Nous présentons ici un protocole très accessible pour évaluer le mouvement cellulaire dans les cellules Trophoblastiques humaines à l’aide de trois essais in vitro : le test de gratter, le dosage d’invasion de transwell et le test de prolifération cellulaire.

Mouvement cellulaire est une propriété essentielle de trophoblastes durant le développement placentaire et début de grossesse. Les troubles de la grossesse tels que la restriction de croissance intra-utérine et de la prééclampsie, qui sont associés à l’invasion du trophoblaste inadéquate du système vasculaire maternelle attestent l’importance de la migration correcte de trophoblaste et invasion. Malheureusement, notre compréhension des mécanismes par lequel le placenta se développe de migrer trophoblaste est limitée. Analyse in vitro de la migration cellulaire via le dosage zéro est un outil utile pour identifier les facteurs qui régissent la capacité migratoire de trophoblaste. Toutefois, ce test seul ne définit pas les modifications cellulaires qui peuvent se traduire par la migration des cellules altérées. Ce protocole décrit trois différents essais in vitro utilisés collectivement pour évaluer le mouvement des cellules Trophoblastiques : le test de gratter, le dosage de l’invasion et le test de prolifération. Protocoles décrits ici peuvent également être modifiées pour utilisation dans les autres lignées de cellules afin de quantifier le mouvement cellulaire en réponse à des stimuli. Ces méthodes permettent d’identifier les facteurs individuels qui contribuent à la circulation de cellules et d’effectuer un examen approfondi des mécanismes éventuels changements apparents dans la migration cellulaire, les enquêteurs.

Développement placentaire est une étape cruciale dans la mise en place de la grossesse, un impact sur la santé maternelle et fœtale. Toutefois, les bases mécanistiques par lesquels ce processus se produit ne sont pas entièrement comprise. La migration cellulaire est un processus biologique important qui contribue à la mise en place et les fonctions du placenta pendant la grossesse. Après l’implantation du blastocyste, le trophectoderme se différencie en villositaire trophoblastes, qui recouvrent la surface des villosités choriales et sont impliqués dans l’échange de nutriments et de gaz, et de trophoblaste extravilleux (tte), qui migrent à partir des villosités et envahissent la caduque et le système vasculaire maternelle¹. Migration de la tte est essentielle pour remodelage des artères spirale maternelle et établissant la circulation utéro pour soutenir la croissance foetale². Invasion du trophoblaste insuffisants pendant la grossesse se traduit par un développement anormal placentaire et peut-être contribuer à des complications de la grossesse comme la pré-éclampsie, hypertension gravidique, restriction de croissance intra-utérine et prématurité^{3, 4}. Comprendre les facteurs qui affectent la motilité trophoblaste est donc essentiel de déterminer les voies nécessaires à placentation normale.

Migration de trophoblaste est contrôlée par un réseau complexe de molécules, y compris les facteurs de croissance, les cytokines, les hormones et de facteurs angiogéniques⁵de signalisation. En raison des limitations de l’étude du placenta in vivo, essais in vitro utilisant immortalisé les cellules Trophoblastiques humaines lignes ont été essentielles pour identifier les facteurs qui contribuent à la motilité de trophoblaste. Essais sur zéro et invasion ont été utilisés intensivement pour évaluer quantitativement le rôle des molécules individuelles sur trophoblaste cell migration^6,7,8. Cependant, bien qu’utiles en tandem pour étudier comment des changements dans la migration peuvent être causés par des changements dans envahissant de la cellule, ces deux tests ne tiennent pas compte des mécanismes supplémentaires qui peuvent contribuer à des taux altérés de la migration cellulaire. Par exemple, des réductions du taux de prolifération cellulaire peuvent entraîner moins de cellules disponibles à migrer.

Nous décrivons ici les méthodes in vitro quantitatives pour l’évaluation de migration de trophoblaste à l’aide de scratch, prolifération cellulaire et analyses d’invasion cellulaire. Dans l’essai de gratter, une plaie uniforme est créée dans une monocouche de cellules, et la migration des cellules pour combler le vide est mesurée par imagerie automatisée, time-lapse de la taille de la plaie et la densité des cellules au sein de la plaie. Le test de prolifération cellulaire est basé sur le calcul du ratio de cellules à chaque point dans le temps par rapport à une quantité connue de départ des cellules. Dans l’essai d’invasion cellulaire, les cellules sont ensemencées au sommet d’une chambre d’insertion culture cellulaire d’enduit de matrice extracellulaire (p. ex. Transwell), et le nombre de cellules qui envahissent par le biais de la matrice extracellulaire en réponse à la chimio-attractant est compté.

