Agradezco a Alex L. Kolodkin, ya que aprendí este protocolo de preparación en filetes en su laboratorio. También doy las gracias al joven Gi Hong por su asistencia técnica. Este estudio fue apoyado por NRF-2013R1A1A4A01011329 (SJ).

1. Preparación <ol><li> Preparar 500 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) con solución de t-octilfenoxipolietoxietanol (PBT) mediante la adición de 0,5 g de albúmina de suero bovino (BSA) y 0,5 ml de t-octilfenoxipolietoxietanol (véase la Tabla de Materiales) a 500 ml de PBS 1X Y agitando durante al menos 30 min. Almacenar a 4 ° C. Utilice cuando sea relativamente fresco y guarde la solución en una botella limpia. </li><li> Hacer 10 ml de paraformaldehído al 4% mediante la adición de 2,5 ml de una solución de paraformaldehído de reserva al 16% y 1 ml de PBS 10x a 6,5 ​​ml de agua desionizada. Almacenar a 4 ° C y utilizar en una semana. PRECAUCIÓN: Evite el contacto de la piel con la solución de paraformaldehído porque es altamente tóxico. </li><li> Hacer el sustrato X-Gal (X-Gal al 10% p / v en dimetilsulfóxido (DMSO)) disolviendo 0,1 g de sustrato X-Gal por 1 ml de DMSO. Almacenar a -20 ° C en alícuotas de 100 μl. </li><li> Hacer la solución de tinción X-Gal usando tampón fosfato 10 mM (pH 7,2), NaCl 150 mM, MgCl2 1 mM, 3 mMK4 [FeII (CN) 6 ], 3 mM K3 [FeIII (CN) 6 ] y 0,3% de t-octilfenoxipolietoxietanol. Conservar a 4 ° C en la oscuridad. </li><li> Hacer una solución de peróxido de hidrógeno al 3% diluyendo al 30% de agua oxigenada 1:10 con agua desionizada. </li><li> Hacer una solución de 3,3&#39;-diaminobencidina (DAB) disolviendo completamente 1 comprimido (10 mg) de DAB en 35 ml de solución PBT fresca. Filtrar a través de un filtro de jeringa de 0,2 μm y almacenar a -20 ° C en alícuotas de 910 μl. PRECAUCIÓN: Deseche todos los residuos DAB en lejía para destruir el DAB. </li><li> Hacer placas de huevo con jugo de manzana. Añadir 35 g de agar y 1 L de agua desionizada a un matraz de 2 l. Añadir 33 g de sacarosa, 2 g de tegosept y 375 ml de jugo de manzana a un matraz de 1 l. Derretirlos en autoclave durante 30 min. Deje que las dos soluciones se enfríen a unos 60 ° C. Combinar y mezclar bien estas soluciones con agitación. Vierta ~ 11 ml de solución combinada por plato de cultivo de 60 mm. </li><li> Haga la pasta de la levadura mezclando el panadero síSt en agua desionizada (proporción 1: 0.8) y almacenar a 4 ° C. </li></ol> 2. Colección de embriones (día 1) <ol><li> Recoger las moscas jóvenes y las moscas macho (menores de 5 días), y durante 1-2 días, mantenerlas en una jaula de plástico con una placa de huevo (60 mm x 15 mm) que contiene una pequeña cantidad de pasta de levadura en el centro. </li><li> Para la recolección óptima de los embriones de la fase tardía-16, establecer una jaula de botellas con moscas (&gt; 50) alrededor de las 5 PM y dejar que los huevos a 25 ° C durante 3 h. </li><li> Transferir las moscas a una botella de comida fresca. </li><li> Cerrar la placa de huevo con la tapa e incubarla al revés a 25 ° C en una incubadora humidificada (~ 70% de humedad) durante la noche. </li></ol> 3. Preparación de embriones para inmunotinción (día 2) <ol><li> Añadir 1,8 mL de solución de PBT a la placa de huevo alrededor de 10:20 AM y utilizar un hisopo de algodón para aflojar los embriones de la placa mientras que la inclinación. Nota: Al macerar suavemente la pasta de levadura usando un cottEn un hisopo, disolverlo en caso de que se encuentre un gran número de embriones. Comience a recoger los embriones ~ 40 minutos antes de la fijación (alrededor de las 11:00 AM). </li><li> Transferir los embriones de la placa de huevo a un microtubo de 1,5 ml utilizando una punta de pipeta de 1 ml. </li><li> Permita que los embriones se establezcan y aspiren la solución de PBT lo más posible. Enjuague los embriones dos veces con 1 mL de solución de PBT. Aspirar la solución PBT lo más posible. </li><li> Llenar el tubo con 1 ml de lejía al 50% (diluido en agua desionizada) y decolorar los embriones incubándolos en un nutator durante 3 min a temperatura ambiente (RT). Nota: Este paso no mata a los embriones dechorionated. </li><li> Deje que los embriones dechorionated para establecerse, aspirar el blanqueador al 50% tanto como sea posible, y enjuague los embriones 3 veces con 1 mL de solución de PBT. </li><li> Añadir 0,5 ml de heptano y posteriormente añadir 0,5 ml de