L'isolement et le profilage des exosomes de Bile humain contenant microARN-

Bile fluid is a valuable source of extracellular vesicles/exosomes that contain potentially important biomarkers. This protocol represents a robust method to isolate exosomes from human bile for further analyses including miRNA profiling.

la recherche de Exosome au cours des trois dernières années, a considérablement étendu le champ vers l'identification et la caractérisation de biomarqueurs et de leurs utilisations thérapeutiques.

Il a été démontré récemment exosomes pour contenir microARN (MIRS). Mirs se sont apparus comme biomarqueurs de valeur à des fins de diagnostic. Comme le prélèvement d'échantillons dans les cliniques et les hôpitaux est très variable, miRNA l'isolement de la bile toute varie considérablement. Pour obtenir des profils de miARN robustes, précis et reproductibles à partir d'échantillons de bile recueillies d'une manière simple nécessité l'élaboration d'un protocole de haute qualité pour isoler et caractériser les exosomes de la bile. Le procédé nécessite plusieurs centrifugations et une étape de filtration par une étape finale d'ultracentrifugation pour sédimenter les exosomes isolés. La microscopie électronique, Western blots, cytométrie en flux et l'analyse optique nanoparticule multi-paramètres, le cas échéant, sont des étapes cruciales de caractérisation pour valider la qualité de l'exosomes. Pour l'isolement des miARN de ces exosomes, Smasher le lysat avec un miARN synthétique non spécifique d'une espèce comme Caenorhabditis elegans, à savoir, Cel-miR-39, est important pour la normalisation de l' efficacité d'extraction d'ARN. L'isolement des exosomes à partir du liquide biliaire suivant cette méthode permet au succès miRNA profilage à partir d'échantillons de bile stockées pendant plusieurs années à -80 ° C.

Comme d' autres fluides biologiques, à savoir, le lait maternel, le plasma ou l' urine, la bile contient exosomes, lipides riches vésicules ^1-4. Les exosomes peuvent induire ou altérer les fonctions biologiques dans les cellules réceptrices ^{5, 6,} une forme de communication entre les cellules qui pourraient faire partie de leur fonction normale ^{4, 7-9.} Les exosomes peuvent contenir des espèces miRNA qui peuvent fournir une source précieuse de biomarqueurs pour le diagnostic ^10. les profils miARN ont gagné une attention considérable ces dernières années en tant que marqueurs diagnostiques et pronostiques pour une variété de maladies ^11-14.

miRNA lui-même peut être trouvé dans les fluides biologiques, peut-être libéré par les cellules mortes et la quantité de cellules de hangar peut être fortement influencée par une maladie sous-jacente. Le profil miRNA des exosomes ne reflète pas nécessairement le profil miRNA de la cellule d'origine ^{6, 10, 15-17,} mais exosomes peut porter des signatures miRNA qui pourraient être caractéristique de la CE parentalell aime une cellule tumorale. Exosomes dérivés de tumeur ont été identifiés dans le plasma de patients atteints d' un adénocarcinome du poumon, le cancer de la prostate et d' autres tumeurs ^{8, 16, 18.}

Le but de cette méthode est l'isolement fiable et robuste des exosomes à partir d'échantillons de bile humaine, largement indépendantes de leurs procédures de traitement antérieur. Il a été développé pour utiliser la bile en tant que source fiable d'ARNmi pour le diagnostic potentiel des maladies du canal biliaire , tels que ¹⁹ cholangiocarcinome. Il se compose de plusieurs étapes de centrifugation, à des vitesses croissantes afin d'isoler les exosomes et pourrait être appliquée à d'autres fluides biologiques.

L'obtention de la bile de patients par cholangiopancréatographie rétrograde endoscopique (CPRE) nécessite l'approbation d'un protocole d'étude sur des sujets humains par le Institutional Review Board. Tous les travaux présentés ici a été approuvé par le comité d'examen institutionnel de l'Université Johns Hopkins.

