Este proyecto fue financiado por la Universidad de Nebraska Medical Center (fondos de arranque, MC-S); NIH-COBRE, 5P20GM103480 (T. Bronich) y la American Chemical Society, PRF # 57434-DNI7(MC-S).

1. general protocolo para síntesis de PPA
<ol><li>Calcular la escala de síntesis (generalmente mmol). Esta escala se basa en la masa de la cantidad de PPA de destino. Tenga en cuenta que la eficiencia de la reacción de SPPS gradualmente disminuye con un aumento de la secuencia de aminoácidos. Por lo tanto, la eficiencia de la reacción exacta es difícil de calcular.</li>
	<li>Calcular el peso de la resina que se utiliza según la carga de la resina. La carga se encuentra en el contenedor o el protocolo de análisis de la resina y expresada en mmol/g. Puede utilizarse la siguiente fórmula para calcular el peso de la resina:</li>
	<li>Cuidadosamente pesar resina del cloruro de 2-chlorotrityl (en nuestro caso la carga es ~0.85 mmol)</li>
	<li>Colocar la resina en un recipiente de sinterizado síntesis con las siguientes especificaciones: capacidad: 50 mL, Fritted Disc – 25 mm, porosidad – medio.</li>
	<li>Añadir 15 mL de diclorometano (DCM) a la resina.</li>
	<li>Coloque el recipiente de la síntesis de un agitador mecánico de velocidad variable (frasco agitador/agitador) y gire los vasos a un ángulo de 45° (u horizontalmente) para maximizar la agitación.</li>
	<li>Permitir que los granos de la resina se hinche durante 15 minutos hinchazón mejora el rendimiento de la reacción ya que facilita la difusión molecular y la accesibilidad al sitio activo, mejora de la eficiencia de acoplamiento.</li>
	<li>Añadir 8 equivalentes (2 mmol de escala 0.25 mmol) de la deseada poliaminas (espermina, espermidina, Diethyelenetriamine, diaminopropane 1, 3, etc.) a la resina y dejarlo reaccionar durante 5 h. Nota: Un menor período de reacción reduciría el rendimiento.</li>
	<li>Un Kaiser de prueba (véase Tabla de materiales) para confirmar el exitoso acoplamiento de la poliamina a la resina. Exitoso acoplamiento de las aminas primarias produce un color violeta/azul, que corresponde a la amina libre.</li>
	<li>Proteger el grupo de la amina primaria utilizando 4 equivalentes de 1-(4,4-dimethyl-2,6-dioxocyclohex-1-ylidene)ethyl (Dde), disueltos en metanol anhidro (15 mL), agitando la mezcla de reacción durante la noche11. Nota: Un menor tiempo de reacción reduce el rendimiento.</li>
	<li>Realice una prueba de Kaiser. La ausencia de color azul de la perla de resina confirma protección acertada. En caso de protección de la amina primaria, repita el paso anterior.</li>
	<li>El DCM de drenaje y lave las resinas dos veces con una mezcla de DCM y DMF (2:1, 15 mL).</li>
	<li>Disolver 20 equivalentes (5 mmol) de di-terc butil di-carbonato (Boc) en DCM (20 mL) y permitir la reacción proceder durante 3 horas.</li>
	<li>Hacer un cloranilo (véase Tabla de materiales) de prueba para confirmar la protección completa de la amina secundaria. Una prueba positiva (protección) produce un color amarillo claro o incoloro. Aminas secundarias gratis dan un color verde/azul oscuro, mientras que aminas primarias dan un color rojo.</li>
	<li>Escurrir la mezcla solvente y lavar dos veces con una mezcla de DCM y DMF (2:1, 15 mL).</li>
	<li>Añadir una solución al 2% de hidracina en DMF (10 mL) y agitar durante 1 hora.</li>
	<li>Hacer la prueba para confirmar éxito desprotección de la amina primaria un Kaiser.</li>
	<li>
Añadir el deseado aminoácidos en la secuencia inversa en el cual usted escribir o dibujarles. Péptidos son atraídos desde el termini N a la termini C pero se sintetizan en la dirección opuesta, C y N. Por ejemplo, para un PPA que requieren el siguiente péptido base - GLFD-, añadir el ácido aspártico (D), seguido de fenilalanina (F), leucina (L) y finalmente glicina (G). Nota: Para la mayoría de los aminoácidos, el siguiente Cóctel de acoplamiento es apropiado para la fijación en las resinas poliaminas cargado.<ol>
<li>Mezclar 4 equivalentes (1 mmol) de los aminoácidos Fmoc-protegido, 3,95 equivalentes de 2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluronium hexaﬂuorophosphate (HBTU) y 15 equivalente de Amina diisopropylethyl (DIPEA).</li>
		<li>Disolver en una mezcla de DCM y DMF (1:1, 15 mL) y someter a ultrasonidos el cóctel por 2 min (hasta disolución completa).</li>
		<li>Espere un min de 3 a 5 adicional para asegurar la activación de los ácidos carboxílicos en el aminoácido.</li>
		<li>Añadir la mezcla de reacción a la embarcación. Llevar a cabo la reacción de 2-4 h a temperatura ambiente. Nota: Hemos encontrado los siguientes alternativas eficientes al HBTU (que generalmente requiere menos cantidad de los aminoácidos y el agente de acoplamiento): COMU, PyBOP, HATU, DIC/Oxima.</li>
		<li>Hacer la prueba para confirmar el acoplamiento exitoso un Kaiser.</li>
		<li>-Proteger el grupo Fmoc del aminoácido mediante la adición de una solución al 20% de 4-metil piperidina (10 mL) en DMF. Hacerlo dos veces, cada vez agitando la mezcla de reacción durante 15 minutos. Nota: Una alternativa eficiente para la eliminación de Fmoc es piperazina/DBU12.<ol>
<li>Realizar un lavado con DCM (15 mL) entre adiciones.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Hacer la prueba para confirmar la protección acertada la del aminoácido un Kaiser.</li>
		<li>Lavar la resina a fin de eliminar los restos de 4-metil. Lavar la resina dos veces con DMF (10 mL), cada colada dura 5 min y finalmente con DCM (10 mL) durante 10 minutos.</li>
		<li>Añadir todos los aminoácidos restantes repitiendo sucesivamente el acoplamiento y protección de pasos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Finalmente, después de todos los aminoácidos necesarios, enganche, conjugar la cola hidrofóbica en el último aminoácido de la construcción de la poliamina-péptido:
	<ol>
<li>Añadir 10 equivalentes de la funcionalidad deseada ácido carboxílico 9,5 equivalentes de HBTU y 12 equivalentes de DIPEA disolución en mezcla de DCM y DMF (1:1, 20 mL). Nota: Tenga en cuenta que algunas colas pueden necesitar una diferente proporción de disolvente (generalmente un mayor % de DCM) o la adición de otro solvente como N-methylpyrrolidone (NMP).</li>
		<li>Someter a ultrasonidos el cóctel durante 5 – 10 minutos hasta disolución (hemos visto tarda más para la cola completamente disolver) y agregar al recipiente. Nota: Para colas que contienen múltiples sitios reactivos, deben ser protegidos antes acoplándolos.</li>
