ברצוננו להודות לפול Poirier, מפיק Media, בסיינט וינסנט אוניברסיטת הר לעבודתו בצילום ועריכת וידאו החלק של כתב היד הזה. אנו מכירים במדעי הטבע והנדסת מועצת מחקר של קנדה למימון.

הערה: כל הציוד מפורטים בטבלה 1. 1. אחסון עוברי העופות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה ביצי תרנגולת של זן גאלוס גאלוס אופקי על 37 מעלות צלסיוס ולחות כ -40% ולהפוך ביצי פעם או פעמיים ביום. הפיכת ביצים היא חשובה כדי למנוע את העובר מהקפדה על קליפת הביצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לא להפוך את הביצה בשעה 24 לפני הקמת התרבות אחרת העובר יהיה ממוקם הגחון למסת החלמון ויהיה פגום על פתיחת הביצה בשלב 3. בנוסף, לשמור על הביצים ב 4 o C מעלות ללא יותר משבוע אחד לפני הדגירה לפיתוח &quot;עצירה&quot; אבל זה לא אידיאלי. </li></ol> 2. Staging עוברי עופות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לביים את עוברי העוף באמצעות המבורגר ושולחן בימוי המילטון 12. השלב האידיאלי להקמת culturing לשעבר אובו הוא HH שלב 19-20 (כ 3 ימים של דגירה) BECause זה זמן קצר לאחר שהראש מסתובב על 53 hpf. הערה: שלב HH 19-20 מתאפיין בתכונות המורפולוגיות הבאות: somites מורחבים למרבית הזנב, אך סופו של הזנב נשאר unsegmented, ניצן הזנב מסולסל, allantois הוא קטן וכלי דם מוגבל, הרגל-הניצנים הם גדולים יותר מאשר באגף-ניצנים והעיניים הן חסרות צבע או שיש לו גוון אפרפר. </li></ol> 3. הסרת העובר מShell <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הסרת העובר מהפגז, לרסס את הפגז עם אתנול 70% ולאפשר לו להתייבש. אל תכבה את הביצה במהירות כמו זה יגרום ניזק לעובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נזהר שלא לשנות את הכיוון של הביצה, לפצח בזהירות את הביצה בצד התחתון (כלומר, הצד שהיה הגחון במהלך דגירה) ולשחרר את העובר לסטרילי לשקול סירה (88 x 88 x 23 מ&quot;מ). נגב את לשקול סירות עם אתנול 70%. בדוק את העובר על מנת להבטיח כי שק החלמון אינו פגום. אם h החלמוןכשבור, לבטל את העובר, כפי שהוא לא ישרוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב לעובר, כדי להבטיח שזה בר-קיימא; הלב פועם, כלי דם מופיע נורמלים, ואין חריגות ברורות נוכחים. ודא שהקצוות של הסירה לשקול יבשים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה, ירידה של 40 μl של פניצילין / סטרפטומיצין (פניצילין 5,000 יחידות, 5 סטרפטומיצין מ&quot;ג למ&quot;ל) על גבי אלבומין כדי למנוע זיהום. </li></ol> 4. הכנת תא לחות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח ערמה קטנה של kim-מגבונים ו / או כרית סופגת עשויה כותנה בחלק התחתון של מיכל פלסטיק סטרילי (12 x 12 x 6 סנטימטרים) ניגב עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוסיף מים סטריליים, מזוקקים כדי ללחלח את kim-המגבונים ו / או כותנה (כ -150 מיליליטר מים). </li></ol> 5. הרכבת Ex אוב התרבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הסירה לשקול מכילה את העובר על גבי הריפוד הלח. לאחר מכן, מחצית מקום של צלחת פטרי רבועה סטרילי (9.5 x 9.5 סנטימטר) על גבי tהוא שוקל סירה כדי ליצור מכסה רופף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את מיכל הפלסטיק עם המכסה שלה. לחץ כלפי מטה שתי פינות של המכסה, להבטיח חותם חלקי שעדיין מאפשר לזרימת אוויר טוב בתוך החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות במקום ההתקנה לתוך חממת C 37 o עד שלב רצוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מכולות של מים בחממה כדי לעזור לשלוט בלחות, אם חממת לחות מבוקרת אינה זמינה. לעקר את כל המים בתאי לחות ובחממה ולחדש במידת הצורך במהלך תקופת הדגירה. לחות 40% היא אידיאלית. </li></ol>

