Kind gift of THP-1 cells from Dr. Mark Chong and assistance in microfabrication from Dr. Yuejun Kang and Dr. Nishanth V. Menon (School of Chemical and Biomedical Engineering, Nanyang Technological University) were greatly acknowledged. This project was funded by NTU-Northwestern Institute of Nanomedicine (Nanyang Technological University). H.W.H. was supported by Lee Kong Chian School of Medicine (LKCMedicine) postdoctoral fellowship.

1. Las nanopartículas (NP) Etiquetado de las células madre mesenquimales y monocitos <ol><li> células madre Cultura mesenquimales (MSC) en medio de Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado con 10% de suero fetal bovino (FBS) y antibióticos para ≥80% de confluencia antes de etiquetado. Del mismo modo, la cultura células THP-1 (ATCC) en Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 suplementado con 10% FBS a una densidad de ~ 10 6 células / ml. </li><li> PN carga de sílice (~ 500 micras) con una solución de colorante calceína (200 M) con agitación durante la noche. Fabrique PLGA-calceína AM (CAM) utilizando un protocolo descrito previamente. 22 <ol><li> Disolver 250 g CAM y 100 mg de PLGA (50:50) en cloroformo a 4 ° C. </li><li> Generar NPs emulsión individuales utilizando un homogeneizador de alta velocidad (13.600 xg, 60 sec) a temperatura ambiente. Evaporar el cloroformo en una campana química (≥3 hr) antes de la recogida usando centrifugación (3.400 xg durante 5 min), lavado (dobles distiagua llena), el secado por congelación y el almacenamiento de -20 ° C. </li></ol></li><li> Incubar CAM-PLGA PN (1 mg) o NPs de sílice calceína (150 g) en poli-L-lisina solución 0,01% (PLL) a temperatura ambiente durante 15-20 min. </li><li> Centrifugar a 3400 xg durante 5 min para eliminar el exceso sobrenadante PLL antes de la resuspensión NPs en 1 ml de medio de cultivo respectivo. </li><li> Se incuban las células con PN (MSC o THP-1, ~ 1 - 2 x 10 6 células en total) durante aproximadamente 24 horas (0,1 mg · ml-1 de concentración etiquetado). </li><li> Disociarse y la cosecha de las MSC adherentes marcadas utilizando 2 ml de tripsina al 0,25% (5 min, 37 ° C) y se apaga con 6 ml de DMEM. Centrifugar las células a 1000 (xg, 4 min) y se resuspenden a una concentración de 10 05 al 10 06 células / ml para el procesamiento microfluídico. Utilice etiquetados células THP-1 (10 05 al 10 06 células / ml) directamente para la purificación de microfluidos. </li></ol> 2. Preparación dispositivo de microfluidos <ol><li> la fabricación de dispositivos <ol><li> Fabricar el dispositivo de microfluidos espiral (500 micras (w) x 115 mm (h)) con polidimetilsiloxano (PDMS) de un kit comercial usando pasos de litografía suave estándar. 23 </li><li> Mezclar 30 g de prepolímero de base y 3 g de agente de curado a fondo en un recipiente de pesar. De-gas de la mezcla en un desecador durante 60 min para eliminar las burbujas de aire. </li><li> Verter la mezcla de PDMS sobre el molde maestro oblea de silicio modelada con el diseño de canal espiral cuidadosamente a una altura de ~ 5 a 10 mm. </li><li> De-gas de la mezcla en un vacío desecador durante 60 min de nuevo para eliminar cualquier burbuja de aire. Repita el proceso hasta que todas las burbujas se eliminan. </li><li> Curar la mezcla de PDMS en un horno 80 ° C durante 2 horas hasta que el PDMS se establece. Asegúrese de que la oblea no se inclina durante el curado a tener una altura dispositivo constante. </li><li> Cortar el dispositivo de espiral PDMS utilizando un bisturí y la cáscara con cuidado la losa de PDMS del molde maestro. </li><li> Trim los bordes del dispositivo con un bisturí para asegurar que la superficie lisa para la unión. </li><li> Haga dos agujeros (1,5 mm) para las entradas y dos agujeros (1,5 mm) para los puntos de venta en el dispositivo de PDMS usando un golpeador biopsia 1,5 mm. </li><li> Lavar el dispositivo con isopropanol (IPA) para eliminar los residuos y seque el dispositivo en un horno a 80 ° C durante 5 min. </li><li> Limpiar la superficie inferior del dispositivo de PDMS (con funciones de canal) usando cinta adhesiva. </li><li> Clean un lado de una placa de vidrio (2 &quot;por 3&quot;) utilizando cinta adhesiva. </li><li> Colocar con cuidado y exponer las superficies a limpiar el dispositivo de PDMS y portaobjetos de vidrio en la cámara de un limpiador de plasma y someterlos al vacío durante 60 segundos. A continuación, active la alimentación de plasma al máximo y bajar la presión de la cámara hasta que la cámara se vuelve de color rosa. <ol><li> Exponer las superficies a plasma de aire durante 60 segundos. El plasma crea especies reactivas en las superficies expuestas de los PDMS y de vidrio que permite una unión apretada cuando se pone en physicAl contacto. Desconecte la alimentación de plasma y libere la presión del limpiador de plasma para recuperar el dispositivo y portaobjetos de vidrio. </li></ol></li><li> Unir el dispositivo de PDMS y portaobjetos de vidrio junto presionando las superficies de plasma expuestos herméticamente y asegurar que no hay burbujas quedan atrapadas entre las dos superficies. </li><li> Calentar el dispositivo unido con una placa caliente puesta a 80 ° C durante 2 horas para reforzar la unión. </li></ol></li><li> Funcionamiento del dispositivo <ol><li> Cortar dos piezas de tubo (1,52 mm DO) de ~ 15 - 20 cm para las jeringas de entrada y conectar un extremo de la jeringa (calibre 23) en un extremo de cada tubo. </li><li> Cortar dos piezas de tubo (1,52 mm DO) de ~ 5 - 10 cm para los puntos de venta y se unen a los orificios de salida del dispositivo de PDMS. </li><li> Antes de probar en marcha, primer manualmente el dispositivo con una jeringa que contiene 70% de etanol hasta que fluye fuera del tubo de salida. Permitir que el plantón de etanol durante 30 segundos a 1 minuto para esterilizar el dispositivo. </li><li> Cargar 30 ml de filtrado(0,2 micras de poro) tampón de vaina (Phosphate Buffered Saline-(PBS) con 0,1% albúmina de suero bovino (BSA)) en la jeringa 60 ml y asegurar la jeringa en una bomba de jeringa. Poner la bomba en la configuración correcta (tamaño de la jeringa: 60 ml, Tomo: 60.000 l). Nota: La adición de BSA a PBS es reducir al mínimo la unión célula-célula y la unión no específica entre las células y el dispositivo de PDMS. </li><li> Cargar 3 ml de células marcadas en la jeringa de 3 ml y asegurar la jeringa en una bomba de jeringa separada. Poner la bomba en la configuración correcta (tamaño de la jeringa: de 3 ml, Volumen: 3.000 l). </li><li> Comprobar que no queden burbujas de aire atrapadas en las jeringas para asegurar un flujo estable. Eliminar cualquier burbuja de aire por expulsar suavemente unas gotas de líquido fuera de la boquilla. </li><li> Conectar las puntas de jeringa de entrada y los tubos de las jeringas, e insertarlos en las respectivas entradas del dispositivo (funda y entrada de la muestra). Asegúrese de que no haya burbujas a lo largo de la tubería. </li><li> Montar los dispositivos en un invertidoed microscopio de contraste de fase para la formación de imágenes en tiempo real durante el proceso de clasificación de células. </li><li> Asegurar un vaso pequeño de residuos y dos tubos de 15 ml cerca del dispositivo en la platina del microscopio utilizando adhesivos. </li><li> Coloque los tubos de salida en el vaso de residuos. </li><li> Ajuste la relación de flujo para la muestra a un tampón de vaina a 01:10 y empezar a ambas bombas de jeringa para iniciar el proceso de clasificación (Ejemplo: 120 l / min para la jeringuilla de la muestra y 1,200 l / min para jeringa vaina; velocidad de flujo de canal ~ 0,38 m / sec ). </li><li> Ejecutar el dispositivo para 1,5 min para la velocidad de flujo se estabilice. Esto puede ser confirmado por la presencia de células por inercia centrado cerca de la pared interna del canal bajo de campo brillante con el contraste de fase usando una cámara de alta velocidad (~ 5.000 - 10.000 fotogramas por segundo (fps), el tiempo de exposición: 10-50 microsegundos). </li><li> Coloque los tubos de salida en diferentes tubos para recoger los eluyentes desde la salida de la celda y salida de residuos. </li></ol></li></ol>