solución de paraformaldehído al 4% al tubo a la TA a las 11:00 horas aproximadamente. </li><li> Incubar elEmbriones en un nutator durante 15 min a RT. </li><li> Eliminar la solución de paraformaldehído al 4% (la capa inferior). </li><li> Añadir 0,5 ml de metanol al 100% y devitellinar los embriones agitando vigorosamente el tubo durante 30 s. </li><li> Retire el heptano ( es decir, la capa superior). </li><li> Añadir 0,5 ml de metanol al 100% y agitar vigorosamente el tubo durante 10 s. </li><li> Permita que los embriones se establezcan golpeando ligeramente el tubo y aspirando el metanol lo más posible. Enjuague los embriones con 1 ml de metanol al 100%, agitando durante menos de 10 s. Nota: La exposición prolongada al metanol destruye la actividad β-Gal. </li><li> Retire el metanol y enjuague los embriones devitellinizados 3 veces con 1 mL de solución de PBT. </li></ol> 4. Genotipificación de los embriones mediante tinción LacZ (día 2) <ol><li> Añadir 1 ml de solución de PBT al tubo e incubar el tubo en un bloque de calor a 37 ° C o un baño de agua durante 15 min. </li><li> Durante la incubación, coloque la solución de tinción X-Gal (1 ml por tuBe) a 65 ° C en un baño de agua hasta que se enturbia. Incubar en un baño de agua a 37 ° C. </li><li> Aspirar la solución PBT y añadir 1 ml de solución de tinción X-Gal y 20 μL de sustrato X-Gal al tubo. </li><li> Incubar el tubo a 37 ° C con nutación hasta que un precipitado azul es evidente. Nota: El tiempo de incubación de los equilibradores azules 2º y 3º en general oscila entre 2 y 4 h. </li><li> Quitar la solución de tinción X-Gal y enjuagar los embriones 3 veces con 1 mL de RT solución PBT. </li><li> Usando una sonda de aguja o fórceps, clasifique a mano los embriones del genotipo deseado ( es decir, embriones blancos no teñidos) con un microscopio de disección (objetivos 1.6X-2.5X). Nota: Dado que algunos equilibradores azules, como CyO, actina-LacZ y TM3, actina-LacZ , llevan una construcción transgénica que expresa β-Gal (LacZ) bacteriana bajo el control del promotor de actina , los embriones manchados de azul en forma omnipresente contienenUna o dos copias de los cromosomas azul equilibrador. Por lo tanto, los embriones blancos no teñidos son homocigóticos para el alelo letal deseado. </li></ol> 5. Inmunocoloración de embriones con anticuerpos anti-Fasciclin II (día 2-3) <ol><li> Recoger y transferir los embriones del genotipo deseado ( es decir, embriones blancos no teñidos) a un microtubo de 0,5 ml usando una punta de pipeta de 1 ml. Nota: En este paso, los embriones pueden ser escalonados de acuerdo con criterios morfológicos, incluyendo los patrones de segmentación de la cutícula y las estructuras de la cabeza y la cola 9 . Durante la involución de la cabeza, entre 10 y 16 h después de la puesta de los huevos, el embrión sufre una pronunciada reducción del segmento más anterior 9 . </li><li> Lavar los embriones una vez con 0,4 ml de solución de PBT y añadir 0,3 ml de solución de bloqueo (5% de suero de cabra normal y 5% de DMSO en solución PBT). </li><li> Bloquear los embriones con nutation a RT durante 15 min. </li><li&gt; Añadir 75 μL de anticuerpo anti-Fasciclin II e incubar el tubo con nutación a RT durante la noche. </li><li> Lavar los embriones 4 veces con 0,4 ml de solución de PBT durante al menos 20 minutos por lavado. </li><li> Añadir 0,3 ml de solución de bloqueo (suero de cabra normal al 5% en solución de PBT) que contiene anticuerpo anti-ratón-HRP de cabra (2 μg / ml) e incubar el tubo con nutación a RT durante la noche. </li><li> Lave los embriones 6 veces con 0,4 mL de solución de PBT durante al menos 20 minutos por lavado. </li><li> Añadir 0,3 ml de solución de DAB al tubo. PRECAUCIÓN: Use guantes y coloque todos los desechos / tubos / puntas DAB en el blanqueador. </li><li> Añadir 2 μl de peróxido de hidrógeno al 3% e incubar el tubo en la oscuridad con nutación a RT hasta producir la cantidad deseada de precipitado. Nota: El tiempo de incubación para la inmunohistoquímica 1D4 en general oscila entre 0,5-1 h. </li><li> Lavar los embriones 4 veces con 0,4 ml de solución de PBT. PRECAUCIÓN: Retire la solución DAB y los dos primeros lavados con una pipeta y diScard ellos en lejía. </li><li> Añadir 0,2 ml de solución de glicerol / PBS al 70% al tubo y almacenar a RT o 4ºC. Nota: Mantenga el tubo alejado de la luz. Se pueden obtener preparaciones más