L’essai de scratch est un outil simple et efficace qui peut être utilisé pour déterminer comment les différentes conditions environnementales affectent la migration cellulaire. Les prolifération et invasion épreuves peuvent par la suite être utilisées pour déterminer la contribution de la prolifération cellulaire et son caractère invasif à l’évolution globale de la migration cellulaire. Collectivement, ces tests fournissent des mesures robustes des processus biologiques qui peuvent contribuer à la motilité cellulaire. Deux lignées de cellules immortalisées trophoblaste au premier trimestre ont été utilisées dans les essais décrits, la Swan.71 (Sw.71) et la HTR-8/SVneo^9,10. Toutefois, ces tests peuvent également être optimisés pour dans d’autres types de cellules pour identifier les principaux modulateurs de la migration cellulaire et l’invasion.

1. préparation de la cellule

1. Maintenir les cellules dans des flacons de T-75 dans les milieux de croissance standard à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité.
   Remarque : Les cellules utilisées dans ces expériences étaient l’immortalisé les cellules Trophoblastiques au premier trimestre des lignes Swan.71 (Sw.71) et DB-8/SVneo^9,10. Les cellules Sw.71 ont été gardés en DMEM/F-12 additionné de 10 % inactivés par la chaleur bovine sérum fœtal (SVF), pyruvate de sodium 1,0 mM, 10 mM HEPES, 0,10 mM MEM non essentiels des acides aminés, 100 unités/mL de pénicilline et 100 µg/mL de streptomycine. Les cellules de HTR-8/SVneo ont été maintenus en milieu RPMI-1640 additionnée de 5 % FBS inactivés par la chaleur.
2. Laissez les cellules se reproduire avant d’avoir atteint le confluent de 90 à 100 %. À l’aide d’une hotte à flux stérile de culture de tissus, aspirer les médias des cellules fiole et lavage avec 10 mL de stérile 1 x solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
3. Aspirer le PBS et ajouter 5 mL de 1 x (0,05 %) la trypsine-EDTA au ballon, en s’assurant que les cellules sont couvertes par la trypsine. Placer la fiole dans l’incubateur de laboratoire maintenue à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité jusqu'à ce que toutes les cellules ont détachées du bas du ballon (environ 5-10 min).
4. Ajouter 10 mL de milieux de culture pré chauffé dans le ballon pour désactiver la trypsine-EDTA.

2. si vous grattez Assay

1. Après l’étape 1.4, semences le nombre adéquat de cellules dans une plaque 24 puits pour atteindre 100 % confluent en 48 h.
   Remarque : Il est possible d’effectuer le test de gratter avec une variété de mises en page différentes plaques. Le nombre maximal de puits autorisés par l’outil de fabricant de plaie est un format de 96 puits.
2. Le lendemain (jour avant dosage zéro), remplacez médias médias libres-rouge de phénol complétées selon les besoins, y compris FBS de dextran-dépouillé inactivés par la chaleur, charbon de bois.
   Remarque : D’autres études ont recommandé l’utilisation des médias avec une faible concentration de FBS (par exemple, 1 %) pour minimiser la prolifération cellulaire, qui peut être utilisée comme une alternative à ce protocole¹¹.
3. Le jour du test de l’éraflure, prétraiter les cellules pendant 30 min en ajoutant le traitement souhaité pour les médias dans chaque puits. Les expériences décrites utilisent véhicule (solution de 1 PBS x) et 100 nM de dexaméthasone dilué dans du PBS de x 1.
4. Pour créer des plaies uniformes, placez stérile 10 pointes de pipette µL sur les broches de l’outil de fabricant de plaie. Abaissez les pointes dans la première rangée de puits et de déplacer la plaque le long de la voie ferrée de la machine à la plaie jusqu'à ce que les pointes de pipette atteint l’autre côté du puits.
   1. Remettez la plaque sur la position de départ, ce qui permet de toucher en permanence le fond de la plaque à maintenir constant enroulé sur le diamètre du puits, les pointes de pipette. Enlever et remplacer les pointes de pipette µL 10 stérile et abaisser les pointes vers la prochaine ligne de puits.
5. Répétez l’étape 2.4 jusqu'à ce que tous les puits sont rayés.
   Remarque : Si un outil de fabricant de blessure n’est pas disponible, les blessures peuvent être créés en grattant manuellement au centre du puits avec une pointe de pipette de 10 µL.
6. Aspirez soigneusement médias et laver délicatement les cellules deux fois avec la solution 1 PBS x. Après un lavage final, ajouter supplémenté-rouge de phénol libre, dénudée ou médias basse-FBS avec traitement désiré ou véhicule (tel qu’indiqué dans l’étape 2.3).
   Remarque : HTR-8/SVneo cellules doivent être lavés avec supplémenté rouge de phénol médias, lavage avec 1 x PBS qui provoquerait des cellules à se détacher.
7. Placer la plaque 24 puits contenant des puits rayés dans l’imageur automatisé, time-lapse (voir Table des matières) logés dans une étuve de laboratoire maintenue à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité. Image de puits à intervalles réguliers comme nécessaire pour permettre aux cellules compléter la cicatrisation (par exemple, toutes les 2 h pendant 72 h).
8. Calculer la densité de la plaie et la largeur par le logiciel associé à l’imageur automatisé, time-lapse (voir Table des matières). Pour calculer la variation en pourcentage dans les plaies de taille par rapport à la taille de la plaie de départ, définissez la largeur de la plaie au temps 0 égal à 100 %. Divisez la taille de la plaie dans chaque validant subséquente par la taille de la plaie au temps 0 et multiplier par 100 pour obtenir le pourcentage (Figure 1).