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	<li>Wiraja, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aptamer+technology+for+tracking+cells'+status+&amp;+function.">Aptamer technology for tracking cells' status &amp; function.</a> Mol. Cell. Ther. 2, 33 (2014).</li><li>Yeo, D. C., Wiraja, C., Mantalaris, A., Xu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanosensors+for+Regenerative+Medicine.">Nanosensors for Regenerative Medicine.</a> J. Biomed. Nanotech. 10, 2722-2746 (2014).</li><li>Naumova, A. V., Modo, M., Moore, A., Murry, C. E., Frank, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+imaging+in+regenerative+medicine.">Clinical imaging in regenerative medicine.</a> Nat. Biotechnol. 32, 804-818 (2014).</li><li>Soenen, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+toxicity+of+inorganic+nanoparticles:+Common+aspects+and+guidelines+for+improved+nanotoxicity+evaluation.">Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation.</a> Nano Today. 6, 446-465 (2011).</li><li>Donaldson, K., Poland, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanotoxicity:+challenging+the+myth+of+nano-specific+toxicity.">Nanotoxicity: challenging the myth of nano-specific toxicity.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 24, 724-734 (2013).</li><li>Veiseh, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Size-+and+shape-dependent+foreign+body+immune+response+to+materials+implanted+in+rodents+and+non-human+primates.">Size- and shape-dependent foreign body immune response to materials implanted in rodents and non-human primates.</a> Nat. Mater. 14, 643-651 (2015).</li><li>Jones, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoparticle+clearance+is+governed+by+Th1/Th2+immunity+and+strain+background.">Nanoparticle clearance is governed by Th1/Th2 immunity and strain background.</a> J. Clin. Invest. 123, 3061-3073 (2013).</li><li>Marchi, L. F., Sesti-Costa, R., Chedraoui-Silva, S., Mantovani, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+four+methods+for+the+isolation+of+murine+blood+neutrophils+with+respect+to+the+release+of+reactive+oxygen+and+nitrogen+species+and+the+expression+of+immunological+receptors.">Comparison of four methods for the isolation of murine blood neutrophils with respect to the release of reactive oxygen and nitrogen species and the expression of immunological receptors.</a> Comp. Clin. Pathol. 23, 1469-1476 (2014).</li><li>Morton, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrodynamic+metamaterials:+Microfabricated+arrays+to+steer,+refract,+and+focus+streams+of+biomaterials.">Hydrodynamic metamaterials: Microfabricated arrays to steer, refract, and focus streams of biomaterials.</a> Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 105, 7434-7438 (2008).</li><li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marker-specific+sorting+of+rare+cells+using+dielectrophoresis.">Marker-specific sorting of rare cells using dielectrophoresis.</a> Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 102, 15757-15761 (2005).</li><li>Cummings, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streaming+dielectrophoresis+for+continuous-flow+microfluidic+devices.">Streaming dielectrophoresis for continuous-flow microfluidic devices.</a> IEEE Eng. Med. Biol. Mag. 22, 75-84 (2003).</li><li>Augustsson, P., Persson, J., Ekstrom, S., Ohlin, M., Laurell, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decomplexing+biofluids+using+microchip+based+acoustophoresis.">Decomplexing biofluids using microchip based acoustophoresis.</a> Lab Chip. 9, 810-818 (2009).</li><li>Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+inertial+focusing,+ordering,+and+separation+of+particles+in+microchannels.">Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels.</a> Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 104, 18892-18897 (2007).</li><li>Hur, S. C., Henderson-MacLennan, N. K., McCabe, E. R. B., Di Carlo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deformability-based+cell+classification+and+enrichment+using+inertial+microfluidics.">Deformability-based cell classification and enrichment using inertial microfluidics.</a> Lab Chip. 11, 912-920 (2011).</li><li>Mach, A. J., Di Carlo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+scalable+blood+filtration+device+using+inertial+microfluidics.">Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics.</a> Biotechnol. Bioengin. 107, 302-311 (2010).</li><li>Gossett, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inertial+manipulation+and+transfer+of+microparticles+across+laminar+fluid+streams.">Inertial manipulation and transfer of microparticles across laminar fluid streams.</a> Small. 8, 2757-2764 (2012).</li><li>Amini, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+fluid+flow+using+sequenced+microstructures.">Engineering fluid flow using sequenced microstructures.</a> Nat. Commun. 4, 1826 (2013).</li><li>Sollier, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inertial+microfluidic+programming+of+microparticle-laden+flows+for+solution+transfer+around+cells+and+particles.">Inertial microfluidic programming of microparticle-laden flows for solution transfer around cells and particles.</a> Microfluid. Nanofluid. 19, 53-65 (2015).</li><li>Lee, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multivariate+biophysical+markers+predictive+of+mesenchymal+stromal+cell+multipotency.">Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency.</a> Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 111, E4409-E4418 (2014).</li><li>Hou, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+retrieval+of+circulating+tumor+cells+using+centrifugal+forces.">Isolation and retrieval of circulating tumor cells using centrifugal forces.</a> Sci. Rep. 3, 1259 (2013).</li><li>Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+detection+and+drug-resistance+profiling+of+bacteremias+using+inertial+microfluidics.">Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics.</a> Lab Chip. 15, 2297-2307 (2015).</li><li>Yeo, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interference-free+Micro/nanoparticle+Cell+Engineering+by+Use+of+High-Throughput+Microfluidic+Separation.">Interference-free Micro/nanoparticle Cell Engineering by Use of High-Throughput Microfluidic Separation.