1. Exosome Isolation de Bile

1. Effectuer cholangiopancréatographie rétrograde endoscopique (CPRE). Placer le patient en position couchée et intuber.
   1. Passez un duodénoscope à travers la bouche du patient et l'insérer dans la deuxième partie du duodénum et d'identifier la papille majeure.
   2. Sélectivement canuler la bile conduit commun en insérant une triple lumière sphinctérotome pré-chargé avec un 0,035 pouce (0,9 mm) guidage hydrophile.
   3. Avancer le fil guide sous guidage fluoroscopique du canal hépatique gauche depuis l'occasion, il peut être difficile de différencier le canal cystique du canal hépatique droit, puis avancer lesphinctérotome 5 cm dans le canal biliaire pour acquérir une position stable.
   4. Retirez le fil de guidage, joindre une seringue de 10 ml au port guidage à travers le verrou Luer et aspirer la bile en utilisant 10 ml de pression négative.
   5. Retirer la seringue contenant la bile pour procéder à l'ERCP en réinsérant le fil de guidage et l'injection de l'agent de contraste à travers l'orifice d'injection pour opacifier l'arbre biliaire.
   6. Transférez la bile recueillie dans un tube de 15 ml sur la glace et garder sur la glace jusqu'au moment de passer à l'étape de centrifugation.
      Attention: Porter des gants pour vous et les échantillons protéger! Traiter la bile comme une source potentielle d'infection car il peut contenir de l'hépatite A particules virales!
   7. Conserver l'échantillon (s) sur la glace. Soit passer à l'étape 1.2 ou centrifuger à 500 xg à 4 ° C pendant 10 min, puis congeler à -80 ° C jusqu'à utilisation ultérieure.
      Note: Les échantillons conservés de cette façon depuis plusieurs années ont régulièrement été utilisés avec de bons résultats ^19.
2. Transférer 400 pl de la bile dans un microtube et recueillir les cellules et les débris cellulaires par centrifugation à 300 g pendant 10 min à 4 ° C.
3. Retirer le surnageant par pipetage, transférer dans un tube de microcentrifugation frais et centrifuger l'échantillon (s) à 16.500 xg pendant 20 min à 4 ° C pour effacer le surnageant de plus de débris. Jeter les tubes dans les déchets biologiques dangereux. Vous pouvez également faire tourner les échantillons dans une ultracentrifugeuse à la place.
4. Recueillir le surnageant et le filtrer dans une enceinte de sécurité biologique avec une seringue à travers un 0,2 um polyéthersulfone (PES) filtre à membrane qui a de bonnes vitesses d'écoulement et faible teneur en protéines de liaison pour éliminer toutes les particules de plus de 200 nm à gauche.
5. Pipet le surnageant filtré à ultracentrifugation tubes et ajouter PBS de sorte que les tubes sont plus de 2/3. Si les tubes contiennent moins liquide que celui, les tubes s'effondreront pendant la centrifugation! Les tubes peuvent être lavés, autoclavés et réutilisés plusieurs fois.
6. Pellet les exosomes par ultracentrifugation à 120 000 xg pendant 70 min à 4 ° C. Après que l'aspect de centrifugation à la partie inférieure du tube d'ultracentrifugation pour voir parfois de petites pastilles jaunes; ce sont les exosomes.
7. Jeter le surnageant par décantation soigneusement et désinfecter les déchets en ajoutant l'eau de Javel à une concentration finale de 10% v / v et laissez reposer pendant 20 min.
8. Pour les expériences en aval, soit traiter la pastille (s) dans un petit volume de la solution appropriée ( par exemple, radioimmunoprecipitation dosage (RIPA) tampon pour l' isolement des protéines, l' ARN tampon de lyse pour miR isolement) ou remettre en suspension dans 50-150 pi de tampon phosphate une solution saline (PBS) , qui peut être stockée soit à -80 ° C pour une utilisation ultérieure (en temps réel réaction quantitative en chaîne par polymérase (qRT-PCR) ou l' extraction des protéines , etc.) , ou utilisée pour la caractérisation de la préparation d'exosomes par MET ou une analyse optique des nanoparticules .