		<li>Llevar a cabo esta reacción (la cola hidrofóbica de acoplamiento) durante al menos 5 h, aunque es aconsejable llevarla a cabo durante la noche para el mayor rendimiento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. PPA escote de soporte sólido
El propósito de este paso es la ruptura de la PPA de la resina y eliminar los grupos de protección Boc de los amino ácidos y residuos de poliaminas.
<ol><li>Lavar la resina con DMF (8 mL en 2 minutos) y dos veces con DCM (8 mL, cada vez durante 5 minutos). Antes de cada adición, drenar el solvente desde el buque. Una vez que se realiza el último lavado, seque la resina bajo vacío durante 15 minutos.</li>
	<li>Preparar la solución de escote usando la siguiente proporción de mezcla: 28:1:1 ácido trifluoroacético (TFA): H2O: Triisopropyl silano (TIPS). Para hacer 15 mL del escote cocktail añadir 14 mL de TFA, 0,5 mL de H2O y 0.5 mL de consejos.</li>
	<li>Añadir esta solución de escote a la resina y agitar por 2 – 4 h a temperatura ambiente.</li>
	<li>Recoger la solución en un 25 o matraz de fondo redondo de 50 mL.</li>
	<li>Concentrar la TFA en vacío a 1 – 2 mL utilizando un evaporador rotatorio a presión reducida y calentar la mezcla a 40 ° C (no superar los 55 ° C para evitar la descomposición de la PPA).</li>
	<li>Después de la evaporación, añadir la solución obtenida de TFA (gota a gota) a un matraz de fondo redondo que contiene éter anhidro frío (15 mL). Esto precipitará inmediatamente la PPA.</li>
	<li>Además, añadir éter anhidro frío (5 mL) al matraz original donde se concentraba el TFA.</li>
	<li>Someter a ultrasonidos este matraz para recuperar sólidos adicionales y para combinar con la solución de éter en el paso 2.6. Nota: Se puede lavar la pipeta de transferencia con un volumen pequeño de DCM. Evitar la introducción de DMF durante el proceso porque tiende a formar una gel como sustancia.</li>
	<li>Coloque el matraz (cubierto) dentro del refrigerador y déjela reposar durante la noche para maximizar la precipitación.</li>
	<li>Recoger el material precipitado por filtración de vacío utilizando un embudo de filtro de disco sinterizado. Los tamaños de poro ideal son finos o medios.</li>
	<li>Lavar el precipitado dos veces con éter frío (5-10 mL) para eliminar cualquier materia orgánica residual.</li>
</ol>3. identificación del producto crudo utilizando el método de la gota seca de MALDI
<ol><li>
Preparación de la matriz para el análisis en modo positivo:
	<ol>
<li>Para iniciar el análisis del peso molecular mediante espectrometría de masas matriz asistida por láser de desorción/ionización (MALDI), agregue 10 a 20 mg de ácido α-ciano-4-hidroxicinámico a un tubo de microcentrífuga.</li>
		<li>Agregar una solución de agua/acetonitrilo (1:1, 1,0 mL) con 0.1% de ácido trifluoroacético (TFA). Mezclar bien todo con un vórtex. Nota: Esta matriz debe utilizarse para péptidos cargados positivamente. Modo negativo MALDI es similar, pero requiere una matriz que contiene 9-aminoacridina con 0.1% amoníaco como solvente aditivo.</li>
		<li>Añadir 1-2 μl de la muestra a la placa de la blanco de acero inoxidable para MALDI y secar la muestra en aire. Añadir 1-2 μl de la matriz y secar otra vez. Nota: Las placas tienen marcas circulares cuadriculadas a lo largo de la placa de la blanco para ayudar a localizar el lugar en particular.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analizar las muestras en instrumento MALDI para verificar su identidad. Ionización por electrospray (ESI) es una alternativa válida para confirmar la identidad de las PPA.</li>
</ol>4. purificación de la PPA mediante la purificación de la reverso-fase preparativa alto rendimiento cromatografía líquida (HPLC)
<ol><li>
Disolver el precipitado de PPA en una mínima cantidad de agua y acetonitrilo.
	<ol>
<li>Como regla general, se disuelven 100 mg de PPA crudo seco en menos de 5 mL de acetonitrilo y agua. Más hidrofóbicos PPA podrían requerir un mayor porcentaje de acetonitrilo para disolver y también pueden requerir un volumen mayor de solvente en general, dependiendo de la carga neta de las PPA (tabla 1).</li>
		<li>Si la disolución completa no ocurre, agregar 1% TFA (ACN o H2O). También es posible añadir cantidades de rastro de otros disolventes compatibles incluyendo dimetilsulfóxido, metanol o isopropanol (limitar su contenido a un 5%).</li>
	</ol>
</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Solvente</td>
			<td colspan="2">PPAs cargados positivamente</td>
			<td colspan="2">PPA con carga negativa</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">0.1% TFA en el agua</td>
			<td colspan="2">0.1% NH3 en el agua</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">0.1% TFA en ACN</td>
			<td colspan="2">0.1% NH3 en ACN</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: sistemas de solvente. Propuesta sistema de solventes para positivamente y negativamente cargados PPA.
<ol start="2"><li>Someter a ultrasonidos la PPA utilizando un sonicador cuerno por 20 min a 10 impulsos de s con Amp1 del 48% o de 2-3 h en un baño ultrasónico.</li>
	<li>
Luego, filtrar usando un filtro de jeringa de 0.45 μm seguido por filtración usando un filtro de jeringa de politetrafluoroetileno (PTFE) de 0.20 μm. La solución PPA debe ser clara y libre de todos los materiales de partículas.
	<ol>
<li>Si la filtración es demasiado difícil, someter a ultrasonidos para un período prolongado de tiempo. Se recomienda que la solución de PPA es purificada inmediatamente después de la filtración de la jeringa, ya que un almacenamiento prolongado puede Agregar a gelate, que necesitarán volver a sonicación y, tal vez, la filtración.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Durante y después de la purificación, utilizar solventes de grado HPLC o los que se filtran a través de un 0.25 μm jeringa filtro de membrana. Nota: Las condiciones solvente más común para purificar PPAs consisten en un gradiente de H2O y ACN.</li>
	<li>Utilizar un instrumento estándar de HPLC de fase inversa de este protocolo. Debe incluir un programador de gradiente de elución, un sistema binario de solvente, capaz de detectar en el 220 y 254 nm y un colector de fracciones programable de detección de UV. El caudal máximo debe ser 50 mL/min.</li>
	<li>Uso un C-18 invertida columna para separación de fase. Columnas de las siguientes dimensiones se pueden utilizar dependiendo de la masa del sólido se purifica y la red de carga de la PPA (tabla 2).</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Carga de PPA</td>
