Nous remercions Santiago Suarez pour la lecture critique du manuscrit et Betty Cowgill à l&#39;aide de la photographie. Nous remercions également les relecteurs anonymes pour leurs commentaires critiques. Ce travail est soutenu par l&#39;Université du Delaware Fonds de recherche.

Une. Préparation de Sulfate de protamine (PS) Plats couché <ol><li> Préparer une solution à 1% de sulfate de protamine (PS) en ajoutant 0,5 g de PS à 50 ml d&#39;eau désionisée, de l&#39;eau distillée (FD 2 O) dans un tube conique de 50 ml. Bien agiter à grande vitesse sur un agitateur de banc à la température ambiante pendant 1-2 heures pour assurer la dissolution complète de PS. Cette solution peut être conservé à 4 ° C pendant au moins 3 mois (assurez-vous de dissoudre complètement précipité de gel avant chaque utilisation) 3. </li><li> Prenez une douille de 60 mm x 15 mm de polystyrène boîtes de Pétri et exposer les deux couvercles et les fonds sur le banc. </li><li> Verser la solution de PS 1% dans chaque plat (deux fonds et les couvercles peuvent être utilisés) juste assez pour couvrir la surface, laisser reposer au moins 2 min. La solution de PS de restes peut être réutilisé de nombreuses fois dans les 3 mois lorsqu&#39;elle est stockée à 4 ° C. </li><li> Lieu plats PS-traitée dans un bécher rempli d&#39;eau distillée (dH 2 O). Laisser le bécher sous courant dH 2 O pendant au moins10 min. </li><li> PS-plats revêtus peuvent être utilisés immédiatement ou de l&#39;air sec pendant le stockage. Couvrez-les pour éviter l&#39;accumulation de poussière. Ils peuvent être stockés à température ambiante pendant 1 mois 3. </li></ol> 2. Obtenir oursins gamètes et immobiliser les oeufs sur un plat PS revêtu pour microinjection <ol><li> Spawn oursins en secouant ou injection intracoelomique jusqu&#39;à 1 ml de 0,5% de KCl pour induire la contraction des muscles lisses de libérer des gamètes 3 ​​(figure 2). </li><li> Si l&#39;animal est un mâle, comme indiqué par la couleur blanche des spermatozoïdes, les spermatozoïdes recueillir sec à partir de la surface d&#39;un animal dans un tube de 1,5 ml. Spermatozoïdes à sec peut être stocké à 4 ° C pendant une semaine sans perte sensible de la fonction biologique. </li><li> Si l&#39;animal est une femelle, comme indiqué par la couleur jaune due à la teneur en jaune d&#39;œuf, de recueillir ses gamètes en immergeant les gonopores dans un bol rempli d&#39;eau de mer. Les oeufs seront libérés de gonopores et s&#39;installent par gravité. &lt;/ Li&gt; <li> Filtrer les oeufs de débris tels que des épines des animaux à l&#39;aide de 80 um Nylon filtre maille. Les meilleurs résultats sont obtenus si les oeufs sont utilisés dans 5-7 heures après la ponte. </li><li> Dejelly les œufs: <ol><li> Préparer 100 ml d&#39;eau de mer acide pendant environ 1 ml d&#39;oeuf. Utiliser 0,5 M d&#39;acide citrique pour ajuster le pH de l&#39;eau de mer à partir de pH 8.0 à 5.1 à 5.2. Trop faible d&#39;un pH diminuera la fécondation et trop élevé d&#39;un pH ne permettra pas d&#39;œufs pour fixer les plaques revêtues PS. </li><li> Ajouter les œufs (pas plus de 1 ml) de l&#39;eau de mer acide et permettre aux oeufs de s&#39;installer sur la glace pendant 10 min. En variante, le retrait de la couche de gelée peut être facilitée par tourbillonnement doux des oeufs au cours du traitement. On peut effectivement dejelly œufs de S. purpuratus à 3-4 min de cette façon. </li><li> Versez délicatement l&#39;eau de mer acide, ajouter de l&#39;eau de mer frais et laissez les œufs se fixent sur la glace à nouveau. Oeufs Dejellied peuvent être stockés sur de la glace jusqu&#39;à 6 heures sans problèmes de fertilisation </li></ol></li&gt; </ol> 3. Row the Eggs <ol><li> Préparer une solution mère de M 3-aminotriazole (3-AT, MW = 84.08) par dissolution de 0,84 g de 3-AT dans 10 ml de ddH 2 O. Cette solution peut être stockée à 4 ° C pendant jusqu&#39;à 6 mois. </li><li> Préparer la solution 1 mM de travail de 3-AT en ajoutant 50 pi de 1 M solution stock à 50 ml d&#39;eau de mer préalablement refroidi. Conserver la solution sur de la glace. </li><li> Préparer bouche pipette (figure 3) pour une manipulation en douceur des œufs: <ol><li> pointe de la pipette est tirée manuellement de micropipettes de verre (100 x OD 1.09 mm). Maintenez la micropipette avec les deux mains sur la flamme. Comme le verre commence à fondre, retirez-le délicatement les extrémités de la pipette dans des directions opposées. </li><li> Branchez une pipette tiré à un tube en plastique (ID 1,14 mm), étanchéité avec Parafilm. La longueur du tube doit être d&#39;environ 50 à 70 cm. </li><li> Insérer une extrémité P20 ou P200 filtré stérile à l&#39;extrémité du tube opposée au tube de verre deutiliser en tant que pièce d&#39;embouchure. </li><li> Clip de la fin de la micropipette de verre avec des ciseaux pour ajuster le diamètre de la pointe. Le diamètre optimal légèrement supérieur au diamètre de l&#39;oeuf (80 um). </li></ol></li><li> Verser 4 ml d&#39;mM 3-AT eau de mer 1 dans chaque boîte PS-couché (fond ou le couvercle). </li><li> Prenez la pipette bouche, mettre la pointe de P20/P200 dans la bouche et le fixer avec les dents. Pour aspirer des oeufs, aspirer d&#39;abord une petite quantité de l&#39;eau de mer. En ayant une colonne de liquide avant le chargement des oeufs, on aura un contrôle maximal sur la technique de pipetage à