The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1. Preparar placas de uva y botellas de celebración para la recolección de larvas <ol><li> Para hacer botellas de celebración, cortar agujeros en un lado de las botellas de cultivo de 6 oz mosca, lo suficientemente grande para encajar un tapón vial mosca de suministro de aire (Fig. 1D). </li><li> Para hacer las placas de uva, preparar 250 ml de medio de zumo de uva (1,8% de agar, el jugo de uva 45%, ácido acético 2,5%, 2,5% de etanol) hirviendo el agar, zumo de uva y la mayor parte del agua, enfríe a 70 ºC ( revuelva mientras se enfría), a continuación, añadir el ácido acético y etanol y llevar al volumen con agua. </li><li> Usar una jeringa (sin aguja) para llenar 35 x 10 mm de Petri tapas de los recipientes hasta que la superficie del medio de zumo de uva hace una cúpula por encima del labio de la tapa (Fig. 1A). </li><li> placas tienda de uva en un recipiente húmedo y hermético a 4 ° C hasta su uso (hasta un máximo de 2 semanas). </li></ol> 2. Preparación de platos de comida <ol><li> Prepare la receta de comida mosca estándar. Nota: Para sacarest alimentos crianza de efectos de calidad en la longitud del recorrido que utilizan alimentos bajos mosca de nutrientes: 10% de sacarosa, 1,3% de agar, 0,8% de tartrato de sodio y potasio, 0,1% de fosfato monopotásico, cloruro de sodio al 0,05%, cloruro de calcio 0,05%, 0,05% de cloruro de magnesio, 0,05% de sulfato férrico, 5% de levadura y el ácido propiónico 0,5% en agua; y alta comida mosca de nutrientes: 1,5% de sacarosa, 1,4% de agar, 3% de glucosa, 1,5% de harina de maíz, 1% de germen de trigo, harina de soja 1%, 3% de melaza, 3.5% de levadura, ácido propiónico 0,5%, 0,2% Tegosept y 1 % de etanol en agua. Tanto para los alimentos en autoclave la solución y se enfría a 50 ° C antes de añadir el ácido propiónico, Tegosept y etanol. </li><li> Verter 40 ml de alimentos mosca en 100 x 15 mm placas de Petri. </li><li> platos de comida tienda en un recipiente hermético y húmeda a 4 ° C hasta su uso (hasta un máximo de 2 semanas). </li></ol> 3. Preparar placas de prueba <ol><li> Preparar 58 x 25 cm, 6 mm de espesor placas de plexiglás de color negro con 10, 1 mm de pozos profundos y circulares, 10 cm de diámetro y dispuestos en un 2 x 5 design (Fig. 1C) para poner a prueba las larvas sucesivamente. Nota: hasta 30 larvas se pueden ensayar a la vez si 3 o más de las placas de plexiglás anteriores están disponibles. Alternativamente, las larvas se puede probar en placas de Petri, 10 cm de diámetro. Esta opción es mucho más laboriosa y permite un menor número de larvas a ensayar. </li><li> Obtener un negro de 39 x 8 cm, de 6 mm de espesor de plexiglás esparcidor para la difusión de la pasta de levadura en las placas de ensayo de plexiglás. </li><li> Preparar 100 x 15 mm tapas de los recipientes Petri para el registro de las larvas de caminos longitudes mediante la separación de las tapas de fondos por adelantado. </li></ol> 4. Configuración de las poblaciones parentales <ol><li> Mantener condiciones de cría constante durante todo el ensayo (por ejemplo, 25 ºC, 60% de humedad y un 12:12 luz: oscuridad ciclo en alimentos mosca estándar). </li><li> Elevar población parental, en las mismas condiciones de cría. </li><li> Recoger 100 - 150 hembras y 50 - 75 machos y les envejecer durante 5 ± 1 días para la fecundidad óptima. </li><li> permitiendo que females y machos para aparearse durante la noche en una botella de cultivo mosca 6 oz con comida estándar mosca. </li><li> Transferencia vuela en una botella de retención y asegure una placa de uva (una pequeña cantidad de pasta de levadura fresca en la placa de uva promoverá la puesta de huevos; Fig. 1B) sobre la parte superior con cinta adhesiva (Fig. 1E). </li><li> Dejan las botellas se colocan boca abajo (Fig. 1F), con la placa de uva en la parte inferior para permitir que los adultos ponen los huevos en la placa de uva. </li><li> Desechar la primera placa de uva después de 24 horas y colocar una nueva placa de uva en la botella de retención. Esta será la placa de uva de la que las larvas se recogen al día siguiente. Nota: Las placas de uva tendrán que ser limpiado de larvas de 22 horas después de haber sido creado, establecido placas de modo que se pueden borrar día siguiente temprano (. Por ejemplo, configurar la