claras colocando los embriones en una solución de glicerol / PBS al 90% 10 . Sin embargo, es más difícil diseccionar los embriones eliminados en solución de glicerol / PBS al 90% que los eliminados en la solución de glicerol / PBS al 70% 10 . </li></ol> 6. Etapa, Disección, Montaje e Imaging de los Embriones (Día 4) <ol><li> Para la estadificación, transfiera los embriones equilibrados con glicerol al 70% / PBS sobre un portaobjetos de vidrio. </li><li> Recolecte embriones de fase tardía-16 que tienen los nervios del segmento abdominal 7 (A7), A8 y A9 ISN que convergen para tocarse unos a otros y / o tener un intestino medio que se subdivide en tres bandas. Nota: Los embriones teñidos con anticuerpos 1D4 se pueden clasificar según los patrones de proyección de los axones motores ISN e ISNb. Después de salir del CNS, A7, A8 y A9 ISN neRves de última etapa-16 embriones convergen para tocarse mutuamente y posteriormente divergen para extenderse lejos a los músculos dorsales (flecha en la Figura 1A ). En los embriones de la etapa media-16, sin embargo, los nervios A7 ISN se extienden en paralelo con los nervios A8 / A9 (soporte cuadrado en la Figura 1B ). Además, los ejes de proyección de los nervios A6 ISNb (perpendiculares a los músculos ventrolaterales) en ambos hemisegmentos están aproximadamente alineados con el extremo posterior de los fascículos del axón longitudinal del SNC (flechas y una línea en la Figura 1C ). Estos criterios morfológicos varían algo entre los diferentes genotipos. Alternativamente, los embriones se pueden realizar en función de la morfología intestinal 9 , 11 . Antes de la etapa 17, el intestino medio tiene una forma de corazón, mientras que el intestino medio se subdivide en tres bandas por la etapa 17 12 . </li><li> Disecar los embriones. <ol><li> Usando un 1 mL, retire cada embrión de la gota de glicerol y coloque el embrión boca arriba. Corte la parte anterior a 1/4 de la longitud del cuerpo y la región más posterior que esté libre de axones motores. </li><li> Usando una sonda de aguja, mueva el embrión de corte final de la gota de glicerol, ruede para orientarlo hacia arriba y colóquelo horizontalmente en el campo. Nota: Cuando el embrión se retira de la gota de glicerol, un poco de glicerol asociado con el embrión lo hace pegajoso. </li><li> Corte el embrión a lo largo de la línea media dorsal utilizando una sola aguja de tungsteno muy fino 13 . Haga un pequeño corte en el extremo posterior del embrión y luego continúe cortando la línea media dorsal hacia la parte anterior; Corte en la dirección opuesta es también muy bien. </li><li> Usando una sonda de aguja, mueva el embrión cortado a la línea media en la gota de glicerol, colóquelo de lado dorsal hacia arriba y separe el intestino de la pared del cuerpo desplegando cada pared del cuerpo en una dirección ventrolateral (diagonal) (2.5X objetivo). Nota: Asegúrese de que la línea media dorsal está completamente cortada, lo que resulta en la separación completa entre las paredes del cuerpo izquierdo y derecho. </li><li> Con cuidado, mueva el embrión cortado de la línea media de la gota de glicerol y luego coloque dos solapas de la pared del cuerpo sobre el portaobjetos de vidrio usando una sonda de aguja fina (objetivo 2,5X). </li><li> Usando una aguja de tungsteno muy fina, retire los órganos internos del embrión diseccionado empujándolos lateralmente (objetivo 5X). Nota: Una descripción más detallada de otro procedimiento de disección similar se puede encontrar en el sitio web 5 . </li></ol></li><li> Para el montaje, añadir 2-3 μL de solución de glicerol / PBS al 70% a embriones limpios, disecados y, utilizando una sonda de aguja fina, transferirlos a una nueva diapositiva de vidrio sobre la cual se han extendido 8 μl de solución de glicerol / PBS al 70% El centro (objetivo 2.5X). </li><li> Póngase una cubreobjetos (18 mm x 18 mm). Selle los bordes del cubreobjetos con esmalte de uñas regular (ya seaClaro o coloreado está bien). </li><li> Capture imágenes a alta resolución (objetivos de inmersión en aceite 20X, 40X y 63X) bajo un microscopio de luz de contraste de interferencia diferencial (DIC), de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Nota: Se puede producir una mejor visualización y caracterización fenotípica, especialmente para los axones motores ISNb, utilizando un objetivo de inmersión en aceite 63X. </li></ol>

