La recherche pourrait ne pas avoir été réalisé sans le dévouement et les efforts de nombreuses personnes à l&#39;Agriculture et Agroalimentaire Canada Centre de recherches de Lethbridge, Alberta, Canada. À cet égard, nous remercions: Tara Shelton pour le pré-et post-opératoires soin des animaux, la préparation chirurgicale, et d&#39;anesthésiologie, de l&#39;analyse d&#39;échantillons, et aide à l&#39;imagerie vidéo; Randy Wilde et Estela Costa pour les soins pré-et post-opératoires; Jenny Gusse pour l&#39;analyse de l&#39;échantillon; Byron Lee pour l&#39;image de trocart, et Brian Egland d&#39;élevage ovin. Nous remercions également Brent Selinger (Département des sciences biologiques, Université de Lethbridge) pour fournir des équipements vidéo et de conseils, ainsi que l&#39;assistance d&#39;autres (à savoir la production exécutive), et le curriculum Re-Centre de Développement, Université de Lethbridge pour l&#39;expertise vidéographie. Cette étude a été financée en partie par des subventions du Réseau des aliments et des matériaux (GDI), le Fonds Canada-Alberta Beef Industry Development (GDI) et Agriculture et Agroalimentaire Canada (GDI et JPK).

Procédure expérimentale: <ol><li> Tous les instruments sont autoclavés; non-autoclavables matériaux sont stérilisés dans une solution de stérilisation à froid Germex pour un minimum de 10 min. </li><li> Les moutons sont prémédication avec de l&#39;acépromazine (0,05 mg / kg), le glycopyrrolate (0,005 mg / kg), et le tartrate de butorphanol (0,2 mg / kg) IM, et à gauche pendant 15-20 min. </li><li> Le cou est rasée et la peau nettoyée chirurgicalement. Une fois la veine jugulaire est visualisée, 0,1 ml de lidocaïne est injectée SC dessus de la veine, le cathéter est introduit dans la veine et fixé à la peau à l&#39;aide de ciment tag identification du bétail et 2 bandes hôpital ». Pendant la chirurgie, les animaux sont donnés 10 ml / kg / h de Plasmalyte 148 (par gravité). </li><li> Le diazépam (0,2 mg / kg) est administrée IV, et l&#39;anesthésie est induite avec du thiopental sodique (10 mg / kg). La lidocaïne jet endotrachéale est appliqué à des cordes vocales, le mouton est intubé et maintenu sur l&#39;isoflurane (1,5-2,5% dans 100% 2 O à un taux de 4 L / min) pour la durée de la chirurgie. </li><li> L&#39;animal est placé en décubitus dorsal sur un tapis chauffant pour aider à maintenir la température du corps pendant la chirurgie. Une sonde gastrique est inséré dans le rumen pour empêcher tympanisme excessif. </li><li> L&#39;abdomen ventral est rasée et la peau est préparée pour la chirurgie avec trois Prepodyne gommages chirurgicale. L&#39;abdomen est alors drapé, assurant que l&#39;exposition appropriée du site opératoire (ombilic à l&#39;abdomen caudale) est maintenue. </li><li> Une incision médiane de 15-20 cm est faite en utilisant une electroscapel, caudalement de l&#39;ombilic, et le pli iléo-colique est situé dans le quadrant inférieur droit de l&#39;abdomen. La caudale iléon et le caecum sont ensuite extériorisé. Tout au long de la procédure, la manipulation de l&#39;intestin est réduit et les soins sont prises pour assurer l&#39;intestin extériorisé est maintenu humide tiède (37-39 ° C) phosphate stérile saline tamponnée (PBS, pH 7,2). </li><li> Un segment de 85 cm d&#39;iléon (ie le «segment intestinal») est mesurée, puis serré avec une pince Doyen (pinces intestinale) et de grandes pinces de Kelly à chaque extrémité du segment. Dans le segment intestinal, «boucles» et «espaces intermédiaires» entre les boucles seront établis. Doyen pince sont placés sur le côté de l&#39;iléon d&#39;être rejoint (anastomose), et la pince de Kelly sont placées sur le côté segment intestinal de l&#39;iléon. </li><li> L&#39;iléon est coupé entre chaque Doyen et Kelly pince et le segment intestinal désigné pour les boucles est doucement rincé deux fois avec 60 ml d&#39;eau tiède du PBS pour éliminer ingesta. </li><li> Un cocktail de antibiotiques à large spectre (200 mg et 250 mg enrofloxacine métronidazole dans PBS tiède, 60 ml de volume total) est distribué dans tout le segment intestinal et laissé pendant 30 min. </li><li> Les extrémités proximales et distales coupées de l&#39;iléon (excluant le segment intestinal) sont réunis pour former un tube continu et fonctionnels intestinaux. Tout d&#39;abord, l&#39;iléon est aligné par deux sutures séjour, placé à la frontière mésentériques et antimésentérique de l&#39;intestin, respectivement. Ensuite, un modèle de suture continue simple (2-0 Vicryl) est terminée des deux côtés de l&#39;intestin pour rejoindre l&#39;intestin ensemble. </li><li> PBS chaud (3-5 ml) est injectée sur le site de l&#39;anastomose pour vérifier les fuites et l&#39;échec de suture. Ensuite, la pointe de Kelly pince est pressé contre la surface séreuse de l&#39;intestin, à proximité du site du site de l&#39;anastomose, et vers l&#39;intérieur de pointe sur le site de l&#39;anastomose pour assurer le lumen intestinal est large et les brevets. </li><li> Le cocktail d&#39;antibiotiques est retiré du segment intestinal. Chaque extrémité du segment est fermée avec un motif de suture continue simple (suture résorbables; Vicryl 2-0) suivie d&#39;un modèle de suture Vicryl 2-0 inversant l&#39;aide. </li><li> Les 85 cm de long segment intestinal est partitionné en trois «boucles» de 15 cm, deux de 15 cm de long «interstices» entre les boucles, et deux de 5 cm de long à bout émoussé compartiments aux extrémités du segment de l&#39;intestin (figure 1) . Les boucles sont créées en plaçant une ligature autour de l&#39;intestin en utilisant 2-0 soie. Il est à noter que les principaux vaisseaux mésentériques ne sont pas ligaturé pendant cette procédure, car elles sont nécessaires pour fournir de l&#39;intestin avec du sang, le maintien de la viabilité intestinale. En outre, les ligatures sont laissés longtemps, car ils seront utilisés pour sécuriser les cathéters. </li><li> Cathéters (tubes de silastic par exemple) sont identifiés individuellement à l&#39;aide d&#39;un marqueur permanent. Une boule de silicium (5 mm de diamètre) encerclant le cathéter, est placée à 4-5 cm de l&#39;extrémité du cathéter pour aider à prévenir le cathéter de glisser hors de l&#39;intestin (figure 1). Après la stérilisation par autoclave, un onguent antibiotique non (Orbeseal) est aseptiquement insérée dans l&#39;extrémité du cathéter (3-5 mm), ce qui garantit que le cathéter reste brevet (c&#39;est à dire