placa a las 12 pm y clara a las 10 horas del día siguiente). Es recomendable descartar la primera placa de uva para evitar cualquier tipo de huevos que las hembras podrían haber estado reteniendo y that podría ser avanzado en el desarrollo. </li></ol> 5. Recoger L1 (primer estadio) Las larvas de las placas de uva <ol><li> Retire las placas de uva de las botellas de 22 horas después de haber sido creados y colocar en una placa de Petri de 60 x 15 mm. </li><li> Colocar una nueva placa de uva con pasta de levadura fresca en la celebración de una botella. </li><li> Claro y desechar todas las larvas de la placa de uva sin semilla utilizando una sonda de disección. </li><li> Incubar las placas se aclaró la uva durante 4 horas en condiciones estándar. </li><li> Después de 4 horas, recoger 100 L1 larvas por cepa de las placas de uva y colocar en platos de comida. <ol><li> Coloque las larvas en la comida suavemente (sin perforar la comida y enterrar las larvas) y evitar el hacinamiento mediante la distribución de las larvas a través de la placa de alimentación. </li></ol></li><li> Incubar las placas de alimentos hasta que los animales de ensayo son de aproximadamente 10 hr antes del inicio de errante. Nota: A los 25 ºC, 10 horas antes de pasear por lo general corresponde a 72 - 96 horas después de la eclosión. el EXACt cantidad de tiempo de incubación debe ser determinado antes de comenzar el experimento mediante la recopilación de un conjunto inicial de larvas para cada cepa y registrando el número de horas hasta el comienzo de errante (larvas errante se moverá fuera de la comida sobre los lados y la tapa de la comida platos). Nota: Si es necesario, los mismos padres pueden utilizar para recoger larvas durante 3 - 4 días de prueba repitiendo los pasos 4.7 a 5.5. Cambiar el orden en el que las cepas están configurados y probados a través de días para evitar un efecto de orden de la prueba en la longitud del recorrido. Prueba de la misma cepa de &quot;control&quot; / cepas de cada día de pruebas para controlar los efectos del día. </li><li> Si se prueban muchas cepas, escalonar la puesta en marcha y recolección de tiempos de las larvas para permitir el análisis de cada cepa en el punto de tiempo apropiado más adelante. </li></ol> 6. larval prueba de ruta de larga duración <ol><li> Disolver en seco activo levadura de panadero en agua a una proporción de 1: 2 (peso a volumen). La pasta de levadura terminado debe ser más delgado que pancake bateador, de una manera que al levantar una cuchara de la pasta, que gotea y deja tras de las cintas en la superficie de la pasta que se funden rápidamente. Nota: La consistencia de la pasta de levadura es importante y debe ser constante durante todo el experimento. La hora exacta de la levadura: proporción de agua podría tener que ajustarse dependiendo de la marca y lote de levadura. </li><li> recoger suavemente larvas de la primera cepa a ensayar de la placa de alimentos utilizando un pincel. </li><li> Recoger las larvas en una placa de Petri y lavar suavemente con agua para eliminar todos los alimentos. <ol><li> lavar rápidamente con larvas de 1 - 2 ml de agua y larvas de lenguado seca suavemente con una toallita de laboratorio para evitar la transferencia de agua al colocar las larvas en la placa de prueba. Para evitar el estrés, mantener las larvas húmedo pero no sumergida en agua. </li></ol></li><li> Organizar tres placas de prueba lado a lado y establecer un temporizador de 5 minutos para cada placa de prueba. </li><li> Aplicar la pasta de levadura a la parte superior de las placas de prueba y con el separador, se extendió un laico delgadaer de la pasta de levadura en cada placa de prueba de modo que todos los pozos tienen una capa uniforme de la levadura. </li><li> colocar suavemente una larva en el centro de cada pocillo, a partir del temporizador de 5 minutos después de la colocación de la primera larvas en cada placa. Nota: Tres placas se pueden hacer a la vez, produciendo un tamaño de la muestra del día 30 / cepa / prueba, hasta un total de 500 larvas. </li><li> Colocar una tapa de la placa Petri en la parte superior de cada pocillo. </li><li> Cuando se acabe el tiempo, sin necesidad de retirar las larvas de la placa, comenzar trazando el camino del largo dejados atrás en la levadura utilizando un marcador permanente. Traza