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El autor declara que no tiene intereses financieros en competencia.

Los detalles de los defectos de orientación del axón motor se anotan más rápido y con mayor precisión por la preparación en filetes de los embriones teñidos con DAB que por la microscopía confocal de escaneo con láser de los marcados fluorescentemente. Por lo tanto, la preparación en filetes de embriones fijos y teñidos con 1D4 es la más adecuada para la caracterización funcional de moléculas de guía. Cuatro clases principales de señales de guía, incluyendo netrinas, hendiduras, semaforinas (Semas), y ephrins, y sus receptores cognados han conservado evolutivamente papeles a través de gusanos, moscas y vertebrados [ 20] . Entre las moléculas de la familia de la rotonda (Robo) que actúan como receptores para las hendiduras, Drosophila Robo se identificó por primera vez para mediar la función de guía repulsiva en el SNC 6,21. Semas son una gran familia de moléculas de orientación que se unen a la plexina que contienen los complejos receptores [ 22] . La función de orientación axonal de SemasFue descubierto por primera vez en el saltamontes CNS 14 . Posteriormente, la semahorina transmembrana de clase 1 Sema-1a se caracterizó extensamente en Drosophila . Sema-1a, que funciona no sólo como un ligando para la plexina A, sino también como un receptor para un ligando desconocido, juega un papel importante en la repulsión del axón-axón en puntos específicos de elección durante el desarrollo neural embrionario 15 , 16 , 17 , 18 ( Figura 2C ). Hay algunos pasos de solución de problemas comunes que pueden ocurrir con el protocolo actual. Primero, en los pasos 3.9-3.13, los embriones pueden devitellinized con la eficacia baja si los embriones demasiados o demasiado pequeños se utilizan en el procedimiento del devitellinization del methanol. En este caso, se recomienda utilizar un volumen de lecho de 40-80 μl de embriones fijos para devitellinización en el paso 3.5. Segundo, en stePs 3,9-3,13, la tinción de X-Gal débil puede ocurrir en caso de una exposición más prolongada al metanol o una eliminación incompleta de heptano, puesto que el metanol utilizado como fijador destruye la actividad β-Gal. En este caso, lo mejor es que el procedimiento de desvitellinización utilizando metanol en los pasos 3.9-3.13 se realice lo más rápidamente posible. Además, el heptano residual que se solubiliza en metanol puede interferir con la tinción; Por lo tanto, es mejor quitar la cantidad de metanol posible en los pasos 3.11-3.13. El actual protocolo de preparación de fileteado se puede aplicar a la pérdida de función y ganancia de funciones de las pantallas genéticas para identificar nuevos genes que están involucrados en el axón motor pathfinding y reconocimiento de objetivos. Sin embargo, una desventaja de este protocolo es que es bastante lento diseccionar embriones fijos para generar preparaciones en filetes. Para superar este problema, la caracterización fenotípica de las proyecciones axonales se puede monitorear en una preparación de montaje completo de embrión teñido con 1D4Ryos, aunque este método proporciona una visualización de baja resolución de las proyecciones axonales en la periferia. Sin embargo, el conjunto de montaje de protocolo de preparación ha demostrado ser un enfoque eficaz para la selección de axón orientación genes [ 4] . Recientemente se desarrolló un protocolo alternativo usando la disección viva de embriones marcados fluorescentemente para el cribado sistemático 11 . El protocolo de disección en vivo permite la preparación relativamente rápida para el análisis fenotípico [ 11] . Sin embargo, este protocolo no es adecuado para los embriones más antiguos que el comienzo de la etapa [17, 11] . El protocolo de preparación en filetes descrito aquí puede usarse para examinar patrones de expresión de proteínas con diferentes anticuerpos. Además, este protocolo también puede aplicarse a los embriones de Drosophila en diversas etapas de desarrollo.

