כיור עם צד שקית Biohazard למטה. מוציאים בזהירות את שקית ניילון כדי למנוע זבובים לברוח וזורקים אותו במיכל פסולת Biohazard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לפתוח את הרשת העליונה מספיק כדי ליצור חור קטן, יש לשטוף את פנים הכלוב עם מים, אשר יהיה לשטוף את הזבובים לתוך הכיור. לאט להגדיל את גודל החור ולחסל את כל הזבובים בתוך הכלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הכלוב הוא רשתות עם מים וסבון. בעוד הרשתות עדיין רטובות לאבטח אותם משני צידי הכלוב הנקי והיבש, ולבסוף מכניס נייר שתיין מעבדה, אשר ימנע את סרט הפלסטיק מוכן בשלב 1.1.2 יידבקו לכלוב. עכשיו הכלוב מוכן למחזור הבא. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ארבעה ימים לאחר ההתקנה הראשונית, להתבונן pupate הזחלים. הזחלים יישארו בשלב זה עבור 4 ימים נוספים. ציינתיuring בשלב זה הגלמים יכסו את שטח הכותנה כולו בתוך מיכל הפלסטיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הגלמים ולפני הזבובים הראשונים להגיח, לפתוח את מכל הפלסטיק והניח סרט הפלסטיק המכיל כותנה עם כל הגלמים על נייר שתיין מעבדה בתוך כלוב האוכלוסייה הנקי. סגור את נטו בקשר כפול ולנקות את מיכל פלסטיק המכסה למחזור הבא. הערה: הגלמים מודבקים המכסה אמורים להיות מושלכים ונהרסו על ידי מעוקר או הקפאה לפני eclosion. </li></ol> למבוגרים 3. זבובים. ההערה: לאחר 4 הימים של הגולם לביים הזבובים הראשונים יצאו מן הגלמים. בתוך 24 - 48 שעות כל הזבובים צריכים eclosed. בחלק זה של המחזור, חשוב לספק להם מזון במטרה ליצור את הסביבה המתאימה עבור רבייה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את המגשים מולסה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים בבקבוק L 1 556.25 מ&quot;ל של deionized H 2 O, 90 מ&quot;ל של מולסה, ו -22 גרם של אגר. החיטוי עם בר ומערבבים במשך 30 דקות, מגניב ולהוסיף 9.25 מ&quot;ל של 10% Tegosept ב 95% EtOH. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את התערובת לתוך מגש הבשר של 21 x 14.5 ס&quot;מ. ודא שעוצמת הקול הוא מספיק כדי לכסות 15 - 17 מגשים. מתן 10 - 20 דקות כדי לחזק ולכסות כל מגש עם סרט פלסטיק כדי למנוע התייבשות. צלוחיות כמה 1 L ניתן להכין בו זמנית. אחסן את מגשי מולסה ב 4 ºC עטוף בניילון עד לרגע השימוש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף מגש מולסה מכוסה שמרים רטובים בתוך כלוב עם זבובים בוגרים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הוספת הצלחת, מניח את הכלוב ב 4 ºC בחדר הקר למשך 30 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 200 מ&quot;ל של deionized H 2 O לתוך מבחנה ולאט לאט לשפוך שמרים יבשים תוך ערבוב בכף. פסק הוספה שמרים יבש כאשר התערובת הופכת כ העקביות של חמאת בוטנים כדי למנוע זבובים להיתקע לתוך האוכל. הערה: חשובה לא לאפשר פתרון המזון כדי לחזק אחר זה יהיה קשה מאוד כדי לכסותהמולסה המגש ולחלץ את הביצים תוך כדי תהליך הקצירה (ראה סעיף 4.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הסרט הפלסטי ממגש אחד מהוולס ולכסות אותו עם שכבה של השמרים הרטובים המוכנים הטריים בעזרת כף או מרית. הקפד כי השטח כולו מכוסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד הכלוב הוא עדיין בחדר הקר, לפתוח את הרשת ובזהירות להוסיף במגש מולסה עם שמרים רטובים לתוך הכלוב. סגור את הרשת ואת מקום הכלוב ב RT. הערה: זה עשוי להיות שימושי כדי לכסות את הצלחת עם מגש בשר ריק במהלך החדרה, אבל להיות בטוח שלא לחסום את הגישה של הזבובים למגש מולסה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שנה את צלחת האוכל כל 24 - 48 שעות כדי למנוע את השמרים כדי לקבל יבש מדי. זבובים בוגרים רגישים מאוד התייבשות. </li></ol> 4. סיום המחזור: קציר עובר הערה: פוריות לטוס הטובה ביותר היא 3 - 5 ימים לאחר