אנו רוצים להודות Astha Maltare להפקת הנתונים זוחלים הזחל. ברצוננו להודות לד&quot;ר ניקולס Lanson הבן למתן את דבריו על כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי רוברט פקארד מרכז ALS באוניברסיטת ג&#39;ונס הופקינס (כדי UBP) ו amyotrophic לרוחב טרשת האגודה (UBP) ו R01MH083689 מן המכון הלאומי לבריאות הנפש (CDN).

א הזחל Assay זחילה 1. הזחלים אוסף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הבקבוק 8 ​​גרם של זבובים (10-15 + 10-15 זכרים ונקבות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בואו הזבובים להטיל את הביצים למשך 24 שעות, אז ברור בקבוק של זבובים. (העברת המבוגרים לתוך בקבוק חדש וחזור לפי הצורך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה בקבוק 3-4 ימים, או עד 3 זחלים instar גלויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 50-100 מ&quot;ל של סוכרוז 20% על בקבוק עם הזחלים ולתת לשבת במשך 20 דקות. הזחלים יצוף למעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף הזחלים בעזרת פיפטה 25 מ&quot;ל סרולוגית עם קצה מנותק, מקום בסל רשת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את הזחלים בסל רשת פעמיים עם deionized H 2 O. הזחלים מוכנים כעת עבור הניסויים. </li></ol> 2. הזחלים לטיפול בתרופה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו במברשת כדי להעביר את המספר הרצוי של הזחלים כדי מבחנה 5 מ&quot;ל מכיל סוכרוז פתרון 5% + תרופה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בואו להאכיל זחלים במשך לפחות 15 דקות.</li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים תחת טיפול תרופתי הזחלים לתוך סל רשת ולשטוף. עכשיו הם מוכנים לשימוש. </li></ol> 3. Assay של תנועה (מדידת המרחק הכולל נסע או קיר התכווצויות הגוף) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו במברשת כדי להעביר הזחל הפרט: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 15 ס&quot;מ צלחת פטרי שמכילה agarose 2% (שפכו קודם לכן מותר להקשות) על נייר מילימטרי עם רשת 0.2 ס&quot;מ 2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת מספר קווי הרשת שחצו דקה 1. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היטב בכלי זכוכית לנתיחה המכיל פתרון לדלל הדבק שמרים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת הצירים תנועה פריסטלטית (קדמית מלאה לתנועה האחורי = 1 התכווצות) בתוך דקה אחת תוך התבוננות במיקרוסקופ לנתיחה. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על הפעולה עד המספרים הרצויים של הזחלים נספרו. </li></ol> ב ראפיד איטרטיבי geotaxis שליליות (טבעת) פרוטוקול Assay זה דה במקורscribed ידי Gargano ואח&#39; 5. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף שעלו לאחרונה זבובים זכרים בוגרים תחת הרדמה קלה CO 2 ומקום למזון המכיל בקבוקון רגיל (או מזון + תרופות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על זבובים בטמפרטורת החדר (על הספסל. ~ 22 מעלות צלזיוס) במשך 2-3 ימים, כדי לאפשר התאוששות של CO 2 (וצבירת היציב רמות התרופה במידת הצורך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת כ -25 זבובים ללא anesthetizing כדי צלוחיות קלקר מוכנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב צלוחיות עם זבובים לתוך המנגנון טבעת (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר זבובים להסתגל לסביבה, באין מפריע, למשך 15-20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך מצלמה דיגיטלית מקום הזמן ~ 1 מ &#39;מול המנגנון (על פלטפורמת אם יש צורך ליישר את מרכז העדשה בגובה אמצע של צלוחיות), להתמקד זום המצלמה על המנגנון, ולהגדיר טיימר ל 3.0 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לאחוז מכשיר טבעת עם יד שמאל כדי לא distUrb הזבובים, והכילו את השעון ביד ימין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חד לנצל את המנגנון על פני הספסל שלוש פעמים, להבטיח כי ברז זה מספיק קשה כדי להפיל את כל הזבובים אל החלק התחתון של צלוחיות את. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בד בבד עם השלמת ברז 3, להפעיל את הטיימר 3 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלוש שניות לצלם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפס את שעון העצר לדקה 1 ולהתחיל. במהלך תקופה זו לאפס את המצלמה ולהתמקד המנגנון, ולהגדיר ערוץ אחר של טיימר למשך שלוש שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי דקה 1, חזור על שלבים 1.7-1.10 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר סכום כולל של 5-6 ניסויים, להעלות תמונות למחשב ולהשתמש הצופה תמונה האהוב עליך לפתוח, וציון ממוצע קומה טיפס על כל בקבוקון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בביצוע ניתוחים סטטיסטיים על קבוצות שונות שלך המשווים את הגובה הממוצע טיפס. </li></ol> ג החיזור Assay הזדווגות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבר ראשון בבוקר, נקה היטב לייצור בקבוקי flies לשמש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך היום (כל 3-4 שעות), לאסוף גברים תמימים מינית שעלו לאחרונה ונקבות: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים גברים בנפרד צלוחיות או צינורות עם המדיום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 5-6 נקבות יחד לכל בקבוקון / צינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את זבובים שנאספו על 25 מעלות צלזיוס מתחת לפנס שעה 12 / כהה במשך 5 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים 1 נקבה החדרה של גלגל החיזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת זכר אחד לתוך תא של גלגל החיזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו לב זוג תחת מיקרוסקופ לנתיחה על הפעולה הבאים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האוריינטציה (את מכוונת כלפי זכרים ונקבה) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקשה (זכר ונקבה הברזים) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השיר כנף (זכר מרחיב רוטט כנף אחת) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליקוק (מלקק את איבר המין הנשי גברים) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קרלינג (זכר תלתלים הבטן שלה תחת עצמה) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסיון הזדווגות (מתפתל פעילות בעת שניסה לעלות על הנקבה) </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימו לב ל 10 דקות או עד להזדווגות מוצלחת, תוך ציון המועד שבו התנהגות זו מתרחשת (latency), את סך כל הזמן עוסקת בהתנהגות החיזור עד ההזדווגות (כדי לחשב את המדד חיזור), כמו גם את מספר הזוגות בהצלחה לבצע התנהגות מסוימת ( תדר). 100% של זוגות מסוג בר בדרך כלל להזדווג תוך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב ראשי חיזור (CI) על ידי חלוקת משך הזמן החיזור חלקי הזמן הכולל עד ההזדווגות. עבור זוגות מסוג בר זה בדרך כלל נע בין 0.6-0.8. </li></ol> ד נציג תוצאות זחילה assay סוג רגיל הזחל בר ינדדו ~ 3 ס&quot;מ לדקה, ולהציג ~~~HEAD=NNS 40-50 קיר הגוף התכווצויות בתוך דקה אחת. פיתחנו לאחרונה מודל תסיסנית של טרשת FUS / TLS הקשור לרוחב amyotrophic המציגה פגם זחילה הזחל, תוחלת החיים נמוכה ומבוגרים טיפוס ליקוי 6. אנו ממוקדים ביטוי OF סוג פראי צורות משתנות של FUS / TLS לתאי העצב המוטוריים (OK-371-gal4 הנהג) וביצע assay זחילה הזחל. כפי שנראה להלן, זחלים מסוג בר לזחול עד 12 ס&quot;מ, ואילו הביטוי של FUS סוג בר ירד היכולת לזחול הזחל של כ 6 ס&quot;מ. בעלי חיים המבטאים R521C מחא גורמי מוטציה FUS / TLS להוכיח פגיעה חמורה מאוד בתנועת זחילה שלהם (איור 1), זוחל רק על 1 ס&quot;מ לדקה. Geotaxis שלילית טבעת assay צעירים wild-type זבובים בוגרים צריך לטפס לגובה הממוצע של ~ 4-5 ס&quot;מ בתקופה 3-2 (הזמן יכול להיות מותאם מ 3 שניות כדי להתאים זנים שונים או רמת הפעילות להגדיר גובה הממוצע שניתן על נתון להתאמץ / טיפול). זבובים שנותרו בתחתית מוקצים הערך 0. לא מומלץ להשתמש ביותר מ -25 זבובים בכל בקבוקון כי זה הופך להיות קשה לקבוע את המיקום של זבוב בנפרד למדוד גובה. לא זמין<html> הפחתת רגישות o נצפתה במהירות של עד 6 משפטים רצופים במרווחים 1 דקה זה מזה, כי השתמשנו. זה קריטי, לא לעשות שימוש חוזר הבדיקה פוליסטירן בקבוקונים ב assay זה אחרי סטים הראשונים של הנתונים נאספים כי זבובים חדשים להציב לתוך צלוחיות בשימוש לא יטפס באותה מידה כמו צלוחיות טריים. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/3795/3795fig1.jpg" /> באיור 1. תוכנית ההתקנה של Assay הטבעת. המצלמה ממוקמת ~ 1 מ &#39;לפני מתקן המכיל זבובים של צלוחיות קלקר, להתמקד זום המצלמה על המנגנון, ולהגדיר טיימר ל -3.0 שניות. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/3795/3795fig2.jpg" /> באיור 2. נתונים מייצגים של assay זחילה הזחל באמצעות זבובים ectopically להביע כטב&quot;מ FUS-WT, ו-כטב&quot;מ FUS R521C תחת שליטה של נהג רכב נוירון (OK371-gal4). class = &quot;jove_content&quot;&gt;