</a> ACS Appl. Mater. Inter. 7, 20855-20864 (2015).</li><li>Xia, Y., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+Lithography.">Soft Lithography.</a> Angew. Chem. Int. Edit. 37, 550-575 (1998).</li><li>Lee, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+cell+cycle+synchronization+using+inertial+forces+in+spiral+microchannels.">High-throughput cell cycle synchronization using inertial forces in spiral microchannels.</a> Lab Chip. 11, 1359-1367 (2011).</li><li>Kuntaegowdanahalli, S. S., Bhagat, A. A., Kumar, G., Papautsky, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inertial+microfluidics+for+continuous+particle+separation+in+spiral+microchannels.">Inertial microfluidics for continuous particle separation in spiral microchannels.</a> Lab Chip. 9, 2973-2980 (2009).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La tecnología de purificación de células DFF descrito en este documento permite la separación rápida y continua de células marcadas en una forma de alto rendimiento. Este enfoque de separación es ideal para gran volumen de muestra o el procesamiento de muestras de alta concentración de células, y es mejor que la filtración a base de membrana convencional que es propenso a la obstrucción después de un uso prolongado. Del mismo modo, la separación magnética basada en la afinidad requiere pasos adicionales de etiquetado de células que son laboriosos y caros. Las células purificadas se muestran para retener sus agentes marcados y morfología de las células así (Figura 3) con un mínimo de flujo de efectos / cizalla inducida (τ tensión de cizallamiento, ~ 200-250 dinas / cm 2) debido a corto tiempo de residencia dentro del canal (&lt; 1 seg) 20,24. Además, el usuario puede elegir la solución eluida de las células marcadas según simplemente sustituyendo el tampón de vaina (solución salina) con los medios de comunicación deseados o solución tampón. Es crítico queno hay suciedad o residuos en el uso anterior de microcanales que puede afectar negativamente el comportamiento de enfoque celular. Esto puede conseguirse mediante la limpieza de los agujeros de entrada a fondo con IPA, así como el uso de cinta adhesiva para limpiar la superficie antes de la unión PDMS plasma. Puesto que el microdispositivo opera en condiciones de alto flujo (~ 1 a 1,5 ml / min), también es importante para calentar los dispositivos PDMS unidos sobre una placa caliente para asegurar una fuerte unión entre el PDMS y el portaobjetos de vidrio. Durante el funcionamiento del dispositivo, si las células no se están centrando así, significa que las velocidades de flujo no son suficientes. Uno puede solucionar mediante la comprobación de la zona de entrada del dispositivo y la punta de jeringa para asegurar que no hay fugas. La eliminación de NPs no unido de células marcadas no es trivial ya que las técnicas de separación de laboratorio común (por ejemplo, centrifugación) no puede separar las partículas / células de diferentes tamaños (por ejemplo, partículas no unidas y células marcadas). Si bien se puede argumentar que el lavado repetidoy el cambio de medio de cultivo puede eliminar NPs libres de células adherentes en cierta medida, el proceso es laborioso e ineficaz para cultivos de células en suspensión. El dispositivo de microfluidos DFF utiliza la clasificación basada en tamaño y es muy versátil, ya que puede ser utilizado tanto para la suspensión y las células adherentes con una gran gama de tamaños, así como la eliminación de NPs de diferentes materiales. Si las células diana son de diferentes tamaños, el dispositivo DFF se puede optimizar mediante el cambio de las condiciones de flujo o la geometría del canal (por ejemplo, altura del canal y la relación de anchuras de canal interior y exterior) para conseguir la separación eficiente. Se ha demostrado previamente que DFF es superior en comparación con la centrifugación convencional en la eliminación de NPs con la pérdida de células mínima. 22 Por otra parte, el rendimiento de recuperación de células se mantuvo alta (&gt; 90%) cuando la concentración de la muestra se aumentó a 10 7 células / ml. Esto es una mejora clave sobre los métodos de separación de células de microfluidos inerciales existentes que son generalesmente limitada a 10 5 células / ml de capacidad debido a la interacción célula-célula y célula de hacinamiento en las posiciones de equilibrio. 25 Mientras que la tecnología DFF logra la separación basada en la diferencia de tamaño, no se puede utilizar para otros procesos de ingeniería celular, tales como la separación de células marcadas y no marcadas debido al cambio insignificante en el tamaño celular. marcadores de superficie celular para la clasificación basada en la afinidad y otras modalidades de separación común (susceptibilidad magnética y conductividad eléctrica) podrían ser considerados para este tipo de aplicaciones potenciales. DFF tecnología tampoco es adecuado para la clasificación de células multiplexado basado en fluorescencia. Una mejor opción sería utilizar células activadas por fluorescencia (FACS) para un solo paso de clasificación de células marcadas con fluorescencia diferente que opera a un alto rendimiento, pero requiere un equipo caro y voluminoso. Por último, este protocolo es de gran utilidad para la purificación de células modificadas cuandoNPs que contienen agentes de transformación (factores de crecimiento, fármacos, corticosteroides, etc.) se utilizan para bioimagen y / o la terapia celular. Esto se debe a que los NP libres remanentes pueden ejercer transformador fuera de objetivo efectos sobre las células vecinas o células inmunes que responden a estas partículas extrañas cuando se inyecta in vivo. También puede generar involuntariamente señales que pueden inducir a error durante bioimagen. La eliminación de estos NPs libres antes de su uso por lo tanto a reducir el riesgo para las células no objetivo, minimizar compilaciones en el sistema inmunológico, y reducir los problemas de contaminación entre pasos durante secuencial etiquetado / ingeniería de las células. Su implementación exitosa facilita en gran medida el etiquetado de células y permite el uso libre de interferencias de la ingeniería celular basado en la terapia de partículas.