eclosion. לכן, קציר בתקופה זו יקבל את התשואה העוברת הטובה ביותר. אחרי אוספים רצויים הם משלימיםטד, המחזור נגמר. הזבובים צריכים להיות מוקרבים ואת הכלוב לנקות כפי שצוין בשלב 2.2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדרך כלל, 2 ימים לאחר eclosion זבוב ולהנהגה מולסה חדש מגש עם אוכל רטוב טרי לתוך הכלוב, כמוסבר בסעיף 3.2.5. כדי להגדיל את התשואה של בתצהיר ביצים, בעזרת האצבעות, להפוך את פני השטח של השמרים הרטובים כבלתי רגילים ככל האפשר. אם מגש אוכל ישן נמצא בכלוב, לפני הוספת הצלחת החדשה, בזהירות להסיר אותו וזורק אותו לתוך שקית Biohazard. עצה נוספת להגדלת הכמות היא להסיר את שכבת הכותנה כך כל הביצים תונחנה במזון. לשמור על הכלוב ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו את העוברים כנקודות לבנות קטנות. הערה: הביצים מוכנות להיאסף. עבור תחזוקה שוטפת של כלוב הזבוב, אוסף יום 2 הוא הזמן המומלץ. אוסף זה יכיל בעיקר עובר כמה זחלי instar st 1. ראה תוצאות נציגי תשואות טיפוסיות של עוברים שנקטפו עבור Colle השונהמועדים לפי שעון ction. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קציר את העוברים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את הכלוב בחדר הקר במשך כ -30 דקות. בינתיים מכינים את מיכל הפלסטיק למזון זבוב למחזור הבא כמוסבר בסעיף 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשנת מגש החיטוי 8 L להוסיף מים ¼ של הקיבולת הכוללת ולאחר מכן להוסיף 1 מ&quot;ל של 10% Triton X-100. בעוד הכלוב בחדר הקר להסיר את הצלחת מולסה בזהירות ומניח אותו בתוך שקית Biohazard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המגש מהשקית ותציף אותה במהירות (כדי למנוע זבובים לברוח) בפתרון דטרגנט במגש החיטוי. סגור את שקית Biohazard ולשים במיכל Biohazard. זבובים לא לטבוע במים שאינו מכיל חומר ניקוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במכחול גדול אקדח מים מזוקקים לשטוף עוברים ושמרים הנחה של מולסה. בטל צלחות מולסה לתוך תיבת Biohazard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקי פתרון בקפידה באמצעות מערכת שלוש מסננת (גס 30 מסנן על גבי, 40 באמצע ו -100 על התחתונה). גושים לשטוף on ברמה העליונה עם אקדח מים מזוקקים עד גושים לא להישאר. הערה: מבוגר זבובים 3 rd instar הזחלים יישמרו ב -30 מסננת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף את המגש החיטוי במים מזוקקים ושופכים את מי השטיפה דרך מסננות. סור תהליך מסנן וחזרו עליון אם גושים שמר להישאר. רוב -1 וכל הזחלים 2 nd instar יישארו המסננת 40. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המסננת השנייה. החומר צהבהב המסננת השלישית (התחתונה) הוא תערובת של עוברים הזחלים instar -1 קטן. השתמש באקדח מים מזוקקים כדי להעביר את כל הביצים בצד אחד של המסננת. אסוף אותם עם מרית ולשקול אותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך המחזורים הללו התשואה האוספת של עוברים / זחלים נעים בין 7 ל -13 גרם. השתמש רק 1.5 גרם של חומר זה כדי להתחיל מחזור חדש (סעיף 1). השתמש שאר עוברי לעיבוד נוסף או יכול להיות מושלך. </li></ol></li></ol> .5 בהמשךמעבד הערה: עוברים לא מנוצל להמשך האוכלוסייה ניתן להשתמש מיד לניסויים או לחילופין אפשר להקפיא ב -80 ºC. בשתי האפשרויות, את העוברים ייתכן שיהיה צורך dechorionated הראשון. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבלת dechorionation, לשטוף את העוברים למשך 2 דקות בתמיסה אקונומיקה 50% ולשטוף היטב במים מזוקקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להקפיא את העוברים, ראשון יבש על ידי לחיצה בתוקף עם מגבת נייר, ולאחר מכן לשקול ומניח אותם, בעזרת מרית, לתוך צינור חרוטי 15 או 50 מיליליטר. לבסוף להטביע את צינור החרוטים ב N הנוזל 2 למשך מספר שניות. </li></ol>