2. Identification par ExosomeMicroscopie électronique à transmission (TEM) ou CryoEM

1. Remettre en suspension les vésicules extracellulaires dans 100 ul de PBS par pipetage. Idéalement, utiliser des exosomes qui ne sont pas stockés à -20 ° C ou -80 ° C, en particulier lors de la réalisation de l'isolement pour la première fois.
2. Adsorber une partie aliquote de 20 ul (environ 2 ug) à 400 mesh Parlodion grilles de cuivre recouvertes de carbone pendant 2 minutes et laisser sécher à température ambiante.
3. Fixer le exosomes dans 1% (v / v) glutaraldéhyde (EM-grade) pendant 5 min à température ambiante en plaçant soigneusement gouttes sur la préparation séchée.
4. Laver les grilles à deux reprises avec de l'eau pendant 5 min, puis le contraste VÉ tache avec de l'acide phosphotungstique à 1% (PTA) pendant 30 secondes.
5. Acquisition d'images avec un microscope électronique avec une tension d'accélération de 80 kV à partir des grossissements de 20,000X et portant à 100,000X lors de la détermination de la taille des particules.
   Note: D'autres préparations comme la superposition sur 200 cuivre ou de nickel grilles formvar revêtues de carbone maille et contraste coloration like 1% ou 2% d'acétate d'uranyle pendant 10 à 15 minutes sont également possibles.
6. Pour CryoEM, mélanger une aliquote de 20 pi (environ 2 pg) avec 60 Protein ul G or 10 nm (rapport 1: 3). Cela aidera à déterminer le diamètre de exosomes.
7. Transférer les échantillons sur des grilles de préchauffage déchargée C-plat carbone holey et enlever l'excès de liquide en tamponnant. Congeler les grilles en les plongeant immédiatement dans l'éthane liquide.
8. Monter les grilles dans un cryoholder dans de l'azote liquide.
9. Acquérir les images à 200 kV avec des grossissements de 20,000X et 100,000X.

3. Exosome Identification par multi-paramètres Nanoparticules Analyse optique

1. Remettre en suspension les exosomes isolés dans 100 ul de PBS par pipetage.
2. Diluer les exosomes dans 600 ul de PBS à plusieurs rapports différents (par exemple 1:50, 1: 100, 1: 300, 1: 600 et 1: 1200).
3. Visualisez les exosomes par diffusion de la lumière laser avec l'instrument et des logiciels appropriés en temps réel selon la fabrile protocole Dürer ^20.
4. Augmenter le niveau de l'appareil photo en mode de capture jusqu'à ce que les particules deviennent visibles, puis ajuster la mise au point de rendre les particules semblent lisse.
5. En mode standard, diminuer la caméra au niveau le plus bas que les particules peuvent encore être vus, si nécessaire ajuster l'obturateur et le gain caméra pour atteindre cet objectif.
6. Vérifier visuellement pour assurer 20-100 particules sont visibles sur l'écran, sinon rincer l'appareil et régler la dilution dans du PBS.
7. Réglez ensuite la durée de capture entre 30-60 sec. Après la vidéo est capturée, ajuster les paramètres de traitement jusqu'à ce que toutes les particules sont identifiés sur l'écran et traiter le fichier vidéo.

