Damos las gracias a Daniel Veit para la asistencia técnica y Pedro Gouveia en Electricidade Em Po (electricidadeempo.net) para personalizar el software de seguimiento de nuestras demandas. También agradecemos a Tom Retzke de apoyo durante el proceso de filmación. Este estudio fue apoyado por la Sociedad Max Planck.

Los detalles constructivos y técnicos de Flywalk se han descrito en otra parte 26 (en caso de cualquier problema de establecer esta configuración, más información se puede solicitar desde MK). Aquí nos centramos en las instrucciones detalladas sobre el manejo del paradigma que le ayudará a obtener resultados fiables. 1. Fly Manipulación <ol><li> Posterior vuela en bajo a las culturas media densidad en medio alimenticio 27 en virtud de un 12 h luz: 12 h: régimen de oscuridad a 23-25 ​​° C y una humedad relativa del 70%. Con este fin, permitir 20-30 adultos recién surgido vuela de reproducir en un gran frasco de comida durante 1 semana, luego descarta moscas adultas y esperar a surgir descendencia. </li><li> Recoger 30-40 recién emergidas (edad &lt;24 h) las moscas adultas y les envejecer en en nuevo un vial que contiene medio de los alimentos 27 durante 3-5 días. </li><li> Veinticuatro horas antes del inicio del experimento de comportamiento: Transferir todo el 30-40 recogido previamente 3-5 d de edad (ver 2.2) vuela a una nueva vial que contiene un tapón de espuma de caucho húmedo o un pañuelo de papel humedecido utilizando un aspirador. NOTA: No anestesiar las moscas utilizando CO 2. </li></ol> 2. Preparación de la instalación de Flywalk <ol><li> Use 250 ml botellas como humidificadores. Llenar humidificadores con 100 ml de agua destilada. </li><li> Preparar viales de olor. <ol><li> Preparar 500 l 10 -3 diluciones del acetato de etilo olores puros, butirato de etilo, acetato de isopentilo y 2,3-butanodiona en el aceite mineral disolvente. </li><li> Adjuntar dos válvulas de retención de bola por el olor vial. El registro de entrada válvulas permiten únicamente el flujo de aire unidireccional. Por lo tanto, conectar válvulas de retención de tal manera que el aire pueda entrar en el vial en un lado y dejarlo en el otro lado. </li><li> Retirar la tapa de un tubo de reacción de PCR 200 l. Pipetear 100 l de cada dilución de olor en un tubo de reacción separado y colocar los tubos en viales de olores distintos. También preparará un olor vial que contiene sólo el oi mineral disolventel. </li><li> Sellar herméticamente los viales de olor por cerrarlos utilizando tapones de acero inoxidable y juntas de goma. </li><li> Conectar los 5 viales de olor (4 olores que contienen 1 y que contienen aceite mineral) al sistema de suministro de olor. Asegúrese de conectar en la dirección de flujo de la derecha. Una conexión incorrecta no sólo pondrá en peligro el experimento planeado, pero también puede contaminar el sistema de entrega. </li></ol></li><li> Compruebe si hay fugas mediante el sellado de la salida de la cámara de mezcla del dispositivo de estímulo. Asegúrese de que todas las corrientes de aire antes de que el dispositivo de estímulo ahora caen progresivamente a cero. Si no es así, compruebe si hay fugas que ahora se pueden identificar por el silbido de aire que sale del sistema. </li><li> Transferir cuidadosamente 15 moscas individuales a 15 tubos de vidrio individuales utilizando un aspirador y tubos de vidrio cercanos en ambos lados utilizando los adaptadores correspondientes. Nota: Debido a que el sistema debe estar herméticamente sellado para experimentos exitosos, asegúrese de que los adaptadores encajan tubos de vidrio herméticamentey tenga en cuenta que los tubos de vidrio pueden romperse durante este paso. Tenga cuidado para evitar lesiones por el uso de guantes y gafas de protección. </li><li> Conecte los tubos de vidrio a la configuración Flywalk y, a partir de ahora, esperar por lo menos 15 minutos antes de comenzar el experimento para permitir que las moscas que se habitúan al nuevo entorno. </li><li> Después de colocar tubos de vidrio: compruebe la lectura de los medidores de flujo aguas abajo digitales en el ordenador 1 si los 16 flujos de aire después de que los tubos de vidrio se suman al flujo de aire que entra en el sistema. También puedes ver en el ordenador 1, si la humedad está entre 60% y 80%. </li><li> Diseño de protocolo de estímulo que controla la secuencia y el calendario de los estímulos de olor presentados a las moscas. Para obtener los datos descritos por ejemplo, presentes 4 olores y el control (aceite mineral) individualmente y es posible ternario y las mezclas cuaternarias de los olores de forma simultánea durante 40 veces cada uno. Establecer duración de pulso de 500 ms a un intervalo inter de 90 segundos y de forma aleatoria secuencia de estímulo. </li><li> Encienda la lifuente de lucha (cluster LED; λ = 630). Asegúrese de proporcionar suficiente luz para el seguimiento eficiente sin