<ol>
	<li>Auerbach, R., Kubai, L., Knighton, D., Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+procedure+for+the+long-term+cultivation+of+chicken+embryos.">A simple procedure for the long-term cultivation of chicken embryos.</a> Dev. Biol. 41, 391-394 (1974).</li><li>Gennaro, L. D., Packard, D. S., Stach, R. W., Wagner, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+differentiation+of+chicken+embryos+in+simplified+shell-less+cultures+under+ordinary+conditions+of+incubation.">Growth and differentiation of chicken embryos in simplified shell-less cultures under ordinary conditions of incubation.</a> Growth. 44, 343-354 (1980).</li><li>Tufan, C. A., Akdogan, I., Adiguzel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shell-less+culture+of+the+chick+embryo+as+a+model+system+in+the+study+of+developmental+neurobiology.">Shell-less culture of the chick embryo as a model system in the study of developmental neurobiology.</a> Neuroanat. 3, 8-11 (2004).</li><li>Duench, K., Franz-Odendaal, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BMP+and+Hedgehog+signaling+during+the+development+of+scleral+ossicles.">BMP and Hedgehog signaling during the development of scleral ossicles.</a> Dev. Biol. 365 (1), 251-258 (2012).</li><li>Datar, S., Bhonde, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shell-less+Chick+Embryo+Culture+as+an+Alternative+in+vitro+Model+to+Investigate+Glucose-Induced+Malformation+in+Mammalian+Embryos.">Shell-less Chick Embryo Culture as an Alternative in vitro Model to Investigate Glucose-Induced Malformation in Mammalian Embryos.</a> Rev Diabet Stud. 2 (4), 221-227 (2005).</li><li>Fisher, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+embryos+in+shell-less+culture.+Tested+studies+for+laboratory+teaching.">Chick embryos in shell-less culture. Tested studies for laboratory teaching.</a> , (1983).</li><li>Dunn, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+for+shell-less+culture+of+the+72-hour+avian+embryo).">Technique for shell-less culture of the 72-hour avian embryo).</a> Poultry Science. 53, 409-412 (1974).</li><li>Yalcin, H., Shekhar, A., Rane, A. A., Butcher, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ex-ovo+chicken+embryo+culture+system+suitable+for+imaging+and+microsurgery+applications.">An ex-ovo chicken embryo culture system suitable for imaging and microsurgery applications.</a> J. Vis. Exp. (44), (2010).</li><li>Silver, P. H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Special+problems+of+experimenting+in+ovo+on+the+early+chick+embryo,+and+a+solution.">Special problems of experimenting in ovo on the early chick embryo, and a solution.</a> J Embryol Exp Morph. 8 (4), 369-375 (1960).</li><li>Spurlin, J., Lwigale, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+to+increase+accessibility+to+late-stage+chick+embryos+for+in+ovo+manipulations.">A technique to increase accessibility to late-stage chick embryos for in ovo manipulations.</a> Dev. Dyn. 242 (2), 148-154 (2012).</li><li>Dorrell, M. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+ovo+model+for+directly+visualizing+chicken+embryo+development.">Ex ovo model for directly visualizing chicken embryo development.</a> American Biology Teacher. 74 (9), (2012).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> J. Morph. 88, 49-92 (1951).</li><li>Drossopoulou, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+anteroposterior+patterning+of+the+vertebrate+limb+based+on+sequential+long-and+short-range+Shh+signaling+and+Bmp+signaling.">A model for anteroposterior patterning of the vertebrate limb based on sequential long-and short-range Shh signaling and Bmp signaling.</a> Development. , 127-1337 (2000).</li><li>Sys, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+in+ovo+CAM-assay+as+a+xenograft+model+for+sarcoma.">The in ovo CAM-assay as a xenograft model for sarcoma.</a> J. Vis. Exp. (77), e50522 (2013).</li><li>Franz-Odendaal, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+understanding+the+development+of+scleral+ossicles+in+chicken,+Gallus+gallus.">Towards understanding the development of scleral ossicles in chicken, Gallus gallus.</a> Dev. Dyn. 237, 3240-3251 (2008).</li></ol>

אי לנו אינטרסים כלכליים מתחרים בכל הקשור למידע המוצג בכתב היד הזה.