Las conexiones precisas y selectivas entre los axones motores y los músculos diana durante el desarrollo embrionario son esenciales para la locomoción normal en larvas de Drosophila . El patrón embrionario de 30 fibras musculares en cada uno de los hemisegments abdominales A2-A7 se establece por la etapa 16 1 . Las 36 neuronas motoras que se generan en el cordón nervioso ventral extienden sus axones hacia la periferia para inervar los músculos diana específicos 2 . La detección del axón motor y el reconocimiento del objetivo se pueden visualizar mediante inmunohistoquímica con un anticuerpo (anticuerpo monoclonal de ratón 1D4) 3 , 4 . Múltiples imágenes de los patrones de proyección del axón motor en embriones de tipo salvaje están disponibles en la web 5 . El anticuerpo 1D4 etiqueta todos los axones motores y tres fascículos axónicos longitudinales en cada lado de la línea media del sistema nervioso central embrionario (SNC) 4 </sUp&gt; , 6 ( Figura 1C y Figura 2A ). Por lo tanto, la inmunohistoquímica con el anticuerpo FasII proporciona una poderosa herramienta para identificar los genes necesarios para la conectividad neuromuscular para demostrar los mecanismos moleculares subyacentes axón motor orientación y reconocimiento de objetivos. En cada uno de los hemisegmentos abdominales A2-A7, los axones motores se proyectan y se fasciculan selectivamente en dos ramas nerviosas principales, el nervio segmentario (SN) y el nervio intersectorial (ISN) 2 , 4 , y una rama nerviosa menor, el nervio transversal ) 7 . El SN defascicula selectivamente para dar lugar a dos ramas nerviosas llamadas SNa y SNc, mientras que el ISN se divide en tres ramas nerviosas llamadas ISN, ISNb e ISNd 2 , 4 . Entre ellos, ISN, ISNb, SNA y el axón motorLos patrones de proyección se visualizan con mayor precisión cuando los embriones de etapa 16 tardía se tiñen con anticuerpo FasII y se filetean ( Figura 1C y Figura 2A ). Las neuronas motoras ISN extienden sus axones para inervar los músculos dorsales 1, 2, 3, 4, 9, 10, 11, 18, 19 y 20 2 , 4 ( Figura 2A ). Las neuronas motoras ISNb inervan los músculos ventrolaterales 6, 7, 12, 13, 14, 28 y 30 2 , 4 ( Figura 2A y 2B). La rama nerviosa SNa proyecta inervar los músculos laterales 5, 8, 21, 22, 23 y 24 2 , 4 ( Figura 2A ). El TN, que consiste en dos axones motores, proyecta ipsilateralmente a lo largo del borde segmentario para inervar el músculo 25 y hace sinapsis con la neurona dendrítica bipolar lateral (LBD) en elPeriferia 7 ( figura 2A ). Estas innervaciones musculares objetivo requieren no sólo la defasciculación selectiva de los axones motores en puntos específicos de elección, sino también el reconocimiento del músculo objetivo. Además, algunas putativo mesodermal guidepost células que actúan como objetivos intermedios se encontraron tanto en el ISN y SNa vías, pero no a lo largo de la vía ISNb [ 4] . Esto podría sugerir que ISNb motor axon pathfinding puede ser regulado de una manera distinta en comparación con la ISN y SNa axón motor guía, y también indica que periféricos axón motor guía proporciona un atractivo modelo experimental para estudiar el diferencial o conservado funciones de una sola guía de referencia Molécula 8 . Este trabajo presenta un método estándar para visualizar los patrones de proyección axonal de las neuronas motoras embrionarias en Drosophila . Los protocolos descritos incluyen cómo diseccionar embriones fijos teñidos con 1D4 aNtibody y procesados ​​en 3,3&#39;-diaminobenzidina (DAB) para preparaciones en filetes. Una ventaja crítica de las preparaciones planas de embriones fijos es la mejor visualización de las proyecciones axonales y patrones musculares en la periferia. Además, este trabajo también muestra cómo el genotipo de embriones fijos para ordenar los embriones mutantes deseados utilizando el método de tinción LacZ.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="786">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Bovine Serum Albumin</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">A7906</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">X100</td>
			<td style="width:228px;">t-Octylphenoxypolyethoxyethanol</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">16% Paraformaldehyde Solution</td>
			<td style="width:144px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:131px;">18505</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">S5886</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Potassium Chloride</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">P5405</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Sodium Phosphate Dibasic</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">30435</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Sodium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">71500</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:284px;">X-Gal Substrate</td>
			<td style="width:144px;">US Biological</td>
			<td style="width:131px;">X1000</td>
			<td style="width:228px;">X-Gal (5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside galactopyranoside)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Dimethyl Sulfxide</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">D4540</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Magnesium Chloride</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">M8266</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:284px;">Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">P9387</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Potassium hexacyanoferrate(III)</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">244023</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Hydrogen Peroxide</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">216763</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">3,3&#39;-diaminobenzidine Tetrahydrochloride</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">D5905</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Agar</td>
			<td style="width:144px;">US Biological</td>
			<td style="width:131px;">A0930</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Sucrose</td>
			<td style="width:144px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:131px;">S5-3</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Tegosept (Methy 4-Hydroxybenzoate)</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">H5501</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Culture Dish (60 mm)</td>
			<td style="width:144px;">Corning</td>
			<td style="width:131px;">430166</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:284px;">Tricon Beaker</td>
			<td style="width:144px;">Simport</td>
			<td style="width:131px;">B700-100</td>
			<td style="width:228px;">This is used to make a plastic beaker cage for embryo collection.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:284px;">Yeast</td>
			<td style="width:144px;">Societe Industrielle Lesaffre</td>
			<td style="width:131px;">Saf Instant Yeast Red</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:284px;">Cotton Swab (Wooden Single Tip Cotton PK100)</td>
			<td style="width:144px;">VWR</td>
			<td style="width:131px;">14220-263</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Eppendorf Tube (1.5 ml)</td>
			<td style="width:144px;">Sarstedt</td>
			<td style="width:131px;">#72.690</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Bleach</td>
			<td style="width:144px;">The Clorox Company</td>
			<td style="width:131px;">Clorox</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Heptane</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">246654</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Methanol</td>
			<td style="width:144px;">J.T. Baker</td>
			<td style="width:131px;">UN1230</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Normal Goat Serum</td>
			<td style="width:144px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:131px;">16210-064</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:284px;">Anti-FasciculinII Antibody</td>
			<td style="width:144px;">Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td style="width:131px;">1D4 anti-Fasciclin II</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:284px;">Goat Anti-mouse-HRP Antibody</td>
			<td style="width:144px;">Jackson Immunoresearch</td>
			<td style="width:131px;">115-006-068</td>
			<td style="width:228px;">AffiniPure F(ab&#39;)2 Fragment Goat Anti-Mouse IgG+IgM (H+L) 
			(min X Hu, Bov, Hrs Sr Prot</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Glycerol</td>
			<td style="width:144px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:131px;">G9012</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Slide Glass</td>
			<td style="width:144px;">Duran Group</td>
			<td style="width:131px;">235501403</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:284px;">Coverslip</td>
			<td style="width:144px;">Duran Group</td>
			<td style="width:131px;">235503104</td>
			<td style="width:228px;">18 x 18 mm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:284px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:144px;">Becton Dickinson Medical(s)</td>
			<td style="width:131px;">301321</td>
			<td style="width:228px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:284px;">Tungsten Needle</td>
			<td style="width:144px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:131px;">#27-11</td>
			<td style="width:228px;">Tungsten Wire, &#248;0.13mm/6.1m (&#248;.005&#34;/20 ft.)</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:284px;">Nutator (Mini twister)</td>
			<td style="width:144px;">Korean Science</td>
			<td style="width:131px;">KO.VS-96TWS</td>
			<td style="width:228px;">Alternatively, BD Clay Adams Brand Nutator (BD 421125)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualization of the axonal projection pattern of embryonic motor neurons in drosophila