qu&#39;il ne devienne pas bouché par la muqueuse desquamées dans la boucle). </li><li> Une petite incision est placée à l&#39;aspect du crâne de chacun des trois boucles. Chaque trou est agrandi avec un introducteur de cathéter (&quot;dilatateur navire par exemple), et un segment de 6-8 cm de cathéter est inséré dans caudalementla boucle, jusqu&#39;à ce que la balle passe Silcone dans la lumière (figure 1). </li><li> La paroi intestinale est fixé autour de la sonde avec une suture chaîne de bourse (2-0 Vicryl). Le cathéter est en outre assuré à l&#39;intestin en attachant le cathéter avec la ligature de soie délimitées à la fin de la boucle crânienne. </li><li> Ampicilline (5 ml, 100 mg / ml dans PBS chaude) est injecté dans chaque boucle et interstice, et l&#39;intestin est replacé dans la cavité abdominale. Céfazoline (8 ml, 100 mg / ml dans PBS chaude) est injecté dans la cavité péritonéale par l&#39;incision abdominale. </li><li> Une petite incision est faite seule à travers la paroi abdominale à proximité de l&#39;incision médiane, et les cathéters sont extériorisés à travers ce site. </li><li> La position et la tension des cathéters est ajusté dans la cavité péritonéale. Les muscles abdominaux sont fermés avec un motif de suture interrompue simple (suture résorbables; Catgut # 3), et la peau est fermée avec un motif interrompu matelas horizontal (non résorbable; Supramid # 1). </li><li> Un tube creux courbes en acier inoxydable (7 mm de diamètre, 10 mm de diamètre extérieur, 65 cm de longueur) est inséré sous la peau près de l&#39;incision abdominale, tunnel sous la peau pour un site sortir juste caudale à la nuque et entre les épaules. Les cathéters sont insérés dans le tube et poussé vers l&#39;avant pour au moins 50% de la longueur du tube. Le tube avec les cathéters sont ensuite extraites de la peau au site de sortie, ce qui expose les cathéters. </li><li> La tension des cathéters est ajustée sur le site incision, et la peau est fermée avec Supramid # 1. </li><li> Cathéters individuels sont identifiés et placés dans un bandage &quot;poche&quot; qui est suturé à la peau avec Supramid # 1. La pochette protège les cathéters de dommages ultérieurs. </li><li> En postopératoire, les moutons sont injectés IM avec flunixine (Sid), à une dose initiale de 2,2 mg / kg, suivie d&#39;une dose d&#39;entretien de 1,1 mg / kg SID pour 3 jours. Les moutons sont également injecté IM avec Hemostam (3 ml) et l&#39;enrofloxacine (2,5 mg / kg) sid pour 3 et 5 jours, respectivement. Les animaux sont maintenus sur la voie intraveineuse Plasmalyte 148 avec une solution de dextrose à 5%, administrée en continu avec une pompe péristaltique pour s&#39;assurer que le flux (145 ml / h) se poursuit indépendamment de la position du corps. Ils sont autorisés à boire ad libitum, mais se nourrissent est interdit jusqu&#39;à ce normal du rumen et les fonctions intestinales sont restaurés. L&#39;apport alimentaire, la consommation d&#39;eau, la température du corps, le passage des selles et des urines, des bruits intestin, douleurs abdominales, le comportement, et les concentrations de glucose dans le sang sont étroitement surveillés (bid), lorsque nécessaire, les concentrations de glucose dans les fluides par voie intraveineuse sont ajustés afin de maintenir les concentrations de glucose dans le sang dans la plage normale. Chimie sanguine et d&#39;hématologie (albumine, la phosphatase alcaline, d&#39;alanine aminotransférase, l&#39;amylase, calcium, cholestérol, créatinine, glucose, phosphate inorganique, la bilirubine totale, protéines totales, l&#39;urée, la globuline, sodium, potassium, chlorure, pression partielle d&#39;oxygène, le pH, partielle dioxyde de carbone sous pression, le bicarbonate et le dioxyde de carbone total, rouge et globules blancs, de l&#39;hématocrite, hémoglobine, numération de globules blancs et plaquettes) sont contrôlés avant et immédiatement après la chirurgie, et chaque jour d&#39;autres par la suite. Une fois la fonction intestinale normale commence, traitement intraveineux est terminée et les animaux sont transférés au paddock (ie 5-7 jours post-chirurgie). Les animaux sont maintenus dans des enclos individuels (en vue d&#39;autres animaux), réduisant ainsi le stress et le risque de subir des dommages à leurs pochettes cathéter (ex-gum par une penmate). </li><li> Pour injecter des traitements dans les boucles individuelles, 5 ml de traitement est injecté dans le cathéter en utilisant une seringue stérile munie d&#39;un calibre 18, à extrémité franche aiguille. Pour assurer le dépôt de tous les traitements dans la boucle, le cathéter est ensuite injecté avec 3 ml de PBS. </li></ol> Les points critiques: Procédures d&#39;une importance cruciale pour le succès de cette intervention chirurgicale sont: (1) de vérifier que l&#39;intestin n&#39;est pas tordu sur lui-même avant d&#39;établir l&#39;anastomose; (2) assurer l&#39;intégrité et la perméabilité de l&#39;anastomose; (3) de manière adéquate la sécurisation du cathéter à le mur boucle avec la ligature délimitant l&#39;extrémité antérieure de la boucle, mais veillant à ce que l&#39;attachement ne modifie pas la perméabilité du cathéter; (4) en minimisant la manutention intestinale et de s&#39;assurer que l&#39;intestin extériorisé est maintenu humide; (5) assurant le cathéter appropriée tension; (6) en garantissant l&#39;intégrité du cathéter n&#39;est pas affectée au cours des muscles et suture de la peau (7); prévenir gaver par les moutons post-opératoire (c&#39;est à dire pendant la période de l&#39;iléus postopératoire) qui peut causer une impaction du rumen et la dépréciation des la fonction du rumen, et (8) assurant que les animaux reçoivent suffisamment de traitement intraveineux pour les 3-5 premiers jours post-opératoires, que les concentrations de glucose dans le sang sont soigneusement surveillés, et les concentrations de glucose dans les fluides par voie intraveineuse sont adjusTed si nécessaire pour prévenir l&#39;hypoglycémie. <img src="/files/ftp_upload/1301/1301fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Une représentation schématique d&#39;un cathéter boucles iléale. Notez les trois de 15 cm de long cathéter «boucles», les 15 deux centimètres de long non cathétérisés «interstices» établi entre les boucles et les 5 deux segments terminaux cm de long, tous établis au sein d&#39;un 85 cm de long &quot;segment de l&#39;intestin »d&#39;un iléon moutons.