incrementar la temperatura en el interior de los tubos de vidrio. </li><li> Configurar una región de interés del sistema de seguimiento arrastrando un marco a través del área a monitorizar de una manera tal que se incluyen todos los 15 tubos de vidrio y aproximadamente 5 mm de los bordes de los tubos están excluidos. </li><li> Configurar 14 líneas de separación paralelas entre tubos individuales en el sistema de seguimiento por el cambio de sus Y-posiciones en la secuencia de comandos correspondiente para mantener individuo vuela identificables durante todo el experimento. Asegúrese de situar ellos de tal manera que siempre hay un tubo de vidrio entre dos de tales líneas de separación, ya que sólo una mosca se realizará un seguimiento entre cualquier conjunto de dos líneas. </li><li> Asegúrese de establecer parámetros de la cámara de tal manera que las moscas se realiza un seguimiento de forma fiable a través de los tubos de vidrio. Si moscas se pierden en los bordes de la región de interés, aumentar el brillo o la ganancia de la s de seguimientooftware. Evitar las vibraciones mecánicas del sistema de seguimiento. Seguir utilizando software comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. </li><li> Comience experimento iniciando el protocolo de estímulo. Grabar flies&#39; XY coordenadas a 20 fps (fotogramas por segundo) e ingrese combinación con el estado de la válvula olor en archivos de texto. </li></ol> Análisis 3. Datos NOTA: Los siguientes pasos en el análisis de datos están automatizados utilizando rutinas personalizadas-escrita programadas en R. Debido a que estos pasos son cruciales para obtener resultados significativos del análisis obstante, se presenta de una manera paso a paso. Los datos en bruto para el análisis son .csv archivos que contienen información sobre el estado de la válvula sincronizada olor, número de impulsos en el experimento y 15 de la mosca x posiciones en cm sobre un eje de tiempo común para el ciclo de estimulación de un olor. El código personalizado para el análisis de los datos se puede proporcionar a petición. <ol><li> Abrir .csv-file, encontrar tiempo-punto de apertura de la válvula significada por un chaENS en la columna que representa el estado de la válvula. </li><li> Calcular la función lineal de la posición olor de la forma f (t) = s * t + i donde t es el tiempo en el ciclo de estimulación, s es la velocidad del viento (aquí 20 cm / seg) y el intercepto i se puede calcular utilizando el punto de tiempo el olor entra en los tubos en la posición 0 (apertura de la válvula, más retraso). </li><li> Encuentra el punto de tiempo en el que el olor y vuela posición x se cruzan por cada mosca y establecer este punto de tiempo a 0. Nota: De esta manera las posiciones de moscas están alineados con cada uno del individuo encuentro con el olor. </li><li> Excluir moscas sentadas en los bordes de la región de interés. </li><li> Calcula la velocidad de X-posiciones dividiendo el desplazamiento a lo largo del eje x por el intervalo de tiempo (100 ms) y repetir el procedimiento para cada ciclo de estimulación. </li><li> Para obtener cursos temporales de velocidad, como se muestra en la Figura 2E calcular media-transcurso de tiempo de velocidad para cada mosca y olor y de los que el curso temporal media para un olor determinado. </li><li> Para obtener desplazamiento neto como se muestra en la Figura 3C calcular el desplazamiento neto dentro de 4 seg después del pulso de olor para cada evento de seguimiento y después el desplazamiento neto medio por mosca y el olor. </li></ol> 4. Procedimiento de limpieza <ol><li> Limpia Tubos de cristal <ol><li> Retire las moscas y los adaptadores de tubos de vidrio y disfrutar de tubos de vidrio en detergente. </li><li> Enjuagar los tubos de cristal bajo el chorro de agua destilada y secarlos usando aire a presión. </li><li> Tubos de vidrio térmico a 200 ° C durante 8 horas. </li></ol></li><li> Limpie Olor Sistema de Entrega <ol><li> Retire todos los viales de olor y tubo de la cámara de mezcla central. </li><li> Eliminar los adaptadores de tubo de la cámara de mezcla. </li><li> Cámara de mezcla limpia por lavado con solución de limpieza de laboratorio y disolventes (por ejemplo, etanol, acetona). Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio. </li><li> Cámara de mezcla en seco utilizando aire a presión y se calienta a 200 ° C durante 8 horas. </li></ol></li><li> Limpie olor Viales y Válvulas <ol><li> Retire el tapón de acero (junta de goma de descarte) y válvulas de retención de viales de olor y disfrutar todos los componentes de la solución de limpieza de laboratorio. </li><li> Componentes sonicado en un baño de ultrasonidos y enjuague con agua destilada. </li><li> Limpie todos los componentes excepto válvulas de retención con etanol y acetona. Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio. </li><li> Componentes secos utilizando aire a presión y les calientan a 200 ° C durante 8 horas. </li><li> Limpie las válvulas de retención en el interior por el lavado con etanol y acetona usando una jeringa (considerar la dirección del flujo). Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio usando gafas de laboratorio. Debido a la acetona ataca a las piezas de goma, inmediatamente las válvulas de retención en seco mediante el lavado con aire a presión. </li><li> Quite los olores residuales mediante un pulso de aire a través de las válvulas de retención durante varios días. Utilice una incubadora a 60 ° C y un aire de 1 segundo encendido / 1 segundo aire de régimen para esta etapa de limpieza. </li></ol&gt; </li></ol>