El establecimiento de circuitos neuromusculares funcionales se basa en conexiones precisas entre los axones motores en desarrollo y los músculos diana. Las neuronas motoras extienden los conos de crecimiento para navegar a lo largo de caminos específicos, respondiendo a un gran número de guías de orientación del axón que emanan del entorno extracelular circundante. El reconocimiento del blanco del cono de crecimiento también juega un papel crítico en la especificidad neuromuscular. Este trabajo presenta un protocolo de inmunohistoquímica estándar para visualizar las proyecciones de neuronas motoras de embriones de Drosophila melanogaster de etapa tardía-16. Este protocolo incluye algunos pasos clave, incluyendo un procedimiento de genotipado, para clasificar los embriones mutantes deseados; Un procedimiento de inmunotinción, para marcar los embriones con el anticuerpo fasciclin II (FasII); Y un procedimiento de disección, para generar preparaciones en filetes a partir de embriones fijos. Las proyecciones axonales motoras y los patrones musculares en la periferia se visualizan mucho mejor en preparaciones planas de embriones fileteados que en whOle-mount embriones. Por lo tanto, la preparación en filetes de embriones fijos teñidos con anticuerpos FasII proporciona una potente herramienta para caracterizar los genes necesarios para la detección del axón motor y el reconocimiento de diana, y también puede aplicarse tanto a las pantallas genéticas de pérdida de función como de ganancia de función .

Las conexiones precisas entre los axones motores y los músculos diana durante el desarrollo neural dependen de la repulsión selectiva del axón-axón y el reconocimiento del objetivo en puntos específicos de elección 4 . En Drosophila , la repulsión selectiva entre los axones motores está regulada en parte por la acción combinada de semahorinas de clase 1 y 2 (Semas), incluyendo Sema-1a, Sema-2a y Sema-2b 8 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . Por lo tanto, la pérdida de la función Sema-1a con frecuencia resulta en el fracaso de los axones ISNb defasciculate en determinados puntos de elección, haciendo que presenten una morfología anormalmente gruesa (flecha en la Figura 2C ). En embriones de tipo salvaje, al menos 7 neuronas motoras se extienden y fasciculan sus axones para formar un ISNb ( Figura 2A ). Cuando la rama del nervio ISNb alcanza un punto de elección, que se localiza entre los músculos 6 y 7, dos axones selectivamente defasciculate del haz ISNb principal y posteriormente inerva los músculos 6 y 7 ( Figura 2B ). En el punto de elección siguiente, que está situado entre los músculos 6, 13 y 30, otros tres axones motores defasciculate selectivamente para inervar los músculos 13, 14 y 30 ( Figura 2B ). Los otros dos axones se extienden dorsalmente para alcanzar el último punto de elección cerca del borde del músculo 12, inervando así el músculo 12 en la dirección opuesta ( Figura 2B ). Estos resultados muestran claramente que el protocolo de preparación en filetes proporciona una herramienta útil para estudiar los genes necesarios para la orientación del axón motor. <img alt="Figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55830/55830fig1.jpg" /> <strFigura 1: Estadificación de embriones basados ​​en los patrones de proyección de los axones motores ISN e ISNb. ( A ) En la fase final de 16 embriones de tipo salvaje, A7, A8 y A9 nervios ISN (flechas) convergen para tocarse (flecha). El anterior es izquierdo y ventral está abajo. La barra de escala = 15 μm. ( B ) En los embriones de tipo salvaje de la etapa media-16, el nervio A7 ISN se extiende en paralelo con los nervios A8 / A9 (soporte cuadrado). Las flechas indican los nervios A7, A8 y A9 ISN. El anterior es izquierdo y ventral está abajo. La barra de escala = 15 μm. ( C ) Preparación en filetes de embriones de tipo salvaje de fase 16 tardía teñidos con anticuerpo FasII. Los ejes de proyección (flechas) de los nervios A6 ISNb izquierdo y derecho están aproximadamente alineados con el extremo posterior de los fascículos axonales longitudinales del SNC (línea negra). Los segmentos abdominales A1-A7 están marcados en la parte superior. El anterior está a la izquierda. La barra de escala = 15 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55830/55830fig1large.jpg" target="_blank">Petición</a>Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55830/55830fig2.jpg" /> Figura 2: Patrones de proyección del axón motor en embriones mutantes de tipo salvaje y Sema-1a . ( A - C ) Preparación en filetes de embriones de etapa tardía-16 teñidos con anticuerpo FasII. El anterior es izquierdo y ventral está abajo. Diagramas esquemáticos que muestran los patrones de proyección axonal representados en cada panel. Las barras de escala = 15 μm. ( A ) Fotografía de campo brillante de dos hemisegmentos abdominales secuenciales, A3 y A4, en embriones de tipo salvaje. En el SNC hay tres haces axónicos longitudinales bilateralmente simétricos. Los patrones normales de innervación de los axones motores ISNb, SNa, ISN y TN están indicados por las cajas y una flecha en la periferia. La neurona dendrítica bipolar lateral (LBD), que inerva los músculosEd por una punta de flecha. En el diagrama esquemático se presentan las ramas nerviosas y los patrones de inervación de las neuronas motoras ISNb (en marrón), SNa (en azul), ISN (en verde) y TN (en amarillo) y sus músculos diana. Las posiciones del cuerpo celular de estas neuronas motoras en el SNC también se muestran en sus propios colores. ( B ) En los embriones de tipo salvaje, los axones ISNb se proyectan a los músculos ventrolaterales, que están numerados, y los inervan en puntos específicos de elección (flechas en la imagen DIC). ( C ) En los mutantes de pérdida de función Sema-1a , los axones ISNb frecuentemente no se defasiculan entre sí entre los músculos 6 y 13 (punta de flecha en la imagen DIC). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55830/55830fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

Este trabajo detalla un método de inmunohistoquímica estándar para visualizar las proyecciones de neuronas motoras de los embriones de Drosophila melanogaster de etapa tardía-16. La preparación en filetes de embriones fijos teñidos con anticuerpos FasII proporciona una potente herramienta para caracterizar los genes necesarios para la búsqueda de axones motores y el reconocimiento de dianas durante el desarrollo neural.