<ol>
	<li>Vidal, J. E., McClane, B. A., Saputo, J., Parker, J., Uzal, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Clostridium+perfringens+beta-toxin+on+the+rabbit+small+intestine+and+colon.">Effects of Clostridium perfringens beta-toxin on the rabbit small intestine and colon.</a> Infect. Immun. 76, 4396-4404 (2008).</li><li>Santos, R. L., Zhang, S., Tsolis, R. M., Baumler, A. J., Adams, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphologic+and+molecular+characterization+of+Salmonella+typhimurium+infection+in+neonatal+calves.">Morphologic and molecular characterization of Salmonella typhimurium infection in neonatal calves.</a> Vet. Pathol. 39, 200-215 (2002).</li><li>Uzzau, S., Leori, G. S., Petruzzi, V., Watson, P. R., Schianchi, G., Bacciu, D., Mazzarello, V., Wallis, T. S., Rubino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Salmonella+enterica+serovar-host+specificity+does+not+correlate+with+the+magnitude+of+intestinal+invasion+in+sheep.">Salmonella enterica serovar-host specificity does not correlate with the magnitude of intestinal invasion in sheep.</a> Infect. Immun. 69, 3092-3099 (2001).</li><li>Gerdts, V., Uwiera, R. R. E., Mutwiri, G. K., Wilson, D. J., Bowersock, T., Kindane, A., Babiuk, L. A., Griebel, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+intestinal+'loops'+provide+an+in+vivo+model+to+analyse+multiple+mucosal+immune+responses.">Multiple intestinal 'loops' provide an in vivo model to analyse multiple mucosal immune responses.</a> J. Immunol. Methods. 256, 19-33 (2001).</li><li>Greibel, P. J., Davis, W. C., Reynolds, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+analysis+of+the+growth+and+differentiation+of+b+cells+isolated+from+follicles+from+ileal+Peyer's+patch+of+sheep.">An analysis of the growth and differentiation of b cells isolated from follicles from ileal Peyer's patch of sheep.</a> Immunology. 75, 601-607 (1992).</li><li>Motyka, G., Greibel, P. J., Reynolds, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agents+that+activate+protein+kinase+C+resue+sheep+ileal+Peyer's+patch+B+cells+from+apoptosis.">Agents that activate protein kinase C resue sheep ileal Peyer's patch B cells from apoptosis.</a> Eur. J. Immunol. 23, 1314-1321 (1993).</li></ol>

Toutes les procédures sur les animaux expérimentaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de protection des animaux (Protocole utilisation des animaux # 0609) et a suivi les directives énoncées par le Conseil canadien de protection des animaux. Nous n&#39;avons rien à révéler.

Dans cette procédure, nous avons réussi à établir des cathéters dans les anses intestinales établi dans l&#39;iléon des ovins. En adhérant à sévères soins post-opératoires, les animaux rapidement récupéré de la procédure et a repris une activité normale 5-7 jours après la chirurgie. Nous avons déterminé que l&#39;établissement de cathéters dans les boucles n&#39;affecte pas la fonction intestinale muqueuse ou immunitaire (données non présentées) et les animaux peuvent vivre pendant au moins 8 semaines après la chirurgie. Cette procédure nous permet d&#39;introduire des traitements multiples en compartiments distincts immunologiques sur un intervalle étendu, une fois les animaux ont récupéré de la chirurgie, et de mesurer empiriquement les effets physiologiques et immunologiques de ces traitements. Une considération importante pour de futures expériences est l&#39;emplacement du segment intestinal dans l&#39;intestin grêle. Dans cette procédure, nous chirurgicalement créé le segment intestinal dans le &#39;iléon immunologiquement fonctionnels »aussi souvent définie par l&#39;iléon (continue) des plaques de Peyer (5,6). Cette zone peut s&#39;étendre crânialement jusqu&#39;à 2 m au-delà iléocaecale fois. Bien que cette région est considérée comme anatomiquement le jéjunum, dans le contexte de la fonction immunologique, il est l&#39;iléon, en soulignant l&#39;importance de considérer la fonction lors de la description des régions intestinales.