<ol>
	<li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol. Rev. 63 (2), 411-436 (2011).</li><li>Feany, M. B., Bender, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+of+Parkinson's+disease.">A Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Nature Mar. 23 (6776), 394-398 (2000).</li><li>Auluck, P. K., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+prevention+of+Parkinson+disease+in+Drosophila.">Pharmacological prevention of Parkinson disease in Drosophila.</a> Nat. Med. 8 (11), 1185-1186 (2000).</li><li>Whitworth, A. J., Theodore, D. A., Greene, J. C., Benes, H., Wes, P. D., Pallanck, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+glutathione+Stransferase+activity+rescues+dopaminergic+neuron+loss+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson's+disease.">Increased glutathione Stransferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (22), 8024-8029 (2005).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+iterative+negative+geotaxis+(RING):+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila.">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).</li><li>Lanson, N. A., Maltare, A., King, H., Smith, R., Kim, J. H., Taylor, J. P., Lloyd, T. E., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+of+FUS-related+neurodegeneration+reveals+genetic+interaction+between+FUS+and+TDP-43.">A Drosophila model of FUS-related neurodegeneration reveals genetic interaction between FUS and TDP-43.</a> Hum. Mol. Genet. 20 (13), 2510-2523 (2011).</li><li>Batlevi, Y., Martin, D. N., Pandey, U. B., Simon, C. R., Powers, C. M., Taylor, J. P., Baehrecke, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynein+light+chain+1+is+required+for+autophagy,+protein+clearance,+and+cell+death+in+Drosophila.">Dynein light chain 1 is required for autophagy, protein clearance, and cell death in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107 (2), 742-747 (2010).</li><li>Sang, T. K., Chang, H. Y., Lawless, G. M., Ratnaparkhi, A., Mee, L., Ackerson, L. C., Maidment, N. T., Krantz, D. E., Jackson, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+of+mutant+human+parkin-induced+toxicity+demonstrates+selective+loss+of+dopaminergic+neurons+and+dependence+on+cellular+dopamine.">A Drosophila model of mutant human parkin-induced toxicity demonstrates selective loss of dopaminergic neurons and dependence on cellular dopamine.</a> J. Neurosci. 27 (5), 981-992 (2007).</li><li>Stacey, S. M., Muraro, N. I., Peco, E., Labb&#233;, A., Thomas, G. B., Baines, R. A., van Meyel, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+glial+glutamate+transporter+Eaat1+is+regulated+by+fringe-mediated+notch+signaling+and+is+essential+for+larval+locomotion.">Drosophila glial glutamate transporter Eaat1 is regulated by fringe-mediated notch signaling and is essential for larval locomotion.</a> J. Neurosci. 30 (43), 14446-14457 (2010).</li><li>Repnikova, E., Koles, K., Nakamura, M., Pitts, J., Li, H., Ambavane, A., Zoran, M. J., Panin, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sialyltransferase+regulates+nervous+system+function+in+Drosophila.">Sialyltransferase regulates nervous system function in Drosophila.</a> J. Neurosci. 30 (18), 6466-6476 (2010).</li><li>Repnikova, E., Koles, K., Nakamura, M., Pitts, J., Li, H., Ambavane, A., Zoran, M. J., Panin, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sialyltransferase+regulates+nervous+system+function+in+Drosophila.">Sialyltransferase regulates nervous system function in Drosophila.</a> J. Neurosci. 30 (18), 6466-6476 (2010).</li><li>Nedelsky, N. B., Pennuto, M., Smith, R. B., Palazzolo, I., Moore, J., Nie, Z., Neale, G., Taylor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Native+functions+of+the+androgen+receptor+are+essential+to+pathogenesis+in+a+Drosophila+model+of+spinobulbar+muscular+atrophy.">Native functions of the androgen receptor are essential to pathogenesis in a Drosophila model of spinobulbar muscular atrophy.</a> Neuron. 67 (6), 936-952 (2010).</li><li>Lorenzo, D. N., Li, M. G., Mische, S. E., Armbrust, K. R., Ranum, L. P., Hays, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrin+mutations+that+cause+spinocerebellar+ataxia+type+5+impair+axonal+transport+and+induce+neurodegeneration+in+Drosophila.">Spectrin mutations that cause spinocerebellar ataxia type 5 impair axonal transport and induce neurodegeneration in Drosophila.</a> J. Cell Biol. 189 (1), 143-158 (2010).</li><li>Wang, J. W., Brent, J. R., Tomlinson, A., Shneider, N. A., McCabe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ALS-associated+proteins+FUS+and+TDP-43+function+together+to+affect+Drosophila+locomotion+and+life+span.">The ALS-associated proteins FUS and TDP-43 function together to affect Drosophila locomotion and life span.</a> J. Clin. Invest. , (2011).</li><li>Choi, J. K., Jeon, Y. C., Lee, D. W., Oh, J. M., Lee, H. P., Jeong, B. H., Carp, R. I., Koh, Y. H., Kim, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+of+GSS+syndrome+suggests+defects+in+active+zones+are+responsible+for+pathogenesis+of+GSS+syndrome.">A Drosophila model of GSS syndrome suggests defects in active zones are responsible for pathogenesis of GSS syndrome.</a> Hum. Mol. Genet. 19 (22), 4474-4489 (2010).</li><li>Ruan, H., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+interaction-mediated+lifespan+extension+of+Drosophila+Cu/Zn+superoxide+dismutase+mutants.">Social interaction-mediated lifespan extension of Drosophila Cu/Zn superoxide dismutase mutants.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (21), (2008).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotion+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (24), (2009).</li><li>Becnel, J., Johnson, O., Luo, J., N&#228;ssel, D. R., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+serotonin+5-HT7+Dro+receptor+is+expressed+in+the+brain+of+Drosophila,+and+is+essential+for+normal+courtship+and+mating.">The serotonin 5-HT7 Dro receptor is expressed in the brain of Drosophila, and is essential for normal courtship and mating.</a> PLoS One. 6 (6), e20800 (2011).</li><li>Johnson, O., Becnel, J., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+5-HT(2)+and+5-HT(1A)-like+receptors+differentially+modulate+aggressive+behaviors+in+Drosophila+melanoga-+ster.">Serotonin 5-HT(2) and 5-HT(1A)-like receptors differentially modulate aggressive behaviors in Drosophila melanoga- ster.</a> Neuroscience. 158 (2), 1292-1300 (2009).</li><li>Bastock, M., Manning, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Courtship+of+Drosophila+Melanogaster.">The Courtship of Drosophila Melanogaster.</a> Behaviour. , 85-111 (1955).</li><li>Greenspan, R. J., Ferveur, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+in+Drosophila.">Courtship in Drosophila.</a> Annu. Rev. Genet. 34, 205-232 (2000).</li><li>Villella, A., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenetics+of+courtship+and+mating+in+Drosophila.">Neurogenetics of courtship and mating in Drosophila.</a> Adv. Genet. 62, 67-184 (2008).</li></ol>