4. Exosome Caractérisation par Western Blot

1. Lyser exosomes pastilles de 5/2 ml de bile dans 100 ul de dosage radio-immunoprécipitation glacé (RIPA) tampon avec un inhibiteur de la protéase par pipetage de haut en bas et mélanger soigneusement lysats vigoureusement pendant 30 secau vortex pour solubiliser efficacement les protéines.
2. Alors que la plupart du temps pas nécessaire, utiliser pulse-sonication des échantillons sur la glace avec 2 impulsions pendant 10 secondes chacune pour assurer la pleine lyse.
3. Pastiller la matière insoluble par centrifugation à 15 000 xg à 4 ° C pendant 5 min et transférer le surnageant dans un tube propre.
4. Déterminer la concentration en protéine avec une méthode de choix ( par exemple, l' acide bicinchoninique (BCA), Coomassie, Lowry modifiée, 660 nm , analyse de protéines, etc.) selon le protocole du fabricant. La méthode est pas aussi important tant que la même méthode est utilisée régulièrement pour obtenir des résultats qui peuvent être comparés à travers des expériences.
5. Charge de 50 ug de protéine par échantillon dans un tampon de Laemmli, après chauffage de l'échantillon à 95 ° C pendant 5 min dans un puits d'un gel de polyacrylamide pour l'électrophorèse (PAGE).
6. L'électrophorèse des échantillons sur gels PAGE pendant 1,5 heure et à transférer les protéines séparées sur une membrane de nylon.
7. Bbloquer la membrane (s) avec 5% de lait écrémé dans du tampon Tris salin avec 0,1% de Tween 20 (TBS-T) pendant 1 h, puis incuber avec des anticorps spécifiques exosomes tels que l'anti-CD63 et anti-STG-101 à une dilution de 1: 500 de préférence O / N à 4 ° C.
8. Laver les membranes avec TBS-T 3 x 10 min, puis incuber avec un lieu, correspondant à l'anticorps secondaire HRP-conjugué dans 5% de lait écrémé dans du TBS-T pendant 1-2 heures à la température ambiante.
9. Laver la membrane (s) 3 x 5 min avec TBS-T et de détecter les protéines spécifiques avec des réactifs de chimioluminescence selon le protocole du fabricant.
10. Imager les membranes avec un film ou un système numérique d'imagerie selon le protocole du fabricant.

5. microARN Isolation des exosomes isolés

Remarque: L'isolement des exosomes à partir miARN bile est réalisée à l'aide d'un isolement miARN modifié à base d'un kit disponible dans le commerce, mais tout autre procédé d'isolement d'ARN peut être utilisé ou adapté.

1. Ajouter 300 &# 181; l lyse / tampon pour la construction du culot exosomes (isolé à partir de 400 ul de la bile), vortex, passer à travers une pipette ou une aiguille / seringue pour lyser complètement les exosomes pour obtenir un lysat homogène.
2. Ajouter 1/10 (30 pi) volume de miRNA homogénat additif, et bien mélanger par vortex ou en renversant le tube plusieurs fois.
3. Incuber le mélange pendant 10 minutes sur la glace.
4. Ajouter un volume d'acide-phénol: chloroforme égal à l'homogénat initial (300 ul).
5. Ajouter 5 pi 5 fmol / ul cel-miR 39 et vortex pendant 30-60 sec.
6. Centrifuger pendant 5 min à 10 000 x g à température ambiante pour séparer la phase aqueuse (supérieure) et les phases organiques (en bas).
7. Aspirer soigneusement la phase supérieure par pipetage et transfert à un nouveau tube tout en notant le volume transféré. Jeter la phase organique dans le conteneur de déchets organiques appropriés.
8. Pour enrichir pour les petits ARNs ajouter 1/3 volume de 100% d'éthanol à la phase aqueuse récupérée et mélanger soigneusement par tourbillonnement ou en renversant le tusoit plusieurs fois.
9. Pipeter le mélange lysat / éthanol sur la cartouche filtrante, jusqu'à 700 ul à la fois.
10. Centrifuger les cartouches pour 15 s à un maximum de 10.000 xg ou appliquer le vide pour passer le mélange à travers le filtre.
11. Recueillir le filtrat et si le mélange lysat / éthanol dépasse 700 pi, transférer le flux par le biais d'un nouveau tube et répétez la procédure pour recueillir tous les filtrats. Ceux-filtre contient des fractions d'ARN dépourvue de petits ARN et peut être utilisé pour récupérer ces ARN plus grandes.
12. Ajouter 2/3 volume de RT 100% d'éthanol au filtrat totale et mélanger soigneusement par tourbillonnement.
13. Pipeter le mélange filtrat / éthanol sur une seconde cartouche de filtre. Comme précédemment le volume maximum qui peut être appliqué à la fois est de 700 ul.
14. Centrifuger pendant 15 secondes à 10.000 xg ou appliquer le vide comme décrit à l'étape 5.10.
15. Jeter l'écoulement, et répéter jusqu'à ce que tout mélange filtrat / éthanol a été filtré.
16. Appliquer 70081; l miRNA Wash Solution 1 à la cartouche filtrante, centrifuger pendant 5-10 sec ou appliquer le vide et jeter le flux continu.
17. Laver le filtre avec une solution de lavage de 500 pi 2/3 comme cela se fait à l'étape 5.16.
18. Répétez le lavage une seconde fois avec 500 pi de solution de lavage 2/3 comme dans l'étape 5.16, jeter le accréditive et placer le filtre dans le tube de collecte.
19. Faire tourner la cartouche filtrante pendant 1 min à 10 000 x g pour éliminer tout liquide résiduel provenant du filtre.
20. Transférer la cartouche filtrante dans un tube de collecte frais et appliquer 100 pi d'eau chaude gratuite (95 ° C) nucléase au centre du filtre.
21. Faites tourner les ensembles pour les 20-30 secondes à la vitesse maximale pour récupérer l'ARN.
22. Recueillir l'éluat et utiliser immédiatement ou conserver à -80 ° C.