<table border="1"><tr><td> Catégorie / Numéro d&#39;article </td><td> Société </td><td> Catalogue </td></tr><tr><td colspan="3"> Fournitures Chirurgien </td></tr><tr><td> Les gants chirurgicaux </td><td> WDDC une </td><td> 103091 </td></tr><tr><td> Masque chirurgical </td><td> WDDC </td><td> MAX53013 </td></tr><tr><td> Blouse chirurgicale </td><td> CDMV b </td><td> 3365 </td></tr><tr><td> Tablier OB </td><td> WDDC </td><td> 900062 </td></tr><tr><td> Bouchon chirurgical </td><td> WDDC </td><td> 903271 </td></tr><tr><td> Brosse EZ </td><td> WDDC </td><td> BDC377479 </td></tr><tr><td colspan="3"> L&#39;anesthésie et les médicaments </td></tr><tr><td> Appareil d&#39;anesthésie </td><td> Boyle </td><td> </td></tr><tr><td> Sodasorb </td><td> WDDC </td><td> 108638 </td></tr><tr><td> Laryngoscope </td><td> WDDC </td><td> </td></tr><tr><td> Lame de laryngoscope (Miller lame # 4) </td><td> WDDC </td><td> 902667 </td></tr><tr><td> Tube endotrachéal (7,0 - 8,5 mm) </td><td> WDDC </td><td> </td></tr><tr><td> La lidocaïne jet endotrachéale </td><td> WDDC </td><td> 103364 </td></tr><tr><td> Acépromazine </td><td> WDDC </td><td> AUS01020 </td></tr><tr><td> Glycopyrrolate </td><td> WDDC </td><td> SAB2880 </td></tr><tr><td> Le tartrate de butorphanol </td><td> WDDC </td><td> AYE304541 </td></tr><tr><td> Diazépam </td><td> WDDC </td><td> sab790 </td></tr><tr><td> Thiopental sodique </td><td> WDDC </td><td> 103508 </td></tr><tr><td> Chlorhydrate d&#39;épinéphrine </td><td> WDDC </td><td> 103856 </td></tr><tr><td> Doxapram </td><td> Strathcona pharmacie </td><td> </td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane </td><td> WDDC </td><td> 100339 </td></tr><tr><td> Hemostam </td><td> WDDC </td><td> 103857 </td></tr><tr><td> Flunixine </td><td> WDDC </td><td> sch140100 </td></tr><tr><td> Enrofloxacine </td><td> WDDC </td><td> hll0049 </td></tr><tr><td> Le métronidazole </td><td> WDDC </td><td> 101653 </td></tr><tr><td> Ampicilline </td><td> WDDC </td><td> NOV67185-6 </td></tr><tr><td> Céfazoline </td><td> WDDC </td><td> nov69397 </td></tr><tr><td colspan="3"> Matériel chirurgical et des fournitures </td></tr><tr><td> Electroscapel </td><td> Macan </td><td> MV8 </td></tr><tr><td> Tapis chauffant </td><td> Kane </td><td> PHMD-48 </td></tr><tr><td> Tube dans l&#39;estomac (tube Nalgene 5 / 16 &quot;ID) </td><td> Fisher Scientific </td><td> </td></tr><tr><td> Pilote d&#39;aiguille </td><td> WDDC </td><td> 108338 </td></tr><tr><td> Addison brune forcep </td><td> WDDC </td><td> 911075 </td></tr><tr><td> Dent de rat forcep </td><td> CDMV </td><td> 5275 </td></tr><tr><td> Kelly forcep </td><td> WDDC </td><td> 901133 </td></tr><tr><td> Hémostatique Mosquito </td><td> WDDC </td><td> 108471 </td></tr><tr><td> Carmalt forcep </td><td> WDDC </td><td> 901225 </td></tr><tr><td> Manche de bistouri </td><td> WDDC </td><td> 900285 </td></tr><tr><td> Lame de bistouri n ° 22 </td><td> WDDC </td><td> 900511 </td></tr><tr><td> Ciseaux Metzenbaum </td><td> WDDC </td><td> 901166 </td></tr><tr><td> Sharp-forte ciseaux </td><td> WDDC </td><td> 108264 </td></tr><tr><td> Pince serviette </td><td> WDDC </td><td> 901213 </td></tr><tr><td> Allis tissus forcep </td><td> WDDC </td><td> 901201 </td></tr><tr><td> Doyen forcep </td><td> WDDC </td><td> 904226 </td></tr><tr><td> Cuve en acier inoxydable </td><td> WDDC </td><td> 903601 </td></tr><tr><td> Acier inoxydable trocart (courbe) </td><td> Des fournisseurs locaux </td><td> </td></tr><tr><td> Introducteur de cathéter </td><td> WDDC </td><td> 11440 </td></tr><tr><td> Serviette chirurgicale </td><td> CDMV </td><td> 7972 </td></tr><tr><td> Drapé jetables </td><td> WDDC </td><td> 900035 </td></tr><tr><td> Drapé Steri </td><td> CDMV </td><td> 2323 </td></tr><tr><td> Drapé (40 x 40 cm) </td><td> CDMV </td><td> 8358 </td></tr><tr><td> Champ opératoire (7 &quot;x 11&quot; d&#39;ouverture) </td><td> CDMV </td><td> 2694 </td></tr><tr><td> Vicryl (2-0) </td><td> WDDC </td><td> JJMJ333H </td></tr><tr><td> Soie 2-0 </td><td> WDDC </td><td> 105248 </td></tr><tr><td> Catgut # 3 </td><td> WDDC </td><td> CSL547-2070 </td></tr><tr><td> Supramid # 1 </td><td> WDDC </td><td> CSL547-3040 </td></tr><tr><td> Aiguilles (coupe et non coupante) </td><td> WDDC </td><td> </td></tr><tr><td colspan="3"> Cathéter </td></tr><tr><td> Tube en Silastic (0,040 &quot;ID, 0.085&quot; OD) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 11 à 189-15D </td></tr><tr><td> Une pommade Orbeseal </td><td> WDDC </td><td> 106344 </td></tr><tr><td> Silicone transparent (732 multi-usages mastic) </td><td> Des fournisseurs locaux </td><td> </td></tr><tr><td> L&#39;aiguille extrémité émoussée </td><td> WDDC </td><td> 905035 </td></tr><tr><td> Marker (permanente industriels) </td><td> Des fournisseurs locaux </td><td> </td></tr><tr><td> Pochette cathéter (construit de Elastoplast 7,5 cm) </td><td> WDDC </td><td> 104094 </td></tr><tr><td colspan="3"> Pansements </td></tr><tr><td> Bande de l&#39;hôpital (2 &quot;) </td><td> WDDC </td><td> 103842 </td></tr><tr><td> Bande de l&#39;hôpital (1 &quot;) </td><td> WDDC </td><td> VLMRENF20 </td></tr><tr><td> Gaze 4x4 éponge </td><td> WDDC </td><td> 107551 </td></tr><tr><td> Gauze s&#39;accrochent </td><td> WDDC </td><td> 107633 </td></tr><tr><td> Elastoplast 7.5cm </td><td> WDDC </td><td> 104094 </td></tr><tr><td> Elastoplast pansement rippable </td><td> WDDC </td><td> 104093 </td></tr><tr><td colspan="3"> Needles et seringues </td></tr><tr><td> Seringue (60 ml) </td><td> WDDC </td><td> 104004 </td></tr><tr><td> Seringue (10 ml) </td><td> WDDC </td><td> bdc301604 </td></tr><tr><td> Aiguille 25G </td><td> WDDC </td><td> BDC305122 </td></tr><tr><td> Aiguille 20G </td><td> WDDC </td><td> BDC305175 </td></tr><tr><td> Aiguille 18G </td><td> WDDC </td><td> 903353 </td></tr><tr><td colspan="3"> Par voie intraveineuse </td></tr><tr><td> Intracath IV cathéter (16G 8 &quot;) </td><td> WDDC </td><td> bdc3831621 </td></tr><tr><td> L&#39;administration IV jeu (10 drop) </td><td> WDDC </td><td> 101797 </td></tr><tr><td> 0,9% de NaCl </td><td> WDDC </td><td> BAXJB1322P </td></tr><tr><td> Solution Plasmalyte 148 </td><td> WDDC </td><td> BAXJB2534 </td></tr><tr><td> Dextrose </td><td> WDDC </td><td> MCT60190 </td></tr><tr><td> Pompe péristaltique </td><td> Cole Parmer </td><td> 7524-10 </td></tr><tr><td> Ciment étiquette d&#39;identification du bétail </td><td> Des fournisseurs locaux </td><td> </td></tr><tr><td colspan="3"> Sanatizers / désinfectants </td></tr><tr><td> Germex solution </td><td> WDDC </td><td> mtc60270 </td></tr><tr><td> L&#39;alcool isopropylique </td><td> WDDC </td><td> 104590 </td></tr><tr><td> Nettoyant Stanhexidine </td><td> WDDC </td><td> 109248 </td></tr><tr><td> Solution Prepodyne </td><td> WDDC </td><td> 105710 </td></tr><tr><td> Gommage Prepodyne </td><td> WDDC </td><td> 105711 </td></tr></table> un Western Drug Distribution Center LTD, Edmonton, AB. b Le vétérinaire Médicaments Distribution Center Inc, Saint-Hyacinthe, QE.