Visualización del patrón de proyección axonal de las neuronas motrices embrionarias<em&gt; Drosophila</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

visualization-axonal-projection-pattern-embryonic-motor-neurons

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

7.7K vistas.  Chonbuk National University.  Este trabajo detalla un método de inmunohistoquímica estándar para visualizar las proyecciones de neuronas motoras de los embriones de Drosophila melanogaster de etapa tardía-16. La preparación en filetes de embriones fijos teñidos con anticuerpos FasII proporciona una potente herramienta para caracterizar los genes necesarios para la búsqueda de axones motores y el reconocimiento de dianas durante el desarrollo neural. 

Video: Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

La disección y la Cultura de las neuronas comisurales de médula espinal embrionaria

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Investigación

Neurociencias

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the procedure for the visualization of Drosophila embryonic nervous system using antibodies to neuronal proteins. Since the entire embryonic peripheral nervous and central nervous systems are well characterized at the level of individual cells (Dambly-Chaudi&egrave;re et al., 1986; Bodmer et al., 1987; Bodmer et al., 1989), any aberrations to these systems can be easily identified using antibodies to different neuronal proteins. The developing embryos are collected at certain times to ensure that the embryos are in the proper developmental stages for visualization. After collection, the outer layers of the embryo, the chorion membrane and the vitelline envelope that surrounds the embryo, are removed before fixation. Embryos are then incubated with neuronal antibodies and visualized using fluorescently labeled secondary antibodies. Embryos at stages 12-17 are visualized to access the embryonic nervous system. At stage 12 the CNS germ band starts shortening and by stage 15 the definitive pattern of the commissure has been achieved. By stage 17 the CNS contracts and the PNS is fully developed (Campos-Ortega et al. 1985). Thus changes in the pattern of the PNS and CNS can be easily observed during these developmental stages.

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

We describe the procedure to prepare staged Drosophila embryos for the visualization of the embryonic nervous system during embryogenesis.

Visualización del sistema nervioso embrionario en Todo el montaje Drosophila Los embriones

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the ...

Mechanical Manipulation of Neurons to Control Axonal Development

Cell manipulations and extension of neuronal axons can be accomplished with calibrated glass micro-fibers capable of measuring and applying forces in the 10-1000 &mu;dyne range1,2. Force measurements are obtained through observation of the Hookean bending of the glass needles, which are calibrated by a direct and empirical method3. Equipment requirements and procedures for fabricating, calibrating, treating, and using the needles on cells are fully described. The force regimes previously used and different cell types to which these techniques have been applied demonstrate the flexibility of the methodology and are given as examples for future investigation4-6. The technical advantages are the continuous 'visualization' of the forces produced by the manipulations and the ability to directly intervene in a variety of cellular events. These include direct stimulation and regulation of axonal growth and retraction7; as well as detachment and mechanical measurements on any type of cultured cell8.

Application and direct measurements of forces on neurons in the 2-1000 microdyne range are achieved with high precision using calibrated glass needles. This methodology can be used to control and measure several aspects of axonal development, including axonal initiation, axonal tension, velocity of axonal elongation, and force vectors.

La manipulación mecánica de las neuronas para controlar el desarrollo axonal

Cell manipulations and extension of neuronal axons can be accomplished with calibrated glass micro-fibers capable of measuring and applying forces in the ...

DiI-Labeling of DRG Neurons to Study Axonal Branching in a Whole Mount Preparation of Mouse Embryonic Spinal Cord

Here we present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the lipophilic tracer 1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI)1. The comparison of axonal pathways of wild-type with those of mouse lines in which genes are mutated allows testing for a functional role of candidate proteins in the control of axonal branching which is an essential mechanism in the wiring of the nervous system. Axonal branching enables an individual neuron to connect with multiple targets, thereby providing the physical basis for the parallel processing of information. Ramifications at intermediate target regions of axonal growth may be distinguished from terminal arborization. Furthermore, different modes of axonal branch formation may be classified depending on whether branching results from the activities of the growth cone (splitting or delayed branching) or from the budding of collaterals from the axon shaft in a process called interstitial branching2 (Fig. 1).
The central projections of neurons from the DRG offer a useful experimental system to study both types of axonal branching: when their afferent axons reach the dorsal root entry zone (DREZ) of the spinal cord between embryonic days 10 to 13 (E10 - E13) they display a stereotyped pattern of T- or Y-shaped bifurcation. The two resulting daughter axons then proceed in rostral or caudal directions, respectively, at the dorsolateral margin of the cord and only after a waiting period collaterals sprout from these stem axons to penetrate the gray matter (interstitial branching) and project to relay neurons in specific laminae of the spinal cord where they further arborize (terminal branching)3. DiI tracings have revealed growth cones at the dorsal root entry zone of the spinal cord that appeared to be in the process of splitting suggesting that bifurcation is caused by splitting of the growth cone itself4 (Fig. 2), however, other options have been discussed as well5.
This video demonstrates first how to dissect the spinal cord of E12.5 mice leaving the DRG attached. Following fixation of the specimen tiny amounts of DiI are applied to DRG using glass needles pulled from capillary tubes. After an incubation step, the labeled spinal cord is mounted as an inverted open-book preparation to analyze individual axons using fluorescence microscopy.