La ingeniería de células por micro / nanopartículas cargadas con agente (NPS) es un método de integración libre, versátil y sencilla, genómica para mejorar la capacidad de bioimagen y aumentar / suplementar sus propiedades terapéuticas nativos en la medicina regenerativa. 1-3 modificaciones celulares se consiguen mediante el etiquetado de la membrana plasmática o el citoplasma con un exceso de concentración de agente PN-cargado para saturar los sitios de unión. Sin embargo, un inconveniente principal de este método es las cantidades significativas de partículas no unidas que permanece en solución después de los procesos de etiquetado de células, lo que potencialmente puede confundir la identificación precisa de las células de partículas de ingeniería o complicar los resultados terapéuticos 4,5. Además, la exposición a NPs que contienen transformadora agentes (factores de crecimiento, corticoides, etc.) a concentraciones excesivamente altas pueden causar citotoxicidad y la exposición mal dirigida puede inducir consecuencias no deseadas en las células no diana. Incluso los vehículos en partículas que comprende Of materiales &quot;biocompatibles&quot; [por ejemplo, poli (co-glicólico ácido láctico), PLGA] pueden incitar respuestas de las células inmunes potentes bajo ciertas condiciones también. 6 Esto es especialmente arriesgado en individuos con inmunidad comprometida (por ejemplo, artritis reumatoide) que potencialmente retrasos . aclaramiento sistémico de nanopartículas 7 Por lo tanto, la eliminación eficaz de partículas libres antes de la introducción de las células de ingeniería de partículas es de gran importancia para minimizar el perfil de toxicidad y reducir la exposición a las partículas mal dirigido por agente cargado en vivo. centrifugación en gradiente convencional se utiliza a menudo para separar las células de ingeniería de partículas libres pero es laborioso y operado en modo por lotes. Por otra parte, las tensiones de cizallamiento experimentadas por las células durante la centrifugación de alta velocidad y los constituyentes del medio de gradiente de densidad puede comprometer la integridad de las células y / o comportamiento de las células influencia. 8 microfluídica es una alternativa atractiva con sevtecnologías de separación va- incluyendo el desplazamiento lateral determinista (sistema antibloqueo de frenos) 9, dieletrophoresis 10,11 y 12 acoustophoresis desarrollado para la separación de partículas pequeñas y aplicaciones de intercambio de tampón. Sin embargo, estos métodos sufren de baja rendimiento (1-10 l · min - 1) y son propensos a la obstrucción cuestiones. separaciones activos tales como los métodos basados ​​en dielectroforesis también requieren diferencias de fenotipos de células dielectroforética intrínsecas o pasos adicionales de etiquetado de células para conseguir la separación. Un enfoque más prometedor implica la microfluídica inercial - la migración lateral de partículas o células a través agiliza centrarse en posiciones distintas debido a las fuerzas de elevación dominantes (F L) con alto número de Reynolds (Re) 13 Debido a sus condiciones de alto flujo y la resolución de tamaño superior. , a menudo ha sido explotada para aplicaciones de cambio de separación de células 14,15 basados ​​en tamaño y de amortiguamiento. 16-18 However, el rendimiento sigue siendo pobre intercambio de tampón con solución contaminante ~10-30% como las células separadas suelen permanecer cerca de la frontera entre las soluciones originales y nuevos de amortiguamiento. 16-18 Más importante aún, la distribución del tamaño de las células diana tiene que ser similar para lograr inercial enfoque preciso y la separación de la solución tampón original que plantea un problema especialmente en el tratamiento de los tipos de células-heterogéneos de tamaño, tales como células madre mesenquimales (MSCs). 19 Anteriormente hemos desarrollado una nueva técnica de células de microfluidos inercial de clasificación denomina Dean flujo Fraccionamiento (DFF) para aislar las células tumorales circulantes (CTC) 20 y 21 de las bacterias de la sangre entera usando un 2-entrada, el dispositivo de microcanales espiral de 2 salidas. En este protocolo de vídeo, vamos a describir el proceso de etiquetado de las células THP-1 (línea celular de leucemia monocítica aguda humana) monocıticas suspensión (~ 15 m) y MSC (10-30 micras) con calceína-lNPs oaded, seguido por la fabricación y el funcionamiento del microdispositivo espiral DFF para la recuperación eficiente de células marcadas y la eliminación de NPs no unidos. 22 Esta estrategia solo paso de purificación permite la recuperación continua de suspensión etiquetados y las células adherentes en suspensión en solución tampón fresco sin centrifugación. Por otra parte, se puede procesar hasta 10 millones de células · mL-1, una densidad de células susceptibles de aplicaciones de la medicina regenerativa.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="781">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td colspan="4" height="21" style="height:21px;width:780px;">Cell lines &#38; Media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Mesenchymal Stem Cells (MSCs)</td>
			<td style="width:127px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">PT-2501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium (DMEM)</td>
			<td style="width:127px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">12-614F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td style="width:127px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">10270-106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">THP-1 monocyte cells (THP-1)</td>
			<td style="width:127px;">ATCC</td>
			<td style="width:119px;">TIB-202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 media</td>
			<td style="width:127px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">12-702F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td>Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="4" height="21" style="height:21px;width:780px;">Reagents &#38; Materials</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">0.01% poly-L-lysine (PLL)</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P8920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">3 mL Syringe</td>
			<td style="width:127px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">302113</td>
			<td>Syringe 3ml Luer-Lock</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">60 ml Syringe</td>
			<td style="width:127px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">309653</td>
			<td>Syringe 60ml Luer-Lock</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:127px;">Biowest</td>
			<td style="width:119px;">P6154-100GR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Calcein, AM (CAM)</td>
			<td style="width:127px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">C1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Calcein</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C0875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Isopropanol</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:119px;">#P/7507/17</td>
			<td>HPLC Grade 2.5 L</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Phosphate-Buffered Saline (PBS)</td>
			<td style="width:127px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">17-516Q/12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Plain Microscope Slides</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FIS#12-550D</td>
			<td>75 X 25 X 1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Polydimethylsiloxane (PDMS)</td>
			<td style="width:127px;">Dow Corning</td>
			<td style="width:119px;">SYLGARD&#174; 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Scotch tape</td>
			<td style="width:127px;">3M</td>
			<td style="width:119px;">21200702044</td>
			<td>18mm x 25m</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Silica NPs (&#8764;200 &#956;m)</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">748161</td>
			<td>Pore size 4 nm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Syringe Tip</td>
			<td style="width:127px;">JEC Technology</td>
			<td style="width:119px;">7018302</td>
			<td style="width:167px;">23GA .013 X .25</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Trypsin-EDTA (0.25%)</td>
			<td style="width:127px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">25200-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Tygon Tubing</td>
			<td style="width:127px;">Spectra-Teknik</td>
			<td style="width:119px;">06419-01</td>
			<td>.02X.06&#34; 100</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:368px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td>Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="4" height="21" style="height:21px;width:780px;">Equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Biopsy punch</td>
			<td style="width:127px;">Harris Uni-Core</td>
			<td>69036-15</td>
			<td>1.50 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Dessicator</td>
			<td style="width:127px;">Scienceware</td>
			<td style="width:119px;">111/4 IN OD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">High-speed Camera</td>
			<td style="width:127px;">Phantom&#160;</td>
			<td style="width:119px;">V9.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Inverted phase-contrast microscope&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Nikon</td>
			<td>Eclipse Ti</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Plasma cleaner</td>
			<td style="width:127px;">Harrick Plasma</td>
			<td style="width:119px;">PDC-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:368px;">Syringe Pump</td>
			<td style="width:127px;">Chemyx</td>
			<td style="width:119px;">CX Fusion 200</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microfluidic buffer exchange for interference-free micro/nanoparticle cell engineering