catheterization of intestinal loops in ruminants

L&#39;intestin est une structure complexe qui est impliquée non seulement dans l&#39;absorption des nutriments, mais aussi agit comme une barrière entre l&#39;individu et le monde extérieur. En tant que tel, l&#39;intestin joue un rôle pivot dans l&#39;immunosurveillance et la protection contre les agents pathogènes entériques. Enquêter intestinale physiologie et en immunologie emploie couramment «anses intestinales» comme modèle expérimental. La majorité de ces modèles de boucles sont non-recouvrement des interventions chirurgicales de cette étude à court terme (&lt;24 h) des modifications dans l&#39;intestin (1-3). Nous avons déjà créé un modèle de boucle de récupération intestinale pour mesurer spécifiquement à long terme (&lt;6 mois) des changements immunologiques dans l&#39;intestin de l&#39;exposition des moutons suivantes aux vaccins, les adjuvants, et les virus (4). Cette procédure traitements localisés à un particulier «boucle», ce qui nous permet de goûter à cette région de l&#39;intestin. Un inconvénient important de cette méthode est la seule fenêtre d&#39;opportunité pour administrer des traitements (c&#39;est à dire au moment de la chirurgie). Par ailleurs, des échantillons des deux la muqueuse intestinale et le contenu luminal ne peut être prise à la fin du projet. Autres limitations saillants du modèle ci-dessus sont que la manipulation chirurgicale et post-opératoires requises mesures (par exemple l&#39;administration d&#39;antibiotiques et des analgésiques) peuvent directement influer sur le traitement lui-même et / ou altérer la fonction immunitaire, les résultats ainsi confondants. Par conséquent, nous avons modifié notre modèle anse intestinale en insérant à long terme des cathéters dans les boucles. Les moutons se remettre pleinement de la procédure, et ne sont pas affectés par les cathéters extériorisés. Notamment, la mise en place de cathéters dans les boucles nous permet d&#39;introduire des traitements multiples sur un intervalle étendu, après récupération de la chirurgie et le dédouanement des médicaments administrés pendant l&#39;intervention et la période post-opératoire.