Ex אוב culturing וחלונאית לשניהם יש יתרונות ואתגרים. כאן אנו משווים את היתרונות והאתגרים של האקס קלקר כוס אוב השיטה ושיטת חלונאית לשעבר המותאם אוב השיטה שמוצגת כאן. השיטה שלנו מאפשרת מניפולציה והתבוננות קלה של עובר אפרוח בשלבים מאוחרים של התפתחות והחידודים שלנו לשעבר המסורתיים אוב השיטה 1, 2, 3 לעשות את זה גם מאוד קל לשימוש בשיעורי מעבדה הוראה לתואר ראשון. למרות שחוקרים רבים מעדיפים את שיטת חלונאית ללמוד פיתוח עוף כי זה פשוט לבצע ויש לו שרידות מצוינות לשלבים מאוחרים של התפתחות (HH 41-42), יש לה מגבלות. הגדול שבם היא היכולת המוגבלת לצפייה בכל העובר אחרי שלב HH 30. לאחר שלב 30 HH, החלון בקליפת הביצה צריך להיות גדול מאוד על מנת להציג את העובר מתפתח, נע. חלון גדול זה הבדלicult לאטום לחלוטין (שמוביל לבעיות עם עקרות ושרידות), וקבלת תאורה טובה בתוך הביצה יכולה להיות מאתגר. בנוסף, עובר שלב מתקדם הם גדולים וקשים לגישה (או לתפעל) דרך החלון. לשעבר אוב השיטה המתוארת כאן מספק גישה חסרת מעצורים מלאים לעובר. ברגע שהסירה לשקול ממוקמת בתא לחות, כל המכלול הוא מאוד יציב. תא לחות כל יכול להיות ממוקם תחת מיקרוסקופ לנתח והגדלה גבוהה יכולה לשמש כדי לבחון את כל העובר. לשם השוואה, יש שיטת כוס קלקר תא לחות שהוא גבוה (גובה כוס) וזה עושה את זה קשה מאוד למקום תחת מטרות מיקרוסקופ. עיצוב הכוס הוא גם הרבה פחות יציב משטוח לשקול סירה ובקלות ניתן הפילו הכוסות הללו. השיפורים שלנו לשעבר אוב השיטה להפוך שיטה זו פשוטה לשימוש בסביבה בכיתה או במעבדה ומאפשר student לקבל גישה מלאה לעוברים מהשלב HH 19 עד HH 40; שלבים כאשר organogenesis הגדול מתרחש. החסרון הגדול ביותר שלנו לשעבר אוב השיטה הוא עקרות. על מנת למנוע זיהום, השיטה שלנו כוללת תוספת של אנטיביוטיקה. מנה נוספת של אנטיביוטיקה יכולה להינתן לעובר בשלבים מאוחר יותר. האנטיביוטיקה הניתנת במהלך הגדרת התרבות גם אינה מופיעה כדי להשפיע על התפתחות העובר. חיטוי מיכל עם אתנול 70% לפני השימוש באופן דרמטי יכולה להגדיל את השרידות. בסך הכל, לשעבר אוב השיטה אידיאלי לצפייה וטיפול בעוברים ללא מגבלות על גישה או שלב התפתחות. המחקרים קודמים הראו כי culturing עוברי אובו לשעבר אינו משפיע לרעה על דפוסי 4,15. לדוגמא, אנחנו לא רואים שום שינוי בדפוסים או האינדוקציה של השלד למרות היעדר קליפת הביצה. השיטה משופרת שלנו פותרת ג מרובהhallenges שקיימות עם האקס המסורתי הנוכחי אוב השיטה 1,2, 3.

Ex ovo culturing has played an important role in the study of development of the chicken1, 2. This culturing method has been used to study neurological diseases, limb development, craniofacial development, and as a model to investigate malformations associated with diabetes 3, 4, 5.
There are many variations to the ex ovo technique. The most common approach is to use a Styrofoam cup6,7,8 or a glass bowl5. In these methods, the cup or bowl is lined with plastic wrap to cradle the embryo, a lid is placed on the cup, and the embryo is then placed in an incubator with appropriate humidity6. This set up however, can be technically challenging. The first challenge is the plastic wrap that is used to cradle the embryo. This wrap is difficult to work with and often does not adhere to the cup very well. To solve this problem, an elastic band is placed around the cup to hold the wrap in place. Despite this, the wrap can still slip, which is fatal to the embryo. The plastic wrap has the potential to tear or get punctured by forceps or needles that may be used during embryo manipulations and observations. Finally, this set-up is not very stable and students can easily knock the cups over. The height of the cups also makes it very difficult to place the embryo under a stereomicroscope, which has a limited objective to stage height. These challenges make it difficult for undergraduate students to work with live chick embryos in teaching labs, such as advanced developmental biology courses. 
The above challenges in the ex ovo method has meant that researchers turn to the windowing method 9,10 to view embryonic chick development. In this technique, a hole or &#8220;window&#8221; is made in the eggshell overlying the embryo. The hole can be re-sealed with tape or wax9 to allow for further embryonic development. Although the windowing method has some advantages, such as the ability to view embryonic development and easy maintenance, this method also has several limitations. The first is that the window needs to be fairly large in order to view the entire embryo (especially at late stages). Secondly, large windows are difficult to seal; an improper seal will lead to sterility and survivability problems. Using molten wax as a sealant adds another inconvenient and messy step to the protocol. Therefore, although the windowing method may be ideal for chick embryos at young stages (HH 11 &#8211; HH 27), viewing the entire embryo at late stages is not easily accomplished. 
Here, we describe an improved and simple ex ovo culturing technique11 that avoids the need for high tech equipment, is easy to handle under a stereomicroscope, gives the embryo enough support to perform microscopic manipulations, and enables researchers to view the growth of the embryo in its entirety well into the later stages of development (up to HH 40-41). With these advances in the ex ovo technique, individuals gain access to a more complete understanding of embryonic development. For instance, growth into later stages allows individuals to observe developmental processes that do not occur until this time point, such as ossification, feather development, and advanced limb and eye development. The entire embryo and extraembryonic membranes and vasculature are clearly visible. More advanced research can also be performed, such as, embryonic manipulations (i.e., implanting beadssoaked in inhibitors or inserting barriers between tissue layers), and researchers are then able to observe the effect of the manipulations in later stage embryos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="658">
	<tbody>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:79px;width:177px;">Penicillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:136px;">Sigma</td>
			<td style="width:152px;">P4458</td>
			<td style="width:192px;">Make small aliquots to avoid freeze/thaw events</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="61" rowspan="3" style="height:61px;width:177px;">Square Petri Dish</td>
			<td rowspan="3" style="width:136px;">N/A</td>
			<td rowspan="3" style="width:152px;">N/A</td>
			<td rowspan="3" style="width:192px;">9.5 cm x 9.5 cm</td>
		</tr>
		<tr height="19">
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:177px;">Weigh Boat</td>
			<td style="width:136px;">Fischer Scientific</td>
			<td align="right" style="width:152px;">8732113</td>
			<td style="width:192px;">88 x 88 x 23 mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:177px;">Ziplock container</td>
			<td style="width:136px;">Ziplock</td>
			<td style="width:152px;">N/A</td>
			<td style="width:192px;">12 cm x 12 cm x 6 cm</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimized ex-ovo culturing of chick embryos to advanced stages of development