			<td>Tamaño de partícula</td>
			<td>Tamaño de la columna</td>
			<td>Masa de crudo PPA</td>
		</tr>
<tr>
<td>+ ve cargadas</td>
			<td>5 μm</td>
			<td>150 x 30 mm</td>
			<td>170 mg</td>
		</tr>
<tr>
<td>-ve cargadas</td>
			<td>5 μm</td>
			<td>150 x 30 mm</td>
			<td>170 mg</td>
		</tr>
<tr>
<td>+ ve cargadas</td>
			<td>5 μm</td>
			<td>150 x 21,2 mm</td>
			<td>90 mg</td>
		</tr>
<tr>
<td>-ve cargadas</td>
			<td>5 μm</td>
			<td>150 x 21,2 mm</td>
			<td>90 mg</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 2: sugiere columnas: Dimensiones de columnas, tamaños de partícula y la capacidad de carga máxima por inyección para C18 columnas HPLC de fase reversa
<ol start="7"><li>Inyectar el PPA con un volumen determinado por tanto la capacidad de la columna y por el volumen del loop de inyección de la HPLC. Ejecutar el método de gradiente HPLC según la configuración que se observa en la tabla 3 (tiempo de elución de 40 min).</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Tiempo</td>
			<td>Solvente (acetonitrilo)</td>
			<td>B solvente (agua)</td>
			<td>Caudal (mL/min)</td>
		</tr>
<tr>
<td>0</td>
			<td>5%</td>
			<td>95%</td>
			<td rowspan="5">Velocidad de flujo depende de su tamaño y el embalaje de la columna.</td>
		</tr>
<tr>
<td>2</td>
			<td>5%</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
<tr>
<td>35</td>
			<td>95%</td>
			<td>5%</td>
		</tr>
<tr>
<td>38</td>
			<td>100%</td>
			<td>0%</td>
		</tr>
<tr>
<td>40</td>
			<td>5%</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 3: gradiente sugerida: Gradiente de fase inversa sugiere que muestra la composición relativa de agua vs acetonitrilo durante un período de tiempo. El caudal depende de las especificaciones de la columna.
<ol start="8"><li>
Analizar las fracciones recogidas en los diferentes tubos de ensayo usando MALDI y determinar que tubo (o tubos) contienen la PPA. Esto se evalúa estudiando el peso molecular encontrado en cada tubo.
	<ol>
<li>Compruebe la pureza de las fracciones en un HPLC analítico. Utilizar un sistema de HPLC-gradiente equipado con un detector de ultravioleta a 220 nm.</li>
		<li>Si hay impurezas, no un ciclo adicional de la purificación por HPLC. El degradado anterior utilizado para HPLC preparativa puede reducido para utilizar con el HPLC analítica utilizando la columna convertidor en línea de software. Cada fracción mucho ser ≥ 95% puro para la caracterización física o evaluación biológica.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Recoger las fracciones en un gran matraz o frasco de evaporación y retire el acetonitrilo y la mayoría del agua. La solución final de PPA debería ser no más de 10 mL.</li>
	<li>Transferir esta concentrado en un tubo de centrífuga de 50 mL. Tenga en cuenta que los PPA son sustancias detergente; así, se generarán burbujas durante la evaporación del disolvente. Hemos encontrado que la adición de alcohol etílico disminuye la formación de burbujas.</li>
	<li>Vacío concentrado concentrado. Durante la evaporación al vacío, una gran cantidad de la PPA podría adherirse a las paredes del recipiente. Recuperar esta enjuagando repetidamente la pared del matraz con agua HPLC. El volumen combinado de la PPA concentrada y el agua de enjuague debe ser no más de 30 mL.</li>
	<li>Colocar la solución acuosa dentro de un tubo de 50 mL.</li>
	<li>
Flash freeze esta solución PPA en nitrógeno líquido: Nota: Flash congelación resultados en pequeños cristales de hielo que se sublime más rápido en el liofilizador. Por otra parte, la congelación lenta puede permitir la formación de uno mismo-montado estructuras supramoleculares. Otra alternativa (pero menos deseable) es poco a poco se congela en un congelador de-80 ° C o congelar con un hielo seco + mezcla de acetona<ol>
<li>Antes de colocar el tubo de centrífuga en el liofilizador, perforar o afloje el tapón del tubo para permitir que la humedad escape la muestra y recogido en la unidad de refrigeración. Establezca la unidad de liofilización a-54 ° C y 0.016 mbar. Nota: Otra opción es quitar la tapa y colocar un paño (con una banda elástica) sobre la apertura. También, hemos encontrado que congelar las muestras en un ángulo o el hielo se rompe en pequeñas porciones permite una liofilización más rápida y mejor debido a un aumento en la superficie.</li>
		<li>Si el sólido empieza a fundirse, esto puede indicar que existen rastros de un solvente orgánico (generalmente acetonitrilo). Repita el paso congelación y evaluar la condición de liofilización.</li>
		<li>Si el deshielo continúa, hay dos posibles soluciones:<ol>
<li>Dividir la muestra en dos porciones (para ser colocados en tubos), diluir con agua y congelar otra vez. No utilice esta solución a menudo porque grandes cantidades de solventes orgánicos pueden dañar el equipo.</li>
			<li>Alternativamente, coloque la muestra en un matraz y más se evapora el solvente orgánico bajo vacío. Lyophilizing una muestra que está en la forma líquida generalmente conduce a golpes y la pérdida del recinto de las PPA.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. almacenamiento de PPA
<ol><li>Guarde el PPA en a-20 ° C con las tapas apretadas y selladas con Parafilm en un tubo con una etiqueta apropiada.</li>
	<li>Antes de su uso, llevar la PPA a temperatura ambiente en una cámara de vacío para evitar la condensación del vapor de agua en el PPA.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cui, H., Pashuck, E. T., Velichko, Y. S., Weigand, S. J., Cheetham, A. G., Newcomb, C. J., Stupp, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+and+x-ray-triggered+crystallization+at+long+range+in+self-assembling+filament+networks.">Spontaneous and x-ray-triggered crystallization at long range in self-assembling filament networks.</a> Science. 327, 555-559 (2010).</li><li>Pashuck, E. T., Cui, H., Stupp, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tuning+supramolecular+rigidity+of+peptide+fibers+through+molecular+structure.">Tuning supramolecular rigidity of peptide fibers through molecular structure.</a> Journal of the American Chemical Society. 132, 6041-6046 (2010).</li><li>Stupp, S. I., Zha, R. H., Palmer, L. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limiting+racemization+and+aspartimide+formation+in+microwave-enhanced+Fmoc+solid+phase+peptide+synthesis.">Limiting racemization and aspartimide formation in microwave-enhanced Fmoc solid phase peptide synthesis.</a> Journal of Peptide Science. 13, 143-148 (2007).</li></ol>