de trayecto de longitudes en el mismo orden que las larvas se colocaron en las placas de ensayo. <ol><li> Realizar el seguimiento en la misma velocidad que las larvas se colocaron en las placas. Para mantener la coherencia en el análisis de datos más adelante, utilice el mismo marcador para todas las longitudes de caminos. Se recomienda marcador permanente. </li></ol></li><li> Repita los pasos 6.2 a 6.8.1 para cada cepa a ensayar. Recoger cada cepa de los alimentos inmediatamente antes del ensayo para evitar los efectos del hambre en paº de longitud. </li></ol> 7. Carencia de Alimentos <ol><li> Si las larvas son para ser comida privada antes de la prueba, recolectar larvas como se describe en los pasos 6.2 a 6.3, pero la cantidad de tiempo deseada privación de alimentos antes (por ejemplo., Si las larvas son para ser comida privó durante 4 horas, recoger larvas de 4 horas antes tiempo de prueba). </li><li> Divida larvas se lavó en dos grupos y colocar el grupo de alimentos privada en una placa de Petri de 60 x 15 mm con agar 5 ml 1% y el grupo de control en una placa de Petri con 5 ml de alimentos estándar. </li><li> Coloque un peso en la parte superior de la tapa invertida de los platos de Petri (de lo contrario larvas son capaces de arrastrarse en la búsqueda de alimentos). </li><li> Incubar durante el período de privación de alimentos previamente establecido y proceder con la prueba como se describe en los pasos 6.2 a 6.9. </li><li> Si son muchas cepas a ensayar, escalonar la privación de alimentos tiempos de inicio para permitir la comprobación de cada cepa en el punto de tiempo apropiado. </li></ol> Análisis de datos 8. Nota: Esta sección describe un método para el análisis de datos usando ImageJ 7 o Fiji 8 para el procesamiento de la trayectoria de longitudes, aunque otro software puede ser utilizado. <ol><li> Utilice una mesa de luz para transferir todas las longitudes de caminos trazados de las tapas de los recipientes Petri de papel blanco (tapas se pueden lavar con etanol y se reutilizan para otra grabación de longitudes de trayecto). </li><li> Trazar una línea recta de referencia de 50 mm en una de las hojas de papel. </li><li> Analiza las longitudes de caminos con una resolución de 300 dpi y guardar como mapa de bits o archivos de imagen TIFF. </li><li> Abra el archivo de imagen, seleccione la pestaña &quot;Procesos&quot;&gt; &quot;binario&quot;&gt; &quot;Hacer binario&quot;. A continuación, en la pestaña &quot;Procesos&quot;, seleccione &quot;binario&quot;&gt; &quot;esqueletizar&quot;. Esto produce un ancho de línea de un píxel, independientemente del grosor del trazo. </li><li> Asegúrese de que cada longitud de trayectoria aparece como una sola línea continua sin cruces. </li><li> Separar las intersecciones utilizando el &quot;li rectaherramienta ne &quot;y colorear la línea blanca (la continuidad de la trayectoria se puede comprobar con la&quot; herramienta Varita &quot;(rastreo), todo el camino debe ser resaltado en amarillo (Fig. 2). </li><li> Seleccione la opción &quot;Analizar&quot; ficha&gt; Set mediciones y seleccione &quot;Perímetro&quot; y &quot;Mostrar etiqueta&quot;. </li><li> Seleccione la pestaña &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;Ajuste de escala&quot; y seleccione &quot;Quitar escala&quot;. </li><li> En la imagen, seleccione la línea de referencia solamente, seleccione la pestaña &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;partículas&quot; Analizar y seleccione &quot;Mostrar: Esquemas&quot;, &quot;Mostrar resultados&quot; y &quot;tabla de resultados claros&quot;. Nota: La salida se mostrará el número de píxeles correspondientes a la línea escala de 50 mm. </li><li> Seleccione &quot;Analyse&quot; pestaña&gt; &quot;ajustado en la escala&quot; y rellenar el número de píxeles en &quot;Distancia en píxeles&quot; y la distancia correspondiente (50 mm) en la &quot;distancia conocida&quot;. </li><li> Por último, seleccionar todos los dibujos ruta de longitud de un genotipo de unatiempo de ta, seleccionar la pestaña &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;partículas Analizar&quot; y seleccione &quot;Mostrar: contornos&quot;, &quot;Mostrar resultados&quot; y &quot;tabla de resultados claros&quot;. <ol><li> Quite las etiquetas escritas o marcas extrañas obvias (que serán reconocidos como ruta-longitudes) dentro del área seleccionada mediante la selección de la zona y llenándolo blanco. </li></ol></li><li> Inspeccione visualmente el archivo de salida &quot;contornos&quot; para asegurar los perímetros se determinaron correctamente. La salida se mostrará un camino de longitud en mm por cada dibujo longitud de trayectoria en la selección. Esto puede ser fácilmente exportado a una hoja de cálculo y se analizaron con el software estadístico. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