אין לנו מה למסור.

התנהגות תסיסנית מוסדר היטב על ידי גורמים גנטיים וסביבתיים. אנחנו, ואחרים, השתמשו בעבר את מבחני המתוארים כאן כדי לאסוף נתונים כדי לבחון גנים הקשורים לטוס התנהגויות למחלות ניווניות אנושיות המודל ב תסיסנית 5-19. עבור assay זחילה, בחירה זהירה של הזחלים 3 instar השלישי הוא שלב קריטי. אם בטיפול בתרופה, זה ייקח 10-15 דקות (או יותר בהתאם לסוג ואופי התרופה) כדי להשיג אפקט מקסימלי אם יש לו מסיסות טובה. לכן, אנו שגרתי להאכיל טס את התרופה במשך 15 דקות ולאחר מכן לחכות תוספת של 15 דקות לפני הבדיקה. חשוב, עם זאת, כדי לשמור על ריכוז התרופה בתמיסה, ופעמים חשיפה, בין קבוצות הטיפול זהה עבור השוואה מדויקת. מערכת העצבים המרכזית תרופות פעילים בדרך כלל יש השפעה מירבית לאורך זמן ~ 45 דקות. הזחלים יש לשטוף היטב לאחר הבחירה (או חפר האכלה) להסיר את האוכל זבובמותר התאקלם דקה 1 לפני תחילת assay זחילה. צלחת אגר יש לשמור בטמפרטורת החדר (~ 22 מעלות צלזיוס) במשך שעה, כמו טמפרטורה נמוכה יכולה להשפיע על יכולת זחילה הזחל. למרות assay זחילה הזחל יכול לספק מידע חשוב לגבי רמת הפעילות, זה לא מתאים לניתוח של גירעונות תיאום עדין. לכן, כפלטפורמה ההקרנה היא המתאימה ביותר עבור כרטיס 1 בחינת הגירעונות פעילות ברוטו. ההתנהגות הבוגרת הכרוך בתיאום מוטוריקה עדינה היא חיזור והזדווגות. אופן פעולה זה נעשה שימוש כדי לבחון את ההיבטים של התנהגויות רלוונטיות מחלות אנושיות, והיא כרוכה בעיבוד החושי (חוש הריח, אקוסטית חזותית,) נוסף שליטה מוטורית עדינה 18. כאשר זכר ונקבה שם לב, הוא יוזם את טקס החיזור כי התקדמות בתחילת הסטריאוטיפ דפוס התנהגות עם אוריינטציה (מפנה כלפי ואת רודף נשים). זה מלווה wingsong, פליקיםז הקשה של genetalia נקבה, מסתלסל של הבטן כלפי נשים, ומסתיים בהזדווגות, אשר יכול להימשך כמה עשרות דקות 20-22. כי רבים מן ההיבטים של החיזור לערב רמזים חזותיים, בתנאי חושך לגרום לזילות של ביצועים ההזדווגות, ואת מבחני יש לבצע עם מספיק אור כדי זבובים יכולים לראות זה את זה. בהתאם לכך, לבן עיניים זבובים בדרך כלל יש ביצועים ירודים מאוד assay תיאר שלנו, הקוראים, מומלץ על תכנון ניסויים ניצול אותם עם פרוטוקול זה. אם טיפול זבובים עם התרופה, את התרופה לתוך המדיום הזבובים מבודדים על (למשל 1% סוכרוז agarose + 10% + תרופה במקום מזון רגיל בטיפול עם התרופה כדי למנוע הידרדרות אפשרית של התרופה על ידי מיקרואורגניזמים מזון). בדרך כלל הזבובים מבודדים לתוך צינורות 5 מ&quot;ל הבדיקה כי יש 300-500 מ&quot;ל של מזון בהם, מחובר עם כותנה. אל להרדים את הזבובים להעברת לגלגל החיזור. זה אניזה קריטי לשטוף את הגלגל ההזדווגות היטב בין משתמש ולהסיר כל שאריות פרומונים (מים חמים עם מעט סבון על alconox הלילה עם רועדת, ואז לשטוף עם רעד במשך כמה מינימום 48 שעות במים deionized, ושינויים רבים של מים) . שיקול נוסף בעת ביצוע assay אנו מתארים הוא מזג האוויר. אצל זבובי הניסיון שלנו לא לחזר אם יורד גשם או נראה כמו יירד גשם. הם מבצעים הכי טוב בימי שמש בהירים, ללא קשר אם במעבדה יש ​​חלונות או לא. התיאוריה הנוכחית שלנו היא כי תופעה זו קשורה בלחץ אטמוספרי, אבל אנחנו לא חקרו את זה. Assay המסורתית geotaxis שלילית מסתמך על מדידת כמה זבובים רבים לטפס מעל לגובה שנקבע מראש תוך 10 שניות (המתואר <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/details.php?id=2504">https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/details.php?id=2504</a> ). אנו מאמינים כי assay טבעת יש יתרונות מסוימים על פני assay המסורתית. אחת מהן היא לאhroughput, כמו 6 עצמאית משכפל ניתן למדוד בו זמנית לעומת 1 של assay רגיל, והמערכת בדרך כלל הוא ניתן להרחבה. אחרת היא הרגישות, כי הגובה הממוצע עלה בפרק זמן מוגדר הוא לכימות, ולא עובר / נכשל מספר על גובה מוחלט. באמצעות גישה זו, גירעונות עדינים יותר אפשר לראות. בשל רמת התפוקה, assay מתאימה יותר מאשר מסכי assay geotaxis המסורתית מייגע יותר שלילי. יתר על כן, Garagano et al. (2005) לתאר את שיטת הניקוד הממוחשבת שאם היה מועסק להגביר עוד יותר את התפוקה. השיקולים העיקריים assay זה הם, כי זוהי חובתו של הזבובים הם לא הרדים לפני הבדיקה, וכי צלוחיות טריים משמשים לאחר סדרה של ניסויים לפני שניתן קבוצה חדשה של זבובים נבדקים.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם מגיב </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגי </td></tr><tr><td> סוכרוז </td><td> פישר סיינטיפיק </td><td> S5-500 </td></tr><tr><td> Agarose </td><td> Invitrogen </td><td> 16500-500 </td></tr><tr><td> 6 גר &#39;בקבוק תסיסנית </td><td> Genesee מדעי </td><td> 32-130 </td></tr><tr><td> מברשת צבע (# 1) </td><td> טד פלה, Inc </td><td> 11859 </td></tr><tr><td> טוס מרכיבי מזון </td><td></td><td></td></tr><tr><td> קמח תירס </td><td> פישר סיינטיפיק </td><td> NC9109741 </td></tr><tr><td> אגר </td><td> Genesee מדעי </td><td> 66-104 </td></tr><tr><td> דבשה </td><td> פישר סיינטיפיק </td><td> NC9349176 </td></tr><tr><td> Propionic חומצה </td><td> Acros </td><td> 14930-0010 </td></tr><tr><td> Tegosept </td><td> שיא </td><td> 20-258 </td></tr><tr><td> אתנול </td><td> דיגמדעי </td><td> BP2818-4 </td></tr><tr><td> שמרים </td><td> Genesee מדעי </td><td> 62-107 </td></tr></tbody></table>