<ol>
	<li>Lim, S. J., Boyle, P. J., Chinen, M., Dale, R. K., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+localization+of+exosome+components+to+active+promoters+and+chromatin+insulators+in+Drosophila.">Genome-wide localization of exosome components to active promoters and chromatin insulators in Drosophila.</a> Nucleic Acids Res. 41, 2963-2980 (2013).</li><li>Ong, C. T., Van Bortle, K., Ramos, E., Corces, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(ADP-ribosyl)ation+regulates+insulator+function+and+intrachromosomal+interactions+in+Drosophila.">Poly(ADP-ribosyl)ation regulates insulator function and intrachromosomal interactions in Drosophila.</a> Cell. 26, 148-159 (2013).</li><li>Gonzalez, I., Mateos-Langerak, J., Thomas, A., Cheutin, T., Cavalli, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+regulators+of+the+three-dimensional+polycomb+organization+by+a+microscopy-based+genome-wide+RNAi+screen.">Identification of regulators of the three-dimensional polycomb organization by a microscopy-based genome-wide RNAi screen.</a> Mol Cell. 8, 485-499 (2014).</li><li>Magbanua, J. P., Runneburger, E., Russell, S., White, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+variably+occupied+CTCF+binding+site+in+the+ultrabithorax+gene+in+the+Drosophila+bithorax+complex.">A variably occupied CTCF binding site in the ultrabithorax gene in the Drosophila bithorax complex.</a> Mol Cell Biol. 35, 318-330 (2014).</li><li>Maksimenko, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+new+insulator+proteins,+Pita+and+ZIPIC,+target+CP190+to+chromatin.">Two new insulator proteins, Pita and ZIPIC, target CP190 to chromatin.</a> Genome Res. 25, 89-99 (2015).</li><li>Lei, E. P., Corces, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+interference+machinery+influences+the+nuclear+organization+of+a+chromatin+insulator.">RNA interference machinery influences the nuclear organization of a chromatin insulator.</a> Nat Genet. 38, 936-941 (2006).</li><li>Matzat, L. H., Dale, R. K., Moshkovich, N., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-specific+regulation+of+chromatin+insulator+function.">Tissue-specific regulation of chromatin insulator function.</a> PLoS Genet. 8, e1003069 (2012).</li><li>King, M. R., Matzat, L. H., Dale, R. K., Lim, S. J., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+RNA-binding+protein+Rumpelstiltskin+antagonizes+gypsy+chromatin+insulator+function+in+a+tissue-specific+manner.">The RNA-binding protein Rumpelstiltskin antagonizes gypsy chromatin insulator function in a tissue-specific manner.</a> J Cell Sci. 1, 2956-2966 (2014).</li><li>Sisson, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+large+populations+of+drosophila+for+protein+biochemistry.">Culturing large populations of drosophila for protein biochemistry.</a> Cold Spring Harb Protoc. , (2007).</li><li>Shaffer, C. D., Wuller, J. M., Elgin, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Raising+large+quantities+of+Drosophila+for+biochemical+experiments.">Raising large quantities of Drosophila for biochemical experiments.</a> Methods Cell Biol. 44, 99-108 (1994).</li><li>Roberts, D. B., Standen, G. N., Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elements+of+Drosophila+biology+and+genetics.">The elements of Drosophila biology and genetics.</a> Drosophila: A practical approach. , 1-53 (1998).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+The+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: The laboratory setup.</a> Cold Spring Harb Protoc. , (2007).</li><li>Dahlberg, O., Shilkova, O., Tang, M., Holmqvist, P. H., Fb Mannervik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P-TEb,+The+super+elongation+complex+and+mediator+regulate+a+subset+of+non-paused+genes+during+early+Drosophila+embryo+development.">P-TEb, The super elongation complex and mediator regulate a subset of non-paused genes during early Drosophila embryo development.</a> PLOS Genet. 13, e1004971 (2015).</li><li>Zhang, S. D., Odenwald, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Misexpression+of+the+white+(w)+gene+triggers+male-male+courtship+in+Drosophila.">Misexpression of the white (w) gene triggers male-male courtship in Drosophila.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 6, 5525-5529 (1995).</li><li>Chak, L. L., Mohammed, J., Lai, E. C., Tucker-Kellogg, G., Okamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deeply+conserved,+noncanonical+miRNA+hosted+by+ribosomal+DNA.">A deeply conserved, noncanonical miRNA hosted by ribosomal DNA.</a> RNA. 21, 375-384 (2015).</li><li>Moshkovich, N., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HP1+recruitment+in+the+absence+of+argonaute+proteins+in+Drosophila.">HP1 recruitment in the absence of argonaute proteins in Drosophila.</a> PLOS Genet. 12, e1000880 (2010).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol Rev. 63, 411-436 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