células de ingeniería con cargadas con sustancias activas, micro / nanopartículas (NP) se está convirtiendo en un método cada vez más popular para mejorar las propiedades terapéuticas nativas, permitirá bio imágenes y controlar el fenotipo celular. Una cuestión fundamental todavía insuficientemente reconocidos es el importante número de partículas que permanecen sin unir después del marcaje de células que no se pueden eliminar fácilmente mediante centrifugación convencional. Esto conduce a un aumento en el ruido de fondo de imagen bio y puede impartir efectos transformadores en las células no objetivo vecinos. En este protocolo, se presenta una estrategia basada en la microfluídica inercial tampón de intercambio denominado como Decano de flujo de fraccionamiento (DFF) para separar eficientemente las células marcadas de PN libres en una forma de alto rendimiento. El microdispositivo espiral desarrollado facilita la recogida continua (&gt; recuperación de células 90%) de células purificadas (THP-1 y MSC) en suspensión en una nueva solución tampón, mientras que el logro% agotamiento de colorante fluorescente no unido o NPs de tinte cargado (sil&gt; 95ica o PLGA). Esto solo paso, la estrategia de purificación de células basadas en el tamaño hace posible un rendimiento de procesamiento de alta celular (10 6 células / min) y es muy útil para la purificación de células a gran volumen de células micro / nanopartículas de ingeniería para lograr la aplicación clínica libre de interferencias.