Los autores no tienen ningún conflicto de intereses

Los protocolos descritos aquí pueden utilizarse para sintetizar los PPA como pozos como PAs y relacionados con moléculas basadas en péptidos (como híbrido peptoides PA). Aunque la síntesis de péptidos mediante SPPS es un procedimiento sencillo, la síntesis de péptidos que contiene moléculas biológicas autoguiados hacia el blanco puede ser particularmente difícil. Poliaminas como espermina, espermidina, diethyelenetriamine, etc., pueden funcionar como moléculas autoguiados hacia el blanco para apuntar las células de cáncer13. Los PPA pueden montar uno en nanoestructuras con morfologías diversas6. También puede ayudar a su carga positiva con tiempo de circulación (debido al escape endosomal) y un perfil metabólico diferente (en comparación con el tradicional PA). Sin embargo, sintetizar los PPA y sus análogos puede ser un desafío particular debido a la presencia de aminas primarias y secundarias. La estrategia sintética presentada supera este reto por el uso racional del grupo protección ortogonal. La molécula Dde selectivamente somete a reacción con aminas primarias11. Boc, por otro lado, indistintamente reacciona con aminas primarias y secundarias y, por lo tanto, sólo se puede añadir después de la amina primaria está protegida. Nos gustaría mencionar que otros grupos de protección pueden utilizarse en lugar de Boc. Por ejemplo, reacción con anhídrido acético acetylate permanentemente las aminas secundarias (este grupo no se eliminarán durante el escote). Además, el uso de anhídrido trifluoacetic proporcionará una protección sensible a la base mientras que el benzylcarbamate dará un grupo que puede ser eliminado por H2ni14. Una vez que las poliaminas están protegidas según sea necesario, la síntesis de la PPA puede proceder mediante SPPS estándar. El acoplamiento la cola hidrofóbica con el resto de la construcción de la poliamina-péptido no sólo toma un largo periodo de tiempo a la pareja, pero también requiere dos veces la cantidad molar de aminoácidos. Algunas de las colas hidrofóbicas no pueden disolver bien a temperatura ambiente en algunos disolventes tradicionales o pueden precipitar incluso después de la disolución inicial. Tales reacciones mejor llevan a cabo bajo calefacción suave (40 ° C) mediante la transferencia de todos los reactivos para ronda matraz de fondo. Alternativamente, podría utilizarse un recipiente encamisado sintetizador para mantener calientes a lo largo de la reacción de los reactantes. Si está disponible, puede ayudar a un sintetizador de microondas con el acoplamiento15.
Aunque existen muchas formas de espectrometría de masas determinar las masas de los PPA, se utilizó espectroscopia MALDI con el propósito de nuestra identificación. Han encontrado MALDI para ser más eficaz en la producción de los picos de iones moleculares, minimizando la fragmentación y formación de aducción. MALDI debe ser programado para generar un ion que corresponde al estado más probable de la ionización de la PPA. Además de programar el instrumento para producir iones de una carga particular, también necesitamos combinar las muestras con la matriz correspondiente que es conveniente para el modo que vamos a utilizar.
PAs a menudo tienen una tendencia a la forma sal aductos en la placa MALDI. Este problema se ve más a menudo con moléculas de cargadas negativa. Sales de los más comunes son los de sodio (Na+ = Da 23) y potasio (K+ = Da 39). Estos aductos mayo suprimirse mediante la adición de 1-2 μl de ácido acético. El PPA proporcionan generalmente H+ aducción. Se recomienda utilizar sólo agua nanopore o HPLC en el sintético y proceso de purificación para evitar la introducción de iones adicionales. Envases de vidrio de borosilicato y reactores pueden contener cantidades apreciables de iones de sodio que se filtra en el producto final. Lavar la cristalería cuidadosamente con nanopurewater para el último lavado.
Identificación de los picos de iones moleculares también se convierte en difícil la solución de la matriz no está totalmente saturada con la matriz sólida. Para asegurar la saturación, debe haber siempre una pequeña cantidad de la matriz sólida que no se ha solubilizado.
Como nota final, por favor considere que algunos PPA o PAs no puede formar cualquier precipitado por adición de éter. Esto se observó principalmente en PPA más hidrofílicos. En tales eventos, primero evaporar éter todo, neutralizar el exceso TFA con NH4OH y añadir agua y acetonitrilo (con 0.1% TFA o NH4OH) para lo solubilizar completamente y luego proceda a purificar como de costumbre.
El protocolo descrito aquí puede utilizarse para sintetizar variantes altamente puras del uno mismo-montaje base poliamina péptido Anfífilos (PPAs) y PAs. Las medidas de protección/desprotección ortogonal pueden utilizarse en otras situaciones que requieran enmascarar selectivo de grupos amino primarios y secundarios.