la bouche. </li><li> Placez la pointe de la micropipette près des œufs et aspirer doucement dans plusieurs centaines d&#39;oeufs dans la pipette. Confiner les oeufs dans la micropipette de verre. </li><li> Ligne dejellied oeufs dans une ligne droite sur un plat en les soufflant doucement de la bouche pipette tout en déplaçant la pointe en ligne droite. Ramer les oeufs juste avant les injections, parce que les problèmes de fertilisation peuvent se produire en raison de prolonged exposition au 3-AT eau de mer 3. En outre, les adhésifs cationiques comme PS peuvent être toxiques pour les œufs, et il n&#39;est pas conseillé d&#39;exposer les embryons de ces réactifs pendant de longues périodes, en particulier si les enveloppes de fertilisation ont été supprimés. </li><li> Faire une rayure sur le plat près de la ligne d&#39;oeufs ramé aide d&#39;une pipette de verre. Ce zéro sera important de casser l&#39;aiguille d&#39;injection pour régler le débit de la solution en fonction des besoins. Alternativement, le zéro peut être faite avant de verser 3-AT eau de mer à l&#39;assiette. </li></ol> 4. Microinjection des oursins zygotes <ol><li> Tournez sur la station de micro-injection. Nous décrivons ici l&#39;utilisation d&#39;FemtoJet système d&#39;injection. </li><li> Tirez capillaires d&#39;injection à l&#39;aide d&#39;un extracteur d&#39;aiguilles. Un exemple d&#39;une bonne aiguille est représentée à la figure 4. Remarque: Pour les injections d&#39;ARN, les capillaires d&#39;injection doivent être pré-traitées pour éviter la contamination RNAse 31: <ol><li> Placez capillaires d&#39;injection dans 50 ml coniquetubes et ajouter 50 ml de méthanol filtré / HCl (9:1). Secouez bien et laisser toute la nuit pour plus de 10 h. </li><li> Verser le mélange méthanol / HCl et rincer les capillaires 2x avec du méthanol filtré dans le même tube. </li><li> Drainer le methanol, autant que possible, et lyophiliser les capillaires pendant une nuit pour assurer une élimination complète du methanol. </li></ol></li><li> Monter avec précaution le capillaire de l&#39;aiguille sur un support de chargement d&#39;aiguille et le charger avec &lt;0,5 pi d&#39;une solution de l&#39;échantillon à l&#39;aide de conseils microloader. Exemples de solutions contiennent habituellement 20% de glycerol, en fonction de la matière injectée 3. </li><li> Placer le plat avec des oeufs ramé sur la platine du microscope (œufs doivent être alignés verticalement, observé à travers les oculaires) et se concentrer sur les oeufs. </li><li> Enfoncer délicatement l&#39;aiguille chargée sur le porte aiguille de micro-injection et régler la position de l&#39;aiguille pour avoir une pointe parfaitement ciblé dans le milieu du terrain. </li><li> Appuyez sur le bouton pour appliquer la pression maximale for de nettoyage de l&#39;aiguille. La solution doit venir de l&#39;aiguille. Ajuster la pression si nécessaire: la pression d&#39;injection doit être dans la gamme de 90 à 360 hPa, avec la pression de compensation à environ 1/3 de la pression d&#39;injection. </li><li> Régler le débit de la solution par injection dans l&#39;œuf non fécondé. L&#39;utilisation d&#39;un micromanipulateur de joystick, diriger la pointe de l&#39;aiguille d&#39;injection à l&#39;œuf non fécondé. Pour faciliter l&#39;entrée de l&#39;aiguille, créer un léger tremblement en tapotant doucement de la scène avec un objet dur comme un tournevis. Un bolus d&#39;injection formant à l&#39;intérieur de l&#39;œuf devrait être considéré (Figure 5). </li><li> Si le bolus d&#39;injection n&#39;est pas visible, relever légèrement la pointe de l&#39;aiguille au-dessus des oeufs, de localiser le scratch sur le plat et l&#39;ajuster à être positionné au milieu du champ. Tapoter doucement la pointe de l&#39;aiguille de la marque de zéro pour briser la pointe de l&#39;aiguille d&#39;injection. Ajuster les pressions d&#39;injection et de compensation pour faire en sorte que le bolus d&#39;injection ne dépasse pas 1/5 de til diamètre de l&#39;œuf (1-2 heures). </li><li> Une fois le bolus d&#39;injection est calibré, féconder les œufs en ajoutant le sperme dilué (1:1000) ou 1-2 pi de sperme. Bien mélanger avec soin pour éviter de déloger la rangée d&#39;oeufs. </li><li> Commencer immédiatement après l&#39;injection de l&#39;enveloppe de la fécondation devient visible (Figure 5). Avancez le long de la ligne d&#39;oeufs ramé en utilisant le contrôleur de scène et injecter autant de zygotes que possible par les piquer avec l&#39;aiguille commandé par joystick micromanipulateur. </li><li> Après 10-15 minutes, les œufs fécondés nouvellement deviendront trempé et ne peuvent pas être injecté plus longtemps. Retirer le plat du stade et soigneusement aspirer à sperme en 3-AT eau de mer en utilisant une pipette Pasteur en plastique. </li><li> Ne laissez pas les zygotes sec. Ajouter rapidement de l&#39;eau douce de la mer préalablement refroidi pour couvrir le plat. Incuber les embryons à 15 ° C. </li></ol>

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A., Terasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+microinjection+of+oocytes,+eggs,+and+embryos.">Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos.</a> Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).</li></ol>

Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrents ou d&#39;autres conflits d&#39;intérêts.

