אנו מודים Jos Burgert על עזרה עם כמה מהדמויות. אנו מודים לאינגו Selbach (והקבוצה &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) על מאמציו לספק את המעבדה עם חיות ניסוי. אנו מודים לאנה ג שניידר להגהת גרסאות הראשונות של כתב היד. מחקר זה נתמך על ידי SM אמי Noether DFG מענק 206 / 3-1 ומענק הפעלה של אוניברסיטת קלן לסגל נשי.

<ol>
	<li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Co-Ordination+of+Swimmeret+Movements+in+the+Crayfish,+Procambarus-Clarkii+(Girard).">The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard).</a> J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).</li><li>Mulloney, B., Smarandache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fifty+Years+of+CPGs:+Two+Neuroethological+Papers+that+Shaped+the+Course+of+Neuroscience.">Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience.</a> Front Behav Neurosci. 4, 45 (2010).</li><li>Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Separate+Local+Pattern-Generating+Circuit+Controls+the+Movements+of+Each+Swimmeret+in+Crayfish.">A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).</li><li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+organization+of+crayfish+abdominal+ganglia.+III.+Swimmeret+motor+neurons.">Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons.</a> J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).</li><li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lobster+Righting+Responses+and+Their+Neural+Control.">Lobster Righting Responses and Their Neural Control.</a> Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).</li><li>Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+the+crustacean+swimmeret+system.">Neurobiology of the crustacean swimmeret system.</a> Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).</li><li>Huxley, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The crayfish: An introduction to the study of zoology. , (1980).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five+types+of+nonspiking+interneurons+in+local+pattern-generating+circuits+of+the+crayfish+swimmeret+system.">Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system.</a> J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).</li><li>Skinner, F. K., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersegmental+coordination+of+limb+movements+during+locomotion:+mathematical+models+predict+circuits+that+drive+swimmeret+beating.">Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating.</a> J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).</li><li>Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=During+fictive+locomotion,+graded+synaptic+currents+drive+bursts+of+impulses+in+swimmeret+motor+neurons.">During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons.</a> J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Gr&#228;tsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+coordination+in+distributed+neural+circuits:+Encoding+coordinating+information.">Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information.</a> J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).</li><li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+commissural+interneurons+integrate+information+from+intersegmental+coordinating+interneurons.">Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons.</a> J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).</li><li>Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bursts+of+information:+Coordinating+interneurons+encode+multiple+parameters+of+a+periodic+motor+pattern.">Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern.</a> J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).</li><li>Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+Rhythmic+Motor+Activity+by+Gradients+of+Synaptic+Strength+in+a+Neural+Circuit+That+Couples+Modular+Neural+Oscillators.">Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators.</a> J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+Coordination+in+Distributed+Neural+Circuits:+Decoding+and+Integration+of+Coordinating+Information.">Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information.</a> J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).</li><li>Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-Dependent+Responses+of+2+Motor+Systems+in+the+Crayfish,+Pacifastacus+leniusculus.">State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus.</a> J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).</li><li>Chrachri, A., Neil, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+and+Synchronization+between+2+Abdominal+Motor+Systems+in+Crayfish.">Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish.</a> J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).</li><li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish,+Procambarus-Clarki+(Girard)+II.+Synaptic+Neuropils.">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li><li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish,+Procambarus-Clarki+(Girard)+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core.">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li><li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Architectonics+of+crayfish+ganglia.">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li><li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish.">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li><li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection.">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li><li>Altman, J. S., Tyrer, N. M., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Filling+Selected+Neurons+with+Cobalt+through+Cut+Axons.">Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons.</a> Neuroanatomical Techniques. , 373-402 (1980).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> האנטומיה של סרטנים וגרעיני הבטן שלהם כבר תיארו בעבר 5, 18, ​​19, 20, ומומלץ להכיר אותם לפני הנתיחה על מנת להימנע מחיתוך של עצבים חשובים. זה קריטי כדי לשמור על ההכנה בטמפרטורות מתחת 23 ° C כדי למנוע השפלה של חוט העצב הבודד. זו יכולה להיות מושגת בקלות על ידי החלפה של פתרון הים כל דקות 20-30 עם מי מלח סרטנים קר. בנסיבות אלה השרשרת של הגרעינים יכולה לשמש לניסויי אלקטרו במשך שעה עד 12. לפעמים הנוירונים מוטוריים swimmeret אינם פעילים ואינו מראים כל פעילות התפוצצות ספונטנית. Carbachol אגוניסט כולינרגית משמש כדי לגרום פעילות התפוצצות בהכנות אלה. מומס במלוח סרטנים קרים, יישומי אמבטיה של 1-3 carbachol מיקרומטר מספיקים כדי להפעיל את קצב swimmeret 21. ove_content &quot;&gt; התנועה הפיקטיבית ובמיוחד התיאום של הגפיים שנרשמו במערכת זו מספקים הרבה מידע על המאפיינים הסלולריים של פעילות ותיאום קצביים. במערכת זו המרכיבים עצבי 8-10 של השבבים המקומיים מזוהות ובנוסף רשת תיאום ידועה בפירוט סלולארי 11,14,15. התוצאות נמשכות מהניסויים שבוצעו עם הקלטות תאיים, מאפשרות כבר תחזיות למודלים מתמטיים ולroboticists. כל הנוירונים swimmeret להראות דנדריטים הסתעפות בתוך neuropil הרוחב ויכול להיות מוקלט intracellularly מהדנדריטים אלה. באיור 20, הקלטה תאית של הנוירון מוטורי PS מוצגת. לmicroelectrode חד זה (ראה תוספים) מלא עם 1 M כץ + 0.1 M KCl (התנגדות האלקטרודה בין 35-45 MΩ) ממוקם מעל neuropil הרוחב. פוטנציאלי קרום נדנוד כwקוצים ell מהדנדריטים של הנוירונים מוטוריים PS וRS ניתן להקליט כאשר האלקטרודה מוכנסת ליד הבסיס של העצב N1. כדי להכתים נוירונים בודדים (לדוגמא, תאי עצב מוטורי) intracellularly כפי שמוצג באיור 21, microelectrode החד חייב להיות מלא בנוסף עם צבע פלואורסצנטי (למשל, טקסס אדומה 1% dextran, ראו תוספים) מומס ב 1 M כץ + 0.1 M KCl. כדי למלא את הנוירונים מוטוריים intracellularly ידי iontophoresis, קיטוב פולסים של 1 Na עם משך זמן של 250 ms ב -2 הרץ מוחלים במשך לפחות 10 דקות. לצבעים טעונים חיובי להשתמש depolarizing קטניות ולצבעים טעונים שלילי להשתמש פולסים hyperpolarizing. ממלא יותר לגרום לנוירון שכותרתו חזק יותר. להדמיה חייב להיות קבוע חוט העצב, מיובש, ועלה 22. שיטה אחת להכתים בריכה של הנוירונים מוטוריים היא להשתמש backfills מN1 העצב (איור 22) 4, 23. מניחים גם של וזלין סביב הסניף האחורי של N1 החוצפה לגבות את הבריכה של הנוירונים מוטוריים PS. להכתים את הבריכה של מנוע RS נוירונים גם ממוקם על הענף הקדמי של N1 העצב. מלוח הסרטנים בבאר הוא הוחלף על ידי DDH 2 O. ואז לחתוך העצב הזה בתוך היטב ולהשאיר אותה במשך 15 דקות בDDH 2 O בטמפרטורת חדר (RT). לאחר מכן, להחליף את DDH 2 O בבארות עם או 5% CoCl 2 - או 5% NiCl 2 - פתרון (מומס בDDH O 2) וקרובות בארות עם וזלין. המדגם צריך להיות טופח במשך לפחות 15 שעות על 4 מעלות צלזיוס. פתח את הבארות, להסיר את הצבע ולשטוף המדגם 3 פעמים עם מי מלח. לזרז את Ni 2 + או יוני Co 2 + עם 10 טיפות של Dithiooxamid (פתרון רווי מומס ב100% EtOH) לכל מי מלח 10 מיליליטר סרטנים בצלחת פטרי, מתחת למכסת המנוע במשך 20 דקות ב RT. Ni 2 + - יונים יהיה להאיץ לNi הכחול (SCH) וCo 2 + </sup&gt; -ions לרמטכ&quot;ל כתום. חוט העצב חייב להיות קבוע, מיובש, ורכוב על מנת לרכוש תמונות של התאים שכותרתו תחת מיקרוסקופ אור מצוידת במצלמה.