<ol>
	<li>Murlis, J., Elkinton, J. S., Card&#233;, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+plumes+and+how+insects+use+them.">Odor plumes and how insects use them.</a> Annu. Rev. Entomol. 37, 505-532 (1992).</li><li>Kennedy, J. S., Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pheromone-regulated+anemotaxis+in+flying+moths.">Pheromone-regulated anemotaxis in flying moths.</a> Science. 184 (4140), 999-1001 (1974).</li><li>Budick, S. A., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Free-flight+responses+of+Drosophila+melanogaster+to+attractive+odors.">Free-flight responses of Drosophila melanogaster to attractive odors.</a> J. Exp. Biol. 209 (15), 3001-3017 (2006).</li><li>Buehlmann, C., Graham, P., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desert+ants+locate+food+by+combining+high+sensitivity+to+food+odors+with+extensive+crosswind+runs.">Desert ants locate food by combining high sensitivity to food odors with extensive crosswind runs.</a> Curr. Biol. 24 (9), 960-964 (2014).</li><li>Van Breugel, F., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plume-tracking+behavior+of+flying+Drosophila+emerges+from+a+set+of+distinct+sensory-motor+reflexes.">Plume-tracking behavior of flying Drosophila emerges from a set of distinct sensory-motor reflexes.</a> Curr. Biol. 24 (3), 274-286 (2014).</li><li>Schuckel, J., Meisner, S., Torkkeli, P. H., French, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+properties+of+Drosophila+olfactory+electroantennograms.">Dynamic properties of Drosophila olfactory electroantennograms.</a> J. Comp. Physiol. A. 194 (5), 483-489 (2008).</li><li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+encoding+of+rapidly+fluctuating+odors.">Neural encoding of rapidly fluctuating odors.</a> Neuron. 61 (4), 570-586 (2009).</li><li>Nagel, K. I., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biophysical+mechanisms+underlying+olfactory+receptor+neuron+dynamics.">Biophysical mechanisms underlying olfactory receptor neuron dynamics.</a> Nat. Neurosci. 14 (2), 208-216 (2011).</li><li>Martelli, C., Carlson, J. R., Emonet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intensity+invariant+dynamics+and+odor-specific+latencies+in+olfactory+receptor+neuron+response.">Intensity invariant dynamics and odor-specific latencies in olfactory receptor neuron response.</a> J. Neurosci. 33 (15), 6285-6297 (2013).</li><li>Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+odor+transduction+and+pulse+tracking+by+insect+olfactory+receptor+neurons.">High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (47), 16925-16930 (2014).</li><li>Nagel, K. I., Hong, E. J., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+and+circuit+mechanisms+promoting+broadband+transmission+of+olfactory+stimulus+dynamics.">Synaptic and circuit mechanisms promoting broadband transmission of olfactory stimulus dynamics.</a> Nat. Neurosci. 18 (1), 56-65 (2014).</li><li>Larsson, M. C., Domingos, A. I., Jones, W. D., Chiappe, M. E., Amrein, H., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Or83b+encodes+a+broadly+expressed+odorant+receptor+essential+for+Drosophila+olfaction.">Or83b encodes a broadly expressed odorant receptor essential for Drosophila olfaction.</a> Neuron. 43 (5), 703-714 (2004).</li><li>Knaden, M., Strutz, A., Ahsan, J., Sachse, S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+representation+of+odorant+valence+in+an+insect+brain.">Spatial representation of odorant valence in an insect brain.</a> Cell Rep. 1 (4), 392-399 (2012).</li><li>Zaninovich, O. A., Kim, S. M., Root, C. R., Green, D. S., Ko, K. I., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single-fly+assay+for+foraging+behavior+in+Drosophila.">A single-fly assay for foraging behavior in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (81), e50801 (2013).</li><li>Farhan, A., Gulati, J., Gro&#946;e-Wilde, E., Vogel, H., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+CCHamide+1+receptor+modulates+sensory+perception+and+olfactory+behavior+in+starved+Drosophila.">The CCHamide 1 receptor modulates sensory perception and olfactory behavior in starved Drosophila.</a> Sci. Rep. 3 (2765), 1-6 (2013).