La micro-injection est une technique puissante pour délivrer divers traitements tels que l&#39;ADN, l&#39;ARNm, des protéines recombinantes, une perte de fonction et de gain de fonction de réactifs, les colorants et leurs combinaisons dans des œufs, des embryons et des cellules de divers organismes 7.1. Toutefois, plusieurs considérations doivent être gardées à l&#39;esprit lors de la conception d&#39;une expérience de micro-injection. Il est extrêmement important de prendre en considération la solubilité du traitement délivré et le volume d&#39;injection. Si la solution microinjecté tend à former même un léger précipité, l&#39;aiguille de micro-injection serait bouché. En règle générale, il est recommandé de centrifuger la solution pendant plus de 15 min avant le chargement dans l&#39;aiguille pour s&#39;assurer que tout précipité est retiré de la solution 3. L&#39;autre approche consiste à faire passer la solution à travers les colonnes de centrifugation Millipore. Si il n&#39;est pas possible d&#39;éviter le colmatage, il peut être possible de débloquer l&#39;aiguille en douceur briser à nouveau la pointe,mais il devient difficile de contrôler le débit de la solution si la pointe est trop large. La grande quantité de la solution injectée peut être toxique pour l&#39;embryon, d&#39;ailleurs, la grande pointe introduit de plus grandes variations entre les volumes de solution injectées dans des embryons individuels. Il est également important que la quantité de volume injecté dans les œufs nouvellement fécondés est ajustée. Le volume injecté peut être étalonné en tirant sur les aiguilles à différents paramètres, suivie par l&#39;injection de la solution dans l&#39;huile. Cela permet de mesurer le diamètre (et donc le volume) de la goutte 32. Nous constatons que une quantité acceptable d&#39;une solution d&#39;injection dans l&#39;œuf nouvellement fécondé ne doit pas dépasser 1/5 de diamètre du zygote comme représenté sur la figure 5. Le principal conseil est de charger l&#39;aiguille juste avant l&#39;injection, de travailler vite, et à utiliser fréquemment la fonction du bouton de nettoyage de l&#39;injecteur qui déclenche l&#39;application de la pression maximale disponible à la sortie deAfin de débusquer l&#39;aiguille d&#39;injection bloqué. Parfois, l&#39;aiguille risque de se boucher par l&#39;extérieur, quand le sperme et les débris des oeufs préalablement injectées adhèrent à la pointe de l&#39;aiguille. Dans ce cas, il est utile de relever l&#39;aiguille sur toute la hauteur de l&#39;eau 3-AT dans le plat injection. Habituellement, la tension provoquée par l&#39;interface liquide-air est suffisant pour éliminer les débris. Alternativement, le brossage en douceur l&#39;aiguille d&#39;injection contre le scratch sur la plaque d&#39;injection peut aider aussi. Dans le cas extrême, il est possible d&#39;effacer la pointe de l&#39;aiguille avec le Kimwipe humide gouttes. Cependant, une telle essuyage exige une extrême prudence et la pratique. Colorants fluorescents tels que 10 000 MW Texas Red lysine facturés dextran (2 mg / ml) produisent un signal fort qui peut être détecté et utilisé pour la normalisation fiable de la solution injectée. Lorsque l&#39;ARNm doit être injecté, il est recommandé de coinject avec mCherry ARNm GFP ou avec l&#39;ARNm dans desintérêt à veiller à ce qu&#39;aucune dégradation de l&#39;ARNm a eu lieu. Dans ce cas, la visualisation du signal de fluorescence est fonction de la définition de mCherry ou GFP. Si l&#39;utilisation de colorants fluorescents ou des constructions n&#39;est pas possible, il est recommandé de ramer une petite quantité d&#39;oeufs sur chaque plat individuel pour s&#39;assurer que tous les œufs fécondés récemment sur ce plat sont injectés. En conclusion, la micro-injection est un outil précieux pour la recherche en génétique, en biologie moléculaire, cellulaire et développementale. Grâce à cette technique, la communauté de l&#39;oursin a apporté une contribution significative à notre compréhension de la biologie cellulaire et de développement tels que la spécification du destin cellulaire, la fonction des gènes, la régulation des gènes et des voies biochimiques développement embryonnaire sous-jacente 16.