Swimmerets של הסרטנים לשרת פונקציה בשליטה על יציבה והכה בקצב שבו החיות לשחות קדימה, לאוורר המחילות או הנקבות שלהם לאוורר את ביציהן 5, 6. Swimmerets של סרטני האות, leniusculus Pacifastacus, מתרחש בזוגות משניים לחמישית קטע בטן, עם איבר אחד בכל צד של 7 הבטן. מערכת העצבים המרכזית מייצרת בלהג שלו הקצבי המנוע אשר מניע את תנועת swimmeret בחיה שלמה, כמו גם בהכנת חוט עצב בודדת. כאשר אין משוב תחושתי או יורדים קלט נוכחי דפוס מנוע הקצבי מיוצר נקרא תנועה פיקטיבית 1, 2. במערכת swimmeret דפוס מנוע זה אינו שונה בכל פרמטר מהפעילות של swimmerets נמדד בבעלי החיים ללא פגע. התנועה של כל swimmeret היא מונעת על ידי microcircuit שנמצא ובמוגבל לג אחדorresponding hemiganglion 1 -. 3 בכל microcircuit יש גרעין דפוס יצירה שמורכב מחמש interneurons spiking שאינו מזוהה. הם יכולים להיות מאופיינים מבחינה תפקודית כמונעים או של שבץ כוח (IPS) או מונעי של שבץ שבות (IRS) 8. שב&quot;ס אלה וinterneurons IRS אינם מתנדים אנדוגני, ולא הפעילות לסירוגין היא מונע על ידי עיכוב הדדי 9. בגלל interneurons אלה מעכבת את הנוירונים המוטוריים swimmeret ישירות, תנועת PS-RS לסירוגין נוצרה 10. תנועה עם זאת, לא רק דורשת הדור של פעילות, אלא גם תיאום של השבבים העצמאיים השונים. במערכת swimmeret תיאום כזה היא הוקם על ידי microcircuit התיאום אשר מבטיח כי איברים פעילים בזמנים נכונים. microcircuit זה נבנה על ידי שלושה נוירונים שזוהו בכל מגזר 11-15. פרוטוקול זה מספק עבור ההדואר הפעם הראשונה מדריך לנתיחה צעד-אחר-צעד לבודד את השרשרת של הגרעינים (T4 לA6, איור 1). אנו מראים כיצד להצמיד חוט עצב הבטן המבודד וdesheathe כל גנגליון. בהכנת מערכת עצבים מבודדת זה, תאי העצב אחראים לתנועת swimmeret מוכנים לשימוש בניסויי אלקטרו ומורפולוגי. בחלקו השני של פרוטוקול זה מדגים את התכונות העיקריות של הדפוס המוטורי swimmeret. זה כולל מדריך צעד-אחר-צעד לשיא extracellularly הפעילות של הנוירונים מוטוריים swimmeret. האקסונים של תאי עצב מוטורי RS להקרין באמצעות הסניף הקדמי של N1 עצב, בעוד האקסונים של תאי עצב מוטוריים PS להקרין באמצעות הסניף האחורי של אותו העצב (איור 1) 4. לכן הפעילות שלהם ניתן להקליט מענפים אלה עם אלקטרודות סיכת ההפרש. <img alt="איור 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; איור 1: מערכת עצבים מבודדת מגנגליון חזה 4 (T4) לגנגליון בטן 6 (A6) ותרשים סכמטי שלו T4:. גנגליון חזה 4; T5: גנגליון חזה 5; A1, A2 ... A6 הגנגליון בטן 1, הגנגליון בטן 2 ... הגנגליון בטן 6; N1: עצב N1; N2: עצב N2; N3: עצב N3; PS: שבץ-כוח; RS: שבץ-שיבה. קיצורים כיוונית: = קדמי; P = אחורי. הליך זה לנתיחה וטכניקת אלקטרו הפגינה נוחים לסטודנטים לתואר ראשון ועשוי להשלים קורסים מעשיים סטודנט בפיזיולוגיה. השרשרת בודדת של הגרעינים נעשתה שימוש במספר הניסויים כדי ללמוד לתפקד במערכת עצבים, תיאום, או אפנון של שבבי swimmeret 6, כמו גם שליטה עצבית של התנהגות מסתגלת בתנועה 16, 17. מערכת swimmeret הסרטנים וכך מספקת כמות עצומה הוראה או לא מענייניםגשם הזדמנויות שכל להתחיל עם דיסקציה של חוט עצב הגחון של סרטנים והקלטה תאית של הדפוס המוטורי הפיקטיבי.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:131px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Type</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:103px;">Comments/&#160;&#160; Description</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">4-channel extracellular amplifier: MA 102&#160;</td>
			<td style="width:131px;">Amplifier</td>
			<td style="width:139px;">Elektroniklabor, Zoologie, Universit&#228;t zu K&#246;ln, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">air-table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;">Technical Manufacturing Corporation 
			(TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td>
			<td style="width:103px;">63-534</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">Axon Digidata 1440A</td>
			<td style="width:131px;">Digitizer</td>
			<td style="width:139px;">Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">DD1440A</td>
			<td style="width:103px;">digitizes recorded signals&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:131px;">big bucket&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">filled with ice</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Clampex &#38; Clampfit</td>
			<td style="width:131px;">pClamp 10, recording and analysis software</td>
			<td style="width:139px;">Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">pClamps 10 Standard</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">cold lamp source</td>
			<td style="width:131px;">with flexible light guide (fiber optic bundle)&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td>
			<td style="width:103px;">LE.5211 &#38; LE.5235</td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">computer and monitor</td>
			<td style="width:131px;">equipped with recording software</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">container and pipette for liquid waste&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">crayfish saline&#160;</td>