Anfífilos peptide uno mismo-montaje (PAs) son una clase de biomateriales, normalmente conformada de los siguientes segmentos: jefe (a) hidrofílico, (b) vinculador región y cola (c) hidrofóbica. PAs la mayoría descritos en la literatura poseen una cabeza hidrofílica compuesta por aminoácidos cargados o polares residuos1,2,3,4. PAs han encontrado una amplia gama de aplicaciones en biomedicina, incluyendo el suministro de medicamentos, diagnóstico de la enfermedad, medicina regenerativa, etc.5. De acuerdo con su secuencia de aminoácidos, PAs puede formar una variedad amplia de nanoestructuras como micelas esféricas, nano-filamentos. Recientemente hemos reportado una clase de híbrido péptido base poliamina Anfífilos, denominado PPA6. Las morfologías, cinética de la uno mismo-montaje y degradación metabólica, de estos biomateriales, fueron encontrados para ser relacionado con su grupo de cabeza solubilización. Por otra parte, las nanoestructuras de PPA no mostraron toxicidad hacia células de mamífero (líneas MiaPaCa2 y HeLa de la célula) en las concentraciones probadas. Nanocarriers basados en PPA son vehículos de fármaco atractivo porque: poliaminas (1) absorción y metabolismo se ha demostrado para ser aumentada en las células cancerosas, nanoestructuras (2) catiónico pueden lograr endosomal escape7,8, que conduce a mayor circulación y residencia dentro de una célula y (3) deben tener un perfil metabólico distinto en comparación con PA; por ejemplo, será más estables a las proteasas que se encuentran en el cuerpo humano (aunque ellos tal vez sensibles a otras enzimas, como oxidasas amina)9,10. Además, los PPA se han encontrado diversas morfologías, propiedades fisicoquímicas, rigidez de nanopartículas y cinética de montaje dependiendo de la longitud y la carga de cada molécula de PPA6. Adjunto, describimos un protocolo detallado de síntesis, identificación y purificación de los PPA que puede aplicarse también a la preparación de PAs o moléculas de péptidos híbridos similares.
Porque poliaminas no están comúnmente disponibles en el mercado en sus formas protegidas y porque proteger las aminas primarias y secundarias de poliaminas es de suma importancia para conjugar con los aminoácidos y otras moléculas, hemos descrito el medidas sintéticas para lograr su protección. El objetivo general de este protocolo es proporcionar un método simple para conjugar poliaminas a aminoácidos. Poliaminas carecen de un grupo carboxílico; por lo tanto, no puede acoplarse a pista de amida o resinas de Wang. En cambio, resinas como el cloruro de 2-chlorotrityl se recomiendan el protocolo sintético. El desafío principal para la síntesis de la PPA es la presencia de grupos funcionales de aminas primarias y secundarias. Para nuestros propósitos, hemos protegido todas las aminas secundarias de la poliamina manteniendo el grupo amino primario de la poliamina libre permitir la reacción de acoplamiento. La reacción se realizó sobre un soporte sólido siguiendo los principios de síntesis de péptidos de fase sólida (SPPS) para facilitar el trabajo después de cada etapa de acoplamiento y desprotección. El protocolo siguiente es para la síntesis manual y automatizada de PPAs (aunque la verificación de algunos pasos será difícil en un sistema automatizado). La síntesis de estas moléculas puede también ser realizada en un sintetizador automático o con la ayuda de un reactor de microondas (automático o semiautomático). El esquema de la reacción ha sido resumido en la figura 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57908/57908fig1.jpg"> Figura 1: (A) A esquema general de la reacción para la síntesis de los PPA. Poliaminas representante (B) que pueden utilizarse para sintetizan PPAs se describe aquí. <a href="/files/ftp_upload/57908/57908fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>2-Chlorotrityl chloride resin&#160;</td>
			<td>AappTec</td>
			<td>RTZ001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SynthwareTM synthesis vessel&#160;</td>
			<td>Aldrich</td>
			<td>SYNP120050M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichloromethane</td>
			<td>Acros</td>
			<td>AC406920250</td>
			<td>Fisher Sci. Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wrist Shaker</td>
			<td>Boekel Scientific</td>
			<td>401000-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kaiser test kit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>60017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-[(4,4-dimethyl-2,6-dioxocyclohex-1-ylidene)ethyl-amino]-ethanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CDS004772</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anhydrous Methanol</td>
			<td>Acros</td>
			<td>AC610981000</td>
			<td>Fisher Sci. Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloranil test kit</td>
			<td>TCI</td>
			<td>TCC1771-KIT</td>
			<td>VWR Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Di-tert butyl di-carbonate&#160;</td>
			<td>Acros</td>
			<td>AC194670250</td>
			<td>Fisher Sci. Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethylformamide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP1160-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrazine</td>
			<td>Acros</td>
			<td>AC296815000</td>
			<td>FIsher Sci. Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluronium hexafluorophosphate)</td>
			<td>p3biosystems</td>
			<td>31001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-methyl piperidine&#160;</td>
			<td>Acros</td>
			<td>AC127515000</td>
			<td>FIsher Sci. Catalogue #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trifluoroacetic Acid</td>
			<td>AappTec</td>
			<td>CXZ035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triisopropyl Silane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>233781</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ether</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E138-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-Cyano-4-hydroxycinnamic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C8982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-Aminoacridine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>92817</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand&#160;Syringe Filters: PTFE Membrane</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>09-730-21</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

facile protocol for the synthesis of self-assembling polyamine-based peptide amphiphiles (ppas) and related biomaterials

Base poliamina péptido Anfífilos (PPA) son una nueva clase de uno mismo-montaje anfifílicas biomateriales relacionadas con el péptido Anfífilos (PAs). Tradicionales PAs poseen aminoácidos cargados como grupos (lisina, arginina), que están conectados directamente a un segmento de lípidos o pueden contener una región vinculador de los aminoácidos neutros de solubilización. Ajuste de la secuencia del péptido de PAs puede producir diversas morfologías. Asimismo, los PPA poseen un segmento hidrofóbico y aminoácidos neutros, pero también contienen poliamina moléculas como el agua (hidrofílicos) grupos de solubilización. Como es el caso de PAs, PPA también pueden uno mismo-montar en diversas morfologías, incluyendo barras pequeñas, trenzados cintas de nano y fundidas hojas de nano, cuando está disuelto en agua. Sin embargo, la presencia de aminas primarias y secundarias en una molécula de poliamina solo plantea un desafío significativo al sintetizar los PPA. En este documento, se muestra un protocolo simple, basado en precedentes de la literatura, para lograr una síntesis fácil de PPA usando síntesis peptídica en fase sólida (SPPS). Este protocolo puede ampliarse a la síntesis de PAs y otros sistemas similares. También ilustran los pasos que son necesarios para el escote de la resina, la identificación y la purificación.

Después de la síntesis y purificación y antes de la evaluación físico-química o biológica, se recomienda las masas de las PPA son comprobarse y la pureza comprobada mediante análisis de HPLC. Caracterización de materiales o evaluación biológica, PPA tiene que tener una pureza de > 95%. La figura 2 muestra los espectros MALDI (abajo) confirmando la presencia del producto y del rastro HPLC (arriba). Sistemas de análisis de HPLC integran el área bajo la curva (AUC) y una AUC > 95% pueden estar relacionados con pureza del producto. En los sistemas de HPLC UV base, esperar un solo pico agudo. Espectros MALDI deben corresponder a el peso molecular calculado de la PPA dentro de ±1 Da (según el modo de análisis por MALDI).
El autoensamblaje de los PPA puede ser visualizados y analizados mediante múltiples técnicas, incluyendo microscopía electrónica de transmisión (TEM) (Figura 3A, B), microscopía de fuerza atómica (AFM) (figura 3, D), rayos x de ángulo pequeño Dispersión (SAXS), exploración de la microscopia electrónica (SEM) y dinámica de dispersión de luz (DLS). Exitoso montaje propio resultará en nanoestructuras bien definidos en AFM y TEM. Falta de uno mismo-montar será cualquier resultado en la formación de agregados irregulares que son varios cientos nanómetros de tamaño.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57908/57908fig2.jpg"> Figura 2: Cromatograma de HPLC analítico de representante (arriba) y espectro MALDI (inferior) de la PPA C16V22espermina. Esta figura ha sido modificada de Samad et al 20176; reutilizado con permiso de John Wiley & Sons, 2018. <a href="/files/ftp_upload/57908/57908fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57908/57908fig3.jpg"> Figura 3: micrografía de microscopio electrónico (MET) de transmisión representante. (A) TEM imagen la formación de nanofibras y nanosheets fundida, recuadro ampliada (B) mostrando la formación de nano-hojas de incluido, (C) atómica fuerza micrografía de microscopia (AFM), (D) y mapa de altura derivado de la micrografía de C16V2A2KDiethyelenetriamine. Los ejes X y Y de (D) representa nano-hoja ancho y altura de nano-hoja respectivamente. Esta figura ha sido modificada de Samad et al 20176; reutilizado con permiso de John Wiley & Sons, 2018. <a href="/files/ftp_upload/57908/57908fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Facile Protocol for the Synthesis of Self-assembling Polyamine-based Peptide Amphiphiles PPAs and Related Biomaterials

La síntesis del péptido base poliamina Anfífilos (PPA) es un reto importante debido a la presencia de múltiples nitrógenos de Amina, que requiere un uso juicioso de la protección de los grupos para enmascarar estas funcionalidades reactivas. En este papel, describimos un método fácil para la preparación de estas nueva clase de moléculas de uno mismo-montaje.