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Catheterization of Intestinal Loops in Ruminants

Nous décrivons une nouvelle méthode chirurgicale pour cathétérisme &#39;anses intestinales »au sein de l&#39;iléon des ovins. Une fois que les animaux ont récupéré de la chirurgie et ont dégagé des antibiotiques et des analgésiques, des traitements multiples peuvent être déposés directement dans les boucles via les cathéters.

Cathétérisme des anses intestinales chez les ruminants

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

13.6K vues.  University of Alberta. Nous décrivons une nouvelle méthode chirurgicale pour cathétérisme 'anses intestinales »au sein de l'iléon des ovins. Une fois que les animaux ont récupéré de la chirurgie et ont dégagé des antibiotiques et des analgésiques, des traitements multiples peuvent être déposés directement dans les boucles via les cathéters.

Vidéo: Catheterization of Intestinal Loops in Ruminants

Investigating Intestinal Inflammation in DSS-induced Model of IBD

Inflammatory bowel disease (IBD) encompasses a range of intestinal pathologies, the most common of which are ulcerative colitis (UC) and Crohn's Disease (CD). Both UC and CD, when present in the colon, generate a similar symptom profile which can include diarrhea, rectal bleeding, abdominal pain, and weight loss.1 Although the pathogenesis of IBD remains unknown, it is described as a multifactorial disease that involves both genetic and environmental components.2
There are numerous and variable animal models of colonic inflammation that resemble several features of IBD. Animal models of colitis range from those arising spontaneously in susceptible strains of certain species to those requiring administration of specific concentrations of colitis-inducing chemicals, such as dextran sulphate sodium (DSS). Chemical-induced models of gut inflammation are the most commonly used and best described models of IBD. Administration of DSS in drinking water produces acute or chronic colitis depending on the administration protocol.3 Animals given DSS exhibit weight loss and signs of loose stool or diarrhea, sometimes with evidence of rectal bleeding.4,5 Here, we describe the methods by which colitis development and the resulting inflammatory response can be characterized following administration of DSS. These methods include histological analysis of hematoxylin/eosin stained colon sections, measurement of pro-inflammatory cytokines, and determination of myeloperoxidase (MPO) activity, which can be used as a surrogate marker of inflammation.6
The extent of the inflammatory response in disease state can be assessed by the presence of clinical symptoms or by alteration in histology in mucosal tissue. Colonic histological damage is assessed by using a scoring system that considers loss of crypt architecture, inflammatory cell infiltration, muscle thickening, goblet cell depletion, and crypt abscess.7 Quantitatively, levels of pro-inflammatory cytokines with acute inflammatory properties, such as interleukin (IL)-1&beta;, IL-6 and tumour necrosis factor (TNF)-&alpha;,can be determined using conventional ELISA methods. In addition, MPO activity can be measured using a colorimetric assay and used as an index of inflammation.8
In experimental colitis, disease severity is often correlated with an increase in MPO activity and higher levels of pro-inflammatory cytokines. Colitis severity and inflammation-associated damage can be assessed by examining stool consistency and bleeding, in addition to assessing the histopathological state of the intestine using hematoxylin/eosin stained colonic tissue sections. Colonic tissue fragments can be used to determine MPO activity and cytokine production. Taken together, these measures can be used to evaluate the intestinal inflammatory response in animal models of experimental colitis.

Experimental models of inflammatory bowel disease have allowed us to examine the complex innate and adaptive immune responses associated with pathogenesis. Using histological scoring, quantification of pro-inflammatory cytokines and myeloperoxidase activity, one can begin to assess these responses seen in inflammatory bowel disease.

Enquêter inflammation intestinale induite par DSS modèle des MICI

Inflammatory bowel disease (IBD) encompasses a range of intestinal pathologies, the most common of which are ulcerative colitis (UC) and Crohn's Disease ...

Recherche

Biologie

A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding primary 3D epithelial structures in vitro. Both the architecture and physiological properties of these &#39;mini-guts&#39;, also called organoids, closely resemble their in vivo counterparts. This makes them an attractive model system for the small intestinal epithelium. Using retroviral transduction, functional genetics can now be performed by conditional gene overexpression or knockdown. This video demonstrates the procedure of organoid culture, the generation of retroviruses, and the retroviral transduction of organoids to assist phenotypic analysis of the small intestinal epithelium in vitro. This novel organotypic model system in combination with retroviral mediated gene expression provides a valuable tool for rapid analysis of gene function in vitro without the need of costly and time-consuming generation for transgenic animals.

This protocol explains primary Lgr5-positve organoid culture and the subsequent performance of retroviral transduction. This enables Cre-inducible overexpression or knockdown of the delivered transgene and allows functional studies to be carried out in the novel in vitro organotypic model system.

Un protocole de vidéo infections rétrovirales dans intestinale primaire Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding ...

Real Time Analysis of Metabolic Profile in Ex Vivo Mouse Intestinal Crypt Organoid Cultures

The small intestinal mucosa exhibits a repetitive architecture organized into two fundamental structures: villi, projecting into the intestinal lumen and composed of mature enterocytes, goblet cells and enteroendocrine cells; and crypts, residing proximal to the submucosa and the muscularis, harboring adult stem and progenitor cells and mature Paneth cells, as well as stromal and immune cells of the crypt microenvironment. Until the last few years, in vitro studies of small intestine was limited to cell lines derived from either benign or malignant tumors, and did not represent the physiology of normal intestinal epithelia and the influence of the microenvironment in which they reside. Here, we demonstrate a method adapted from Sato et al. (2009) for culturing primary mouse intestinal crypt organoids derived from C57BL/6 mice. In addition, we present the use of crypt organoid cultures to assay the crypt metabolic profile in real time by measurement of basal oxygen consumption, glycolytic rate, ATP production and respiratory capacity. Organoids maintain properties defined by their source and retain aspects of their metabolic adaptation reflected by oxygen consumption and extracellular acidification rates. Real time metabolic studies in this crypt organoid culture system are a powerful tool to study crypt organoid energy metabolism, and how it can be modulated by nutritional and pharmacological factors.