Después de marcar las células con bio de imagen NPs agente cargado durante la noche, se cosechan las células marcadas (que contiene partículas libres) y se purificaron por microdispositivo espiral DFF para eliminar NPs libres en un solo proceso la etapa (Figura 1A). El 2-entrada, microcanal espiral de 2 salidas está diseñado por el software de ingeniería y microfabricado utilizando SU-8 fotoprotector. La oblea de silicio modelada se utiliza entonces como plantilla para el moldeo por réplicas de PDMS utilizando técnicas de litografía suave (Figura 1B). Para llevar a cabo la clasificación de células, la muestra de células se bombea en la entrada de la pared exterior del microdispositivo espiral mientras que la pared interior de entrada se ejecuta solución tampón fresca a un caudal superior (01:10) para pellizcar el flujo de la muestra celular. La separación se consigue centrándose inercial de células marcadas más grandes en la pared interior y la recirculación inducida por Dean de pequeñas NPs no unidos hacia la pared exterior (Figura 2A). El dispositivo fue la primera aplied para ordenar las células en suspensión marcado monocíticas (THP-1) de NPs de sílice fluorescentes cargadas con calceína (~ 500 nm de tamaño). Se obtuvieron eficiencias de separación de alta según lo confirmado por formación de imágenes de alta velocidad (Figura 2A) y citometría de flujo análisis (Figura 2B). Imágenes de eluyentes recogidos de salida de la célula dispositivo también indicaron la eliminación eficaz de sílice y PN PLGA (~ 1 - 5 micras) a partir de células THP-1. Además, imágenes de fluorescencia mostró que los NP internalizados en las células THP-1 marcadas se conservan bien durante la purificación DFF (inserciones) (Figura 3). Debido a la heterogeneidad MSC tamaño, la geometría microcanal espiral fue modificado posteriormente por el cambio de la altura del canal y el diseño de bifurcación para permitir la recogida eficaz de las MSC (Figura 4). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54327/54327fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Overall flujo de trabajo para la eliminación rápida de un solo paso de micro / nanopartículas (NP) a partir de la suspensión y las células adherentes post-etiquetado usando Dean flujo de fraccionamiento (DFF) la tecnología de microfluidos. (B) El dispositivo está diseñado espiral DFF por el software de ingeniería y modelado de oblea de silicio usando microfabricación. dispositivos de PDMS se producen posteriormente por métodos de litografía blanda. Montaje experimental consta de 2 bombas de jeringa para infundir células marcadas y tampón de solución salina fresca a diferentes caudales en el dispositivo para la purificación continua y la recogida de células marcadas. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54327/54327fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54327/54327fig2.jpg" /> Figura 2. Las nanopartículas de eliminación de células marcadas THP-1 a través de las fuerzas de facto. (A) Ilustración deprincipio de separación de facto. Células marcadas mayores experimentan fuertes fuerzas de inercia de elevación (F L, flechas rojas) y las fuerzas de arrastre Dean (F D, flechas amarillas) y se concentran cerca de la pared interna de microcanales. PN más pequeños y solución tampón están exclusivamente afectados por Dean arrastrar y recirculan a la pared exterior para conseguir la separación. Representante de alta velocidad y las imágenes de fluorescencia que indican posiciones de equilibrio de las células THP-1 (flechas rojas) y sílice PN cargados con colorante calceína en la zona de salida. Rendimiento (B) Separación basado en el análisis de citometría de flujo con acotamiento determinado por el tamaño (FSC-A) y la granularidad (SSC-A) características. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54327/54327fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/54327/54327fig3.jpg" /> Figura 3. <strong<html> &gt; Representativas imágenes de campo claro de purificado marcado con células THP-1 (flechas rojas) y la eficiencia de eliminación PN utilizando DFF. El recuadro muestra el respectivo contrato de fase (arriba) y las imágenes de microscopía de fluorescencia de las células individuales. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54327/54327fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54327/54327fig4.jpg" /> Figura 4. Las nanopartículas de eliminación de las células madre mesenquimales (MSC) a través de las fuerzas de facto. Representante imágenes de alta velocidad (A) que ilustran la separación eficiente de las MSC (flechas rojas) y PLGA PN (flechas azules) en diferentes puntos de venta. Amarillo Las líneas discontinuas indican la posición aproximada de las paredes de microcanales. (B) el rendimiento de separación de las MSC de sílice y PLGA PN.pg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Este protocolo describe el uso de una estrategia de intercambio de tampón a base de microfluídica inercial para purificar células de ingeniería micro / nanopartículas con el agotamiento eficiente de partículas no unidos.