Protocolo fácil para la síntesis de uno mismo-montaje base poliamina péptido Anfífilos (PPAs) y relacionados con biomateriales

Polyamine-based Peptide Amphiphiles (PPAs) are a new class of self-assembling amphiphilic biomaterials-related to the peptide amphiphiles (PAs). ...

facile-protocol-for-synthesis-self-assembling-polyamine-based-peptide

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Chemistry

Facile Protocol for the Synthesis of Self-assembling Polyamine-based Peptide Amphiphiles (PPAs) and Related Biomaterials

8.0K vistas.  University of Nebraska Medical Center. La síntesis del péptido base poliamina Anfífilos (PPA) es un reto importante debido a la presencia de múltiples nitrógenos de Amina, que requiere un uso juicioso de la protección de los grupos para enmascarar estas funcionalidades reactivas. En este papel, describimos un método fácil para la preparación de estas nueva clase de moléculas de uno mismo-montaje.

Video: Facile Protocol for the Synthesis of Self-assembling Polyamine-based Peptide Amphiphiles PPAs and Related Biomaterials

Production of Disulfide-stabilized Transmembrane Peptide Complexes for Structural Studies

Physical interactions among the lipid-embedded alpha-helical domains of membrane proteins play a crucial role in folding and assembly of membrane protein complexes and in dynamic processes such as transmembrane (TM) signaling and regulation of cell-surface protein levels. Understanding the structural features driving the association of particular sequences requires sophisticated biophysical and biochemical analyses of TM peptide complexes. However, the extreme hydrophobicity of TM domains makes them very difficult to manipulate using standard peptide chemistry techniques, and production of suitable study material often proves prohibitively challenging. Identifying conditions under which peptides can adopt stable helical conformations and form complexes spontaneously adds a further level of difficulty. Here we present a procedure for the production of homo- or hetero-dimeric TM peptide complexes from materials that are expressed in E. coli, thus allowing incorporation of stable isotope labels for nuclear magnetic resonance (NMR) or non-natural amino acids for other applications relatively inexpensively. The key innovation in this method is that TM complexes are produced and purified as covalently associated (disulfide-crosslinked) assemblies that can form stable, stoichiometric and homogeneous structures when reconstituted into detergent, lipid or other membrane-mimetic materials. We also present carefully optimized procedures for expression and purification that are equally applicable whether producing single TM domains or crosslinked complexes and provide advice for adapting these methods to new TM sequences.

Biophysical and biochemical studies of interactions among membrane-embedded protein domains face many technical challenges, the first of which is obtaining appropriate study material. This article describes a protocol for producing and purifying disulfide-stabilized transmembrane peptide complexes that are suitable for structural analysis by solution nuclear magnetic resonance (NMR) and other analytical applications.

La producción de disulfuro estabilizados complejos transmembrana de péptidos de Estudios Estructurales

Physical  interactions among the lipid-embedded alpha-helical domains of membrane  proteins play a crucial role in folding and assembly of membrane ...

Investigación

Química

Structure and Coordination Determination of Peptide-metal Complexes Using 1D and 2D 1H NMR

Copper (I) binding by metallochaperone transport proteins prevents copper oxidation and release of the toxic ions that may participate in harmful redox reactions. The Cu (I) complex of the peptide model of a Cu (I) binding metallochaperone protein, which includes the sequence MTCSGCSRPG (underlined is conserved), was determined in solution under inert conditions by NMR spectroscopy.
NMR is a widely accepted technique for the determination of solution structures of proteins and peptides. Due to difficulty in crystallization to provide single crystals suitable for X-ray crystallography, the NMR technique is extremely valuable, especially as it provides information on the solution state rather than the solid state. Herein we describe all steps that are required for full three-dimensional structure determinations by NMR. The protocol includes sample preparation in an NMR tube, 1D and 2D data collection and processing, peak assignment and integration, molecular mechanics calculations, and structure analysis. Importantly, the analysis was first conducted without any preset metal-ligand bonds, to assure a reliable structure determination in an unbiased manner.

Structure and Coordination Determination of Peptide-metal Complexes Using 1D and 2D 1H NMR

The NMR-solution structure of a metallochaperone model peptide with Cu (I) was determined, and a detailed protocol from sample preparation and 1D and 2D data collection to a three-dimensional structure is described.

Copper (I) binding by metallochaperone transport proteins prevents copper oxidation and release of the toxic ions that may participate in harmful redox ...

Split-and-pool Synthesis and Characterization of Peptide Tertiary Amide Library

Peptidomimetics are great sources of protein ligands. The oligomeric nature of these compounds enables us to access large synthetic libraries on solid phase by using combinatorial chemistry. One of the most well studied classes of peptidomimetics is peptoids. Peptoids are easy to synthesize and have been shown to be proteolysis-resistant and cell-permeable. Over the past decade, many useful protein ligands have been identified through screening of peptoid libraries. However, most of the ligands identified from peptoid libraries do not display high affinity, with rare exceptions. This may be due, in part, to the lack of chiral centers and conformational constraints in peptoid molecules. Recently, we described a new synthetic route to access peptide tertiary amides (PTAs). PTAs are a superfamily of peptidomimetics that include but are not limited to peptides, peptoids and N-methylated peptides. With side chains on both &#945;-carbon and main chain nitrogen atoms, the conformation of these molecules are greatly constrained by sterical hindrance and allylic 1,3 strain. (Figure 1) Our study suggests that these PTA molecules are highly structured in solution and can be used to identify protein ligands. We believe that these molecules can be a future source of high-affinity protein ligands. Here we describe the synthetic method combining the power of both split-and-pool and sub-monomer strategies to synthesize a sample one-bead one-compound (OBOC) library of PTAs.

Peptide tertiary amides (PTAs) are a superfamily of peptidomimetics that include but are not limited to peptides, peptoids and N-methylated peptides. Here we describe a synthetic method which combines&#160;both split-and-pool and sub-monomer strategies to synthesize a one-bead one-compound library of PTAs.