Real Time Analysis of Metabolic Profile in Ex Vivo Mouse Intestinal Crypt Organoid Cultures

Small intestinal crypt organoids cultured ex vivo provide a tissue culture system that recapitulates growth of crypts dependent on stem cells and their niche. We established a method to assay the metabolic profile in real time in primary mouse crypt organoids. We found organoids maintain physiological properties defined by their source.

Analyse en temps réel de profil métabolique dans<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Cultures souris intestinale Crypte organoïde

The small intestinal mucosa exhibits a repetitive architecture organized into two fundamental structures: villi, projecting into the intestinal lumen and ...

A Protocol for Lentiviral Transduction and Downstream Analysis of Intestinal Organoids

Intestinal crypt-villus structures termed organoids, can be kept in sustained culture three dimensionally when supplemented with the appropriate growth factors. Since organoids are highly similar to the original tissue in terms of homeostatic stem cell differentiation, cell polarity and presence of all terminally differentiated cell types known to the adult intestinal epithelium, they serve as an essential resource in experimental research on the epithelium. The possibility to express transgenes or interfering RNA using lentiviral or retroviral vectors in organoids has increased opportunities for functional analysis of the intestinal epithelium and intestinal stem cells, surpassing traditional mouse transgenics in speed and cost. In the current video protocol we show how to utilize transduction of small intestinal organoids with lentiviral vectors illustrated by use of doxycylin inducible transgenes, or IPTG inducible short hairpin RNA for overexpression or gene knockdown. Furthermore, considering organoid culture yields minute cell counts that may even be reduced by experimental treatment, we explain how to process organoids for downstream analysis aimed at quantitative RT-PCR, RNA-microarray and immunohistochemistry. Techniques that enable transgene expression and gene knock down in intestinal organoids contribute to the research potential that these intestinal epithelial structures hold, establishing organoid culture as a new standard in cell culture.

In this video protocol we give a step by step explanation of lentiviral transduction in organoids of primary intestinal epithelium and of processing and downstream analysis of these cultures by quantitative RT-PCR, RNA-microarray and immunohistochemistry.

Un protocole pour Lentiviral transduction et analyse aval de intestinale organoïdes

Intestinal crypt-villus structures termed organoids, can be kept in sustained culture three dimensionally when supplemented with the appropriate growth ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Mesure de boucles de volume de pression chez la souris

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

In Vitro and In Vivo Approaches to Determine Intestinal Epithelial Cell Permeability

The intestinal barrier defends against pathogenic microorganism and microbial toxin. Its function is regulated by tight junction permeability and epithelial cell integrity, and disruption of the intestinal barrier function contributes to progression of gastrointestinal and systemic disease. Two simple methods are described here to measure the permeability of intestinal epithelium. In vitro, Caco-2BBe cells are plated in tissue culture wells as a monolayer and transepithelial electrical resistance (TER) can be measured by an epithelial (volt/ohm) meter. This method is convincing because of its user-friendly operation and repeatability. In vivo, mice are gavaged with 4 kDa fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran, and the FITC-dextran concentrations are measured in collected serum samples from mice to determine the epithelial permeability. Oral gavage provides an accurate dose, and therefore is the preferred method to measure the intestinal permeability in vivo. Taken together, these two methods can measure the permeability of the intestinal epithelium in vitro and in vivo, and hence be used to study the connection between diseases and barrier function.

In Vitro and In Vivo Approaches to Determine Intestinal Epithelial Cell Permeability

Two methods are presented here to determine intestinal barrier function. An epithelial meter (volt/ohm) is used for measurements of transepithelial electrical resistance of cultured epithelia directly in tissue culture wells. In mice, the FITC-dextran gavage method is used to determine the intestinal permeability in vivo.

In Vitro et In Vivo des approches pour déterminer la perméabilité des cellules épithéliales intestinales

The intestinal barrier defends against pathogenic microorganism and microbial toxin. Its function is regulated by tight junction permeability and ...

A Mouse Model of Intestinal Partial Obstruction

Intestinal obstructions, that impede or block peristaltic movement, can be caused by abdominal adhesions and most gastrointestinal (GI) diseases including tumorous growths. However, the cellular remodeling mechanisms involved in, and caused by, intestinal obstructions are poorly understood. Several animal models of intestinal obstructions have been developed, but the mouse model is the most cost/time effective. The mouse model uses the surgical implantation of an intestinal partial obstruction (PO) that has a high mortality rate if it is not performed correctly. In addition, mice receiving PO surgery fail to develop hypertrophy if an appropriate blockade is not used or not properly placed. Here, we describe a detailed protocol for PO surgery which produces reliable and reproducible intestinal obstructions with a very low mortality rate. This protocol utilizes a surgically placed silicone ring that surrounds the ileum which partially blocks digestive movement in the small intestine. The partial blockage makes the intestine become dilated due to the halt of digestive movement. The dilation of the intestine induces smooth muscle hypertrophy on the oral side of the ring that progressively develops over 2 weeks until it causes death. The surgical PO mouse model offers an in vivo model of hypertrophic intestinal tissue useful for studying pathological changes of intestinal cells including smooth muscle cells (SMC), interstitial cells of Cajal (ICC), PDGFR&#945;+, and neuronal cells during the development of intestinal obstruction.