Etant donné que les exosomes sont trop petites pour être détectées par microscopie ordinaire ou cytométrie en flux, la microscopie électronique ou optique de nanoparticules doit être effectuée. L'analyse optique de nanoparticules a l'avantage par rapport à la microscopie électronique qu'il est également quantitative et fournit une distribution granulométrique et la concentration. L'instrument présente un faisceau laser finement focalisé à travers un prisme de verre dans l'échantillon. Le mouvement brownien des vésicules isolées est capturée par une caméra haute sensibilité EMCCD et suivis sur une base trame par trame. Les analyses de suivi des nanoparticules (NTA) mesures de logiciels cette trame de mouvement brownien pour encadrer pour calculer la taille, le mode et la distribution des préparations d'exosomes biliaires. La figure 1 montre le résultat d'une analyse typique NTA d'exosomes isolé d'un échantillon de bile humaine.

En variante, la microscopie électronique peut être utilisépour confirmer la taille des particules isolées, mais sans quantification. La figure 2A montre le résultat typique de la microscopie électronique à transmission pour exosomes isolé à partir de la bile humaine.

Pour vérification de la nature exosomal des particules isolées, des Western blots de sondage pour la présence de protéines telles que Tsg101 ou tétraspanines CD63, représentés sur la figure 2B, doivent être utilisés. Existent protéines spécifiques exosomes pas en soi, mais exosomes sont enrichis en tétraspanines, en particulier CD9, CD63, CD81 et CD82 avec CD63 et CD81 appelé marqueurs exosomes comme classiques, et les protéines impliquées dans la formation des exosomes comme TSG101 et Alix ^21. D'autres protéines comme protéine de choc thermique apparenté 70 (Hsc70) et 73 (Hsc73), ainsi que des molécules du complexe majeur d'histocompatibilité (CMH) de classe II peuvent également être trouvés enrichis en exosomes avec certains comme Hsc73 et la prote associée à la membrane périphériquedans le lait globule gras - facteur de croissance épidermique -factor 8 (mfge8) étant tout à fait spécifique pour exosomes sécrétés par des cellules dendritiques ^21.

La figure 3 illustre les graphes d'amplification typiques en temps réel d'une variété d'espèces de miARN extraites exosomes de la bile humaine. Depuis exosomes, contrairement aux cellules, manque de normes fiables comme 18S ou 28S ou gènes de ménage comme GAPDH ou β-actine pour la normalisation, le dopage avec un miARN synthétique est important. Les miARN synthétiques doivent être dérivées d'une espèce différente , comme cel-miR 39 de Caenorhabditis elegans pour permettre de normaliser les niveaux d'expression de manière efficace.