החל עם 1.5 גרם של אחד חומר יכול להשיג תשואה של עוברים שנאספו בין 7 ו -13 גרם לכל מחזור. כדי להשיג סכום כזה של חומר זה הוא חיוני כדי לשמור על תנאי culturing התקינים לכל שלבי מחזור הזבוב. הפרמטרים החשובים ביותר הם טמפרטורה ולחות, אשר אמור להיות 24 ºC ו -35% בהתאמה. אם שני פרמטרים אלה לא ניתן לקיים קבועים בסביבה הרגילה של המעבדה, אפשרות אחת תהיה להציב את הכלוב לטוס לתוך חממה או בתא סביבתי. פרוטוקולים אחרים ממליצים לחים 70% וגם מחזור אור חושך קבוע 24 שעות כדי להגדיל את התשואה של הביצים המיוצרות 9,10. עם זאת לשמור על הלחות סביב 35% ימנע זיהום חיידקים, ומאז מטרת פרוטוקול זה היא רק החזיק כלוב אוכלוסייה, הזבובים נשמרים בסביבה באור הרגילה של המעבדה. נקודה חשובה נוספת היא לשמור disturbances למבוגר טס נמוך ככל האפשר. זה עשוי להיות כדאי לשמור על הכלוב במיקום נפרד מהחדר לטוס כדי למנוע זיהום צולב מפני זבובים אחרים. Culturing של אוכלוסיות גדולות של מהונדס וזבובי מוטציה אינו מומלץ, שכן הוא מאוד קשה לשמור הטוהר שלהם והם יכולים להפגין התנהגות חיזור חריגה בולטת בכלובי אוכלוסייה גדולים 14. אחת בעיות האפשר תוך culturing תסיסנית בכמויות גדולות הוא הנוכחות של אורגניזמים אחרים כמו קרדית ו / או עובש, אשר יתחרו על האוכל ועל כן להפחית את התשואה של ביצים מיוצרות. כדי למנוע זאת, חשוב מאוד לשמור את כל הציוד נקי, שטיפת הכלוב, רשתות ולעוף תיבות עם מים וסבון, ולהשאיר את החומר הפנוי (אטמי קצף) לאחר כל מחזור. כדי להקטין עובש גדל, propionic וחומצה זרחתית מתווספים לתוך שמרים רטובים בעת הכנת אוכל לטוס בשלב1.2 ו Tegosept בעת עריכת מולסה מגש בשלב 3.1. לפעמים זה מועיל חומרי מקום כמו קופסת פלסטיק או הנפות ב -20 C כאשר הזמן קצר וחומרים לא ניתן לנקות מיד. מחזור אוסף שלם מתרחש ב -14 - 15 ימים, החל כאשר עובר הם זורעים לתוך התיבה לטוס וכלה היום האוסף האחרון. במהלך פרק זמן זה, מומלץ לארגן לוח זמנים על מנת לזכור את כל הצעדים הדרושים לשמירה על כלוב אוכלוסיית הזבובים (איור. 2), מפורטים בפרק פרוטוקול. מהיום שהביצים הם זורעים, עד זבובים בוגרים לצאת, יש צורך רק כדי לבדוק את קופסת פלסטיק, וכאשר התגלמות מתרחשת, כדי למקם אותם בתוך הכלוב. לאחר מכן, הזבובים צריכים להיות מוזנים כל 2 - 3 ימים עד עובר הם זורעים עבור מחזור חדש. בפרוטוקול כולו, היום הארוך ביותר הוא במהלך איסוף זריעה של עוברים החל מחזור חדש. אs הגיב בפרוטוקול, תשואת הביצה הטובה ביותר היא 3 - 5 ימים לאחר eclosion המבוגר, ולבסוף יורדת 2 ימים לאחר מכן. זה נותן לנו גמישות מסוימת כדי לבחור את היום שבו הקציר של הביצים יבוצע. אם מסיבה כלשהי את התשואה של עוברים שנאספו היא פחות מהסכום החל הרצוי (1.5 גרם), תמיד אפשר להוסיף מגש מולסה חדש ולאסוף יותר ביצים למחרת. אוספים מתמיד, מומלץ לשמור על 2 כלובים במקביל, ואם כמויות גבוהות של עוברים נדרשים, הוא גם אפשרי להשתמש בכלובים גדולים. במקרה של עשיית אוספים זמן קצר, אחת הדרכים להגדיל את התשואה היא לנצל את פרץ ההטלה בבוקר. ישנם יתרונות רבים של איסוף כמויות גדולות של שלבי התפתחות שונים. לדוגמה, עוברים שנאספו מהכלובים האוכלוסייה שימשו בהצלחה מאוד מבחני immunoprecipitation 6-8, collectio המוניתn של רקמות זחל זחלים ניתקים הוכיח להיות מקור טוב מאוד עבור 3C ניסויים 4 והכנות RNA 15, וראשים מ זבובים בוגרים כבר נוצל לניסויי שבב 16. בנוסף, מבוגרים בדרך כלל יש צורך להפוך תמציות לטוס עבור בתרבית רקמה 17. אחד היישומים המבטיחים ביותר של הכלוב הוא לספק חומר עבור מבחני תפוקה גבוהה המאפשרים ניתוח והצגה של גנים, תעתיקים, חלבונים מטבוליטים בתגובה לחשיפת פתוגנים, מולקולות ביולוגיות, חומרים כימיים וקרינה מייננת. מבחני בקנה מידה גדול אלה מספר גדול של אנשים נדרשים, ואת הכלוב אוכלוסיית הזבובים המתואר כאן יכול להיות מועיל מאוד כדי להשיג כמויות גדולות של חומר במהלך השלבים השונים של מחזור החיים תסיסנית לניתוח שלהם ההקרנה 18.