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos model organisms, such as the chicken, are often used. The chicken is an excellent model organism due to its low cost and minimal maintenance, however they present observational challenges because they are enclosed in an opaque eggshell. In order to properly view the embryo as it develops, the shell must be windowed or removed. Both windowing and ex ovo techniques have been developed to assist researchers in the study of embryonic development. However, each of the methods has limitations and challenges. Here, we present a simple, optimized ex ovo culture technique for chicken embryos that enables the observation of embryonic development from stage HH 19 into late stages of development (HH 40), when many organs have developed. This technique is easy to adopt in both undergraduate classes and more advanced research laboratories where embryo manipulations are conducted.

לשעבר זה אוב השיטה מאפשר התצפית של עוברים משלבים המוקדמים של פיתוח (HH 19/20) לשלבים המאוחרים של התפתחות (HH 40-41) (איור 1 א ו -1 B). הגדרת התרבות בHH 19-20 מגדילה שרידות של העוברים בתרבות. לפני ראש הפיכה (לפני 53 hpf) שרידות נמוכות מאוד בתרבות ובאחרי שלב 21, העובר נוטה להיצמד יותר למעטפת בהסרה כל כך עוברים שלמים פחות מתקבלים. באופן כללי, שרידות של העובר באובו לשעבר התרבות היא גבוהות עד HH 35-36 (90-100%), אך היא עושה טיפה בשלבים המתקדמים יותר של פיתוח (כ -40% לשרוד לHH 40-41). בנוסף, למרות שזה הוכח פיתוח שמופיע נורמלי בשלבים המאוחרים והדפוסים של השלד אינם מושפע 4,15, שראינו כי הגפיים כפופים בשלבים מאוחר אלה מצביעים על כך שהתואר או העיתוי של התאבנות עשוי להיות מושפע. זהלא מפתיע בהתחשב בצורך בסידן מהקליפה להתאבנות. השוואה מפורטת של התפתחות העובר השוואה לקבוצת ביקורת נמצאת בעיצומו ומעבר להיקף של נייר שיטות זה. קבלת גישה לעובר במהלך ההתפתחות חשובה משתי סיבות עיקריות. ראשית, חוקרים יכולים להציג פיתוח על בסיס יומי מבלי לפרוץ דרך ולאטום חלון. לדוגמא, אנשים יכולים להתבונן בגוף ובפיתוח עין בשלבים מרובים (איור 1 ג ו1D). שנית, לשעבר אוב culturing מאפשר גישה רבה יותר (חופשית) לעובר, ובכך מאפשר מניפולציות או ניתוחים קלים יותר. מניפולציות עובריים לרוב, צריכה להתבצע באמצעות סטראו. באמצעות לשעבר אוב שיטת culturing המתואר כאן, בניגוד לשיטה / הניילון הנצמד קלקר 6,7,8 עובר ההגדרה ממוקמת בקלות undאה מיקרוסקופ, הוא פחות עמוק ולא להתהפך. זה מאפשר לחוקר כדי למקם את תא לחות בדיוק בהתאם לצורך וכדי לסובב אותו כדי לייעל את הגישה לעובר, שכן אין חסמים (קליפת ביצה) מסתירים את העובר ומאז הקאמרית הוא מאוד יציב. בסך הכל, תמיכת העובר מקבל מהסירה לשקול מאפשרת לחץ עדין שיחול על העובר במהלך מניפולציה ללא ההגדרה מתהפכת. ניתן לבצע במספר שיטות ביולוגיה התפתחותית בעוברים במערכת זו התרבות. אלה כוללים תצפיות מפורטות של איבר (למשל, עין, וכו &#39;מוח) או פיתוח רקמות (למשל, צמיחת כלי דם) או יישום של סוכנים טרטוגניות. מניפולציות כוללות השתלה של רקמות על קרומי chorioallantoic כדי לחקור את ההשפעה של שילוב שכבות רקמה שונות או לומדים צמיחת גידול וגרור 14. עוד מניפולציה פופולרית שבוצעה במהלך הפיתוח היא beaהשתלת ד או מכשול. השתלת חרוז מאפשרת חוקר לספוג מעכב או גורם על חרוז ולאחר מכן להשתיל את חרוז באופן מקומי כדי לעכב או לגרום לגנים באופן מקומי באזור של עניין. זה לעתים קרובות נעשה שימוש בחרוזי affigel או הפרין (איור 2 א). לדוגמא, חלבוני עצם המוךפו&quot;גנטי (BMPs) יכולים להיות מעוכבים באופן מקומי באינדוקציה של רכס עצבי נגזרה עצם 4, 15, או באיבר פיתוח ניצן 13. לאחר חרוז מושתל, העובר יכול להיות חזר לחממה והוא ימשיך להתפתח. הדבר מאפשר לחוקרים להציג את ההשפעות במורד הזרם של העיכוב של גן מסוים (במקרה זה BMP), כגון עיכוב של היווצרות ossicle scleral בטבעת הטרשתית (איור 2 ו2C) 15. באופן דומה, יכולות בקלות להיות מוכנסות מחיצות בין שכבות רקמה כדי ללמוד איתות רקמה לרקמה וmicroinjection של צבעים גם יכול בקלות להיות שנערך. </p&gt; <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52129/52129fig1.jpg" /> איור 1. צפייה באובו לשעבר עובר. (א) שלב HH 20 עובר אפרוח לאחר הוצאתו מהפגז, נקודות חץ לעובר עם קרומים עובריים כלי דם. (ב) שלב HH 40 עובר בתא לחות פתוח. (C) שלב HH 35 עובר מראה ניצנים מוקדמים איבר (חץ). (ד) העובר שלב HH 41 מראים פיתוח שלב מאוחר יותר של מבנים כגון העין (חץ). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52129/52129fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52129/52129fig2.jpg" /> איור 2. דוגמא של Noggin ספוג חרוז ההשרשה Experimאף אוזן גרון 4. (א) העובר שלב HH 35 נחשף דרך חור קטן הקרוע בקרומים מעל כדי לקבל גישה לעין הבסיסית להשתלת חרוז. ההגדלה גבוהה של חרוז affigel הסמוך לpapilla הלחמית מוצגת בהבלעה. בר סולם בC הוא 75 מיקרומטר. (B) phosphatase אלקליין מוכתם עין ימין לאחר השתלת חרוז Noggin (חץ) מראה פער בטבעת של ossicles, מוכתם עין 38 AP (C) HH עזב מראה שום הפרעה לטבעת של ossicles (שליטה ), HH 38. פרטים של ניסוי זה ניתן בDuench ו -4 פרנץ-Odendaal. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52129/52129fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development at JoVE.com

Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

Viewing and accessing the chicken embryo during development can be challenging. We have developed an ex ovo method that is simple, cost effective, and can easily be used in a classroom or research setting. This method provides access to the embryo into late stages of embryonic development (HH 40).

מותאם באופן מיטבי<em&gt; Ex-אובו</em&gt; Culturing של Chick עוברים לשלבים מתקדמים של פיתוח

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos ...

optimized-ex-ovo-culturing-chick-embryos-to-advanced-stages

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

13.5K Views.  Mount Saint Vincent University. Viewing and accessing the chicken embryo during development can be challenging. We have developed an ex ovo method that is simple, cost effective, and can easily be used in a classroom or research setting. This method provides access to the embryo into late stages of embryonic development (HH 40). 

Video: Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying the biology of retinal neurons, particularly photoreceptors. The applications of this system go beyond basic research, as they can easily be adapted to high throughput technologies for drug development. However, genetic manipulation of retinal photoreceptors in these cultures has proven to be very challenging, posing an important limitation to the usefulness of the system. We have recently developed and validated an ex&#160;ovo plasmid electroporation technique that increases the rate of transfection of retinal cells in these cultures by five-fold compared to other currently available protocols1. In this method embryonic chick eyes are enucleated at stage 27, the RPE is removed, and the retinal cup is placed in a plasmid-containing solution and electroporated using easily constructed custom-made electrodes. The retinas are then dissociated and cultured using standard procedures. This technique can be applied to overexpression studies as well as to the downregulation of gene expression, for example via the use of plasmid-driven RNAi technology, commonly achieving transgene expression in 25% of the photoreceptor population. The video format of the present publication will make this technology easily accessible to researchers in the field, enabling the study of gene function in primary retinal cultures. We have also included detailed explanations of the critical steps of this procedure for a successful outcome and reproducibility.