Microfluidos intercambio de tampón para la Micro / célula de nanopartículas Ingeniería sin interferencias

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

microfluidic-buffer-exchange-for-interference-free-micronanoparticle

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.0K vistas.  Nanyang Technological University.  Este protocolo describe el uso de una estrategia de intercambio de tampón a base de microfluídica inercial para purificar células de ingeniería micro / nanopartículas con el agotamiento eficiente de partículas no unidos. 

Video: Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Site-specific Bacterial Chromosome Engineering: &#934;C31 Integrase Mediated Cassette Exchange (IMCE)

The bacterial chromosome may be used to stably maintain foreign DNA in the mega-base range1. Integration into the chromosome circumvents issues such as plasmid replication, plasmid stability, plasmid incompatibility, and plasmid copy number variance. This method uses the site-specific integrase from the Streptomyces phage (&Phi;) C312,3. The &Phi;C31 integrase catalyzes a direct recombination between two specific DNA sites: attB and attP (34 and 39 bp, respectively)4. This recombination is stable and does not revert5. A "landing pad" (LP) sequence consisting of a spectinomycin- resistance gene, aadA (SpR), and the E. coli &szlig;-glucuronidase gene (uidA) flanked by attP sites has been integrated into the chromosomes of Sinorhizobium meliloti, Ochrobactrum anthropi, and Agrobacterium tumefaciens in an intergenic region, the ampC locus, and the tetA locus, respectively. S. meliloti is used in this protocol. Mobilizable donor vectors containing attB sites flanking a stuffer red fluorescent protein (rfp) gene and an antibiotic resistance gene have also been constructed. In this example the gentamicin resistant plasmid pJH110 is used. The rfp gene6 may be replaced with a desired construct using SphI and PstI. Alternatively a synthetic construct flanked by attB sites may be sub-cloned into a mobilizable vector such as pK19mob7. The expression of the &Phi;C31 integrase gene (cloned from pHS628) is driven by the lac promoter, on a mobilizable broad host range plasmid pRK78139.
A tetraparental mating protocol is used to transfer the donor cassette into the LP strain thereby replacing the markers in the LP sequence with the donor cassette. These cells are trans-integrants. Trans-integrants are formed with a typical efficiency of 0.5%. Trans-integrants are typically found within the first 500-1,000 colonies screened by antibiotic sensitivity or blue-white screening using 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-glucuronic acid (X-gluc). This protocol contains the mating and selection procedures for creating and isolating trans-integrants.

A quick and efficient method to integrate foreign DNA of interest into pre-made acceptor strains, termed landing pad strains, is described. The method allows site-specific integration of a DNA cassette into the engineered landing pad locus of a given strain, through conjugation and expression of the &#934;C31 integrase.

Sitio específico de Ingeniería cromosoma bacteriano: ΦC31 integrasa mediada Cassette Exchange (IMCE)

The bacterial chromosome may be used to stably maintain foreign DNA in the mega-base range1. Integration into the chromosome circumvents issues such as ...