El ensayo de la longitud del recorrido descrito aquí ofrece una medida robusta y sencilla de comportamiento de alimentación de las larvas de Drosophila. El protocolo sigue la metodología general descrita en Sokolowski 2, pero desde entonces se ha mejorado en lo que respecta a la eficiencia y controles experimentales. A lo mejor de nuestro conocimiento, este método es el único método disponible para la medición de la longitud del recorrido de las larvas. La versión original del protocolo 2, 3, 15, 16 larvas probado en placas de Petri con una capa delgada de pasta de levadura aplicado con un cepillo, y posteriormente un vaso difusión varilla de la longitud del recorrido. Las versiones más recientes del protocolo 10, 17 la transición a la utilización de las placas de plexiglás que se describen aquí. El uso de cajas de Petri y vidrio difusor presenta la ventaja de una capa muy delgada de la levadura, que rindió muy largas longitudes de caminos y exacerbó las diferencias entre los fenotipos del móvil y de canguro. El uso de placas de plexiglás resultó en longitudes totales ruta más corta, pero roVER-sitter se mantuvieron las diferencias e igualmente reproducible. Aunque el uso de placas de plexiglás es mucho menos laborioso, el camino de longitudes más largas obtenidos con el método de la placa Petri permitidos para una mejor separación de los fenotipos Rover y canguro, facilitar el mapeo genético de la diferencia Rover-sitter a la para el gen 3. El uso de placas de ensayo de plexiglás en lugar de placas de Petri, y análisis computacional de los rastros ruta de larga duración son los principales cambios realizados en el protocolo ya que el método fue desarrollado en primer lugar, y han aumentado considerablemente el número de larvas que pueden ser probados por una sola persona , así como la velocidad de los análisis de datos. También hemos mejorado nuestro conocimiento de varios factores experimentales y ambientales que eso puede afectar el resultado de la prueba, algunos de los cuales se describen a continuación. En primer lugar, este ensayo mide las diferencias individuales en el comportamiento de la longitud del recorrido sobre un substrato de alimentación (una pasta de levadura-agua). significativo diferencias en este ensayo podrían ser el resultado de defectos en la locomoción de larvas general. Esto puede ser controlado por concurrentemente el ensayo de comportamiento de locomoción de larvas en placas de agar no nutritivos. Si la cepa diferencias se mantienen en placas de agar, es seguro asumir que las diferencias que se encuentran en un sustrato de levadura-agua no buscan alimento específico comportamiento. Se ha demostrado previamente que, mientras el vehículo para el alelo confiere significativamente más largos de caminos longitudes en levadura, Rovers y cuidadores no difieren en la ausencia de la alimentación, ya que muestran de manera similar largo del camino del largo en agar 9. Por otra parte, porque las larvas generalmente aumentar su locomoción en ausencia de comida, la búsqueda de poco o ningún movimiento en placas de agar es probable indicativo de defectos en la locomoción. Ya que los defectos de movimiento de comida independientes pueden actuar como una variable de confusión cuando se investiga el comportamiento de alimentación, control de agar puede reducir los falsos positivos en las pantallas de genética 10. También es importante tener en cuenta que si larVAE fueron dañados antes de la prueba, podrían no moverse en absoluto. larvas inmóvil, muerto o dañado se puede distinguir de larvas sanas al observar el movimiento del gancho boca. larvas inmóvil y sin ningún movimiento del gancho de la boca debe ser desechada. En segundo lugar, como con otros comportamientos, la longitud del recorrido de las larvas puede verse afectada por factores