Intestinal obstructions are a partial or complete blockage of the intestine that can cause severe abdominal pain, nausea, vomiting, and preventing the passage of stool. This procedure for creating intestinal partial obsructions in mice is reliable in studying the mechanisms underlying pathological cell growth and death in the intestine.

Un modèle de souris d’une Obstruction intestinale partielle

Intestinal obstructions, that impede or block peristaltic movement, can be caused by abdominal adhesions and most gastrointestinal (GI) diseases including ...

Apoptosis Induction and Detection in a Primary Culture of Sea Cucumber Intestinal Cells

Primary cultured cells are used in a variety of scientific disciplines as exceptionally important tools for the functional evaluation of biological substances or characterization of specific biological activities. However, due to the lack of universally applicable cell culture media and protocols, well described cell culture methods for marine organisms are still limited. Meanwhile, the commonly occurring microbial contamination and polytropic properties of marine invertebrate cells further impede the establishment of an effective cell culture strategy for marine invertebrates. Here, we describe an easy-to-handle method for culturing intestinal cells from sea cucumber Apostichopus japonicus; additionally, we provide an example of in vitro apoptosis induction and detection in primary cultured intestinal cells. Moreover, this experiment provides details about the appropriate culture medium and cell collection method. The described protocol is compatible with a variety of widely available tissue samples from marine organisms including Echinodermata, Mollusca, and Crustacea, and it can provide sufficient cells for multiple in vitro experimental applications. This technique would enable researchers to efficiently manipulate primary cell cultures from marine invertebrates and to facilitate the functional evaluation of targeted biological materials on cells.

This protocol provides an easy-to-handle method to culture the intestinal cells from sea cucumber Apostichopus japonicus and is compatible with a variety of widely available tissue samples from marine organisms including Echinodermata, Mollusca, and Crustacea.

Induction et détection d'apoptosis dans une culture primaire des cellules intestinales de concombre de mer

Primary cultured cells are used in a variety of scientific disciplines as exceptionally important tools for the functional evaluation of biological ...

3D Culturing of Organoids from the Intestinal Villi Epithelium Undergoing Dedifferentiation

Clonogenicity of organoids from the intestinal epithelium is attributed to the presence of stem cells therein. The mouse small intestinal epithelium is compartmentalized into crypts and villi: the stem and proliferating cells are confined to the crypts, whereas the villi epithelium contains only differentiated cells. Hence, the normal intestinal crypts, but not the villi, can give rise to organoids in 3D cultures. The procedure described here is applicable only to villus epithelium undergoing dedifferentiation leading to stemness. The method described uses the Smad4-loss-of-function:&#946;-catenin gain-of-function (Smad4KO:&#946;-cateninGOF) conditional mutant mouse. The mutation causes the intestinal villi to dedifferentiate and generate stem cells in the villi. Intestinal villi undergoing dedifferentiation are scraped off the intestine using glass slides, placed in a 70 &#181;m strainer and washed several times to filter out any loose cells or crypts prior to plating in BME-R1 matrix to determine their organoid-forming potential. Two main criteria were used to ensure that the resulting organoids were developed from the dedifferentiating villus compartment and not from the crypts: 1) microscopically evaluating&#160;the isolated villi to ensure absence of any tethered crypts, both before and after plating in the 3D matrix, and 2) monitoring the time course of organoid development from the villi. Organoid initiation from the villi occurs only two to five days after plating and appears irregularly shaped, whereas the crypt-derived organoids from the same intestinal epithelium are apparent within sixteen hours of plating and appear spherical. The limitation of the method, however, is that the number of organoids formed, and the time required for organoid initiation from the villi vary depending on the degree of dedifferentiation. Hence, depending upon the specificity of the mutation or the insult causing the dedifferentiation, the optimal stage at which villi can be harvested to assay their organoid forming potential, must be determined empirically.

The procedure describes isolation of the villi from the mouse intestinal epithelium undergoing dedifferentiation to determine their organoid forming potential.

Culture 3D d’organoïdes de l’épithélium intestinal des villosités en cours de dédifférenciation

Clonogenicity of organoids from the intestinal epithelium is attributed to the presence of stem cells therein. The mouse small intestinal epithelium is ...

Generation of Murine Primary Colon Epithelial Monolayers from Intestinal Crypts

The intestinal epithelium is comprised of a single layer of cells that act as a barrier between the gut lumen and the interior of the body. Disruption in the continuity of this barrier can result in inflammatory disorders such as inflammatory bowel disease. One of the limitations in the study of intestinal epithelial biology has been the lack of primary cell culture models, which has obliged researchers to use model cell lines derived from carcinomas. The advent of three dimensional (3D) enteroids has given epithelial biologists a powerful tool to generate primary cell cultures, nevertheless, these structures are embedded in extracellular matrix and lack the maturity characteristic of differentiated intestinal epithelial cells. Several techniques to generate intestinal epithelial monolayers have been published, but most are derived from established 3D enteroids making the process laborious and expensive. Here we describe a protocol to generate primary epithelial colon monolayers directly from murine intestinal crypts. We also detail experimental approaches that can be used with this model such as the generation of confluent cultures on permeable filters, confluent monolayer for scratch wound healing studies and sparse and confluent monolayers for immunofluorescence analysis.

In this protocol, we describe how to generate murine primary epithelial colon monolayers directly from intestinal crypts. We provide experimental approaches to generate confluent monolayers on permeable filters, confluent monolayers for scratch wound healing and biochemical studies, and sparse and confluent monolayers for immunofluorescence analysis.

Génération de monocouches épithéliales primaires murines du côlon à partir de cryptes intestinales

The intestinal epithelium is comprised of a single layer of cells that act as a barrier between the gut lumen and the interior of the body. Disruption in ...