L&#39;administration du traitement efficace et reproductible est l&#39;un des principaux défis méthodologiques pour les chercheurs. Plusieurs méthodes ont été mis en place pour fournir des solutions de traitement transitoire dans les oeufs, embryons et les cellules. Ces procédés comprennent l&#39;électroporation (basé sur une génération de pores transitoires de la membrane à l&#39;aide de courtes impulsions électriques) 1,2, la lipofection (livraison par la fusion de liposomes contenant au traitement avec la membrane) 1, 1 bombardement de microparticules (ADN est précipité sur le micron particules de taille métalliques qui sont ensuite utilisés pour pénétrer dans les cellules à grande vitesse), et la transduction (virus est utilisé en tant que véhicule de délivrance de transgènes). Pour le moment, la micro-injection est la seule approche qui détient l&#39;avantage de délivrer une solution avec 100% d&#39;efficacité avec des réactifs minimes. En outre, une solution d&#39;injection unique peut être composée d&#39;un mélange complexe de traitements. Cette technique a été utilisée avec succès pourment micro-injection des ovules et des embryons de nombreuses espèces tels que les oursins 3,4, poisson zèbre 5, 6 souris, grenouille 7, 8 et bovins ainsi que des cellules individuelles dans la culture de tissus 9. Blastomères simples injections à des stades de développement ultérieurs ont également été menées 10-12. Les méthodes actuelles de micro-injections sont basés sur la méthode injection sous pression qui a été initialement décrit par Hiramoto 10, mais de grands progrès ont été accomplis en vue de l&#39;optimisation de ce processus. D&#39;excellentes techniques de micro-injection ont été décrites ailleurs 11, et ici nous décrire l&#39;une des méthodes spécifiques qui sont actuellement utilisés pour micro-injection oursin (Strongylocentrotus purpuratus) des oeufs fécondés récemment. Depuis plus d&#39;un siècle, les oursins ont été un précieux modèle expérimental 15,16. Les oursins sont étroitement liées à l&#39;évolution, les chordés (nous y compris) et l&#39;analyse deleur génome a révélé qu&#39;ils contiennent toutes les grandes familles de gènes que l&#39;homme 17. Ils produisent un grand nombre de pays en synchrone embryons transparents qui peuvent être facilement manipulées. Utilisation de l&#39;oursin comme un organisme modèle, la communauté de l&#39;oursin a contribué à notre compréhension du processus de la fécondation 18-21, les processus biologiques cellulaires 22-24, et les réseaux de régulation génétique (GRNS) 25-28. Microinjection dans des zygotes d&#39;oursins nécessite plusieurs étapes. Tout d&#39;abord, les œufs doivent être immobilisées avant les injections (décrit ci-dessous). plats de microinjection sont revêtues avec de la protamine sulfate (PS), qui crée une surface chargée positivement à laquelle les oeufs chargés négativement peuvent adhérer 3. Les oeufs sont dejellied par incubation dans l&#39;eau de mer acide (pH 5,15) pendant 10 min, suivie par deux lavages dans l&#39;eau de mer naturelle ou de l&#39;eau de mer artificielle (pH 8,0). Les œufs sont soigneusement dejellied ramé en ligne droiteau milieu du plat revêtu PS en présence de 1 mM de 3-aminotriazole (3-AT), qui est nécessaire pour inhiber l&#39;activité de ovoperoxidase qui est sécrétée à partir des granules corticaux de l&#39;œuf à la suite de la fécondation 29. Cette étape est importante pour empêcher le durcissement de l&#39;enveloppe de la fécondation et de faciliter la pénétration de l&#39;aiguille de micro-injection. Comme alternative à 1 mM 3-AT, 10 mM d&#39;acide paraminobenzoic (PABA) peut être utilisé. La solution d&#39;injection est chargé dans une aiguille de micro-injection en utilisant spécialisé microloading pointe de pipette et monté sur un support fixé au micromanipulateur et de l&#39;unité de pression (figure 1). Chaque aiguille peut être utilisé pour micro-injection zygotes individuels dans de multiples expériences à des jours différents. La micro-injection peut être effectuée pendant 10-15 min jusqu&#39;à ce que les zygotes durcissent. Les zygotes sont ensuite lavées avec de l&#39;eau de mer et on cultive à 15 ° C. Lorsque les embryons atteignent l&#39;éclosion blastula stade, ils libèrent une enzyme qui digère l&#39;éclosion composantes du fertilization enveloppe 30 et leur permettent de se détacher naturellement de la PS plat revêtu. Si nécessaire, les embryons peuvent être doucement détachées de la boîte à l&#39;aide d&#39;une pipette de bouche ou une pipette Pasteur en soufflant doucement de l&#39;eau de mer sur les embryons. La méthode décrite permet la micro-injection efficace et fiable de 100-400 oeufs fécondés récemment sur un plat unique, fournissant une méthode à haut débit pour les analyses en aval.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:793px;" width="794">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass pasteur pipettes</td>
			<td style="width:200px;">VWR</td>
			<td style="width:211px;">14673-043</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Inverted microscope Axiovert 40C</td>
			<td style="width:200px;">Zeiss</td>
			<td style="width:211px;">4109431007990000</td>
			<td>Injection microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microloader tips</td>
			<td style="width:200px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:211px;">5242 956.003</td>
			<td style="width:167px;">Load injection solution</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nylon filter mesh 80 &#956;m</td>
			<td style="width:200px;">Amazon.com</td>
			<td style="width:211px;">03-80-37</td>
			<td style="width:167px;">Filter eggs to get rid of debris</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">P20 or P200 Aerosol Barrier Pipette Tips</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">02707432 or 02707430</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Parafilm</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">13 374 12</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:200px;">Intramedic</td>
			<td style="width:211px;">PE-160</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Protamine sulfate</td>
			<td style="width:200px;">MP Biomedicals, LLC</td>
			<td style="width:211px;">194729</td>
			<td style="width:167px;">Attach dejellied eggs to injection dishes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sea urchins S. purpuratus</td>
			<td>Pt. Loma Marine Invertebrate Lab</td>
			<td style="width:211px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sea water</td>
			<td style="width:200px;">any pet store</td>
			<td style="width:211px;">Instant Ocean</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sterile 60 mm x 15 mm Polystyrene Petri Dish</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">0875713A</td>
			<td style="width:167px;">Injection dishes</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Three-Axis Coarse Positioning Micromanipulator MMN-1</td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">9124</td>
			<td>Manipulate injection needle</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Three-Axis Joystick Type Oil Hydraulic Fine Micromanipulator MMO-202ND</td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">9212</td>
			<td>Manipulate injection needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Transfer pipettes</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">13-711-9AM</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vertical needle puller </td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">PC-10</td>
			<td>Pull injection needles</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high throughput microinjections of sea urchin zygotes

La micro-injection dans des cellules et des embryons est une technique couramment utilisée pour étudier un grand nombre de processus biologiques. Dans ce procédé, une petite quantité de solution de traitement est chargée dans une aiguille de micro-injection qui est utilisée pour injecter physiquement les cellules immobilisées ou des embryons individuels. Malgré la nécessité d&#39;une formation initiale pour effectuer cette procédure pour la livraison à haut débit, la micro-injection offre un maximum d&#39;efficacité et de livraison reproductible d&#39;une grande variété de solutions de traitement (y compris les mélanges complexes d&#39;échantillons) dans les cellules, les ovules ou d&#39;embryons. Applications aux micro-injections comprennent la livraison de constructions d&#39;ADN, ARNm, protéines recombinantes, gain de fonction, et la perte de réactifs de fonction. Colorant fluorescent ou colorimétrique est ajouté à la solution injectée pour permettre la visualisation instantanée de la livraison efficace, ainsi que d&#39;un outil pour la normalisation fiable de la quantité de la solution fournie. La méthode décrite permet la micro-injection de 100-400 oursin zygotes dans 10-15 min.