3. invasion Assay

1. Étape suivante 1.4, graines, le nombre de cellules en plaques 6 puits afin de permettre les cellules atteignent 90 % confluent dans 48 h. maintenir cellules dans un incubateur de laboratoire égale à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité.
2. Le lendemain, remplacez médias médias libres-rouge de phénol complétées selon les besoins, y compris FBS de dextran-dépouillé inactivés par la chaleur, charbon de bois.
   Remarque : Les cellules peuvent être prétraités à cette époque selon le protocole expérimental.
3. Pour l’instant, placez la cuvette de la matrice extracellulaire de 10 mg/mL (voir Table des matières) sur glace et laissez-le décongeler dans le réfrigérateur pendant la nuit.
4. Le lendemain, test préalable cool invasion fournit en plaçant des plaques 24 puits, culture cellulaire insère, microtubes à centrifuger et pointes de pipette dans le réfrigérateur (4 ° C) pendant au moins 2 h avant de travailler avec la matrice extracellulaire.
5. À l’aide de fournitures réfrigérés dans la hotte de culture tissulaire, matrice extracellulaire de 10 mg/mL dilué 1:1 avec les médias de phénol-rouge-libre, exempt de sérum à une concentration finale de 5 mg/mL.
   Remarque : Toujours garder le stock et la matrice extracellulaire diluée sur la glace. Le ratio de la matrice extracellulaire aux médias peut être réglé selon les propriétés de la lignée cellulaire utilisée dans le test.
6. Utilise des conduites réfrigérés dans la hotte de la culture de tissus, ajouter 100 μL de matrice extracellulaire diluée pour les inserts (voir Table des matières) qui ont été placés dans la plaque 24 puits. S’assurer que la matrice est niveau sans les bulles. Placer la plaque 24 puits contenant la matrice-enduit insertions dans l’incubateur à 37 ° C pour permettre la matrice à durcir.
7. Pour préparer des cellules pour l’analyse de l’invasion, laver les cellules avec 1 mL de PBS 1 x, aspirer le PBS et ajouter 500 µL de 1 x trypsine-EDTA dans chaque puits. Placer la plaque de 6 puits dans l’incubateur de laboratoire maintenue à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité jusqu'à ce que toutes les cellules ont détaché de la partie inférieure de la plaque.
8. Une fois que les cellules ont détaché, ajouter 500 µL de phénol-rouge-libre, sans sérum médias dans chaque loge des trypsinisés cellules.
9. Transférer 1 000 µL de cellules individuelles pour tubes de microcentrifuge et la centrifuger pendant 5 min à 400 x g à 4 ° C.
10. Aspirer les médias et remettre en suspension des cellules dans les médias phénol-rouge-libre, sans sérum (volume dépendra de la concentration des cellules). Cellules de numération utilisant une cellule automatisée counter (voir Table des matières) et régler le volume de suspension cellulaire pour une concentration finale de 5 x 10⁵ cellules / mL.
    Remarque : Un hémocytomètre et microscope peuvent également servir à compter les cellules.
11. Ajouter 600 μL de milieux de culture complète dans les puits de la plaque 24 puits qui sera utilisée pour le dosage de l’invasion.
    Remarque : Chimioattractants supplémentaires ou traitements peuvent être ajoutés au milieu de croissance complète dans le puits (chambre basse). Les expériences décrites ajouté véhicule (solution de 1 PBS x) ou 100 dexaméthasone nM dilué dans du PBS de x 1 à la chambre basse.
12. Place le revêtus insérer dans chaque cupule contenant du milieu de culture complet qui sera utilisé pour le dosage de l’invasion. Puis ajouter 200 μl de cellules sur le dessus de chaque insertion cellule revêtus (chambre haute) pour un total de 1 x 10⁵ cellules.