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

Embryonic chick retinal cell cultures constitute valuable tools for the study of photoreceptor biology. We have developed an efficient gene transfer technique based on ex&#160;ovo plasmid electroporation of the retinas prior to culture. This technique considerably increases transfection efficiencies over currently available protocols, making genetic manipulation feasible for this system.

העברה יעילה ג&#39;ין בצ&#39;יק הרשתיות לסלולריים יסודי לימודי תרבות:<em&gt; אקס-אוב</em&gt; גישת Electroporation

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying ...

Forward Genetic Approach to Uncover Stress Resistance Genes in Mice &#8212; A High-throughput Screen in ES Cells

Phenotype-driven genetic screens in mice is a powerful technique to uncover gene functions, but are often hampered by extremely high costs, which severely limits its potential. We describe here the use of mouse embryonic stem (ES) cells as surrogate cells to screen for a phenotype of interest and subsequently introduce these cells into a host embryo to develop into a living mouse carrying the phenotype. This method provides (1) a cost effective, high-throughput platform for genetic screen in mammalian cells; (2) a rapid way to identify the mutated genes and verify causality; and (3) a short-cut to develop mouse mutants directly from these selected ES cells for whole animal studies. We demonstrated the use of paraquat (PQ) to select resistant mutants and identify mutations that confer oxidative stress resistance. Other stressors or cytotoxic compounds may also be used to screen for resistant mutants to uncover novel genetic determinants of a variety of cellular stress resistance.

Stress resistance is one of the hallmarks for longevity and is known to be genetically governed. Here, we developed an unbiased high-throughput method to screen for mutations that confer stress resistance in ES cells with which to develop mouse models for longevity studies.

גישה גנטית קדימה ללחשוף גני התנגדות מתח בעכברים - מסך תפוקה גבוהה בתאי גזע עובריים

Phenotype-driven genetic screens in mice is a powerful technique to uncover gene functions, but are often hampered by extremely high costs, which severely ...

A Novel Ex Ovo Banding Technique to Alter Intracardiac Hemodynamics in an Embryonic Chicken System

The new model presented here can be used to understand the influence of hemodynamics on specific cardiac developmental processes, at the cellular and molecular level. To alter intracardiac hemodynamics, fertilized chicken eggs are incubated in a humidified chamber to obtain embryos of the desired stage (HH17). Once this developmental stage is achieved, the embryo is maintained ex ovo and hemodynamics in the embryonic heart are altered by partially constricting the outflow tract (OFT) with a surgical suture at the junction of the OFT and ventricle (OVJ). Control embryos are also cultured ex ovo but are not subjected to the surgical intervention. Banded and control embryos are then incubated in a humidified incubator for the desired period of time, after which 2D ultrasound is employed to analyze the change in blood flow velocity at the OVJ as a result of OFT banding. Once embryos are maintained ex ovo, it is important to ensure adequate hydration in the incubation chamber so as to prevent drying and eventually embryo death. Using this new banded model, it is now possible to perform analyses of changes in the expression of key players involved in valve development and to understand the role of hemodynamics on cellular responses in vivo, which could not be achieved previously.

A Novel Ex Ovo Banding Technique to Alter Intracardiac Hemodynamics in an Embryonic Chicken System

For the first time we present here a reproducible banding procedure to alter hemodynamics in the developing heart ex ovo. This is achieved by partially constricting the outflow tract (OFT).

רומן<em&gt; אקס אובו</em&gt; טכניקת פסים לאלטר ופרמטרים המודינמיים intracardiac במערכת עוף עוברי

The new model presented here can be used to understand the influence of hemodynamics on specific cardiac developmental processes, at the cellular and ...

A Submerged Filter Paper Sandwich for Long-term Ex Ovo Time-lapse Imaging of Early Chick Embryos

Due to its availability, low cost, flat geometry, and transparency, the ex ovo chick embryo has become a major vertebrate animal model for the study of morphogenetic events, such as gastrulation2, neurulation3-5, somitogenesis6, heart bending7,8, and brain formation9-13, during early embryogenesis. Key to understanding morphogenetic processes is to follow them dynamically by time-lapse imaging. The acquisition of time-lapse movies of chick embryogenesis ex ovo has been limited either to short time windows or to the need for an incubator to control temperature and humidity around the embryo14. Here, we present a new technique to culture chick embryos ex ovo for high-resolution time-lapse imaging using transmitted light microscopy. The submerged filter paper sandwich is a variant of the well-established filter paper carrier technique (EC-culture)1 and allows for the culturing of chick embryos without the need for a climate chamber. The embryo is sandwiched between two identical filter paper carriers and is kept fully submerged in a simple, temperature-controlled medium covered by a layer of light mineral oil. Starting from the primitive streak stage (Hamburger-Hamilton stage 5, HH5)15 up to at least the 28-somite stage (HH16)15, embryos can be cultured with either their ventral or dorsal side up. This allows the acquisition of time-lapse movies covering about 30 hr of embryonic development. Representative time-lapse frames and movies are shown. Embryos are compared morphologically to an embryo cultured in the standard EC-culture.
The submerged filter paper sandwich provides a stable environment to study early dorsal and ventral morphogenetic processes. It also allows for live fluorescence imaging and micromanipulations, such as microsurgery, bead implantation, microinjection, gene silencing, and electroporation, and has a strong potential to be combined with immersion objectives for laser-based imaging (including light-sheet microscopy).