היכולת לשלב גישות גנטיות ביוכימיים הפכה תסיסנית אורגניזם מתאים במיוחד ללימודי ביולוגיה ביוכימיה מולקולרית 1-3. מחקרים אלו לעתים קרובות דורשים כמויות גדולות של חומר ביולוגי, לא רק זבובים בוגרים, אלא גם מן הזחלים 4, גלמים 5 ועובר 6-8. כדי להשיג כמויות גדולות של חומר, יש חוקרים זבובים בתרבית באמצעות מיכלים גדולים המכונים לעוף &quot;כלובי אוכלוסייה&quot;. כלובים אלה כוללים גליל עשוי פלסטיק מכוסה ברשת משני הצדדים כדי לאפשר כניסתה של המזון בתוך הכלוב ללא זבובים לברוח. כלובים אלה יכולים להיות תוצרת בית 9-11 או נרכש מחברה (ראה טבלה של חומרים / ציוד ספציפי). היתרון העיקרי של השימוש במערכת זו לגדול במספרים גדולים של זבובים הוא כי מחזור של זבוב הפירות 12 ניתן לשלוט בצורה כל הזבובים להתפתח מחדשlatively מסונכרן באופן. סנכרון זו מושג על ידי זריעת עוברים חדשים, האכלת זחלים / זבובים להקריב את הזבובים הבוגרים בזמנים מדויקים. באמצעות אוכלוסיית זבובים מסונכרנת שימושי במיוחד עבור מחקרים התפתחותיים 13. תחילת כלוב אוכלוסייה חדש בין כמה זבובים היא תהליך גוזל זמן מחייב מחזורים רבים של הגברת 9-11. אפילו באמצעות מכולות גדולות כמו בקבוקי תרבות זבוב או minicages, התהליך כולו יכול להימשך חודשים. כדי להימנע הפעם רב צעד, מעבדות תסיסנית רבות באופן קבוע לשמור כלובים כאלה. זה הכי נוח להתחיל כלוב חדש החל אוסף העובר מן כלוב אוכלוסייה כבר הוקם. באופן כללי, רוב מעבד לשמור כלובי אוכלוסיית wildtype, כגון אורגון R או קנטון ס כתב יד זה מציגה פרוטוקול מפורט לשמור כלובי אוכלוסיית זבובים.