ambientales que deben tenerse en cuenta y controlado para la hora de realizar este ensayo. Los factores ambientales que se sabe afectan la longitud del recorrido incluyen temperatura de cría, la humedad, la calidad de la comida, densidad de cría, el espesor de la pasta de levadura, las diferencias al azar entre días, y el manejo de las larvas. El desarrollo larval y la edad al momento de la prueba también afectan a la longitud del recorrido 11. Como se muestra en la Fig. 4, levantando las larvas en los alimentos de menor calidad disminuye la longitud del recorrido. Se recomienda el uso de una de las recetas de comida de moscas que se describen en este protocolo u otra receta de levadura muerta que sea equivalente en su contenido nutricional. También es sugersted de evitar los ambientes de alta o baja densidad de cría mediante la siembra siempre platos de comida con 100 larvas y el espaciamiento de ellos de manera uniforme sobre la comida. La cría de las larvas a altas densidades limita la disponibilidad de alimentos y retarda el desarrollo larvario, que puede dar lugar a diferencias en el desarrollo entre larvas en el momento de la prueba 12. Las condiciones de baja densidad de cría también pueden afectar el desarrollo desde Drosophila larvas pueden formar grupos de forrajeo sociales para descomponer los alimentos y aumentar el éxito de forrajeo 13. Cuando las larvas con mutaciones que afectan el tamaño de las larvas se ensayan, podría ser necesario para tener en cuenta estos efectos mediante el cálculo de la longitud del recorrido en función de la longitud del cuerpo de las larvas o perímetro. En todos los casos es importante asegurarse de que las larvas no han hecho la transición a vagar etapa en la que se están probando. Si las larvas se mueven arriba sobre la tapa de la placa Petri durante la prueba, es probable que ellos están extraviados y el experimento deben ser descartados y repetidos con la más jovenRVAE. Otro factor a destacar es la consistencia de la pasta de levadura utilizada en las pruebas de la longitud del recorrido, ya que afecta a la velocidad de arrastre de las larvas. Las larvas probado en una pasta espesa de levadura tendrá más cortas longitudes de caminos que las larvas probado en una pasta de levadura más acuosa. Además, las diferencias entre estocásticos días de prueba también influyen en las puntuaciones camino de longitud absolutas. Es imperativo para aleatorizar el orden en el que se ponen a prueba cepas / genotipos en cuestión de días y para bloquearlas entre los días. Por último, se debe tener cuidado de no hacer hincapié larvas antes de la prueba de longitudes de trayecto. Dos factores de estrés que se introducen a través de la manipulación comúnmente son el hambre y los ahogamientos. Como se muestra en la Fig. 3, hambrientos larvas antes de la prueba disminuye la longitud del recorrido, y aunque la inanición puede introducirse como una manipulación del medio ambiente, su ocurrencia involuntaria debe ser evitado. Destacando larvas debe ser evitado por trabajar suavemente pero rápidamente, lo que limita la cantidad de tiempo spent la recogida, limpieza, y la transferencia de larvas. Ya que las larvas de exposiciones fototaxis 14 negativo, la luz intensa también puede actuar como un factor de estrés y el ensayo se debe realizar bajo par, la iluminación difusa. A pesar de los múltiples factores ambientales que pueden alterar la longitud del recorrido, es importante tener en cuenta que aunque las puntuaciones camino de longitud absolutos son susceptibles a las condiciones ambientales, se mantienen las diferencias relativas entre las cepas cuando todos los individuos se tratan igual. Precisión, eficiencia y robustez en la cuantificación están en el centro de estudios dirigidos a la comprensión de los factores genéticos y ambientales que median en el comportamiento. El ensayo de la longitud del recorrido de las larvas de Drosophila ofrece todas estas ventajas, además de ser de bajo coste y alto rendimiento, y fácil de realizar. Como tal, este ensayo puede ser ampliamente utilizado para pantallas genéticas para identificar las vías moleculares y genéticos asociados con las respuestas de comportamiento. Además, el ensayo puede ser unapplied a las pruebas de toxicidad o pantallas farmacológicos, o adaptado para la enseñanza en el aula.