methods to assay drosophila behavior

תסיסנית melanogaster, זבוב פירות, נעשה שימוש כדי לחקור מנגנונים מולקולריים של מגוון רחב של מחלות כגון סרטן, מחלות לב וכלי דם ומחלות נוירולוגיות שונות 1. יש לנו אופטימיזציה מבחני התנהגות פשוטים ויציב לקביעת תנועה הזחל, יכולת טיפוס מבוגר (assay RING), והתנהגויות החיזור של דרוזופילה. אלה מבחני התנהגות חלים נרחב בחקר התפקיד של גורמים גנטיים וסביבתיים על התנהגות זבוב. יכולת זחילה הזחל ניתן להשתמש באופן אמין לקביעת שינויים בשלבים מוקדמים של יכולות סריקה של הזחלים תסיסנית וגם לבחינת השפעת סמים או גנים מחלות אנושיות (ב זבובים מהונדס) על תנועה שלהם. Assay זחילה הזחל הופך רלוונטי יותר אם ביטוי או ביטול של הגן גורמת הקטלניות בשלבים גלמי או מבוגר, כמו זבובים אלו אינם שורדים לבגרות שם אחרת ניתן היה להעריך. זה בסיסיssay יכול לשמש גם בשילוב עם אור בהיר מתח או לבדוק תגובות התנהגותיות נוספות הזחלים תסיסנית. התנהגות החיזור נעשה שימוש נרחב לחקור הבסיס הגנטי של ההתנהגות המינית, והוא יכול לשמש גם כדי לבחון את פעילות ותיאום, כמו גם למידה וזיכרון. התנהגות תסיסנית החיזור כרוך בהחלפה של גירויים חושיים שונים, כולל חזותית, שמיעתית, אותות chemosensory בין זכרים ונקבות להוביל סדרה מורכבת של התנהגויות מוטוריות מאופיין היטב ושיאה הזדווגות מוצלחת. מבחני הבוגרים המסורתית טיפוס (geotaxis שליליים) הם עבודה מייגעת, אינטנסיבית, זמן רב, עם וריאציה משמעותי בין ניסויים שונים 2-4. מהיר איטרטיבי geotaxis שליליות (טבעת) assay 5 יש יתרונות רבים על פני פרוטוקולים בשימוש זמן רב יותר, מתן גישה התפוקה לשחזור, רגיש, גבוה לכמת של תנועה מבוגרים שלילית geotaxis בehaviors. ב assay הטבעת, גנוטיפים שונים או טיפולים תרופתיים, ניתן לבדוק בו זמנית באמצעות מספר רב של בעלי חיים, עם גישה תפוקה גבוהה מה שהופך אותו נוח יותר עבור ניסויים ההקרנה.