<table><tbody><tr><td>Bacto-Agar</td><td>Beckton Dickinson</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Curity practical cotton roll</td><td>Kendall</td><td>2287</td><td></td></tr><tr><td>Dry yeast</td><td>Affymetrix</td><td>23540</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>GE Healthcare Life Science</td><td>1001-085</td><td></td></tr><tr><td>Foam tube plugs</td><td>Jaece</td><td>L800-D2</td><td>50 mm Diameter x 55 mm Length</td></tr><tr><td>Fly population cage</td><td>Flystuff</td><td>59-116</td><td>9&amp;Prime; Diameter x 14.4&amp;Prime; Length. Includes the nets for the cage.</td></tr><tr><td>Meat tray</td><td>Genpak</td><td>1002S (#2S)</td><td>8.25 x 5.75 x 0.5 inches</td></tr><tr><td>Molasses</td><td>Grandma&amp;acute;s</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic container</td><td>Rubbermaid</td><td>4022-00</td><td></td></tr><tr><td>Plastic film</td><td>Glad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phosphoric acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S 93326</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>A258-500</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #100</td><td>VWR</td><td>57324-400</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #40</td><td>VWR</td><td>57324-272</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #30</td><td>VWR</td><td>57324-240</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>MP</td><td>152584</td><td></td></tr><tr><td>Tegasept</td><td>LabScientific</td><td>FLY5501</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr></tbody></table>