Desde el descubrimiento del gen blanco en el laboratorio de Thomas Hunt Morgan en 1910, la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster (D. melanogaster), se ha utilizado como modelo para el estudio de las bases moleculares y fisiológicas de diversos procesos biológicos. La popularidad de D. melanogaster se deriva en gran medida de la cantidad considerable y la variedad de herramientas genéticas. El tamaño pequeño de Drosophila, relativa facilidad de manipulación y generación de corto tiempo de procesamiento es un modelo ideal para estudios de genética. Igualmente importante es la capacidad de Drosophila para demostrar muchos de los fenotipos expresados ​​por organismos más complejos, incluyendo los mamíferos. Esto incluye fenotipos complejos tales como el comportamiento que se interponen en la interfaz entre el organismo y su medio ambiente. Como tales, los estudios sobre el comportamiento de la mosca de la fruta han contribuido en gran medida a nuestra comprensión de cómo los genes y el medio ambiente median en el comportamiento1. Uno de los primeros estudios de D. melanogaster comportamiento de las larvas se investigaron las diferencias individuales en las estrategias de búsqueda de alimento de las larvas mediante la medición de las longitudes de caminos de las larvas de 2 mientras se alimenta. La longitud del recorrido se define como la distancia total recorrida por una sola larva en la levadura, dentro de un período de cinco minutos. Ambas cepas de laboratorio y las moscas de una población natural en Toronto variaron en sus comportamientos de forrajeo y había un componente genético a las diferencias individuales en la longitud del recorrido. Dos morfos de forrajeo de larvas se describen a partir de las distribuciones de longitudes de trayecto cuantitativos y fueron llamados Rover y niñera. Rovers exhiben más largas longitudes de caminos al atravesar un área más grande, mientras que en un sustrato alimenticio de modelos. Utilizando este ensayo la longitud del recorrido, de Belle et al. 3 mapeado el gen búsqueda de alimento (para) que subyace a estas diferencias de comportamiento individuales en una ubicación discreta en chromosome- 2 (24A3-24C5). El D. metroelanogaster para el gen fue posteriormente clonado 4 y revela como una proteína quinasa dependiente de cGMP 5, un modulador de la fisiología y el comportamiento en Drosophila y otros organismos 6. Aquí describimos el actual protocolo para el ensayo de la longitud del recorrido de larvas desarrollado originalmente en Sokolowski 2. Aunque algunos aspectos del ensayo han cambiado con los años, el concepto detrás del diseño no tiene. También proporcionamos los datos que ilustran el potencial del ensayo para evaluar las contribuciones genéticas y ambientales a las diferencias individuales en el comportamiento de alimentación de las larvas de Drosophila. El ensayo de la longitud del recorrido de las larvas es simple, eficiente, y sin embargo robusto. Una sola persona puede probar hasta 500 larvas con facilidad en cuatro horas y los resultados se pueden obtener con un alto grado de reproducibilidad. Originalmente desarrollado para localizar para, que puede ser utilizado en las pantallas de genética, mapeo de locus de rasgos cuantitativos, y en estudiosdel gen por medio ambiente (G *) interacciones. Por otra parte, su simplicidad y reproducibilidad lo convierten en un gran recurso para la enseñanza de pregrado.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="789">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:260px;">6 oz&#160; fly culture bottles&#160;</td>
			<td style="width:121px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:139px;">AS355&#160;</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Fly vial plugs</td>
			<td>Droso-Plugs</td>
			<td>59-201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">35X10mm Petri dishes&#160;</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100X15 mm Petri dishes&#160;</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>875712</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60x15mm Petri dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-168&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting probes</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>2325-58-5300&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Yeast</td>
			<td>Lab Scientific</td>
			<td>FLY-8040-20F</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

El melanogaster larvas fenotipo longitud del recorrido de Drosophila es una medida establecida usada para estudiar las contribuciones genéticas y ambientales a la variación del comportamiento. El ensayo de la longitud del recorrido de las larvas fue desarrollado para medir las diferencias individuales en el comportamiento de alimentación que más tarde fueron ligado al gen de forrajeo. Larval la longitud del recorrido es un rasgo marcado un gol que facilita la recogida de muestras de gran tamaño, a un costo mínimo, para las pantallas genéticos. A continuación se realiza una descripción detallada del protocolo actual para el ensayo de la longitud del recorrido de larvas utilizado por primera vez por Sokolowski. El protocolo se detalla cómo manejar de forma reproducible animales de prueba, realice el ensayo de conducta y analizar los datos. Un ejemplo de cómo el ensayo puede ser usado para medir la plasticidad de comportamiento en respuesta al cambio del medio ambiente, mediante la manipulación de la alimentación de medio ambiente antes de realizar el ensayo, también se proporciona. Por último, el diseño de prueba adecuado, así como los factores ambientales que pueden modificarSe discuten las larvas de longitudes de trayecto como la calidad de los alimentos, la edad de desarrollo y efectos de los días.