    Remarque : Comme témoin négatif pour cet essai, un volume égal de médias phénol-rouge-libre, sans sérum (sans cellules) peut être ajouté à la chambre haute.
13. Placer la plaque de 24 puits dans l’incubateur de laboratoire maintenue à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité pendant 24 h.
    Remarque : La période d’incubation de 24 h a été optimisée pour les cellules immortalisées au premier trimestre trophoblaste et encore des tests peuvent être nécessaire pour déterminer la période d’incubation nécessaire dans les autres lignées cellulaires.
14. Après incubation pendant la nuit, aspiration des médias restants de la chambre supérieure et inférieure sans déranger la matrice extracellulaire. Ensuite, retirer délicatement la matrice extracellulaire et envahit les cellules de la partie supérieure de l’insert avec un coton-tige, pistonnage autant de fois que nécessaire pour enlever la matrice extracellulaire.
15. Lavez chaque insert 3 x avec 1 x PBS, ajout de PBS aux deux chambres supérieures et inférieures du puits. Aspirer les PBS après chaque lavage.
16. Fixer les cellules attachés aux inserts en plaçant des insertions dans méthanol glacé 100 % pendant 30 min à 4 ° C. Lavage insère 3 x avec 1 x PBS et supprimer PBS après lavage de la finale. Colorer les cellules attachés aux inserts pendant 10 min avec le violet de gentiane de 0,2 % à 20 % d’éthanol.
17. Rincer 3 fois avec de l’eau désionisée et aspirer l’eau désionisée après le lavage final.
18. Inserts de séchage à l’air pendant 1 h à température ambiante. À l’aide de forceps et une lame de rasoir, découpez soigneusement la membrane du fond de l’insert et monter sur une lame de verre avec le côté du bas vers le haut. Permettre à des supports de montage sécher à température ambiante.
19. Obtenir au moins 4 images uniques des cellules envahies par exemple à l’aide d’un microscope optique avec un objectif 20 x. Compter le nombre total de cellules dans chaque image et régulariser le nombre de cellules d’échantillons de contrôle et de tracer des données (Figure 2).

4. essai de prolifération

1. Étape suivante 1.4, compter les cellules trypsinisés du flacon à l’aide d’un compteur de cellules automatisées et des graines en plaques 6 puits à une densité de 2 x 10⁵ cellules par puits dans des milieux de croissance standard.
2. Placer les cellules dans un incubateur de laboratoire maintenu à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité pendant 4 h ou jusqu'à ce que les cellules ont adhéré.
3. Médias de changement au rouge de phénol liberté des médias a complété selon les besoins, y compris FBS de dextran-dépouillé inactivés par la chaleur, charbon de bois et ajouter le traitement souhaité. Les expériences décrites ajouté véhicule (solution de 1 PBS x) ou 100 dexaméthasone nM dilué dans du PBS de x 1. Placer les plaques 6 puits dans une étuve de laboratoire maintenue à 37 ° C, 5 % de CO₂et 95 % d’humidité.
4. Retirez les supports et les remplacer avec traitement et nouveaux médias toutes les 48 h.
5. Après 24, 48 ou 72 h de traitement, laver les cellules avec 1 mL de solution 1 PBS x et ajouter 500 µL de trypsine-EDTA dans chaque puits. Placer la plaque 6 puits en incubateur jusqu'à ce que les cellules ont détaché de la plaque.
6. Une fois que les cellules ont détaché de la plaque, ajouter 500 µL des médias libres supplémentés de phénol rouge pour désactiver la trypsine.
7. Ajouter 5 µL de cellules trypsinisés à 5 µL de bleu de Trypan dans une éprouvette et la composition de pipetage.
8. Compter les cellules de chaque puits en double à l’aide d’un compteur de cellules automatisées.
9. Moyenne du nombre de cellules par puits à chaque point dans le temps et l’intrigue en fonction du temps (Figure 3).

Les lignées de cellules immortalisées humaine au premier trimestre trophoblaste HTR-8/SVneo et Sw.71 ont été utilisées lors de ces expériences pour déterminer le rôle des glucocorticoïdes dans le trophoblaste cell migration¹². Les glucocorticoïdes ont été utilisés dans ces expériences qu’elles ont été récemment montrées d’altérer les fonctions de trophoblaste, même si les traitements alternatifs peuvent être utilisé¹². Les deux lignées cellulaires ont été traitées avec le véhicule (solution de 1 PBS x) ou 100 nM de la dexaméthasone de glucocorticoïdes synthétiques (Dex) pour toutes les expériences. Taille et enroulé de densité ont été mesurées toutes les 2 h pendant 72 h à l’aide d’un système d’imagerie automatisé, time-lapse. La figure 1 montre un exemple des images et des résultats obtenus par le dosage zéro à différents intervalles. Exemples d’images de points 0, 8 et 18 h pour les deux traitements ont été fournies (Figure 1 a). La densité de la plaie et la taille de la plaie sont représentées graphiquement dans le temps pour les échantillons traités par la maîtrise du véhicule (Veh) ou 100 nM Dex (Figure 1 b). Traitement de Dex réduit le taux de fermeture de la plaie comme déterminé par la densité de plaie et taille de la blessure, ce qui indique que les glucocorticoïdes inhibent la migration cellulaire dans les cellules Trophoblastiques au premier trimestre.

La figure 2 montre un exemple d’images prises de l’insert de culture cellulaire suite à l’analyse de l’invasion. Les cellules ont été traitées pendant 24 h avec Veh ou 100 nM Dex. Cellules envahies étaient comptés à partir de quatre répétitions indépendantes par traitement à l’aide de quatre champs de vue unique par réplicat. Traitement aux glucocorticoïdes réduit envahissant de la cellule, comme le montre une réduction de 15 % du nombre de cellules envahies.

La figure 3 montre un exemple de l’analyse de prolifération cellulaire. Les cellules ont été dénombrés à 24, 48 et 72 h après le traitement avec Veh ou 100 nM Dex. Traitement aux glucocorticoïdes réduit la prolifération des cellules, comme indiqué par moins de cellules à chaque instant. Globalement, ces tests démontrent que l’exposition aux glucocorticoïdes réduit la motilité cellulaire en inhibant la prolifération cellulaire et l’invasion.

Figure 1 : cellule Scratch test. (A) les images représentatives des plaies pour Veh et Dex-traités figurent les cellules Sw.71 à 0, 8 et 18 h. Lignes rouges indiquent la taille de la plaie. Plaie (B) la densité et la plaie de taille ont été mesurés chez Sw.71 et DB-8/SVneo les cellules traitées avec le véhicule (Veh) ou 100 nM Dex. Les photos ont été prises toutes les 2 h pendant 72 h à l’aide d’un microscope automatisé, time-lapse. Données représentent la moyenne des quatre réplicats indépendant ± SEM. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : dosage de l’Invasion des cellules. Analyses d’invasion ont été réalisées avec des cellules Sw.71 et DB-8/SVneo traités pendant 24 h avec véhicule (Veh) ou 100 nM Dex. (A) des images représentatives de l’essai d’invasion pour les cellules traités Veh et Dex après 24 h d’incubation. Image en médaillon est témoin négatif avec aucune cellule ajouté à la chambre haute. Images prises à un grossissement de 200 x. Barreaux de l’échelle est 120 µm. (B) envahi les cellules étaient comptés et les graphiques à barres représentent la moyenne normalisée de quatre réplicats indépendant ± SEM. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : analyse de prolifération de cellules. SW.71 et DB-8/SVneo les cellules traitées avec le véhicule (Veh) ou 100 nM Dex ont été dénombrées toutes les 24 h à l’aide d’un compteur de cellules automatisées. Des numérations globulaires sont représentées graphiquement que la moyenne ± SEM d’au moins 11 indépendants réplique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Cette procédure s’appuie sur l’utilisation de la migration et l’invasion des essais afin d’inclure le taux de prolifération cellulaire comme un facteur potentiel de différences mesurées dans le mouvement de cellules Trophoblastiques. Utilisés ensemble, ces essais in vitro sont des méthodes simples et efficaces qui peuvent servir à identifier les voies cellulaires qui régulent la migration de trophoblaste. Comme décrit ci-dessus, cellules Trophoblastiques peuvent être traitées avec des hormones, cytokines, facteurs de croissance ou d’autres molécules pour déterminer leur impact sur la circulation de trophoblaste. Alternativement, protéines cibles peuvent être épuisés de cellules pour élucider leur rôle fonctionnel dans la motilité de trophoblaste. Identifier les principaux modulateurs de la migration de trophoblaste peut fournir une meilleure compréhension des mécanismes fondamentaux sous-jacents des complications de la grossesse liées à défauts placentaires, y compris la pré-éclampsie, restriction de croissance intra-utérine et la naissance prématurée.