The stereotyped projections of sensory afferents into the rodent spinal cord offer an easily accessible experimental system to study axonal branching through the tracing of single axons.

DII-etiquetado de las neuronas DRG para el Estudio de ramificación axonal en una preparación Todo el montaje del cable del ratón embrionario espinal

Here we  present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons  into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualización de los propioceptores<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas y pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extracelularmente Identificar las neuronas motoras de un músculo en la piscina Motor<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Todo el montaje de Immunolabeling olfativa del receptor de las neuronas en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Antena

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of abdominal ganglia (A1 to A6). This chain of ganglia includes the part of the central nervous system (CNS) that drives coordinated locomotion of the pleopods (swimmerets): the swimmeret system. It is known for over five decades that in crayfish each swimmeret is driven by its own independent pattern generating kernel that generates rhythmic alternating activity 1-3. The motor neurons innervating the musculature of each swimmeret comprise two anatomically and functionally distinct populations 4. One is responsible for the retraction (power stroke, PS) of the swimmeret. The other drives the protraction (return stroke, RS) of the swimmeret. Motor neurons of the swimmeret system are able to produce spontaneously a fictive motor pattern, which is identical to the pattern recorded in vivo 1.
The aim of this report is to introduce an interesting and convenient model system for studying rhythm generating networks and coordination of independent microcircuits for students&#8217; practical laboratory courses. The protocol provided includes step-by-step instructions for the dissection of the crayfish&#8217;s abdominal nerve cord, pinning of the isolated chain of ganglia, desheathing the ganglia and recording the swimmerets fictive motor pattern extracellularly from the isolated nervous system.
Additionally, we can monitor the activity of swimmeret neurons recorded intracellularly from dendrites. Here we also describe briefly these techniques and provide some examples. Furthermore, the morphology of swimmeret neurons can be assessed using various staining techniques. Here we provide examples of intracellular (by iontophoresis) dye filled neurons and backfills of pools of swimmeret motor neurons. In our lab we use this preparation to study basic functions of fictive locomotion, the effect of sensory feedback on the activity of the CNS, and coordination between microcircuits on a cellular level.

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

El Sistema Swimmeret de cangrejo de río: Una guía práctica para la disección del cordón nervioso y extracelulares Grabaciones del patrón motor

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic pathways. Quantitative descriptions are rarely performed, although genetic manipulations produce a range of phenotypic effects and variations are observed even among individuals within control groups.&#160;Emerging evidence shows that morphology, size and location of organelles play a previously underappreciated, yet fundamental role in cell function and survival. Here we provide step-by-step instructions for performing quantitative analyses of phenotypes at the Drosophila larval neuromuscular junction (NMJ). We use several reliable immuno-histochemical markers combined with bio-imaging techniques and morphometric analyses to examine the effects of genetic mutations on specific cellular processes. In particular, we focus on the quantitative analysis of phenotypes affecting morphology, size and position of nuclei within the striated muscles of Drosophila larvae. The Drosophila larval NMJ is a valuable experimental model to investigate the molecular mechanisms underlying the structure and the function of the neuromuscular system, both in health and disease. However, the methodologies we describe here can be extended to other systems as well.

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Morphology, size and location of intracellular organelles are evolutionarily conserved and appear to directly affect their function. Understanding the molecular mechanisms underlying these processes has become an important goal of modern biology. Here we show how these studies can be facilitated by the application of quantitative techniques.

¿Por qué importa la cuantificación: Caracterización de fenotipos en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval unión neuromuscular

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic ...

Retrograde Neuroanatomical Tracing of Phrenic Motor Neurons in Mice

Phrenic motor neurons are cervical motor neurons originating from C3 to C6 levels in most mammalian species. Axonal projections converge into phrenic nerves innervating the respiratory diaphragm. In spinal cord slices, phrenic motor neurons cannot be identified from other motor neurons on morphological or biochemical criteria. We provide the description of procedures for visualizing phrenic motor neuron cell bodies in mice, following intrapleural injections of cholera toxin subunit beta (CTB) conjugated to a fluorophore. This fluorescent neuroanatomical tracer has the ability to be caught up at the diaphragm neuromuscular junction, be carried retrogradely along the phrenic axons and reach the phrenic cell bodies. Two methodological approaches of intrapleural CTB delivery are compared: transdiaphragmatic versus transthoracic injections. Both approaches are successful and result in similar number of CTB-labeled phrenic motor neurons. In conclusion, these techniques can be applied to visualize or quantify the phrenic motor neurons in various experimental studies such as those focused on the diaphragm-phrenic circuitry.

Here, we describe a protocol for identifying phrenic motor neurons in mice after intrapleural delivery of fluorophore conjugated cholera toxin subunit beta. Two techniques are compared to inject the pleural cavity: transdiaphragmatic versus transthoracic approaches.

Seguimiento Neuroanatomical retrógrada frénico de neuronas de Motor en ratones

Phrenic motor neurons are cervical motor neurons originating from C3 to C6 levels in most mammalian species. Axonal projections converge into phrenic ...