A Submerged Filter Paper Sandwich for Long-term Ex Ovo Time-lapse Imaging of Early Chick Embryos

Here, we present a new technique to culture chick embryos ex ovo for time-lapse imaging using transmitted light and fluorescence microscopy. The submerged filter paper sandwich is a variant of the well-established filter paper carrier technique1 that allows for the culturing of chick embryos fully-submerged in a liquid culture medium.

כריך נייר מסנן מתחת למים במשך לטווח ארוך<em&gt; אקס אובו</em&gt; זמן לשגות הדמיה של מוקדם צ&#39;יק עובר

Due to its availability, low cost, flat geometry, and transparency, the ex ovo chick embryo has become a major vertebrate animal model for the study of ...

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

אינדוקציה של היפוקסיה צפרדע חיה דג הזברה עוברי

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Multi-Photon Time Lapse Imaging to Visualize Development in Real-time: Visualization of Migrating Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to numerous cell types throughout the body. Understanding the biology of the neural crest has been limited, reflecting a lack of genetically tractable models that can be studied in vivo and in real-time. Zebrafish is a particularly important developmental model for studying migratory cell populations, such as the neural crest. To examine neural crest migration into the developing eye, a combination of the advanced optical techniques of laser scanning microscopy with long wavelength multi-photon fluorescence excitation was implemented to capture high-resolution, three-dimensional, real-time videos of the developing eye in transgenic zebrafish embryos, namely Tg(sox10:EGFP) and Tg(foxd3:GFP), as sox10 and foxd3 have been shown in numerous animal models to regulate early neural crest differentiation and likely represent markers for neural crest cells. Multi-photon time-lapse imaging was used to discern the behavior and migratory patterns of two neural crest cell populations contributing to early eye development. This protocol provides information for generating time-lapse videos during zebrafish neural crest migration, as an example, and can be further applied to visualize the early development of many structures in the zebrafish and other model organisms.

A combination of the advanced optical techniques of laser scanning microscopy with long wavelength multi-photon fluorescence excitation was implemented to capture high-resolution, three-dimensional, real-time imaging of neural crest migration in Tg(sox10:EGFP) and Tg(foxd3:GFP) zebrafish embryos.

פוטון רב זמן לשגות הדמיה כדי להמחיש את התפתחות בזמן אמת: ויזואליזציה של העברת תאי הרכס העצבי עוברי דג זברה

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to ...

Development of an In Vitro Assay to Quantitate Hematopoietic Stem and Progenitor Cells (HSPCs) in Developing Zebrafish Embryos

Hematopoiesis is an essential cellular process in which hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) differentiate into the multitude of different cell lineages that comprise mature blood. Isolation and identification of these HSPCs is difficult because they are defined ex post facto; they can only be defined after their differentiation into specific cell lineages. Over the past few decades, the zebrafish (Danio rerio) has become a model organism to study hematopoiesis. Zebrafish embryos develop ex utero, and by 48 h post-fertilization (hpf) have generated definitive HSPCs. Assays to assess HSPC differentiation and proliferation capabilities have been developed, utilizing transplantation and subsequent reconstitution of the hematopoietic system in addition to visualizing specialized transgenic lines with confocal microscopy. However, these assays are cost prohibitive, technically difficult, and time consuming for many laboratories. Development of an in vitro model to assess HSPCs would be cost effective, quicker, and present fewer difficulties compared to previously described methods, allowing laboratories to quickly assess mutagenesis and drug screens that affect HSPC biology. This novel in vitro assay to assess HSPCs is performed by plating dissociated whole zebrafish embryos and adding exogenous factors that promote only HSPC differentiation and proliferation. Embryos are dissociated into single cells and plated with HSPC-supportive colony stimulating factors that cause them to generate colony forming units (CFUs) that arise from a single progenitor cell. These assays should allow more careful examination of the molecular pathways responsible for HSPC proliferation, differentiation, and regulation, which will allow researchers to understand the underpinnings of vertebrate hematopoiesis and its dysregulation during disease.

Development of an In Vitro Assay to Quantitate Hematopoietic Stem and Progenitor Cells HSPCs in Developing Zebrafish Embryos

Here, we present a simple method to quantitate hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) in embryonic zebrafish. HSPCs from dissociated zebrafish are plated in methylcellulose with supportive factors, differentiating into mature blood. This allows the detection of blood defects and allows drug screening to be easily conducted.