			<td style="width:131px;">contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&#160;</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">always keep at temperatures ~ 4&#176; C</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td>
			<td style="width:131px;">fluorescent dye, lysine fixable</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:103px;">D3328</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">differential pin electrodes</td>
			<td style="width:131px;">made from stainless steel &#632; 0.2 mm</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dissection dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used in the gross disection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">faraday cage</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">fixing pins</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning the specimen</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11252-20</td>
			<td style="width:103px;">fine forceps: used to pick nerves</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #55)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11255-20</td>
			<td style="width:103px;">extra fine forceps: used for desheathing</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">forceps (electronic, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11251-20</td>
			<td style="width:103px;">coarse forceps:&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; used to grab specimen and pins</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">intracellular electrode</td>
			<td style="width:131px;">Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td>
			<td style="width:139px;">Sutter Instruments, Novato, CA</td>
			<td style="width:103px;">BF100-50-10</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording and dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Leica S8 Apo StereoZoom</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 1x - 8x</td>
			<td style="width:139px;">Leica, Germany</td>
			<td style="width:103px;">10446298</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">microscope table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">mirror</td>
			<td style="width:131px;">to illuminate preparation from below</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">modeling clay</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Olympus SZ61</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 0.67x - 4.5x</td>
			<td style="width:139px;">Olympus, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for the dissection</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">petri dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">94 x 16 mm; lined with clear silicone</td>
			<td style="width:139px;">Greiner bio-one, Germany</td>
			<td style="width:103px;">633180</td>
			<td style="width:103px;">used to pin the isolated chain of ganglia</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">ring scissors</td>
			<td style="width:131px;">ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">14054-13</td>
			<td style="width:103px;">for gross dissection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.1 - 2.11)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">saline dispenser&#160; with a 16 gauge needle (outer &#632; 1.6mm) attached via a flexible tube.</td>
			<td style="width:131px;">Volume ~ 60ml,</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used for exsanguination</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">15024-10 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15000-08</td>
			<td style="width:103px;">for desheathing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">stainless steel wire &#632; 0.125 mm&#160;</td>
			<td style="width:131px;">to cut pins of 4-7 mm length</td>
			<td style="width:139px;">Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning of the nerve cord</td>
		</tr>
		<tr height="140">
			<td height="140" style="height:140px;width:131px;">student Vannas&#160; spring scissors or alternative:&#160; Moria Spring Scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">91500-09 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15396-00</td>
			<td style="width:103px;">for gross and fine disection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.11 - 3.14)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">sylgard</td>
			<td style="width:131px;">184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td>
			<td style="width:139px;">Dow Corning, Midland, MI, USA</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