Watch this Scientific Journal Video about Methods to Assay Drosophila Behavior at JoVE.com

Methods to Assay Drosophila Behavior

תסיסנית melanogaster היא מערכת גנטית התנהגותית מודל צייתן, שבו נעשה שימוש כדי להבין את הבסיס המולקולרי התאי של תהליכים ביולוגיים רבים חשובים יותר ממאה שנים 1. תסיסנית נוצלה היטב כדי לקבל תובנות לתוך הבסיס הגנטי של ההתנהגות במהירות הבזק.

שיטות Assay תסיסנית התנהגות

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Methods to Assay Drosophila Behavior

42.7K Views.  Louisiana State University Health Sciences Center. תסיסנית melanogaster היא מערכת גנטית התנהגותית מודל צייתן, שבו נעשה שימוש כדי להבין את הבסיס המולקולרי התאי של תהליכים ביולוגיים רבים חשובים יותר ממאה שנים 1. תסיסנית נוצלה היטב כדי לקבל תובנות לתוך הבסיס הגנטי של ההתנהגות במהירות הבזק.

Video: Methods to Assay Drosophila Behavior

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the first born neurons remain closer to the ventricle while the last born neurons migrate past the first born neurons towards the surface of the brain1. In addition to neuronal migration2, a key process for normal cortical function is the regulation of neuronal morphogenesis3. While neuronal morphogenesis can be studied in vitro in primary cultures, there is much to be learned from how these processes are regulated in tissue environments.
We describe techniques to analyze neuronal migration and/or morphogenesis in organotypic slices of the cerebral cortex4,6. A pSilencer modified vector is used which contains both a U6 promoter that drives the double stranded hairpin RNA and a separate expression cassette that encodes GFP protein driven by a CMV promoter7-9. Our approach allows for the rapid assessment of defects in neurite outgrowth upon specific knockdown of candidate genes and has been successfully used in a screen for regulators of neurite outgrowth8. Because only a subset of cells will express the RNAi constructs, the organotypic slices allow for a mosaic analysis of the potential phenotypes. Moreover, because this analysis is done in a near approximation of the in vivo environment, it provides a low cost and rapid alternative to the generation of transgenic or knockout animals for genes of unknown cortical function. Finally, in comparison with in vivo electroporation technology, the success of ex vivo electroporation experiments is not dependant upon proficient surgery skill development and can be performed with a shorter training time and skill.

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

To conduct a rapid assessment of the function of genes in the development of cerebral cortex, we describe methods involving the ex vivo electroporation of plasmids co-expressing inhibitory RNA (RNAi) and GFP in murine embryonic cortex. This protocol is amenable to the study of various aspects of neurodevelopment such as neurogenesis, neuronal migration and neuronal morphogenesis including dendrite and axon outgrowth.

שיטות לימוד המורפוגנזה העצבית:<em&gt; Ex vivo</em&gt; RNAi electroporation בקליפת עובריים מוחין Murine

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

שיטות מקומיים וכלל עולמיים של הערכת Nociception תרמי ב<em&gt; תסיסנית</em&gt; רימה

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

גירוי Optogenetic של התנהגות בריחה ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב<em&gt; דרוזופילה</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

צביעת חרקים למבחני התנהגות: התנהגות חיזור של הרדים<em&gt; דרוזופילה</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד<em&gt; תסיסנית</em&gt; התנהגות זחל זחילה

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

דרך פשוטה למדוד שינויים בהתנהגות שוחרת זכה שימוש<em&gt; תסיסנית</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

כימות של תסיסנית התנהגות Grooming

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.