maintenance of a drosophila melanogaster population cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

החזקת אוכלוסיית כלוב זבוב מבוססת על מחזור חי זבוב. לכן, לאחר הצבת התערובת ביולוגית הראשונית של עוברים וזחלים במכל הפלסטיק (איור 1 א) הביצים המופרות תהפוכנה זחלים לא יותר מ -2 ימי הזחלים יגדלו במשך 4 ימים, יחסית מסונכרנים דרך שלבי זחלי instar השונים ( ראה איור 1B). לאחר הזחלים סיימו את שלב instar 3 rd הזחל הם pupate ולכסות את פני השטח של כותנה בתוך מיכל פלסטיק עם כמה על פני השטח הפנימי של המכסה (איור 1 ג). תקופת התגלמות זה ילך 4 הימים הבאים, עד שהזבובים לסיים את תהליך המטמורפוזה. בתקופה זו מומלץ מאוד להעביר את הזבובים לתוך הכלוב. הזבובים הבוגרים הראשונים יתחילו eclose ביום 9 - 10 לאחרייזום של המחזור (האיור 1D) ולפי יום 11 כולם יהיה צמח מתוך הגלמים. התשואה הטובה ביותר של האוסף עובר מתקבלת 3 - 5 ימים לאחר eclosion (יום 13 עד 15) ולבסוף ירידות יום 17 (7 ימים לאחר eclosion). לכן, מומלץ להוסיף במגש האחרון של מזון טרי ביום 13 ולאסוף את הביצים על יום 15 (איור 1E ו- F). זה יאפשר אוסף של המספר המרבי של עוברים. הוספה יום נוסף שלישי לפני האיסוף עלול לגרום האוכל להיות יבש מדי וכתוצאה מכך תקטן התשואה של עוברים שנאספו. לוח 1 מציג את התשואה של 6 קולקציות מחזור ברציפות, עם חומר מוצא של 1.5 גרם בכל מחזור, ואיור 2 הוא פי לוח הזמנים המומלץ עבור אוסף המחזור כולו. החומר שנקטף 2 יום60; תקופות מורכבות בעיקר של עוברים. עם זאת מספר קטן של זחלים הם גם בהווה. למטרות תחזוקה כלוב הזחלים הללו אינם מהווים בעיה, שכן חלק מידת asynchronicity צפוי. אף על פי כן במשך כמה ניסויים ביוכימיה, הטוהר עובר אלה חשוב מאוד, אבל באותו הזמן היא גם צורך לאסוף כמויות גדולות של ביצים כדי לבצע את הניסויים האלה. מסיבה זו כמה אוספים רצופים קצרים בוצעו 1 שעה ו 3 שעות, לאחר ההוספה במהירות ב RT צלחת חדשה עם אוכל, כדי לספק הערכה של התשואה והטוהרת שניתן להשיג בשיטה זו (לוח 2 ואיור 3) . 1 אוספי hr הרצופים התחילו עם תשואה נמוכה מאוד (14.5 מ&quot;ג) אבל אז הכמויות של העוברי מוגבר בכל פעם שנאספה אבל בפעם האחרונה. התשואה הנמוכה בהתחלה יכולה להיות בגלל הזבובים להיות לחוצים במהלך התהליך של שינוי המזון אך מאוחר יותר להתאקלם. מצד שני, לא Larvae נצפה חמשת האוספים הרציפים (איור 3 א), מראה כי אוספים קצרים להניב טוהר גבוה. אם הכותנה לא יוסרה מהכלוב, הסבירות כי זחלי מנקודות קודם לכן זמן תישאר ולהיכנס אל הלוח הטרי הוא גדל. גם כאשר הכותנה מוסרת, בזמני זחלים ינדדו בצד הכלוב ולהיכנס המזון במהלך אוסף. עבור האוספים ברציפות 3 שעות, התשואה נעה בין 840 כדי 1250 מ&quot;ג, הנמצא כ 10 פעמים יותר מאשר התשואות שהושגו אוספי hr 1. הטוהר עובר אלה היה קרוב ל- 100% (איור 3 ב). זחלים מזדמנים נצפו. כמה מחקרים התפתחותיים דורשים סינכרון מאוד קפדן כלפי העובר שנאסף. כדי להגדיל את טוהר הסנכרון, מומלץ להשליך את צלחת האוסף הראשונה כי אם תנאים אינם אידיאליים, נקבות יכולות לשמור ביציות בשלות יותר להפקיד אתמ כאשר שישתפרו תנאים, כגון עם כניסתה של צלחת טריה. כמו כן חשוב לדעת כי זבובים מבוגרים (&gt; 6 ימים) מייצרים פחות עוברים מסונכרן. כדי לאמת את מידת סנכרון עם דיוק גבוה, מכתים DAPI של העוברים שנאספו מומלץ. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig1.jpg" /> איור 1. מעגל החיים תסיסנית בכלוב אוכלוסיית הזבובים. (א) ייזום של מחזור זריעה 1.5 גרם של עוברי לתוך המיכל קופסת פלסטיק. כהפניה, בלוח התחתון, אורכו של נייר הסינון הוא 8.5 ס&quot;מ. (ב) זחלים הם מתרבים מסונכרנים יחסית 5 ימים לאחר תחילת המחזור. (ג) באותו יום 8, רוב הזבובים נמצאים בשלב הגולם. הפנלים התחתונים בסי (ב &#39;) ו- C<html> (ג &#39;) הוא בהגדלה של אזורים המצוין לוחות העליונים. (ד) זבובים בוגרים הגיחו הגלמים 10 ימים לאחר תחילת מחזור. (E) מבוגר זבובים בתוך כלוב האוכלוסייה לפני התחלת התהליך של איסוף עובר, ביום 15. החומר הצהבהב על האוכל לטוס הם ביצים מופרות. (F) עובר (וכמה זחלים) שנאספו בתחתית המסננת 100 גס, לאחר מחזור כלוב כולו. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53756/53756fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig2.jpg" /> איור 2. לוח זמני אוסף מחזור שלם. איור 2 מציג את לוח הזמנים המומלצים עבור אוסף מחזור שלם.<html> t = &quot;_ blank&quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig3.jpg" /> איור 3. טוהר 1 שעה ו 3 שעות אוספים רצופים. תמונת נציג העוברת שנאסף 1 שע &#39;(א) ו -3 שעות (ב&#39;) לאחר הוספת מגש חדש של מזון. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53756/53756fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> מספר מחזור </td><td> תשואה (ז) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 9.5 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 12.7 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 7.1 </td></tr></tbody></table>ntent &quot;FO: keep-together.within-page =&quot;. 1 &quot;&gt; תשואת טבלת 1. אוספי מחזור מספר הלוח 1 מציגה את התשואה של 6 קולקציות מחזור ברציפות, עם חומר מוצא של 1.5 גרם בכל מחזור, האחרונה. מגש האוכל נוסף ביום 13 ואת הקציר נעשה ביום 15. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> אוסף # </td><td> אורך של אוסף (HR) </td><td> תשואה (מ&quot;ג) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 14.5 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 1 </td><td> 21.6 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 56.1 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 1 </td><td> 160.1 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 1 </td><td> 106.1 </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 3 </td><td> 960 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 3 </td><td> 840 </tד&gt; </tr><tr><td> 3 </td><td> 3 </td><td> 1250 </td></tr></tbody></table> טבלה 2. תשואה של 1 שעה ו 3 שעות אוספת ברציפות. לוח 2 מציג את התשואה של 5 אוספים ברציפות 1 שעות לאחר הוספת מזון חדש 3 קולקציות ברציפות 3 שעות לאחר הצבת צלחת מולסה חדשה.