Investigación

Bioingeniería

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Mezcladores de microfluidos para el estudio plegamiento de proteínas

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of interest following intravenous or intraarterial infusion. Consequently, increasing cell homing is currently studied as a strategy to improve cell therapy. Cell rolling on the vascular endothelium is an important step in the process of cell homing and can be probed in-vitro using a parallel plate flow chamber (PPFC). However, this is an extremely tedious, low throughput assay, with poorly controlled flow conditions. Instead, we used a multi-well plate microfluidic system that enables study of cellular rolling properties in a higher throughput under precisely controlled, physiologically relevant shear flow1,2. In this paper, we show how the rolling properties of HL-60 (human promyelocytic leukemia) cells on P- and E-selectin-coated surfaces as well as on cell monolayer-coated surfaces can be readily examined. To better simulate inflammatory conditions, the microfluidic channel surface was coated with endothelial cells (ECs), which were then activated with tumor necrosis factor-&#945; (TNF-&#945;), significantly increasing interactions with HL-60 cells under dynamic conditions. The enhanced throughput and integrated multi-parameter software analysis platform, that permits rapid analysis of parameters such as rolling velocities and rolling path, are important advantages for assessing cell rolling properties in-vitro. Allowing rapid and accurate analysis of engineering approaches designed to impact cell rolling and homing, this platform may help advance exogenous cell-based therapy.

Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

This study used a multi-well plate microfluidic system, significantly increasing throughput of cell rolling studies under physiologically relevant shear flow. Given the importance of cell rolling in the multi-step cell homing cascade and the importance of cell homing following systemic delivery of exogenous populations of cells in patients, this system offers potential as a screening platform to improve cell-based therapy.

Análisis sistemático de<em&gt; In Vitro</em&gt; Celda balanceo Utilizando un sistema de microfluidos placa de múltiples pocillos

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of ...

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

Exprimir la célula como un robusto, Microfluidic intracelular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Una técnica de microfluidos investigará Deformabilidad Cell

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Controlled Microfluidic Environment for Dynamic Investigation of Red Blood Cell Aggregation

Blood, as a non-Newtonian biofluid, represents the focus of numerous studies in the hemorheology field. Blood constituents include red blood cells, white blood cells and platelets that are suspended in blood plasma. Due to the abundance of the RBCs (40% to 45% of the blood volume), their behavior dictates the rheological behavior of blood especially in the microcirculation. At very low shear rates, RBCs are seen to assemble and form entities called aggregates, which causes the non-Newtonian behavior of blood. It is important to understand the conditions of the aggregates formation to comprehend the blood rheology in microcirculation. The protocol described here details the experimental procedure to determine quantitatively the RBC aggregates in microcirculation under constant shear rate, based on image processing. For this purpose, RBC-suspensions are tested and analyzed in 120 x 60 &#181;m poly-dimethyl-siloxane (PDMS) microchannels. The RBC-suspensions are entrained using a second fluid in order to obtain a linear velocity profile within the blood layer and thus achieve a wide range of constant shear rates. The shear rate is determined using a micro Particle Image Velocimetry (&#181;PIV) system, while RBC aggregates are visualized using a high speed camera. The videos captured of the RBC aggregates are analyzed using image processing techniques in order to determine the aggregate sizes based on the images intensities.

The protocol described details an experimental procedure to quantify Red Blood Cell (RBC) aggregates under a controlled and constant shear rate, based on image processing techniques. The goal of this protocol is to relate RBC aggregate sizes to the corresponding shear rate in a controlled microfluidic environment.

Medio Ambiente Microfluidic controlada de Investigación Dinámica de agregación de glóbulos rojos

Blood, as a non-Newtonian biofluid, represents the focus of numerous studies in the hemorheology field. Blood constituents include red blood cells, white ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

El uso de adhesivo Patrones para construir dispositivos de microfluidos de papel 3D

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Una plataforma microfluídica para el aislamiento de gran procesamiento de celda única y Cultura

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Múltiples pasos Fotolitografia variable Altura de múltiples capas con válvula dispositivos de microfluidos

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic bioprinting to generate a scaffold with multilayer interlacing hydrogel microfibers. To achieve smooth bioprinting, a core-sheath microfluidic printhead containing a composite bioink formulation extruded from the core flow and the crosslinking solution carried by the sheath flow, was designed and fitted onto the bioprinter. By blending gelatin methacryloyl (GelMA) with alginate, a polysaccharide that undergoes instantaneous ionic crosslinking in the presence of select divalent ions, followed by a secondary photocrosslinking of the GelMA component to achieve permanent stabilization, a microfibrous scaffold could be obtained using this bioprinting strategy. Importantly, the endothelial cells encapsulated inside the bioprinted microfibers can form the lumen-like structures resembling the vasculature over the course of culture for 16 days. The endothelialized microfibrous scaffold may be further used as a vascular bed to construct a vascularized tissue through subsequent seeding of the secondary cell type into the interstitial space of the microfibers. Microfluidic bioprinting provides a generalized strategy in convenient engineering of vascularized tissues at high fidelity.

We provide a generalized protocol based on a microfluidic bioprinting strategy for engineering a microfibrous vascular bed, where a secondary cell type could be further seeded into the interstitial space of this microfibrous structure to generate vascularized tissues and organoids.

Microfluidos intercambio de tampón para la Micro / célula de nanopartículas Ingeniería sin interferencias

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