כאן אנו מדגימים את הנתיחה של חוט עצב בטן הסרטנים. ההכנה כוללת את הגרעינים שעבר שני חזה (T4, T5) ושרשרת של גרעיני בטן (A1 לA6). שרשרת זו של הגרעינים כוללת את החלק של מערכת העצבים המרכזית (CNS) שמניעה את התנועה מתואמת של pleopods (swimmerets): מערכת swimmeret. זה ידוע במשך למעלה מחמישה עשורים שבסרטנים כל swimmeret הוא מונע על ידי הליבה שלה עצמאי דפוס יצירה שיוצרת פעילות לסירוגין קצבי 1-3. הנוירונים המוטוריים innervating השרירים של כל swimmeret מהווים שני אנטומית ותפקודי אוכלוסיות נפרדות 4. אחת מהן הוא אחראי לביטול (שבץ הכח, PS) של swimmeret. האחרים מניע את ההימשכות (מכה החוזרת, RS) של swimmeret. הנוירונים מוטוריים של מערכת swimmeret מסוגלים לייצר באופן ספונטני דפוס מוטורי פיקטיווי, שהוא זהה לדפוס שנרשם בvivo </em&gt; 1. מטרת דו&quot;ח זה היא להציג את מערכת מודל מעניינת ונוחה ללימוד רשתות מניבת קצב ותיאום של שבבים עצמאיים לקורסי המעבדה המעשיים של התלמידים. הפרוטוקול סיפק כולל הוראות שלב-אחר-צעד לנתיחה של חוט עצב הבטן של הסרטנים, מצמיד של השרשרת בודדת של הגרעינים, גרעיני desheathing והקלטת הדפוס המוטורי הפיקטיבי swimmerets extracellularly ממערכת העצבים המבודדים. בנוסף, אנו יכולים לפקח על הפעילות של תאי עצב swimmeret נרשמו intracellularly מהדנדריטים. כאן אנו גם מתארים בקצרה את הטכניקות הללו ולספק כמה דוגמאות. יתר על כן, המורפולוגיה של תאי עצב swimmeret ניתן להעריך באמצעות טכניקות צביעה שונות. כאן אנו מספקים דוגמאות של תאית (על ידי iontophoresis) נוירונים צבע מלא וbackfills של בריכות של הנוירונים מוטוריים swimmeret. במעבדה שלנואנו משתמשים בתכשיר זה ללמוד פונקציות בסיסיות של תנועה פיקטיבית, את ההשפעה של משוב תחושתי בפעילות של מערכת העצבים המרכזית, ותיאום בין שבבים ברמה תאית.