GFP et mCherry constructions rapporteurs ont été transcrits in vitro et micro-injecté dans les œufs nouvellement fécondés. Les embryons ont été incubées à 15 ° C pendant 24 heures (jusqu&#39;à ce que le stade blastula) et imagées par Zeiss Observateur Z1 microscope. Injection de constructions rapporteurs n&#39;a pas conduit à des défauts de développement (figure 6). Pour la quantification de signaux de fluorescence, l&#39;acquisition des images a été effectuée à un faible grossissement (100X) pour capturer pixels fluorescents (Figures 6D-F) au maximum. Les signaux fluorescents ont été quantifiés à l&#39;aide Axiovision 4.8.2.0. Les erreurs types pour l&#39;intensité du signal fluorescent à l&#39;intérieur de la population de 100 à 200 blastulas ne dépassent pas 1,5% (données non présentées). <img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig1.jpg" /> Figure 1. La configuration du micro-injection. (A) de A di PS revêtuessh avec des oeufs immobilisées est située sur la phase de (B) d&#39;un microscope inversé. La micro-injection de l&#39;aiguille est fixé à (C) un porte-aiguille qui est reliée à un (D) unité de pression. Mouvement dans les directions x, y, et z est dirigé dimensions avec l&#39;utilisation de (E) ou le micromanipulateur (F) du manipulateur grossier. (G) Un tournevis enveloppé avec du papier absorbant est utilisé pour taper doucement la platine du microscope pour induire léger tremblement de faciliter l&#39;entrée de l&#39;aiguille dans l&#39;œuf nouvellement fécondé. <img alt="Figure 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig2.jpg" /> Figure 2. La ponte des oursins. (A) oursin est amené à verser par injection intracoelomique de 0,5% de KCl. Les points d&#39;aiguille à la membrane peristomial entourant la bouche de l&#39;animal, seulement la partie molle de l&#39;animal.(B) Femme oursin est placé avec ses gonapores immergés dans l&#39;eau de mer dans un bécher en plastique pour ramasser les œufs jaunes. (C) le sperme blanc est libéré de gonapores de l&#39;oursin mâle. <img alt="Figure 3" fo:content-width="4.25in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig3.jpg" /> Figure 3. . Pipette bouche Une bouche pipette se compose de trois parties: (A) en verre aiguille de micropipette, (B) des tubes en plastique, et (C) un P20 filtré stérile ou pointe de P200. La micropipette en verre est insérée dans le tube en matière plastique qui est reliée à la P20 ou P200 embout buccal. <img alt="Figure 4" fo:content-width="4.25in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig4.jpg" /> Figure 4. aiguille de microinjection. (A) L&#39;aiguille de microinjection est pulconduit à l&#39;aide d&#39;un extracteur d&#39;aiguilles avec un réglage spécifique. Le réglage de l&#39;extracteur de l&#39;aiguille doit être déterminée de manière empirique. L&#39;utilisation d&#39;un Narishege PC-10 aiguille extracteur, nous utilisons 72,8 ° C pour le séchage thermique, 1 et 83,7 ° C pour fixer la chaleur 2. Utilisation de la rayure sur la plaque nous rompons la pointe de l&#39;aiguille pour faciliter l&#39;écoulement de la solution. (B) La bonne aiguille doit avoir une longueur de 500-600 um à partir d&#39;une largeur de 50 um à l&#39;épaule à 5 pm à la pointe. <img alt="Figure 5" fo:content-width="4.25in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig5.jpg" /> Figure 5. Injection des œufs d&#39;oursin nouvellement fécondés. Oeufs Dejellied ont ramé sur un plat de PS-enduit et fécondé. Œufs nouvellement fécondés ont été injectés, un par un tout en déplaçant la platine de microscope le long de la ligne de zygotes (de haut en bas). (A) bolus d&#39;injection est clairement visible à former à l&#39;intérieur de la nouvellement fécondéoeuf à la pointe de l&#39;aiguille. (B) l&#39;enveloppe de fertilisation transparent est formé sur la fécondation. (C) des spermatozoïdes apparaissent comme de petits points noirs dans le fond. La barre d&#39;échelle est de 50 um. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50841/50841fig5highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a> <img alt="Figure 6" fo:content-width="6.5in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig6.jpg" /> Figure 6. Zygotes microinjectés développés dans blastulas sans anomalies du développement ou morphologiques. Œufs nouvellement fécondés ont été injectés avec des marqueurs fluorescents qui leur permettent d&#39;être clairement distingués des embryons non-injecté (indiqués par des flèches). (AC) Les embryons imagée à un grossissement de 400X. (DF) Les embryons sont mis en image à un grossissement de 100X pour capturer la plupart des signaux de fluorescence émis pour une quantification fiable. Après 24 heures post fécondation, blastulas ont été recueillies et traitées avec de l&#39;eau de mer pour 2x 2 min pour immobiliser les embryons de natation 3, suivie par 1x mer lavage à l&#39;eau. Les images ont été acquises avec Zeiss Observateur Z1 microscope et AxioCam caméra monochrome. (A, D) images DIC du blastulas. (B, E) des images de superposition des embryons injectés avec transcrit in vitro mCherry en fluorescence et DIC canaux. (C, F) images de superposition des embryons injectés avec transcrit in vitro GFP en fluorescence et DIC canaux. La barre d&#39;échelle est de 50 um. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/50841/50841fig6highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a>

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High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

La micro-injection est une technique couramment utilisée pour fournir des constructions d&#39;ADN, ARNm, des oligonucléotides morpholino antisens ou d&#39;autres traitements dans les œufs, les embryons et les cellules de diverses espèces.