Síntesis Split-y-piscina y caracterización del péptido Terciario Amida Biblioteca

Peptidomimetics are great sources of protein ligands. The oligomeric nature of these compounds enables us to access large synthetic libraries on solid ...

A Direct, Early Stage Guanidinylation Protocol for the Synthesis of Complex Aminoguanidine-containing Natural Products

The guanidine functional group, displayed most prominently in the amino acid arginine, one of the fundamental building blocks of life, is an important structural element found in many complex natural products and pharmaceuticals. Owing to the continual discovery of new guanidine-containing natural products and designed small molecules, rapid and efficient guanidinylation methods are of keen interest to synthetic and medicinal organic chemists. Because the nucleophilicity and basicity of guanidines can affect subsequent chemical transformations, traditional, indirect guanidinylation is typically pursued. Indirect methods commonly employ multiple protection steps involving a latent amine precursor, such as an azide, phthalimide, or carbamate. By circumventing these circuitous methods and employing a direct guanidinylation reaction early in the synthetic sequence, it was possible to forge the linear terminal guanidine containing backbone of clavatadine A to realize a short and streamlined synthesis of this potent factor XIa inhibitor. In practice, guanidine hydrochloride is elaborated with a carefully constructed protecting array that is optimized to survive the synthetic steps to come. In the preparation of clavatadine A, direct guanidinylation of a commercially available diamine eliminated two unnecessary steps from its synthesis. Coupled with the wide variety of known guanidine protecting groups, direct guanidinylation evinces a succinct and efficient practicality inherent to methods that find a home in a synthetic chemist&#39;s toolbox.

Here, we present a protocol for direct, early stage guanidinylation that enables rapid total synthesis of aminoguanidine-containing small organic molecules. An advanced synthetic intermediate used in the synthesis of a blood coagulation factor XIa inhibitor was prepared using this protocol.

Un directa, Protocolo Guanidinylation Etapa Temprana para la Síntesis de complejos productos naturales que contiene aminoguanidina-

The guanidine functional group, displayed most prominently in the amino acid arginine, one of the fundamental building blocks of life, is an important ...

Protocol for the Synthesis of Ortho-trifluoromethoxylated Aniline Derivatives

Molecules bearing trifluoromethoxy (OCF3) group often show desired pharmacological and biological properties. However, facile synthesis of trifluoromethoxylated aromatic compounds remains a formidable challenge in organic synthesis. Conventional approaches often suffer from poor substrate scope, or require use of highly toxic, difficult-to-handle, and/or thermally labile reagents. Herein, we report a user-friendly protocol for the synthesis of methyl 4-acetamido-3-(trifluoromethoxy)benzoate using 1-trifluoromethyl-1,2-benziodoxol-3(1H)-one (Togni reagent II). Treating methyl 4-(N-hydroxyacetamido)benzoate (1a) with Togni reagent II in the presence of a catalytic amount of cesium carbonate (Cs2CO3) in chloroform at RT afforded methyl 4-(N-(trifluoromethoxy)acetamido)benzoate (2a). This intermediate was then converted to the final product methyl 4-acetamido-3-(trifluoromethoxy)benzoate (3a) in nitromethane at 120 &#176;C. This procedure is general and can be applied to the synthesis of a broad spectrum of ortho-trifluoromethoxylated aniline derivatives, which could serve as useful synthetic building blocks for the discovery and development of new pharmaceuticals, agrochemicals, and functional materials.

Protocol for the Synthesis of Ortho-trifluoromethoxylated Aniline Derivatives

An operationally simple procedure for the synthesis of ortho-trifluoromethoxylated aniline derivatives via a two-step sequence of O-trifluoromethylation of N-aryl-N-hydroxyacetamide followed by thermally induced intramolecular OCF3-migration is reported.

Protocolo para la Síntesis de<em&gt; Ortho</em&gt; derivados de anilina -trifluoromethoxylated

Molecules bearing trifluoromethoxy (OCF3) group often show desired pharmacological and biological properties. However, facile synthesis of ...

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the development of antibody drug conjugates (ADCs) and nanomedicine, fluorescent microscopy and systems chemistry. For many of these applications, specificity of the bioconjugation method used is of prime concern. The Michael addition of maleimides with cysteine(s) on the target proteins is highly selective and proceeds rapidly under mild conditions, making it one of the most popular methods for protein bioconjugation.
We demonstrate here the modification of the only surface-accessible cysteine residue on yeast cytochrome c with a ruthenium(II) bisterpyridine maleimide. The protein bioconjugation is verified by gel electrophoresis and purified by aqueous-based fast protein liquid chromatography in 27% yield of isolated protein material. Structural characterization with MALDI-TOF MS and UV-Vis is then used to verify that the bioconjugation is successful. The protocol shown here is easily applicable to other cysteine - maleimide coupling of proteins to other proteins, dyes, drugs or polymers.

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

This protocol details the important steps required for the bioconjugation of a cysteine containing protein to a maleimide, including reagent purification, reaction conditions, bioconjugate purification and bioconjugate characterization.

Síntesis de Proteínas bioconjugados<em&gt; vía</em&gt; Química cisteína-maleimida

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the ...

Facile Synthesis of Worm-like Micelles by Visible Light Mediated Dispersion Polymerization Using Photoredox Catalyst

Presented herein is a protocol for the facile synthesis of worm-like micelles by visible light mediated dispersion polymerization. This approach begins with the synthesis of a hydrophilic poly(oligo(ethylene glycol) methyl ether methacrylate) (POEGMA) homopolymer using reversible addition-fragmentation chain-transfer (RAFT) polymerization. Under mild visible light irradiation (&#955; = 460 nm, 0.7 mW/cm2), this macro-chain transfer agent (macro-CTA) in the presence of a ruthenium based photoredox catalyst, Ru(bpy)3Cl2 can be chain extended with a second monomer to form a well-defined block copolymer in a process known as Photoinduced Electron Transfer RAFT (PET-RAFT). When PET-RAFT is used to chain extend POEGMA with benzyl methacrylate (BzMA) in ethanol (EtOH), polymeric nanoparticles with different morphologies are formed in situ according to a polymerization-induced self-assembly (PISA) mechanism. Self-assembly into nanoparticles presenting POEGMA chains at the corona and poly(benzyl methacrylate) (PBzMA) chains in the core occurs in situ due to the growing insolubility of the PBzMA block in ethanol. Interestingly, the formation of highly pure worm-like micelles can be readily monitored by observing the onset of a highly viscous gel in situ due to nanoparticle entanglements occurring during the polymerization. This process thereby allows for a more reproducible synthesis of worm-like micelles simply by monitoring the solution viscosity during the course of the polymerization. In addition, the light stimulus can be intermittently applied in an ON/OFF manner demonstrating temporal control over the nanoparticle morphology.