<html> Las diferencias en la longitud del recorrido del vehículo y niñera para las cepas y el efecto de la privación de alimentos en la longitud del recorrido se ilustran en la Fig. . 3 Los datos recogidos durante tres días consecutivos de las pruebas mostraron un efecto significativo de tracción (F (1,421) = 351,89, p &lt;2.20 x 10 -16; Fig. 3A), con exploradores que viajan más lejos que los canguros. Además del efecto de la tensión, también hubo un efecto significativo del tratamiento de alimentos (F (1, 421) = 461,62, p &lt;2.20 x 10 -16; Fig. 3A), con larvas que fueron privados de alimentos durante cuatro horas antes de la prueba tener significativamente más bajos de caminos longitudes que las larvas alimentadas. Por otra parte, el ANOVA mostró una cepa interacción significativa entre el tratamiento (F (1,423) = 9.78, p = 2 x 10 -3), es decir, vehículos de exploración y cuidadores respondieron a la privación de alimentos en diferentes grados. &quot;Fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; Aunque los datos anteriores también mostraron un efecto significativo del día de prueba (F (2,420) = 7.22, p = 8 x 10 -4; Fig 3B - 3C.) Hay hubo una presión considerable por la interacción día (F (2,846) = 2.32, p = 0,10), lo que significa que los vehículos de exploración y cuidadores de los días afectados de manera similar. sin embargo hubo un día en interacción significativa entre el tratamiento (F (2,420) = 8.07, p = 4,00 x 10 -4), mostrando que el efecto del tratamiento varió entre los días. la calidad de la cría de la comida también tuvo un efecto significativo en el camino de longitudes (Fig. 4). en general el camino de longitudes eran más largo cuando las larvas de ambas cepas fueron criadas en nuestra comida alta en nutrientes en comparación con los alimentos bajos en nutrientes (F (1, 352) = 126,38, p &lt;2.20 x 10 -16) diferencias. Rover-sitter sin embargo se mantienen aún a pesar de la calidad de los alimentos durante la cría de larvas (F (1, 352) = 94.89, p &lt;2.20 x 10 -16<html> ). Efectos de los días que fueron significativas (F (2, 351) = 3,77, p = 0,024) se incluyeron en el modelo estadístico. Además, había una presión significativa por la interacción días (F (1,704) = 7,15, p = 9,00 x 10 -4), así como un alimento significativo por interacción días (F (1,704) = 5,06, p = 7,60 x 10 - 3). Finalmente, es importante señalar que las diferencias Rover-canguro relativos fueron significativas a través del día, de calidad alimentaria y la privación de alimentos efectos, pero que las mediciones de la longitud del recorrido absolutos difería entre día y tratamientos. Estos resultados no sólo subrayan la robustez del ensayo de la longitud del recorrido de las larvas, sino también la importancia de controlar las condiciones de crianza, corriendo cada cepa / tratamiento de los intereses de todos los días de la prueba, y la factorización de los efectos de un día en los análisis. <html> 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 53980 / 53980fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. Preparación de botellas de celebración y las placas de ensayo. (A) placas de uva para la puesta de huevos debe ser llenado por encima del borde para formar una cúpula suave de los medios de comunicación. La adición de una pequeña cantidad de pasta de levadura fresca (B) promueve la puesta de huevos. Plancha de prueba (C) de plexiglás con filos en pozos y esparcidor. (D) Fly botella de cultivo con el agujero cortado en el suministro de aire. Después de transferir población parental a la botella de cultivo, placas de uva deberán instalarse sobre la abertura con cinta adhesiva (E) y las botellas se deben colocar con la placa de uva en la parte inferior (F). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53980/53980fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura .</a> g &quot;/&gt; Figura 2. Análisis de imagen de las huellas longitud del recorrido enrevesado. Path longitudes que las larvas han cruzado su propio camino debe estar separado de forma manual en la intersección de generar una sola línea continua. (A) muestra un ejemplo de tres de caminos longitudes escaneados, con una flecha que apunta roja en el punto de la trayectoria de longitud superior intersección. (B) muestra el mismo camino de longitud editado en ImageJ para separar la intersección. (C) Muestra el perímetro ImageJ salida del trayecto de longitud de intersección, con la valoración errónea del perímetro de la ruta 1, debido a la intersección. (D) Muestra el ImageJ perímetro de salida del archivo editado con la intersección escindido y correcta evaluación del perímetro de la longitud del recorrido 1. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53980/53980fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Figura 3. Reserva Federal de Alimentos y Privados Rover y Sitter larvas de ruta del largo camino de longitud media de las larvas (milímetros ± SEM) para vehículos de exploración y cuidadores, lo que demuestra:. (A) agrupados de caminos longitudes de larvas privados de alimentos alimentados y 4 horas más de tres años consecutivos días de pruebas, 105 &lt;n &lt;120; (B) de la Fed de larvas de caminos longitudes de día 38 &lt;n &lt;40 por día; y la comida (C) 4 horas privó de larvas de caminos longitudes de día, 38 &lt;n &lt;40, por día. Todas las larvas y los padres se criaron en alimentos bajos en nutrientes a 25 ° C, 60% de humedad y un 12:12 L: D ciclo. Las diferencias entre los grupos de ensayo y / o tratamientos se evaluaron mediante análisis de la varianza (ANOVA) y la prueba de Tukey para comparaciones múltiples post-hoc pairwise. Para (A) se añadió una factor de bloqueo de días al modelo. Las letras representan agrupaciones de estadística; significa con la misma letra no pertenecen al SIgnificantly diferentes (p &lt;0,05). Fed y FD representan condiciones de privación de alimentos alimentados y 4 hr. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53980/53980fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53980/53980fig4.jpg" /> Figura 4. Calidad de los Alimentos y de larvas de ruta longitudes. La media de la longitud del recorrido de las larvas (milímetros ± SEM) para vehículos de exploración y cuidadores, lo que demuestra de caminos talla de las larvas que crecen en los alimentos altos y bajos en nutrientes. Los datos agrupados en tres días consecutivos de prueba con un factor de bloqueo del día se añade al modelo estadístico, 75 &lt;n &lt;90. Todas las larvas y los padres fueron criados en los alimentos de bajo o alto de nutrientes a 25 ° C, 60% de humedad y un 12:12 L: D ciclo. Las diferencias entre los grupos de ensayo y / o tratamientos se evaluaron mediante análisis de la varianza (ANOVA) y la prueba de Tukey post-hoc para pairwise multiplcomparación e. Las letras representan agrupaciones de estadística; significa con la misma letra no son significativamente diferentes (p &lt;0,05). Alta y baja soporte para alta en nutrientes y baja calidad de los alimentos en nutrientes. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53980/53980fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Las larvas

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

foraging-path-length-protocol-for-drosophila-melanogaster-larvae

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

9.2K vistas.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Video: Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualización de los propioceptores<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas y pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Investigación

Neurociencias

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Apetitivo aprendizaje asociativo olfativa en<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensayo sencillo para cuantificación de Prevención Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Uso de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at the synaptic level. The Active Zone (AZ) is the region at the presynaptic membrane that mediates neurotransmitter release and is composed of a dense collection of scaffold proteins. AZs of Drosophila melanogaster (Drosophila) photoreceptors undergo molecular remodeling after prolonged exposure to natural ambient light. Thus the level of neuronal activity can rearrange the molecular composition of the AZ and contribute to the regulation of the functional output.
Starting from the light exposure set-up preparation to the immunohistochemistry, this protocol details how to quantify the number, the spatial distribution, and the delocalization level of synaptic molecules at AZs in Drosophila photoreceptors. Using image analysis software, clusters of the GFP-fused AZ component Bruchpilot were identified for each R8 photoreceptor (R8) axon terminal. Detected Bruchpilot spots were automatically assigned to individual R8 axons. To calculate the distribution of spot frequency along the axon, we implemented a customized software plugin. Each axon&#39;s start-point and end-point were manually defined and the position of each Bruchpilot spot was projected onto the connecting line between start and end-point. Besides the number of Bruchpilot clusters, we also quantified the delocalization level of Bruchpilot-GFP within the clusters. These measurements reflect in detail the spatially resolved synaptic dynamics in a single neuron under different environmental conditions to stimuli.

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Here we show how to quantify the number and spatial distribution of synaptic active zones in Drosophila melanogaster&#160;photoreceptors, highlighted with a genetically encoded molecular marker, and their modulation after prolonged exposure to light.

Analizando Synaptic Modulación de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Los fotorreceptores después de la exposición prolongada a la luz

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Ensayo novedoso para la nocicepción en frío<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...