Pour la reproductibilité, il est essentiel que la bile est traitée le plus tôt possible et non gelé avant le traitement que ces conditions conduisent à la dégradation des miARN présents dans la bile. D'autre part, une fois isolé, exoso mes sont très stables et très résistant à l'entreposage à température ambiante pendant 48 heures ou jusqu'à trois cycles de gel-dégel provoquent des effets négligeables sur les niveaux d'au moins deux espèces de miRNA, bien que la stabilité du miARN d'intérêt doit être déterminé de manière empirique.

Figure 1. Analyse (nanoparticules) de NTA pour caractériser les exosomes biliaires humains exosomes biliaires ont été dilués dans du PBS à raison de 1:. 600. (A) la distribution des tailles et la concentration de véhicules électriques isolés de la bile humaine. La taille moyenne a été établie à environ 97 nm pour cet échantillon (axe x: exosomes taille, y-axe: exosomes concentration pour chaque taille). (B) Echantillon pression tir du même échantillon analysé dans A. La gamme de taille montre des vésicules allant de 30 à 110 nm.= "_ Blank"> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2. Vérification de la nature exosomal de la préparation par microscopie électronique à transmission et Western blot. (A) microscopie électronique en transmission (TEM) des structures sphériques présents dans la bile humaine 70-110 nm. La barre d'échelle est de 100 nm. (B) Western blot analyse des exosomes biliaires montre la présence des protéines marqueurs typiques de exosomes TSG101 et CD63. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3. PCR en temps réel des espèces miRNA isolées de exosomes biliaires. Réel-time PCR d'une matrice miR démontre l'amplification de plusieurs espèces miR extraites de exosomes humaines biliaires (axe des x, le nombre de cycles PCR; axe y, l' intensité relative). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Pour utiliser de manière fiable exosomes isolés de la bile, il est important d'utiliser des méthodes d'isolement de haute qualité compatibles pour obtenir des échantillons de haute qualité en retour. La méthodologie définie dans le présent document est un moyen bien établi pour isoler les exosomes et microARN de la bile humaine. Il met en évidence plusieurs étapes cruciales dans la caractérisation des exosomes isolés qui, à un minimum devrait comprendre la microscopie électronique ou optique de nanoparticules et Western blots.

L'étape la plus cruciale dans l'isolement des exosomes, au moins en ce qui concerne la stabilité miRNA, est de traiter la bile fraîche dès que possible. Un stockage prolongé de la bile toute à la température ambiante ou même un cycle de gel-dégel unique peut réduire de manière significative le contenu miRNA alors qu'au contraire les exosomes isolés sont très stables, même lorsqu'ils sont stockés à température ambiante ou en cours de plusieurs cycles de gel-dégel. Tant que les échantillons en question ont été stockés à -80 ° C, l'isolement réussi de exosomes et miRNA de la bile peut être réalisée avec une grande reproductibilité pour identifier les signatures miRNA dans les échantillons. Il est recommandé de commencer d'abord avec la bile fraîche pour assurer l'intégrité correcte de miARN. Ceci est une considération importante lorsque l'on tente de mettre en place un ensemble d'échantillons de bile dans le temps comme ce serait le cas pour les échantillons des patients. Elle permet de traiter des échantillons qui ont été prélevés au cours des mois, voire plusieurs années pour être traitées et évaluées en même temps.

Cela améliore grandement l'utilisation de la bile à des fins de diagnostic, soit pour rechercher des signatures miRNA qui confirment la présence d'un état de maladie comme le cancer ou la réponse d'une maladie à des interventions thérapeutiques. En fait, les résultats des échantillons cliniques ont été utilisés pour établir des signatures miRNA comme biomarqueurs pour cholangiocarcinome ^19.