Il y a plusieurs étapes cruciales dans le présent protocole qui sont nécessaires pour obtenir des résultats précis. Rouge de phénol ayant une activité oestrogénique aux concentrations utilisées en milieux de culture de cellules¹³, il est important que médias libres de rouge de phénol sont utilisé pour les paramètres expérimentaux contre les redémarrages intempestif du récepteur d’oestrogène dans les cellules. Au cours de l’essai d’invasion de transwell, il est important de veiller à ce que la matrice extracellulaire est plane et homogène, et que les fournitures froids servent à empêcher la polymérisation prématurée de la matrice. Lorsqu’il effectue les essais de prolifération et invasion des cellules, il est important de compter les échantillons immédiatement pour éviter des re-adhérence des cellules aux plaques de culture de tissus. Il devrait également être prise en consideration que la mort cellulaire en raison du traitement expérimental peut influencer les résultats de tous les trois épreuves. Par conséquent, des marqueurs de la mort cellulaire (p. ex., libération de lactate déshydrogénase, externalisation de la phosphatidylsérine ou dégradation de l’ADN) dans la réponse au traitement doivent être évaluées sur la ligne de la cellule expérimentale avant évaluation de migration, invasion, et ¹⁴de prolifération. Certaines limitations existent pour ces tests, par exemple, le processus de création d’une blessure à une monocouche de cellules induit une réponse de lésions cellulaires que peuvent entraîner le processus de migration des cellules. En outre, raclage manuel peut introduire la variabilité interexperiment, bien qu’utilisant un outil de plaie-maker qui crée des largeurs uniformes plaie peut atténuer partiellement cette limitation. L’inconvénient du test de l’invasion est que c’est un test de point de terminaison et la cinétique de mouvement ne sont pas facile à obtenir. Malgré ces limites, les tests décrits ici renferment des données reproductibles, quantitatives à relativement bon marché.

Les tests décrits ici peuvent également être modifiées pour mesurer la migration cellulaire dans d’autres types de cellules, bien que ces tests ne serait pas appropriés pour les types de cellules non adhérentes. Dans l’essai de gratter, les intervalles d’imagerie pour la microscopie time-lapse peuvent être ajustés afin de saisir les différences dans le taux de migration cellulaire. Systèmes automatisés pour l’imagerie de cellules vivantes peuvent capturer des images comme fréquemment comme chaque 15 min. Images prises au moins toutes les 30 minutes peuvent être cousues ensemble pour créer un film de la cicatrisation des plaies de taille de blessure. Dans l’essai de l’invasion, la concentration de la matrice extracellulaire, le nombre total de cellules ensemencées et la durée d’incubation avant la fixation et le comptage des cellules peut être ajustée pour tenir compte de la vitesse spécifique d’invasion dans différents types de cellules. Dans le test de prolifération cellulaire, le nombre de cellules ensemencées sur les plaques et les points dans le temps pour le comptage des cellules peut être ajusté pour tenir compte des différents taux de croissance des cellules. Dans l’ensemble, ces tests sont des outils flexibles et très accessibles qui peuvent être utilisés dans un large éventail de types de cellules pour identifier les mécanismes qui sous-tendent la migration cellulaire.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les auteurs remercient Dr Gil Mor pour fournir les cellules Sw.71. Cette recherche a été financée par une bourse de chercheur de McKern Albert à S.W.