עם ההקלטות תאי בו-זמנית מRS וPS, הנוירונים מוטוריים של גנגליון אחד, הפעילות לסירוגין של בריכות הנוירון מוטורי אלה, יכול להיות במעקב (איור 18), המייצגת את דפוס התנועה הפיקטיבי. <img alt="איור 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> איור 18: סכמטי של גנגליון אחד ומיקום של האלקטרודה סיכת ההפרש הקלטה תאית של תאי עצב מוטוריים RS (זכר עליון) ותאי עצב מוטורי PS (זכר נמוך).. פעילות PS תאית של PS ipsilateral 2 לPS 5 הנוירונים מוטוריים מדגישה היבטים מעניינים של תיאום בין-מיגזריות במערכת swimmeret (איור 19 א). ראשית, הפעילות מתחילה תמיד בפרץ PS בA5 (איור 19 א, סימן 4 th) וגל העירור מתפשט בכיוון הקדמי (&lt;strong&gt; איור 19 א, קו ירוק). שנית, התקופה (שהוא הזמן שנמדד מתחילת פרץ אחד לתחילתה של ההתפרצות הבאה) בכל מגזר נשאר קבוע (איור 19 א, חץ ציאן). זה נכון, כל עוד זרימת המידע מגנגליון אחד למשנהו היא שלמה ותנאי הניסוי לא משתנים. בהכנות שונות או בתנאי ניסוי שונים תקופות ומשכים פרצו יכולים להשתנות באופן משמעותי: מתקופות של 0.25 ל1 שניות. על מנת להשוות בין פרמטרים אלה הכנות שונות, הם צריכים להיות מנורמלים וגרף בהיסטוגרמה שלב (איור 19). זה חושף את ההיבט המעניין השלישי של תבנית מנוע: שלב הפיגור בין מגזרים, עיכוב מיגזריות, נשאר קבוע ובלתי תלוי בתדירות של קצב. כדי לחשב היסטוגרמה שלב, המדידות והחישובים הבאים necessary: ראשית, עקבות התייחסות צריכה להיות נבחרו. בדרך כלל אנו משתמשים בשמץ PS של גנגליון האחורי ביותר (לדוגמא, PS 5) כנקודת התייחסות (בינתיים 0) להיסטוגרמה שלב של קצב swimmeret נרשם על פני מספר מגזרים (איור 19 א) .ואז, למדוד את התקופה (באלפיות שני ) של קצב מתחילת פרץ PS 5 אחד (זמן 0, איור 19 א, קו מקווקו כתום) לתחילת פרץ PS 5 הבא (איור 19 א, חץ ציאן) .Within מחזור זה, למדוד את זמני השיהוי (באלפיות שני ) בין תחילת פרץ PS 5 (זמן 0) וההתחלה (ההתחלה פרצה, איור 19 א &#39;וב&#39;, חצים כתומים) וסופו של הדבר (בקיזוז איור 19 א &#39;וב&#39;, חצים סגולים) של PS פרץ בכל אחד מהגרעינים האחרים . לכן על מנת לחשב את תחילת השלב וקוזז לכל פרצו latencies מחולק לפי תקופה המקבילה. מדידות אלה יגרמו מספרי values ​​בין 0 ל -1 לבסוף, העלילה ערכים אלה בהיסטוגרמה שלב כפי שמוצג באיור 19 ב. ההיסטוגרמה וכתוצאה מכך השלב (איור 19) מכילה מידע על מחזור העבודה של PS פרץ בכל מגזר. ושלב פיגור מיגזריות של ~ 0.25 בין מגזרים השכנים נראה בבירור. <img alt="איור 19" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig19highres.jpg" /> איור 19: (א) סכמטי של מיקום האלקטרודה והקלטה תאית של PS ipsilateral 5 ל2. מדידות PS (B) וחישובים דרושים להיסטוגרמה השלב. היסטוגרמה השלב מחושבת מעשרה פרצים ברציפות (n = 10) מציגה את עיכוב שלב מיגזריות של ~ 0.25. במשך יותר הנסיינים מתקדמים, הקלטות תאיות עם microelectrodes חדה מהדנדריטים של הנוירונים מוטוריים יכולות להיות שימושיות. פוטנציאלי הקרוםשל פרט הנוירונים מוטוריים PS נרשמו intracellularly להראות תנודות במופע עם הפעילות נרשמה extracellularly של כל הנוירונים המוטוריים PS של אותו hemiganglion (איור 20, פנלים אפורים). לחלופין, ניתן להקליט הנוירונים מוטוריים RS או interneurons intracellularly באותה הדרך (מידע לא מוצג). <img alt="איור 20" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig20highres.jpg" /> איור 20:. סכמטי של מיקום האלקטרודה פוטנציאל הממברנה של תא עצב אחד נרשם intracellularly PS מנוע (זכר עליון) נע בשלב (פנלים אפורים) עם הפעילות נרשמה extracellularly PS (זכר נמוך). לזיהוי תאי עצב נרשם intracellularly (interneurons או נוירונים מוטוריים), תאים יכולים להיות צבע שמלאו באמצעות microelectrodes וiontophoresis (ראה דיון) חדים. באיור 21, שני הנוירונים מוטוריים PS intracellularly צבע שמלאו מוצגים. somata גחונםנמצאים אחורי לבסיס של N1 העצב. פרויקטי neurite העיקרי anteriorly (איור 21 ב-2) וסניפים בתוך הרוחב neuropil (איור 21 א ו- B-3); פרויקטי האקסון באמצעות הסניף האחורי של N1 העצב לשרירי swimmeret (איור 21 ב-4). <img alt="איור 21" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig21highres.jpg" /> איור 21: (א) סכמטי של הגנגליון בטן (B) שני הנוירונים מוטוריים PS intracellularly מוכתמים.. (1) somata; (2) neurites הראשונית; (3) דנדריטים הסתעפות בneuropil הרוחב; (4) האקסונים פרויקט באמצעות הסניף האחורי של העצב N1; בר = 100 מיקרומטר. לנסיינים פחות מתקדמים, או למי שרוצה ללמוד את המורפולוגיה של הגנגליון הבטן, backfills מברכות נוירון PS ומנוע RS באמצעות N1 העצב, הם תרגיל מעניין. באיור 2<html> 2, RS והנוירונים מוטוריים PS של hemiganglion אחד הוכתמו Co 2 + (RS) ויונים Ni 2 + (PS), בהתאמה. Somata של הנוירונים מוטוריים PS נמצא אחורי לבסיס של N1 העצב (איור 22-1). כל somata של הנוירונים מוטוריים RS נמצא קדמי לבסיס של העצב N1 (איור 22-2). <img alt="איור 22" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig22highres.jpg" /> איור 22: Backfills מהקדמי (כתום, Co 2+) ואחורי (הכחול, Ni 2 +) סניף של העצב N1 (1) somata של הנוירונים מוטוריים PS;. (2) somata של הנוירונים מוטוריים RS. בר = 100 מיקרומטר. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig3highres.jpg" /> איור 3: הסרת הציפורניים (1) וuropods (2). קווים אדומים (1) ו- (2) מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים. בר = 5 סנטימטר. = &quot;Jove_content&quot; fo: לשמור-together.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig4highres.jpg" /> איור 4:. () בעלי החיים הוא ניצח צד גחון וקבוע בtelson (B) הסרטנים exsanguinated דרך הפתח הטופר עם מי מלח קר. ברים = 5 סנטימטר. <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig5highres.jpg" /> איור 5: (א) עריפת ראש וההסרה (ב) לרגלי הליכה. קווים אדומים מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים. ברים = 1 סנטימטר. <img alt="איור 6" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig6highres.jpg" /> איור 6: (A, B, C ו- D) הסרת הקדמית והחלקים לרוחב של cephalothorax. פתיחת א &#39;של הבטן בצד לרוחב.קווים אדומים (1), (2), (4), ו- (5) מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים. (3) בלוטת עיכול. חיצים אדומים מצביעים על חלל הבטן נפתח כבר. ברים = 1 סנטימטר. <img alt="איור 7" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig7highres.jpg" /> איור 7: (א) הדגימה היא תפס בפתיחת רגלי ההליכה (חצים אדומים) גדילי השרירים הגב (ב) (1) הם transected תוך הדגימה נפתחה.. חץ לבן מתאר את הכיוון שבו צלחת sternal נמשכת. סקירה (C) של חלל הבטן עם עורק sternal (2) וחוט עצב (3). <img alt="איור 8" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig8highres.jpg" /> איור 8: תצוגה רוחבית של בטן הסרטנים עם גדילי שרירים גב קבוע (1) ועורק sternal (2); קווים אדומים (3) ו- (4) מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים. ברים<html> = 5 מ&quot;מ. <img alt="איור 9" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig9highres.jpg" /> איור 9: הגבי וחלקי הגחון של הבטן מופרדים אחד מהשני (1) קו אדום מציין מיקום של חתך.. צלחת sternal (2) עם חוט עצב הגחון; הגבה חלק של הבטן (3). <img alt="איור 10" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig10highres.jpg" /> איור 10:.. () פוזיציות של המלקחיים כדי להסיר את Sterna cephalothoracic הקדמי קווים אדומים (ב) (1) ו- (2) מציינים היכן לחתוך את השרירים בין Sterna cephalothoracic נותר עצבי החזה (C) הם transected ב הקווים האדומים (3) כדי לבודד את גרעיני החזה מן הרקמה הסובבת. קו אדום (4) מציין את החתך בין T3 ו- T4. ברים = 5 מ&quot;מ. ther.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 11" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig11highres.jpg" /> איור 11: (A ו- B) צפה בצלחת sternal בA2. העצב N1 מבודד מהרקמה עם חתך לאורך infolding האחורי sternal cuticular (1) והקדמי לשני infoldings cuticular sternal (B 2). (ג) הגדלה גבוהה של האזור סביב A2, עם העצב הבודד N1. ( בידוד D) של N1 העצב בצד הנגדי עם חתכים דומים. קווים אדומים (2) ו- (3) מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים; קדמי (1) ואחורי infoldings cuticular sternal; ברים = 5 מ&quot;מ. <img alt="איור 12" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig12highres.jpg" /> איור 12: (A ו- B) A6 מבודד מהרקמה וחוט העצב יכול להיות הרים בעצבים של A6 (C). </strong&gt; כל הקשרים של גרעיני בטן לעורק בטן גחונם transected. חוט עצב (D) מבודד מועבר לתוך צלחת פטרי מרופדת בsylgard ברור ומלא מלוחים. קווים אדומים מצביעים על עמדותיהם של קיצוצים. ברים = 5 מ&quot;מ. <img alt="איור 13" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig13highres.jpg" /> איור 13: תצוגה לרוחב של אחד גנגליון זיהוי של הגב וצד הגחון (קו שחור) של חוט העצב.. בר = 5 מ&quot;מ <img alt="איור 14" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig14highres.jpg" /> איור 14: הסניף הקדמי של העצב N1 מופרד מהסניף האחורי בר = 5 מ&quot;מ.. <img alt="איור 15" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig15highres.jpg" /> איור 15: יוונים לdesheathing של מיקום של החתך הקטן הראשון הגנגליון בטן () דרך מעטה connectives (חץ אדום), הונחו לרוחב ואחורי לגנגליון. החתך לאחר מכן דרך הנדן מעל החיבור מסומן בקו האדום (1). (ב) קווים אדומים (1) ו- (2) לסמן החתכים לאורך הגבולות לרוחב של גנגליון. הנדן לאחר מכן ניתן למשוך מגנגליון. ברים = 1 מ&quot;מ. <img alt="איור 16" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig16highres.jpg" /> איור 16:. סקירה (א) להגדרת הקלטת חומרים (B) וכלים הדרושים להקלטות תאיים. ג ציוד נחוץ להקלטת אלקטרו. (1) מקור מנורה קר; (2) כלוב פאראדיי; (3) מיקרוסקופ סטריאו; (4) אוויר-שולחן; (5) שולחן מיקרוסקופ; (6) ראי; (7) אלקטרודות סיכת ההפרש; (8) מזרק מלא בנפטריבה; (9) פלסטלינה; (10) מלקחיים; (11) סילוק פסולת נוזלי; digitizer (12); (13) מגבר תאי; (14) מחשב, מצויד בתוכנת הקלטה וצג. <img alt="איור 17" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig17highres.jpg" /> איור 17: (A ו- B) הקבוצה של הקלטה (1) וההתייחסות (2) אלקטרודה סיכה. (C ו- D) הסניף האחורי של העצב N1 הוא עיקול סביב האלקטרודה ההקלטה. א &#39;הבסיס (4) לאלקטרודה ההקלטה מבודד עם וזלין. פ האלקטרודה הקלטה מלאה מבודדת עם וזלין מפתרון האמבטיה. (3) מזרק מלא בוזלין. ברים = 2 מ&quot;מ.