La première étape de centrifugation élimine les cellules intactes qui sont présents dans la bile. Dans la seconde, une cellule de centrifugation à vitesse élevée debris, corps apoptotiques et d'autres organites plus grands sont culottées. Faire en sorte que seules les particules inférieures à 200 nm sont collectées lors de l'étape d'ultracentrifugation, l'étape de filtration avec un filtre de liaison de protéine faible est importante. Certains protocoles omettent cette étape, mais nous pensons qu'il est nécessaire. Après l'ultracentrifugation à 120.000 xg le culot obtenu contient exosomes assez purs qui peuvent soit être traités immédiatement ou après remise en suspension dans PBS être stockés à -80 ° C. Une limitation de cette méthode est que le culot obtenu est fortement enrichi en exosomes, mais cela est vrai pour d'autres procédés d'enrichissement tels que l'exclusion de taille et la précipitation polymère. Un traitement supplémentaire pourrait entraîner une autre étape de purification par gradient de saccharose ou de se lier à des billes magnétiques recouvertes d'anticorps. Si la source des exosomes (comme par exemple le plasma) contient des précipités à la suite de la coagulation, cette purification supplémentaire peut être nécessaire que ces particules peuvent souvent avoir la taille des exosomes.En particulier, l'immuno-épuration conduit à une préparation enrichie de marqueurs plus exosomes. L'inconvénient est que cela réduit davantage la quantité de exosomes et / ou miARN présents, et pour la plupart des fins ne justifie pas le temps et processus de consommation des ressources. Si, toutefois, l'analyse par transfert de Western détecte la présence d'une contamination de microsomes par une protéine réticulum endoplasmique telles que la calnexine, une purification supplémentaire, notamment immuno-isolement sur la base, est conseillée. Dans notre expérience, cela est rarement le cas pour la bile, si l'on utilise d'autres sources de fluides biologiques une étape de purification immunitaire basée serait recommandé.

L'utilisation d'une ultracentrifugation différentielle pour isoler et enrichir des exosomes à partir du liquide biliaire est un procédé relativement rapide et rentable. Bien qu'il nécessite l'utilisation d'une ultracentrifugeuse, de préférence avec un rotor swing de seau, ces dispositifs sont généralement trouvés dans de nombreuses institutions. Une purification supplémentaire par centrifugation de densité sont possible avec le même matériel et les tubes sont réutilisables plusieurs fois après le nettoyage et la stérilisation. Alors que la précipitation à base de polymère ne nécessite que l'utilisation d'microcentrifugeuses ou des centrifugeuses standard pour sédimenter le précipité à une vitesse de 10 000 x g ou moins, on isole généralement co-contaminants non vésiculaires, y compris les lipoprotéines. Alors que les lipoprotéines ne sont généralement pas présents dans la bile, le coût des polymères souvent exclusives et brevetées rendent l'isolement coûteux en comparaison. Les polymères sont parfois incompatibles avec des applications en aval telles que la spectrométrie de masse, mais lorsque l'analyse en aval est compatible avec le polymère (ARN ou d'isolement des protéines), le procédé est simple, rapide et ne nécessite pas d'équipement spécifique.

chromatographie d'exclusion de taille a l'inconvénient de longues durées de fonctionnement et l'exigence d'un équipement spécial, mais permet la séparation précise des particules grandes et petites. la purification par immuno-affinité donne le plus haut purity de vésicules exosomales et même permet l'isolement des fractions exosomales spécifiques telles que épithéliales dérivées, mais cela se fait au prix de rendement total. En outre, il est limité à de petits volumes d'échantillons nécessitant une première étape d'enrichissement si un grand volume doit être traitée et les exosomes isolés peuvent perdre leur activité fonctionnelle ou d'exposer la fonction biologique altérée en raison des anticorps liés.

Il est important de considérer l'application (s) en aval et la disponibilité des équipements spécialisés en ce qui concerne l'isolement des exosomes. La caractérisation des particules isolées / enrichis est important quelle que soit la méthode d'isolement utilisé. Ultracentrifugation a été jusqu'ici un «gold standard» utilisé par de nombreux laboratoires en raison de son enrichissement robuste et rapide (et rentable si ultracentrifugation est disponible) de particules exosomales.

None of the authors have competing financial interests.

This study was supported by a K08 Award (DK090154-01) from the National Institutes of Health (NIH; to F.M.S.).