Watch this Scientific Journal Video about Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage at JoVE.com

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

תחזוקה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; אוכלוסיית קייג

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

maintenance-of-a-drosophila-melanogaster-population-cage

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

13.1K Views.  National Institutes of Health. This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Video: Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

גידול זבוב הפירות<em&gt; תסיסנית</em&gt; בתנאי Axenic ו Gnotobiotic

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Developmental Biology

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific responses to changing temperatures according to their physiological tolerance and adaptability. Drosophila flies also possess a temperature sensing system that has become fundamental to understanding the neural basis of temperature processing in ectotherms. We present here a temperature-controlled arena that permits fast and precise temperature changes with temporal and spatial control to explore the response of individual flies to changing temperatures. Individual flies are placed in the arena and exposed to pre-programmed temperature challenges, such as uniform gradual increases in temperature to determine reaction norms or spatially distributed temperatures at the same time to determine preferences. Individuals are automatically tracked, allowing the quantification of speed or location preference. This method can be used to rapidly quantify the response over a large range of temperatures to determine temperature performance curves in Drosophila or other insects of similar size. In addition, it can be used for genetic studies to quantify temperature preferences and reactions of mutants or wild-type flies. This method can help uncover the basis of thermal speciation and adaptation, as well as the neural mechanisms behind temperature processing.

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Here we present a protocol to automatically determine the locomotor performance of Drosophila at changing temperatures using a programmable temperature-controlled arena that produces fast and accurate temperature changes in time and space.

שיטה אוטומטית כדי לקבוע את הביצועים של דרוזופילה בתגובה לשינויים בטמפרטורה בחלל ובזמן

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific ...

Behavior

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

תנאים המשפיעים על המרחב חברתי ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו<em&gt; תסיסנית</em&gt; זחלים

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

מדידה של תוחלת חיים ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

זיהום חיידקי הפה ו Shedding ב דרוזופילה melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

היממה של דרוסופילה מלנוגסטר

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

דרוסופילים אחזקה

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans

Drosophila Courtship Conditioning: A Method to Test Learning and Memory In Flies

Source: Koemans, T. S., et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/55808/" target="_blank">Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a classical conditioning assay that tests learning and memory in Drosophila, called courtship conditioning. The assay is based on the reduction of male courtship after experiencing a rejection by a non-receptive premated female. The example protocol shows a setup for the procedure that can be used to assess short- and long-term memory.

תחזוקה של

Summary

Explore More Videos

גידול זבוב הפירות

שיטה אוטומטית כדי לקבוע את הביצועים של דרוזופילה בתגובה לשינויים בטמפרטורה בחלל ובזמן

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב

תנאים המשפיעים על המרחב חברתי ב

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו

מדידה של תוחלת חיים ב

זיהום חיידקי הפה ו Shedding ב דרוזופילה melanogaster

היממה של דרוסופילה מלנוגסטר

דרוסופילים אחזקה

דרוזופילה התניות חיזור: שיטה לבדיקת למידה וזיכרון בזבובים