התפתחות במבחנה הנועד Quantitate גזע Hematopoietic, קדמון תאים (HSPCs) בפיתוח עוברי דג זברה

Hematopoiesis is an essential cellular process in which hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) differentiate into the multitude of different cell ...

Whole-Mount In Situ Hybridization in Zebrafish Embryos and Tube Formation Assay in iPSC-ECs to Study the Role of Endoglin in Vascular Development

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in zebrafish during different developmental stages. To investigate the role of endoglin(eng) in vessel formation during the development of hereditary hemorrhagic telangiectasia&#160;(HHT), morpholino-mediated targeted knockdown of eng in zebrafish are used to study its temporal expression and associated functions. Here, whole-mount in situ RNA hybridization (WISH) is employed for the analysis of eng and its downstream genes in zebrafish embryos. Also, tube formation assays are performed in HHT patient-derived induced pluripotent stem cell-differentiated&#160;endothelial cells (iPSC-ECs; with eng mutations). A specific signal amplifying system using the whole amount In Situ Hybridization &#8211; WISH provides higher resolution and lower background results compared to traditional methods. To obtain a better signal, the post-fixation time is adjusted to 30 min after probe hybridization. Because fluorescence staining is not sensitive in zebrafish embryos, it is replaced with diaminobezidine (DAB) staining here. In this protocol, HHT&#160;patient-derived iPSC lines containing an eng mutation are differentiated into endothelial cells. After coating a plate with basement membrane matrix for 30 min at 37 &#176;C, iPSC-ECs are seeded as a monolayer into wells and kept at 37 &#176;C for 3 h. Then, the tube length and number of branches are calculated using microscopic images. Thus, with this improved WISH protocol, it is shown that reduced eng expression affects endothelial progenitor formation in zebrafish embryos. This is further confirmed by tube formation assays using iPSC-ECs derived from a patient with HHT. These assays confirm the role for eng in early vascular development.

Presented here is a protocol for whole-mount in situ RNA hybridization analysis in zebrafish and tube formation assay in patient-derived induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells to study the role of endoglin in vascular formation.

הר שלם בתוך היברידיזציה ב-Zebrafish עוברים ושיטת היווצרות צינור ב-iPSC-ECs ללמוד את התפקיד של אנגלין בפיתוח כלי דם

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in ...

Preparation of Small RNA Libraries for Sequencing from Early Mouse Embryos

MicroRNAs (miRNAs) are important for the complex regulation of cell fate decisions and developmental timing. In vivo studies of the contribution of miRNAs during early development are technically challenging due to the limiting cell number. Moreover, many approaches require a miRNA of interest to be defined in assays such as northern blotting, microarray, and qPCR. Therefore, the expression of many miRNAs and their isoforms have not been studied during early development. Here, we demonstrate a protocol for small RNA sequencing of sorted cells from early mouse embryos to enable relatively unbiased profiling of miRNAs in early populations of neural crest cells. We overcome the challenges of low cell input and size selection during library preparation using amplification and gel-based purification. We identify embryonic age as a variable accounting for variation between replicates and stage-matched mouse embryos must be used to accurately profile miRNAs in biological replicates. Our results suggest that this method can be broadly applied to profile the expression of miRNAs from other lineages of cells. In summary, this protocol can be used to study how miRNAs regulate developmental programs in different cell lineages of the early mouse embryo.

We describe a technique for profiling microRNAs in early mouse embryos. This protocol overcomes the challenge of low cell input and small RNA enrichment. This assay can be used to analyze changes in miRNA expression over time in different cell lineages of the early mouse embryo.

הכנת ספריות RNA קטנות לצורך רצף של עוברי עכבר מוקדם

MicroRNAs (miRNAs) are important for the complex regulation of cell fate decisions and developmental timing. In vivo studies of the contribution of miRNAs ...

A Simple and Effective Transplantation Device for Zebrafish Embryos

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex developmental processes. Zebrafish embryos are ideally suited for these manipulations since they are easily accessible, relatively large in size, and transparent. However, previously developed devices for cell removal and transplantation are cumbersome to use or expensive to purchase. In contrast, the transplantation device presented here is economical, easy to assemble, and simple to use. In this protocol, we first introduce the handling of the transplantation device as well as its assembly from commercially and widely available parts. We then present three applications for its use: generation of ectopic clones to study signal dispersal from localized sources, extirpation of cells to produce size-reduced embryos, and germline transplantation to generate maternal-zygotic mutants. Finally, we show that the tool can also be used for embryological manipulations in other species such as the Japanese rice fish medaka.

Embryological manipulations such as extirpation and transplantation of cells are important tools to study early development. This protocol describes a simple and effective transplantation device to perform these manipulations in zebrafish embryos.

מכשיר השתלה פשוט ויעיל לעוברי דגי זברה

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex ...