Method Article
Nous présentons ici un protocole utilisant la drosophile neurone sensitif - modèle de blessure de neurone arborisation dendritique (da), qui combine en vivo live imaging, deux photons laser axotomie/dendriotomy et la puissante mouche génétique boîte à outils, comme une plateforme de criblage éventuels promoteurs et inhibiteurs de la neurogenèse.
La capacité de régénération des neurones endommagés régit la neurogenèse et la récupération fonctionnelle après un traumatisme du système nerveux. Dans les dernières décennies, diverses intrinsèques et extrinsèques inhibiteurs facteurs impliqués dans la restriction de la régénération axonale ont été identifiés. Toutefois, simplement supprimer ces signaux inhibiteurs est insuffisant pour une saine régénération, indiquant l’existence de mécanismes réglementaires supplémentaires. Drosophila melanogaster, la mouche à fruit, partage des gènes évolutivement conservés et voies de signalisation avec les vertébrés, y compris les humains. Alliant la puissante boîte à outils génétique des mouches à deux photons laser axotomie/dendriotomy, nous décrivons ici le neurone sensitif Drosophila – modèle de blessure neurone arborisation dendritique (da) comme une plate-forme pour le dépistage systématique pour roman régulateurs de régénération. Brièvement, ce paradigme inclut un) la préparation de larves, l’induction b) lésion à dendrite(s) ou en utilisant un laser deux photons, c) direct confocal imagerie après lésion d) analyse de données et d’axon(s). Notre modèle permet une blessure très reproductible de neurones marqués, les axones et les dendrites des sous-types neuronales bien définis, dans les périphériques et le système nerveux central.
L’incapacité des axones à se régénérer après une lésion du système nerveux central (CNS), peut conduire à une invalidité permanente chez les patients et joue également un rôle dans les déficits neurologiques irréversibles dans des maladies neurodégénératives1,2 ,3,4,5. L’environnement de la CNS, ainsi que la capacité de croissance intrinsèque des neurones, détermine si les axones sont capables de régénérer après un traumatisme. Les facteurs extracellulaires des oligodendrocytes, astroglials et fibroblastiques sources auraient dû être divulgués d’entraver la croissance neuronale4,6,7,8, mais l’élimination de ces molécules ne permet que de limited5la germination. Intrinsèque de la régénération de signaux peuvent influencer le succès régénératrice5,9 et représentent des cibles thérapeutiques potentielles, mais ces processus ne sont toujours pas bien définis au niveau moléculaire. Augmentations de facteur trophique de signalisation ou d’élimination des freins endogènes, tels que le gène Pten phosphatase10, peuvent entraîner la régénération axonale dans certaines circonstances. Combinaisons de différentes méthodes individuellement efficaces fournissent également seulement restauration globale limitée à ce jour11,12,13,14. Par conséquent, il y a un besoin désespéré d’identifier des voies supplémentaires pour thérapie ciblée. En plus de l’ouverture de la repousse axonale, si et comment les axones recâbler à la bonne cible, la spécificité de la réforme de synapse et atteindre la récupération fonctionnelle d’importantes questions sans réponse.
En résumé, notre compréhension actuelle de la machinerie dictant la régénération axonale est encore très fragmentaire. Une partie du problème est la difficulté technique de l’étude axon régénération chez les mammifères en temps réel, une approche qui est coûteux, chronophages et stimulant pour la réalisation des écrans génétiques à grande échelle. Drosophila melanogaster, en revanche, s’est avéré pour être un système extrêmement puissant pour l’étude des questions biologiques complexes. La drosophile a joué un rôle important dans la définition des gènes et de signalisation des voies qui sont remarquablement conservées chez les humains et a été un modèle pour l’étude des conditions humaines, telles que les maladies neurodégénératives, grâce aux outils de la génétique moléculaire vaste disponibles pour manipuler les gènes fonction15. En particulier, les mouches des fruits sont considérés comme un outil idéal pour la découverte de gènes impliqués dans la lésion neurale et repousse le15,16. Plusieurs modèles de mouche lésion neuronale ont été développés, y compris la tête adulte ou larvaire nerveuse ventrale cordon (VNC) poignardant avec aiguilles, VNC larvaire ou écrasement du nerf avec forceps, neurone larvaire laser axotomie, enlèvement des neurones récepteurs olfactifs, explants de traumatisme crânien, et lésion des nerfs périphériques par aile départ15,17,18,19,20,21,22,23. Passionnante, récent travail utilisant modèles de lésion de drosophile ont fait progresser notre compréhension des voies cellulaires et génétiques utilisées par le système nerveux pour répondre aux blessures neurales, dont certains auraient dû être divulgués à conserver chez les mammifères24 ,,25. Encore une fois, cela fait ressortir l’utilité de cet organisme modèle pour identifier de nouveaux mécanismes de réparation neuronale.
Décrit ici est un modèle de blessure du Drosophila biphotonique par laser larvaire neurone sensitif. Un laser à deux photons a été utilisé pour couper des axones dans le poisson-zèbre en vivo en 200326. La même année, le premier dendriotomy de laser a été réalisée chez la drosophile à l’aide d’un de laser pulsé azote27. Lasers femtosecondes a été utilisé pour établir des modèles de régénération axonale28peu après, plusieurs laboratoires de c. elegans . En 2007, Wu et ses collègues comparativement et signalé les différences entre les blessures de laser chez c. elegans induite par différents types de lasers à29. En 2010, la régénération axonale après laser axotomie fut montrée chez Drosophila30. S’appuyant sur cette littérature de blessure laser vaste, nous avons développé un modèle de mouche blessures neurales à l’aide de deux photons laser, ce qui permet à induction précise des lésions aux sites ciblés avec une perturbation minimale des tissus voisins, fournissant un endroit relativement propre système pour étudier les propriétés intrinsèques et extrinsèques de neurodégénérescence avec résolution de cellule unique. Plus précisément, nous avons établi un ensemble de méthodes de blessures pour les neurones sensoriels de l’arborisation dendritique (da) dans les deux système nerveux périphérique (PNS) et CNS. Neurones dopaminergiques peuvent être regroupés en quatre classes distinctes se distingués principalement par leur complexité de ramification de dendrite : classe I à IV,31. Nos travaux publié montrent que la régénération des neurones da ressemble à modèles de lésion chez les mammifères au niveau phénotypique et moléculaire : neurones dopaminergiques afficher des propriétés de régénération spécifiques de classe, avec la classe IV, mais pas de classe I ou les neurones da III présentant la régénération dans le PNS ; axones de neurones classe IV da régénèrent robuste dans la périphérie, mais leur potentiel de régénération est considérablement réduite dans le SNC, ressemblant ainsi à des neurones ganglionnaires (DRG) racine dorsale chez les mammifères ; activité de mTOR via Pten suppression ou Akt surexpression améliore la régénération axonale dans la volée CNS19. En utilisant ce modèle de blessures, nous ont de bons écrans génétiques et ont identifié l’enzyme de traitement RNA Rtca comme un facteur inhibiteur évolutivement conservé pour la régénération axonale, reliant des lésions axonales au stress cellulaire et modification de RNA20 .
Dans le modèle présenté, la blessure est induite par laser axotomie/dendriotomy des larve classe IV ou les neurones da III, étiquetés par ppk-CD4-tdGFP ou 19-12-Gal4, SAMU-CD4-tdGFP, repo-Gal80, respectivement. La blessure s’effectue sur 2nd à 3rd stade larvaire à environ 48 à 72 heures après la ponte (h AEL). Pour PNS axotomie la lésion est visée à la section de l’axone ~ 20-50 µm loin du corps de la cellule, pour axotomie CNS d’une superficie d’environ 20 µm de diamètre à la jonction de la commissure dans VNC et dendriotomy aux points direction dendritiques primaires. Même neurone est imagé à 8 à 24 heures après la lésion (AI) pour confirmer la transection complète et à 48-72 h AI pour évaluer la régénération. Par le biais de l’imagerie confocale Time-lapse, la dégénérescence et la régénération des axones/dendrites individuels qui ont été blessés en vivo peuvent être surveillés au fil du temps.
1. préparation des plaques de Culture et bouteilles
2. collection de larves de drosophile
3. deux photons blessures et imagerie confocale
4. analyse des données
Neurones dopaminergiques montrent régénération différentielle potentiels entre le périphérique et du système nerveux central, ainsi que la spécificité de la classe. Ceci fournit une occasion unique de dépister les nouveaux facteurs qui sont requises pour la régénération axonale (à l’aide de la classe des blessures IV PNS), ainsi que celles qui sont inhibitrices de la régénération (avec la blessure de classe IV CNS et classe blessure III PNS).
Régénération axonale dans le PNS
À titre d’exemple, la caractérisation de la régénération des neurones dopaminergiques de classe III et classe IV est décrite. Ces neurones sont situés bilatéralement dans chaque segment du corps. Plusieurs neurones peuvent être blessés dans la même larve ; en général, 3-4 neurones dans la partie droite de segments abdominaux A7-A2. Classe III et classe IV da neurones peuvent être visualisées par le 19-12-Gal4, SAMU-CD4tdGFP, repo-Gal80 et ppk-CD4tdGFP, respectivement. Une anesthésie et monter les larves AEL de 48-72 h, tel que décrit, en ajustant la position des larves afin que les neurones dopaminergiques d’intérêt soient vers le haut (Figure 1 a et 1 b). Habituellement, nous blesser la ddaF de classe III et classe IV v'ada neurones (Figure 1 et 1E). Effectuer une axotomie et récupérer des larves comme décrit. Peu de temps après la lésion (AI), les larves seront est remis de locomotion normale de chirurgie et de la pièce. Le taux de survie ici est en général plus de 80 %. Jeter les larves qui sont morts ou malades. Remonter le reste comme décrit et évaluer la dégénérescence. Après 24 h AI, les axones distales devraient avoir terminé la dégénérescence à ce temps point19, et la tige de l’axone sera visible (Figure 1 et 1F). Reimage la même larve à 48 h AI des neurones dopaminergiques de classe IV ou 72 h AI des neurones dopaminergiques de classe III pour évaluer la régénération. Habituellement, nous visons à évaluer au moins 20 neurones lésés par les conditions expérimentales. En (type sauvage) WT animaux, alors que généralement environ 70 % des da coupé classe IV les neurones seront sont régénérées au-delà du site de la lésion (Figure 1F), neurones dopaminergiques de classe III ne parviennent pas à repousser, attestent par cône de croissance au point mort (Figure 1).
Régénération de dendrite
Nous effectuons généralement dendriotomy sur la classe IV da neurones CDDA (Figure 2 a). Comme illustré dans le diagramme schématique, la blessure vise le point principale branche dendritiques. Après expérience, lorsque blessé 48 h AEL, environ 50 % des neurones CDDA régénérer leurs dendrites (Figure 2 b). Dans les 50 % restants, les dendrites voisins envahissent et couvrent l’espace vacant. En outre, le potentiel de régénération de ces neurones est réduit si blessé à un stade de développement plus tard.
Régénération axonale dans le SNC
Pour lésion axonale VNC, le taux de survie des larves varie beaucoup et dépend de l’âge au cours de laquelle les blessures sont induite. Basé sur l’expérience, des larves de 48-72 h AEL ont généralement le taux de survie plus élevé (> 60 %) parmi les différentes étapes testées. Âgés de moins de 48 h AEL larves survivent mal après une blessure, tandis que chez les plus de 72 h AEL âgés, il est difficile d’introduire des blessures dans le VNC. En outre, il est plus facile à provoquer des blessures sur les segments de la commissure postérieure de l’extrémité antérieure, comme ces segments postérieurs de la VNC sont plus proches de la surface ventrale et donc plus accessibles par laser (Figure 3 a).
Pour blesser classe IV da neurone les axones dans le SNC, monter les larves comme décrits précédemment (Figure 3 a). Sous le microscope, localiser la structure de l’échelle des faisceaux d’axones qui font partie de la VNC (Figure 3 a) et effectuer une axotomie comme indiqué. Dégénérescence est confirmée à 8 h, Amnesty International et la régénération sont évaluées à 24 et 72 h AI. Comme illustré à la Figure 3 b, axones à 8 h AI ont déjà commencé à dégénérer et à 24 h AI, la régénération axonale est observée, tandis que les débris de l’axone peut encore être trouvé autour des sites de lésions. Les axones WT afficher repousse limitée à VNC et ne parviennent pas à se reconnecter les lacunes générés par la lésion (Figure 3 b). Afin de quantifier la capacité de régénération des axones lésés, la durée de repousse après que blessure est mesurée et la longueur du segment commissure (Y dans la Figure 3 a) est utilisé pour la normalisation (Figure 3).
Figure 1 : la régénération axonale neurone de Da dans la périphérie affiche la spécificité de la classe. (A et B) Schéma montrant la position des larves. (C) schéma de neurones dopaminergiques de classe III. (D) les axones de la classe III da neurones ddaF, étiqueté avec le 19-12-Gal4, SAMU-CD4-tdGFP, repo-Gal80 / +, ne parviennent pas à repousser. (E) schéma de neurones dopaminergiques classe IV. Axones (F) de la classe IV da neurones v'ada, étiqueté avec ppk-CD4-tdGFP / +, repousse au-delà du site de lésion. (D et F) Ligne rouge indique la longueur de l’axone tandis que la ligne pointillée verte marque la distance entre le corps cellulaire et l’axone convergeant point (DCAC). Le point bleu marque le point de convergence d’axon. Echelle = 20 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : régénération de dendrite Da neurone. (A) représentation Illustrative des neurones dopaminergiques de classe IV. (B) représentation Illustrative de la régénération de la dendrite dans la classe IV da neurone CDDA, labellisé par ppk-CD4-tdGFP / +. Ablation laser vise le point de la branche principale et est effectuée 48 h AEL. Lésion 24h AI transection de la neurite est confirmée, et 72 h AI régénération est quantifiée. Dendrites des neurones CDDA démontrent repousse importante, avec nouvelles ramifications dendritiques jaillissant de la tige sectionnée pour revêtir l’espace vacant. Il est à noter que nouvelles branches terminales sont ajoutés en permanence pour les dendrites blessés à ce stade du développement. Echelle = 20 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : la régénération axonale neurone de Da dans le VNC. (A) dessin schématique d’une larve de drosophile montés sur des lamelles et imagés sous le microscope. Classe IV da neurone axones dans le VNC visualisées dans un ppk-CD4tdGFP / + larve. Deux segments de commissure candidats sont indiqués dans l’image agrandie et le dessin schématique. Chacun d’eux possède deux sites de blessures (cercles rouges). (B) les images confocales un segment lésé imagés à 8, 24 et 72 h après la lésion (AI). Lignes rouges représentent les axones bout. (C) mesure et normalisation des régénératives des axones. Echelle = 20 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Quand traverse le paramétrage de la mouche, le nombre de femelles et mâles utilisés peut varier selon les génotypes et le nombre de larves nécessaires pour les expériences spécifiques. Pour les mouches WT, Croix typique utilise 10 femelles et 5 mâles. La fenêtre de la collection peut être réduite, selon la précision de l’âge des larves. Par exemple, une période de 2 h collection donneront des larves d’une population plus homogène. Dans ce cas, à l’aide de femelles de 20 ou plus vierges à mettre en place les croix aidera produisent des œufs suffisamment. Le rendement dès le premier jour est généralement rare, donc recueillir la plaque avec les œufs deux jours ou plus après la mise en place de la chambre. Lorsque davantage de culture la plaque avec les œufs, il est recommandé de faire tremper le tissu dans le plat de Pétri de 60 mm en solution acide propionique 0,5 % au lieu de l’eau, qui sera non seulement aider à maintenir l’humidité dans le plat mais aussi d’éviter la croissance de moisissures.
Lorsque vous configurez les périphériques pour l’anesthésie de larves et de montage, s’assurer d’utiliser un plat en verre, parce que l’éther va fondre à travers des matières plastiques. Le verre plat est logé dans un plastique de 15 cm boîte de Pétri dans le cas d’une fuite. Le papier de soie permet de préserver l’éther dans le plat pour que la larve peut effectivement être assommée par la vapeur d’éther. À l’aide de laisser tomber les bouteilles pour stocker des aliquotes d’éther et en ajoutant éther gouttelettes avec le compte-gouttes en verre ambre est recommandé. Reconstituer l’éther et gardez toujours une couche d’éther liquide au fond du plat pour un effet optimal.