À haut débit microinjections oursins zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

high-throughput-microinjections-of-sea-urchin-zygotes

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

14.5K vues.  University of Delaware.  La micro-injection est une technique couramment utilisée pour fournir des constructions d'ADN, ARNm, des oligonucléotides morpholino antisens ou d'autres traitements dans les œufs, les embryons et les cellules de diverses espèces. 

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High-throughput Yeast Plasmid Overexpression Screen

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, including those with direct relevance to human disease. Because of its short generation time and well-characterized genome, a major experimental advantage of the yeast model system is the ability to perform genetic screens to identify genes and pathways that are involved in a given process. Over the last thirty years such genetic screens have been used to elucidate the cell cycle, secretory pathway, and many more highly conserved aspects of eukaryotic cell biology 1-5. In the last few years, several genomewide libraries of yeast strains and plasmids have been generated 6-10. These collections now allow for the systematic interrogation of gene function using gain- and loss-of-function approaches 11-16. Here we provide a detailed protocol for the use of a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot to perform a plasmid overexpression screen, using an arrayed library of 5,500 yeast plasmids. We have been using these screens to identify genetic modifiers of toxicity associated with the accumulation of aggregation-prone human neurodegenerative disease proteins. The methods presented here are readily adaptable to the study of other cellular phenotypes of interest.

Here we describe a plasmid overexpression screen in Saccharomyces cerevisiae, using an arrayed plasmid library and a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot.

Haut débit écran surexpression plasmide de levure

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, ...

Recherche

Biologie

High-throughput Saccharification Assay for Lignocellulosic Materials

Polysaccharides that make up plant lignocellulosic biomass can be broken down to produce a range of sugars that subsequently can be 
used in establishing a biorefinery. These raw materials would constitute a new industrial platform, which is both sustainable and carbon neutral, to replace 
the current dependency on fossil fuel. The recalcitrance to deconstruction observed in lignocellulosic materials is produced by several intrinsic properties 
of plant cell walls. Crystalline cellulose is embedded in matrix polysaccharides such as xylans and arabinoxylans, and the whole structure is encased by the 
phenolic polymer lignin, that is also difficult to digest 1. In order to improve the digestibility of plant materials we need to discover the main bottlenecks 
for the saccharification of cell walls and also screen mutant and breeding populations to evaluate the variability in saccharification 2. These tasks require 
a high throughput approach and here we present an analytical platform that can perform saccharification analysis in a 96-well plate format. This platform has 
been developed to allow the screening of lignocellulose digestibility of large populations from varied plant species. We have scaled down the reaction volumes 
for gentle pretreatment, partial enzymatic hydrolysis and sugar determination, to allow large numbers to be assessed rapidly in an automated system.
This automated platform works with milligram amounts of biomass, performing ball milling under controlled conditions to reduce the plant 
materials to a standardised particle size in a reproducible manner. Once the samples are ground, the automated formatting robot dispenses specified and recorded 
amounts of material into the corresponding wells of 96 deep well plate (Figure 1). Normally, we dispense the same material into 4 wells to have 4 replicates for 
analysis. Once the plates are filled with the plant material in the desired layout, they are manually moved to a liquid handling station (Figure 2). In this 
station the samples are subjected to a mild pretreatment with either dilute acid or alkaline and incubated at temperatures of up to 90&deg;C. The pretreatment solution 
is subsequently removed and the samples are rinsed with buffer to return them to a suitable pH for hydrolysis. The samples are then incubated with an enzyme
mixture for a variable length of time at 50&deg;C. An aliquot is taken from the hydrolyzate and the reducing sugars are automatically determined by the MBTH 
colorimetric method.

A simple, rapid method for determining the saccharification potential of large numbers of plant biomass samples is described. The automated platform for this analysis involves the preparation of the plant biomass for analysis in 96 well plates and the subsequent performance of pretreatment, hydrolysis and quantification of the sugars released.

Assay saccharification haut débit pour les matériaux lignocellulosiques

Polysaccharides that make up plant lignocellulosic biomass can be broken down to produce a range of sugars that subsequently can be 
used in establishing ...