Watch this Scientific Journal Video about The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern at JoVE.com

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

מערכת Swimmeret של סרטן הנהרות: מדריך מעשי לDissection של חוט העצב ותאי הקלטות של התבנית מוטורית

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K Views.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

Video: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

הקלטות פיזיולוגיים של NMJs פלט גבוה ונמוך על שרירים ברגליים סרטן הנהרות extensor

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

חוט השדרה Electrophysiology II: ייצור תאי אלקטרודה יניקה

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

הר הכנה שלמים של המבוגר תסיסנית עצבי חוט הגחון עבור הזרקת סיבים ענק דיי

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

רקמות הכנה Immunostaining של סיבי עצב תחושתי עכבר Innervating עצמות סקין לימב

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

A Visual Description of the Dissection of the Cerebral Surface Vasculature and Associated Meninges and the Choroid Plexus from Rat Brain

This video presentation was created to show a method of harvesting the two most important highly vascular structures, not residing within the brain proper, that support forebrain function. They are the cerebral surface (superficial) vasculature along with associated meninges (MAV) and the choroid plexus which are necessary for cerebral blood flow and cerebrospinal fluid (CSF) homeostasis. The tissue harvested is suitable for biochemical and physiological analysis, and the MAV has been shown to be sensitive to damage produced by amphetamine and hyperthermia 1,2. As well, the major and minor cerebral vasculatures harvested in MAV are of potentially high interest when investigating concussive types of head trauma. The MAV dissected in this presentation consists of the pial and some of the arachnoid membrane (less dura) of the meninges and the major and minor cerebral surface vasculature. The choroid plexus dissected is the structure that resides in the lateral ventricles as described by Oldfield and McKinley3,4,5,6. The methods used for harvesting these two tissues also facilitate the harvesting of regional cortical tissue devoid of meninges and larger cerebral surface vasculature, and is compatible with harvesting other brain tissues such as striatum, hypothalamus, hippocampus, etc. The dissection of the two tissues takes from 5 to 10 min total. The gene expression levels for the dissected MAV and choroid plexus, as shown and described in this presentation can be found at GSE23093 (MAV) and GSE29733 (choroid plexus) at the NCBI GEO repository. This data has been, and is being, used to help further understand the functioning of the MAV and choroid plexus and how neurotoxic events such as severe hyperthermia and AMPH adversely affect their function.

This video presentation shows a method of harvesting the two most important highly vascular structures that support forebrain function. They are the cerebral surface (superficial) vasculature along with associated meninges (MAV) and the choroid plexus which are necessary for cerebral blood flow and cerebrospinal fluid (CSF) homeostasis.

תיאור חזותי של Dissection של מערכת כלי הדם המוחית ומשטח קרום המוח הקשורים ודמה עין המקלעת ממוח חולדה

This video presentation was created to show a method of harvesting the two most important highly vascular structures, not residing within the brain ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

צעד-אחד פשוט פרוטוקול לנתיחה עבור כל הר הכנה למבוגרים<em&gt; תסיסנית</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Assay to Measure Nucleocytoplasmic Transport in Real Time within Motor Neuron-like NSC-34 Cells

Nucleocytoplasmic transport refers to the import and export of large molecules from the cell nucleus. Recently, a number of studies have shown a connection between amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and impairments in the nucleocytoplasmic pathway. ALS is a neurodegenerative disease affecting the motor neurons and resulting in paralysis and ultimately in death, within 2-5 years on average. Most cases of ALS are sporadic, lacking any apparent genetic linkage, but 10% are inherited in a dominant manner. Recently, hexanucleotide repeat expansions (HREs) in the chromosome 9 open reading frame 72 (C9orf72) gene were identified as a genetic cause of ALS and frontotemporal dementia (FTD). Importantly, different groups have recently proposed that these mutants affect nucleocytoplasmic transport. These studies have mostly shown the final outcome and manifestations caused by HREs on nucleocytoplasmic transport, but they do not demonstrate nuclear transport dysfunction in real time. As a result, only severe nucleocytoplasmic transport deficiency can be determined, mostly due to high overexpression or exogenous protein insertion. 
This protocol describes a new and very sensitive assay to evaluate and quantify nucleocytoplasmic transport dysfunction in real time. The rate of import of a NLS-NES-GFP protein (shuttle-GFP) can be quantified in real time using fluorescent microscopy. This is performed by using an exportin inhibitor, thus allowing the shuttle GFP only to enter the nucleus. To validate the assay, the C9orf72 HRE translated dipeptide repeats, poly(GR) and poly(PR), which have been previously shown to disrupt nucleocytoplasmic transport, were used. Using the described assay, a 50% decrease in the nuclear import rate was observed compared to the control. Using this system, minute changes in nucleocytoplasmic transport can be examined and the ability of different factors to rescue (even partially) a nucleocytoplasmic transport defect can be determined.

This protocol describes a method to sensitively measure the nucleocytoplasmic transport rate within motor neuron-like NSC-34 cells by quantifying the real-time change in the nuclear import of a NLS-NES-GFP protein.

Assay למדוד Nucleocytoplasmic התחבורה בזמן אמת בתוך מוטורי נוירון כמו NSC-34 תאים

Nucleocytoplasmic transport refers to the import and export of large molecules from the cell nucleus. Recently, a number of studies have shown a ...

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons extend growth cones to navigate along specific pathways by responding to a large number of axon guidance cues that emanate from the surrounding extracellular environment. Growth cone target recognition also plays a critical role in neuromuscular specificity. This work presents a standard immunohistochemistry protocol to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. This protocol includes a few key steps, including a genotyping procedure, to sort the desired mutant embryos; an immunostaining procedure, to tag embryos with fasciclin II (FasII) antibody; and a dissection procedure, to generate filleted preparations from fixed embryos. Motor axon projections and muscle patterns in the periphery are much better visualized in flat preparations of filleted embryos than in whole-mount embryos. Therefore, the filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition, and it can also be applied to both loss-of-function and gain-of-function genetic screens.

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

This work details a standard immunohistochemistry method to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. The filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition during neural development.

ויזואליזציה של דפוס היטל אקסונל של נוירונים מוטוריים עובריים ב<em&gt; תסיסנית</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

הקלטה הפלסטיות הסינפטית בפרוסות בהיפוקמפוס חריפה, בהשתתפות של מיחזור - בנפח מצומצם, זלוף- ומערכת ועלייתו-סוג תא

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.