This article describes a process for producing polymeric self-assembled nanoparticles using visible light mediated dispersion polymerization. Using low energy visible light to control the polymerization allows for the reproducible formation of self-assembled worm-like micelles at high solids content.

Síntesis Facile de micelas similares a gusanos de luz visible mediada por dispersión Polimerización con catalizador Photoredox

Presented herein is a protocol for the facile synthesis of worm-like micelles by visible light mediated dispersion polymerization. This approach begins ...

Self-assembling Morphologies Obtained from Helical Polycarbodiimide Copolymers and Their Triazole Derivatives

A facile method for the preparation of polycarbodiimide-based secondary structures (e.g., nano-rings, &#34;craters,&#34; fibers, looped fibers, fibrous networks, ribbons, worm-like aggregates, toroidal structures, and spherical particles) is described. These aggregates are morphologically influenced by extensive hydrophobic side chain-side chain interactions of the singular polycarbodiimide strands, as inferred by atomic force microscopy (AFM) and scanning electron microscopy (SEM) techniques. Polycarbodiimide-g-polystyrene copolymers (PS-PCDs) were prepared by a combination of synthetic methods, including coordination-insertion polymerization, copper(I)-catalyzed azide alkyne cycloaddition (CuAAC) &#34;click&#34; chemistry, and atom transfer radical polymerization (ATRP). PS-PCDs were found to form specific toroidal architectures at low concentrations in CHCl3. To determine the influence of a more polar solvent medium (i.e., THF and THF/EtOH) on polymer aggregation behavior, a number of representative PS-PCD composites have been tested to show discrete concentration-dependent spherical particles. These fundamental studies are of practical interest to the development of experimental procedures for desirable architectures by directed self-assembly in thin film. These architectures may be exploited as drug carriers, whereas other morphological findings represent certain interest in the area of novel functional materials.

Here, we present a protocol to prepare and visualize secondary structures (e.g., fibers, toroidal architectures, and nano-spheres) derived from helical polycarbodiimides. The morphology characterized by both atomic force microscopy (AFM) and scanning electron microscopy (SEM) was shown to depend on molecular structure, concentration, and the solvent of choice.

Morfologías auto-montaje Obtenido a partir helicoidales policarbodiimida copolímeros y sus derivados de triazol

A facile method for the preparation of polycarbodiimide-based secondary structures (e.g., nano-rings, &#34;craters,&#34; fibers, looped fibers, fibrous ...

Protocol for the Solid-phase Synthesis of Oligomers of RNA Containing a 2'-O-thiophenylmethyl Modification and Characterization via Circular Dichroism

Solid-phase synthesis has been used to obtain canonical and modified polymers of nucleic acids, specifically of DNA or RNA, which has made it a popular methodology for applications in various fields and for different research purposes. The procedure described herein focuses on the synthesis, purification, and characterization of dodecamers of RNA 5&#39;-[CUA CGG AAU CAU]-3&#39; containing zero, one, or two modifications located at the C2&#39;-O-position. The probes are based on 2-thiophenylmethyl groups, incorporated into RNA nucleotides via standard organic synthesis and introduced into the corresponding oligonucleotides via their respective phosphoramidites. This report makes use of phosphoramidite chemistry via the four canonical nucleobases (Uridine (U), Cytosine (C), Guanosine (G), Adenosine (A)), as well as 2-thiophenylmethyl functionalized nucleotides modified at the 2&#39;-O-position; however, the methodology is amenable for a large variety of modifications that have been developed over the years. The oligonucleotides were synthesized on a controlled-pore glass (CPG) support followed by cleavage from the resin and deprotection under standard conditions, i.e., a mixture of ammonia and methylamine (AMA) followed by hydrogen fluoride/triethylamine/N-methylpyrrolidinone. The corresponding oligonucleotides were purified via polyacrylamide electrophoresis (20% denaturing) followed by elution, desalting, and isolation via reversed-phase chromatography (Sep-pak, C18-column). Quantification and structural parameters were assessed via ultraviolet-visible (UV-vis) and circular dichroism (CD) photometric analysis, respectively. This report aims to serve as a resource and guide for beginner and expert researchers interested in embarking in this field. It is expected to serve as a work-in-progress as new technologies and methodologies are developed. The description of the methodologies and techniques within this document correspond to a DNA/RNA synthesizer (refurbished and purchased in 2013) that uses phosphoramidite chemistry.

Protocol for the Solid-phase Synthesis of Oligomers of RNA Containing a 2'-O-thiophenylmethyl Modification and Characterization via Circular Dichroism

This article provides a detailed procedure on the solid-phase synthesis, purification, and characterization of dodecamers of RNA modified at the C2&#39;-O-position. UV-vis and circular dichroism photometric analyses are used to quantify and characterize structural aspects, i.e., single-strands or double-strands.

Protocolo para la síntesis en fase sólida de oligómeros de ARN que contiene un 2&#39;-<emO</em&gt; -tiofenilmetilo Modificación y caracterización mediante dicroísmo circular

Solid-phase synthesis has been used to obtain canonical and modified polymers of nucleic acids, specifically of DNA or RNA, which has made it a popular ...

Synthesis and Mass Spectrometry Analysis of Oligo-peptoids

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have been thought of as a type of molecular information storage. Mass spectrometry analysis has been considered the method of choice for sequencing peptoids. Peptoids can be synthesized via solid phase chemistry using a repeating two-step reaction cycle. Here we present a method to manually synthesize oligo-peptoids and to analyze the sequence of the peptoids using tandem mass spectrometry (MS/MS) techniques. The sample peptoid is a nonamer consisting of alternating N-(2-methyloxyethyl)glycine (Nme) and N-(2-phenylethyl)glycine (Npe), as well as an N-(2-aminoethyl)glycine (Nae) at the N-terminus. The sequence formula of the peptoid is Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, where Ac is the acetyl group. The synthesis takes place in a commercially available solid-phase reaction vessel. The rink amide resin is used as the solid support to yield the peptoid with an amide group at the C-terminus. The resulting peptoid product is subjected to sequence analysis using a triple-quadrupole mass spectrometer coupled to an electrospray ionization source. The MS/MS measurement produces a spectrum of fragment ions resulting from the dissociation of charged peptoid. The fragment ions are sorted out based on the values of their mass-to-charge ratio (m/z). The m/z values of the fragment ions are compared against the nominal masses of theoretically predicted fragment ions, according to the scheme of peptoid fragmentation. The analysis generates a fragmentation pattern of the charged peptoid. The fragmentation pattern is correlated to the monomer sequence of the neutral peptoid. In this regard, MS analysis reads out the sequence information of the peptoids.

A protocol is described for the manual synthesis of oligo-peptoids followed by sequence analysis by mass spectrometry.

Síntesis y análisis de espectrometría de masas de peptoides Oligo

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have ...