High-throughput Purification of Affinity-tagged Recombinant Proteins

X-ray crystallography is the method of choice for obtaining a detailed view of the structure of proteins. Such studies need to be complemented by further biochemical analyses to obtain detailed insights into structure/function relationships. Advances in oligonucleotide- and gene synthesis technology make large-scale mutagenesis strategies increasingly feasible, including the substitution of target residues by all 19 other amino acids. Gain- or loss-of-function phenotypes then allow systematic conclusions to be drawn, such as the contribution of particular residues to catalytic activity, protein stability and/or protein-protein interaction specificity.
In order to attribute the different phenotypes to the nature of the mutation - rather than to fluctuating experimental conditions - it is vital to purify and analyse the proteins in a controlled and reproducible manner. High-throughput strategies and the automation of manual protocols on robotic liquid-handling platforms have created opportunities to perform such complex molecular biological procedures with little human intervention and minimal error rates1-5.
Here, we present a general method for the purification of His-tagged recombinant proteins in a high-throughput manner. In a recent study, we applied this method to a detailed structure-function investigation of TFIIB, a component of the basal transcription machinery. TFIIB is indispensable for promoter-directed transcription in vitro and is essential for the recruitment of RNA polymerase into a preinitiation complex6-8. TFIIB contains a flexible linker domain that penetrates the active site cleft of RNA polymerase9-11. This linker domain confers two biochemically quantifiable activities on TFIIB, namely (i) the stimulation of the catalytic activity during the 'abortive' stage of transcript initiation, and (ii) an additional contribution to the specific recruitment of RNA polymerase into the preinitiation complex4,5,12 . We exploited the high-throughput purification method to generate single, double and triple substitution and deletions mutations within the TFIIB linker and to subsequently analyse them in functional assays for their stimulation effect on the catalytic activity of RNA polymerase4. Altogether, we generated, purified and analysed 381 mutants - a task which would have been time-consuming and laborious to perform manually. We produced and assayed the proteins in multiplicates which allowed us to appreciate any experimental variations and gave us a clear idea of the reproducibility of our results.
This method serves as a generic protocol for the purification of His-tagged proteins and has been successfully used to purify other recombinant proteins. It is currently optimised for the purification of 24 proteins but can be adapted to purify up to 96 proteins.

We describe a method for the affinity-tagged purification of recombinant proteins using liquid-handling robotics. This method is generally applicable to the small-scale purification of soluble His-tagged proteins in a high-throughput format.

À haut débit Affinity Purification de protéines recombinantes-étiquette

X-ray crystallography is the method of choice for obtaining a detailed view of the structure of proteins. Such studies need to be complemented by further ...

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae zygotes result from the fusion of haploid cells of distinct mating type (MATa, MATalpha) and give rise to corresponding stable diploids that successively generate as many as 20 diploid progeny as a result of their strikingly asymmetric mitotic divisions 2. Zygote formation is orchestrated by a complex sequence of events: In this process, soluble mating factors bind to cognate receptors, triggering receptor-mediated signaling cascades that facilitate interruption of the cell cycle and culminate in cell-cell fusion. Zygotes may be considered a model for progenitor or stem cell function.
Although much has been learned about the formation of zygotes and although zygotes have been used to investigate cell-molecular questions of general significance, almost all studies have made use of mating mixtures in which zygotes are intermixed with a majority population of haploid cells 3-8. Many aspects of the biochemistry of zygote formation and the continuing life of the zygote therefore remain uninvestigated.
Reports of purification of yeast zygotes describe protocols based on their sedimentation properties 9; however, this sedimentation-based procedure did not yield nearly 90% purity in our hands. Moreover, it has the disadvantage that cells are exposed to hypertonic sorbitol. We therefore have developed a versatile purification procedure. For this purpose, pairs of haploid cells expressing red or green fluorescent proteins were co-incubated to allow zygote formation, harvested at various times, and the resulting zygotes were purified using a flow cytometry-based sorting protocol. This technique provides a convenient visual assessment of purity and maturation. The average purity of the fraction is approximately 90%. According to the timing of harvest, zygotes of varying degrees of maturity can be recovered. The purified samples provide a convenient point of departure for "-omic" studies, for recovery of initial progeny, and for systematic investigation of this progenitor cell.

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

To purify zygotes of S. cerevisiae, haploid cells of opposite mating type were engineered to express red or green fluorescent proteins, co-incubated to allow zygote formation, and fractionated using a flow cytometry-based protocol. The highly-enriched fraction enables subsequent "-omic" studies, recovery of initial progeny, and systematic investigation of zygote morphogenesis.

Cytométrie en flux à base de purification de<em&gt; S. cerevisiae</em&gt; Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae ...

Generation of High Quality Chromatin Immunoprecipitation DNA Template for High-throughput Sequencing (ChIP-seq)

ChIP-sequencing (ChIP-seq) methods directly offer whole-genome coverage, where combining chromatin immunoprecipitation (ChIP) and massively parallel sequencing can be utilized to identify the repertoire of mammalian DNA sequences bound by transcription factors in vivo. "Next-generation" genome sequencing technologies provide 1-2 orders of magnitude increase in the amount of sequence that can be cost-effectively generated over older technologies thus allowing for ChIP-seq methods to directly provide whole-genome coverage for effective profiling of mammalian protein-DNA interactions.
For successful ChIP-seq approaches, one must generate high quality ChIP DNA template to obtain the best sequencing outcomes. The description is based around experience with the protein product of the gene most strongly implicated in the pathogenesis of type 2 diabetes, namely the transcription factor transcription factor 7-like 2 (TCF7L2). This factor has also been implicated in various cancers.
Outlined is how to generate high quality ChIP DNA template derived from the colorectal carcinoma cell line, HCT116, in order to build a high-resolution map through sequencing to determine the genes bound by TCF7L2, giving further insight in to its key role in the pathogenesis of complex traits.

Generation of High Quality Chromatin Immunoprecipitation DNA Template for High-throughput Sequencing ChIP-seq

The combination of chromatin immunoprecipitation and ultra-high-throughput sequencing (ChIP-seq) can identify and map protein-DNA interactions in a given tissue or cell line. Outlined is how to generate a high quality ChIP template for subsequent sequencing, using experience with the transcription factor TCF7L2 as an example.

Génération de haute qualité Immunoprécipitation de la chromatine Patron de l&#39;ADN pour le séquençage à haut débit (ChIP-seq)

ChIP-sequencing (ChIP-seq) methods directly  offer whole-genome coverage, where combining chromatin immunoprecipitation  (ChIP) and massively parallel ...