Au moment de l’exposition de l’éther est critique : sous anesthésie conduira à la reprise de la larve au milieu de la séance d’imagerie et des images tremblantes ; un surdosage de l’anesthésie, ou un contact direct avec le liquide de l’éther, provoquera la létalité. Pour maximiser la survie et le taux de réussite, notre règle de base est la suivante : PNS blessure/imagerie, sortez la larve dès que sa queue s’arrête tics ; pour le CNS, attendre que la larve entière devient immobile, en particulier les segments de tête. Même un léger mouvement interférera avec la blessure et l’imagerie des axones VNC. Larves âgées ont tendance à prendre plus de temps pour l’assommer. Il faut en général moins de 2 min pour les larves de moins de 72 h AEL et 2-5 min pour les larves de plus de 72 h AEL.
Lorsque vous configurez l’intensité du laser deux photons pour blessure, la valeur est déterminée par le signal de fluorescence de tissus obtenu à partir de l’analyse de « Live ». La blessure est introduite par un balayage « Continu » comme à l’étape 3.3. L’augmentation induite par la blessure de fluorescence est due à l’autofluorescence au site de la lésion et sert comme un bon indicateur de la rupture de la neurites. En règle générale, il faut s 1-10 de voir la pointe de la fluorescence. Il est essentiel de contrôler le temps de scan une fois que la fluorescence est élevée. Des blessures PNS, il est essentiel d’arrêter immédiatement la numérisation. Une exposition prolongée sera agrandir le site de la lésion et d’endommager les tissus voisins. Toutefois, cela offre la possibilité d’ajuster les temps de numérisation et de manipuler la gravité de la blessure. Une blessure réussie doit avoir un diamètre de taille de lésion plus petits que 3-4 μm. Des blessures VNC d’axon, les axones VNC sont incorporés beaucoup plus profond par rapport à la da neurone PNS axones/dendrites, qui sont juste sous la peau et donc nécessitent plus laser intensité. Habituellement, nous quittons le scan sur pendant quelques secondes de plus. C’est pour s’assurer que le paquet entier axon est rompu. Si le rayon des sites lésion n’est plus de la moitié de la largeur du faisceau commissure, ces sites de blessures sont comptés aussi infructueuses. Ces larves ont un faible taux de survie et ne figurera pas dans l’analyse.
Pour la régénération axonale, la capacité de régénération est semblable dans les stades larvaires. Mais pour la régénération de dendrite après une coupe simple dendrite, le potentiel de régénération est réduit après 72 h AEL19. Ainsi, les lésions axonales sont généralement effectuée à 48 h - 72 h AEL et blessures de dendrite 48 h AEL, avec l’évaluation de la régénération à 120h AEL. Les larves de 24h AEL peuvent également être utilisés, mais ils nécessitent un traitement plus attentionné, compte tenu de leur petite taille. Les larves se nymphosent après 120 h AEL, rendant plus difficile de l’imagerie. Par conséquent, notre point de terminaison est généralement 120 h AEL.
Quelle est la corrélation entre la dégénérescence et régénération ? Blessure PNS, après 24 h AI, normalement l’axon/dendrite distale en WT a complété la dégénérescence wallérienne tandis que régénération n’a pas commencé à ce moment. Par conséquent, nous pensons que chez les larves de WT, dégénérescence des neurites coupée n’a un impact très limité sur la régénération, voire pas du tout. Des blessures VNC, axones à 8 h AI ont déjà commencé à dégénérer, et après 24 h AI, la régénération axonale est observée alors que les débris axon pourraient encore être trouvés autour des sites de blessures. Les débris ne semblent pas bloquer la régénération. Toutefois, il est possible que dans certaines circonstances, il peut y avoir un chevauchement ou même une Diaphonie entre dégénérescence et régénération. En fait, il a été signalé que chez des souris âgées, dégagement de débris après des dommages de nerf périphérique est plus lente que celle chez les jeunes animaux. En même temps, réinnervation plus lente de la jonction neuromusculaire a été observée, ce qui peut être attribué pour le plus grand nombre d’obstacles régénération axones rencontre chez les vieux animaux. Étonnamment, cependant, les axones provenant d’animaux âgés régénèrent rapidement et reinnervate sites de jonction neuromusculaire efficacement quand ne pas confrontés avec débris32. Ceci suggère que faciliter le dégagement de débris pourrait être une stratégie possible pour favoriser la régénération.
Par rapport aux autres modèles de la neurogenèse, le modèle de blessure du neurone sensitif mouche présente des avantages uniques. Modèles murins habituellement durer des semaines ou mois pour effectuer et ne conviennent pas pour la réalisation des écrans génétiques à grande échelle ; C. elegans a seulement un système nerveux primitif qui ne peuvent pas étroitement récapituler les barrières de la régénération dans le SNC chez les mammifères ; différent des mammifères, les axones de CNS zebrafish régénèrent robuste. Le cycle de vie rapid de mouches, la polyvalence de la mouche de la génétique, l’accessibilité et structuration stéréotypée des axones/dendrites des neurones sensoriels mouches et les propriétés caractéristiques de la régénération des neurones sensoriels mouches – sous-type spécifique régénération dans la PNS et régénération limitée dans le système nerveux central – font de neurones dopaminergiques Drosophila un modèle attrayant pour étudier la neurogenèse. En outre, des études récentes de cellules ganglionnaires rétiniennes de souris concassée (CGR) suggèrent également que les sous-types neuronales portent compétence régénération distinctes ; certains sous-types RGC peuvent se régénérer, alors que d’autres dans le faisceau de nerfs apparemment homogène ne parviennent pas à repousser les33. Cette importante découverte suggère que des stratégies spécifiques au type neuronales devraient être exploitées pour favoriser la régénération et la récupération fonctionnelle et plaide énergiquement que l’induction des lésions axonales et analyse de régénération subséquente doit être effectuée dans un manière de sous-type spécifique neuronale. Par ailleurs, les déterminants moléculaires et cellulaires pour ce type de régénération-spécificité restent largement inconnu19,33. Par conséquent, le modèle de lésion du neurone da offre le paradigme idéal pour s’attaquer à ces questions.
Comparativement à la régénération axonale, études qui portent sur la régénération de la dendrite sont beaucoup plus rares. Blessure de dendrite se produit, comme dans le traumatisme crânien, accident vasculaire cérébral et de nombreuses formes de neurodégénérescence, pourtant ne sait presque rien pouvoir des dendrites réparer et réformer les connexions neuronales. Le modèle de lésion du neurone da offre à nouveau un système très accessible qui affiche la répétition stéréotypée, la spécificité de la classe et temporelle règlement19, afin d’explorer cette voie.
Il est également important de mentionner que bien qu’il soit possible de blesser un seul axone étiqueté dans le PNS, le préjudice moyen est effectué dans les résultats de la CNS dans la lésion d’un faisceau d’axones. Si vous le souhaitez, MARCM34 ou l’approche de35 clone FLP-out peut-être servir d’étiqueter les axones unique dans le système nerveux central. En outre, lorsque les cellules gliales sont simultanément étiquetés avec RDRF (Repo-Gal4, SAMU-RDRF), l’accumulation des procédés de cellules gliales est observée plus précisément sur le site de la lésion. En outre, l’expression de Ptp99A, l’homologue de mouche de chondroïtine sulfate protéoglycane (CSPG) phosphacan / PTPRZ1, est régulée sur le site de la lésion. Ptp99A Co se localise avec les cellules gliales et entoure le site de la lésion, formant une structure d’anneau comme semblable à ce qui a été signalé pour les cicatrices astroglials mammifères19,36,37. En conclusion, le modèle de blessure du neurone da, lorsqu’il est combiné avec d’autres types de cellules comme les cellules gliales ou des cellules immunitaires, des marqueurs permettra in vivo la surveillance en temps réel des interactions multicellulaires entre un neurone blessé et ses environs environnement.
Bien que ce modèle de lésion du neurone sensitif les larves de mouches nous offre des possibilités de trouver des régulateurs neurorégénération potentiels dans le PNS et CNS, il a encore plusieurs limitations. Tout d’abord, il n’est pas du haut débit au stade actuel. En général, 5-6 génotypes pourraient subir par une seule personne en une semaine. Il doit être optimisé afin d’effectuer un écran non biaisé. Deuxièmement, comme l’anesthésie de l’éther sur larves peut durer de plusieurs min à pas plus de 20 min, il n’est pas optimal pour l’imagerie à long terme. Ainsi, des moments spécifiques qui sont représentatifs de la dégénérescence axonale et régénération respectivement sont choisis pour l’imagerie. Troisièmement, même si ce protocole met en place un moyen de blesser des axones avec précision, la possibilité de dommages aux tissus environnants ne peut pas être totalement écartée. Dans le VNC, ces tissus peuvent être des cellules gliales, les axones et les dendrites des autres neurones. Pour minimiser cette restriction éventuelle, nous réduire au minimum les sites de blessures, s’appliquent le plus bas possible de puissance de laser et en parallèle à la fois contrôler et expérimenter des groupes, exécutez les procédures. Quatrièmement, dans le processus de mise en place le paradigme de blessure de CNS, sites de différentes blessures ont été testés, y compris les sites près de terminus du axone que nous avons choisi d’utiliser et la point d’entrée des axones dans le VNC. Les points d’entrée se sont révélés pour être plus difficile à blesser, parce qu’ils sont plus profondément dans le tissu et plus susceptibles de se déplacer. Ainsi, pour ces raisons pratiques, nous optons pour la méthode actuelle, qui est bon pour des expériences à grande échelle, plus cohérentes et mieux contrôlée. Un seul souci potentiel, comme indiqué ci-dessus, est la possibilité de blesser les tissus voisins, tels que les éléments postsynaptiques et les cellules gliales. En revanche, c’est un remarquable question comment les tissus environnants endommagés influencent la dégénérescence et la régénération des axones. Par exemple, comment la cicatrice gliale affecte la régénération axonale. Il y a une autre raison pourquoi notre modèle de blessures peut-être sont très proches des modèles de lésion chez les mammifères, dont les axones et les tissus autour des sites de lésions sont habituellement blessés simultanément.
Blessure de laser suivi par microscopie Time-lapse est une analyse sensible pour l’étude de la régénération axonale/dendrite. Cependant, une des préoccupations principales de ce test sont le coût perçu, qui s’étend de < 10K $ pour les lasers à impulsions à l’état solide bas de gamme, $25-100K pour les lasers femtoseconde à >$ 100K pour les lasers de deux photons. Il y a plusieurs bonnes discussions sur les systèmes laser différentes utilisées pour axotomie29,38,39,40,41,42,43, 44 , 45. pour résumer, les lasers conventionnels sont optimales pour axones coupe au sein de 30 à 50 µm de la surface. Il y aura plus de dégâts collatéraux avec les lasers deuxième nano et pico, comparé avec le laser femtoseconde, autant que la profondeur de la zone cible augmente de45. Pour blesser les axones dans le VNC, dont la profondeur est généralement environ 50-100 µm, il est essentiel de minimiser les dommages aux tissus. Dans ce cas, le deux photons laser est idéal, qui porte la puissance du laser pour le plan focal, réduisant les dégâts collatéraux de tissus sans compromettre la pénétration tissulaire. En conclusion, le système de deux photons est coûteux, mais offre la meilleure préservation précision et tissus. Toutefois, si seulement les axones PNS sont la cible d’une axotomie, lasers à impulsions conventionnel peuvent être une alternative plus abordable.
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Nous remercions Jessica Goldshteyn pour le support technique. Travail dans le laboratoire de la chanson est financé par la subvention du NIH R00NS088211 et l’intellectuel et Developmental Disabilities Research Center (IDDRC) nouveau programme Development Award.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Diethyl ether, ACS reagent, anhydrous | Acros Organics | AC615080010 | |
Halocarbon 27 Oil | Genesee Scientific | 59-133 | |
Phosphate buffered saline (PBS), 20x Concentrate, pH 7.5, supplier # E703-1L | VWR | 97062-948 | |
Agar powder, Alfa Aesar, 500GM | VWR | AAA10752-36 | |
Grape juice | Welch’s | ||
Ethanol 95% (Reagent Alcohol 95%) | VWR | 64-17-5 | |
Acetic acid | Sigma-Aldrich | A6283 | |
Propionic Acid | J.T.Baker | U33007 | |
Cover Glasses: Rectangles | Fisher Scientific | 12-544-D | 50 mm X 22 mm |
Zeiss LSM 880 laser scanning microscope | Zeiss | ||
Zen software | Zeiss | ||
Chameleon Ultra II | Coherent |
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