High-throughput Titration of Luciferase-expressing Recombinant Viruses

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with viruses that do not form plaques. As an alternative to plaque assays, we have developed a high-throughput titration method that allows for the simultaneous titration of a high volume of samples in a single day. This approach involves infection of the samples with a Firefly luciferase tagged virus, transfer of the infected samples onto an appropriate permissive cell line, subsequent addition of luciferin, reading of plates in order to obtain luminescence readings, and finally the conversion from luminescence to viral titers. The assessment of cytotoxicity using a metabolic viability dye can be easily incorporated in the workflow in parallel and provide valuable information in the context of a drug screen. This technique provides a reliable, high-throughput method to determine viral titers as an alternative to a standard plaque assay.

This article presents a high-throughput luciferase expression-based method of titrating various RNA and DNA viruses using automated and manual liquid handlers.

Le titrage à haut débit de la luciférase-virus recombinants exprimant

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with ...

A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

Echinoderms have long been a favorite model system for studies of reproduction and development, and more recently for the study of gene regulation and evolution of developmental processes. The sea star, Patiria miniata, is gaining prevalence as a model system for these types of studies which were previously performed almost exclusively in the sea urchins, Strongylocentrotus purpuratus and Lytechinus variegatus. An advantage of these model systems is the ease of producing modified embryos in which a particular gene is up or downregulated, labeling a group of cells, or introducing a reporter gene. A single microinjection method is capable of creating a wide variety of such modified embryos. Here, we present a method for obtaining gametes from P. miniata, producing zygotes, and introducing perturbing reagents via microinjection. Healthy morphant embryos are subsequently isolated for quantitative and qualitative studies of gene function. The availability of genome and transcriptome data for this organism has increased the types of studies that are performed and the ease of executing them.

A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

Methods that produce morphant embryos are essential to study developmental mechanisms and gene regulatory networks. The sea star Patiria miniata is an emerging model system for these studies. Here we present a protocol for obtaining gametes, producing cultures of embryos, and rapid microinjection of zygotes from this species.

Une méthode pour micro-injection de<em&gt; Patiria minata</em&gt; zygotes

Echinoderms have long been a favorite model system for studies of reproduction and development, and more recently for the study of gene regulation and ...

Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and purification of RNA, DNA, and proteins. All of these applications demand the rapid recovery of significant numbers of zebrafish hearts to avoid gene regulatory, metabolic, and other changes that begin after death. Adult zebrafish hearts are also required for studying heart structure for a variety of mutants and for studying heart regeneration. However, the traditional zebrafish heart dissection is slow and difficult and requires specialized tools, making large-scale dissection of adult zebrafish hearts tedious. Traditional methods also harbor the risk of damaging the heart during the dissection. Here, we describe a method for dissection of adult zebrafish hearts that is fast, reproducible, and preserves heart architecture. Furthermore, this method does not require specialized tools, is painless for the zebrafish, can be performed on fresh or fixed specimens, and can be performed on zebrafish as young as one month old. The approach described expands the use of adult zebrafish for cardiovascular research.

Use of zebrafish for cardiovascular research is expanding towards research on adult hearts. For these applications, quick and simple isolation of cardiac tissues is key to avoid post-mortem changes and to obtain an adequate number of samples. Here, we describe a fast and reproducible method for dissecting adult zebrafish hearts.

Recouvrement des adultes coeurs de poisson zèbre à haut débit pour des applications

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and ...

High-throughput Screening for Chemical Modulators of Post-transcriptionally Regulated Genes

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays focus on transcriptional regulation, being essentially aimed at the identification of promoter-targeting molecules. As a result, post-transcriptional mechanisms are largely uncovered by gene expression targeted drug development. Here we describe a cell-based assay aimed at investigating the role of the 3&#39; untranslated region (3&#8217; UTR) in the modulation of the fate of its mRNA, and at identifying compounds able to modify it. The assay is based on the use of a luciferase reporter construct containing the 3&#8217; UTR of a gene of interest stably integrated into a disease-relevant cell line. The protocol is divided into two parts, with the initial focus on the primary screening aimed at the identification of molecules affecting luciferase activity after 24 hr of treatment. The second part of the protocol describes the counter-screening necessary to discriminate compounds modulating luciferase activity specifically through the 3&#8217; UTR. In addition to the detailed protocol and representative results, we provide important considerations about the assay development and the validation of the hit(s) on the endogenous target. The described cell-based reporter gene assay will allow scientists to identify molecules modulating protein levels via post-transcriptional mechanisms dependent on a 3&#8217; UTR.

Here we describe a cell-based reporter gene assay as a valuable tool to screen chemical libraries for compounds modulating post-transcriptional control mechanisms exerted through 3&#8217; UTR.

Haut-débit criblage de modulateurs chimique des gènes post-transcriptionnelle réglementées

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays ...

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of energy homeostasis and obesity. The small size of zebrafish allows for assays on embryos to be conducted in a 96- or 384-well plate format, Morpholino and CRISPR based technologies promote ease of genetic manipulation, and drug treatment by bath application is viable. Moreover, zebrafish are ideal for forward genetic screens allowing for novel gene discovery. Given the relative novelty of zebrafish as a model for obesity, it is necessary to develop tools that fully exploit these benefits. Herein, we describe a method to measure energy expenditure in thousands of embryonic zebrafish simultaneously. We have developed a whole animal microplate platform in which we use 96-well plates to isolate individual fish and we assess cumulative NADH2 production using the commercially available cell culture viability reagent alamarBlue. In poikilotherms the relationship between NADH2 production and energy expenditure is tightly linked. This energy expenditure assay creates the potential to rapidly screen pharmacological or genetic manipulations that directly alter energy expenditure or alter the response to an applied drug (e.g. insulin sensitizers).

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism for the study of energy homeostasis. By utilizing a NADH2 sensitive redox indicator, alamar Blue, we have developed an assay that measures the metabolic rate of zebrafish larvae in a 96 well plate format and can be applied to drug or gene discovery.

High Throughput<em&gt; Danio rerio</em&gt; Dépense énergétique Assay

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of ...