</li><li>Fl&#252;gge, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Geruchliche+Raumorientierung+von+Drosophila+melanogaster.">Geruchliche Raumorientierung von Drosophila melanogaster.</a> Z. Vgl. Physiol. 20 (4), 462-500 (1934).</li><li>Borst, A., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Osmotropotaxis+in+Drosophila+melanogaster.">Osmotropotaxis in Drosophila melanogaster.</a> J. Comp. Physiol. A. 147 (4), 479-484 (1982).</li><li>Louis, M., Huber, T., Benton, R., Sakmar, T. P., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+olfactory+sensory+input+enhances+chemotaxis+behavior.">Bilateral olfactory sensory input enhances chemotaxis behavior.</a> Nat. Neurosci. 11 (2), 187-199 (2008).</li><li>Gomez-Marin, A., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+sampling+and+decision+making+in+Drosophila+chemotaxis.">Active sampling and decision making in Drosophila chemotaxis.</a> Nat. Commun. 2 (441), 1-10 (2011).</li><li>Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Asymmetric+neurotransmitter+release+enables+rapid+odour+lateralization+in+Drosophila.">Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila.</a> Nature. 493 (7432), 42442-42448 (2013).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71 (3), 708-712 (1974).</li><li>Ramdya, P., Lichocki, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensory+interactions+drive+collective+behaviour+in+Drosophila.">Mechanosensory interactions drive collective behaviour in Drosophila.</a> Nature. 519 (7542), 233-236 (2014).</li><li>Bhandawat, V., Maimon, G., Dickinson, M. H., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+modulation+of+flight+in+Drosophila+is+sensitive,+selective+and+rapid.">Olfactory modulation of flight in Drosophila is sensitive, selective and rapid.</a> J. Exp. Biol. 213 (21), 3625-3635 (2010).</li><li>Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flies+require+bilateral+sensory+input+to+track+odor+gradients+in+flight.">Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight.</a> Curr. Biol. 19 (15), 1301-1307 (2009).</li><li>Claridge-Chang, A., Roorda, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Writing+memories+with+light-addressable+reinforcement+circuitry.">Writing memories with light-addressable reinforcement circuitry.</a> Cell. 139 (2), 405-415 (2009).</li><li>Steck, K., Veit, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+behavioral+paradigm+for+Drosophila+olfaction+-+The+Flywalk.">A high-throughput behavioral paradigm for Drosophila olfaction - The Flywalk.</a> Sci. Rep. 2 (361), 1-9 (2012).</li><li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+standard+food+medium.">A new standard food medium.</a> Drosoph. Inf. Serv. 34, 117-118 (1960).</li><li>Lebestky, T., Chang, J. S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+different+forms+of+arousal+in+Drosophila+are+oppositely+regulated+by+the+dopamine+D1+receptor+ortholog+DopR+via+distinct+neural+circuits.">Two different forms of arousal in Drosophila are oppositely regulated by the dopamine D1 receptor ortholog DopR via distinct neural circuits.</a> Neuron. 64, 522-536 (2009).</li><li>Thoma, M., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compound+valence+is+conserved+in+binary+odor+mixtures+in+Drosophila+melanogaster.">Compound valence is conserved in binary odor mixtures in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 217 (20), 3645-3655 (2014).</li><li>Olsson, S. B., Kuebler, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+multicomponent+stimulus+device+for+use+in+olfactory+experiments.">A novel multicomponent stimulus device for use in olfactory experiments.</a> J. Neurosci. Meth. 195 (1), 1-9 (2011).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Aunque el sistema Flywalk parece bastante sofisticada a primera vista, una vez puesto en marcha, es fácil de usar y produce resultados muy robustos. Para destacar la consistencia de los resultados obtenidos con el bioensayo se puede decir que los resultados representativos se muestran aquí se obtuvieron casi 2 años después de algunos de los resultados que se muestran en un estudio previo 29 con una configuración modificada usando un nuevo software de seguimiento y de la fuente de luz. Sin embargo, las re...

El objetivo primordial de cualquier investigación neuroethological es establecer una relación de causalidad entre los estados de actividad de neuronas individuales o circuitos neuronales y el comportamiento de un organismo. Para lograr este objetivo la actividad neuronal y el comportamiento debe ser monitoreado en condiciones de estímulo idénticas y estas condiciones de estímulo debería idealmente ser similares a los del sistema nervioso bajo escrutinio evolucionado para darle sentido. Particularmente cuando se trata de bioensayos de comportamiento, estos requisitos históricamente han demostrado ser muy exigente en Drosophila melanogaster neuroetología olfativo. Una vez liberado de la fuente, plumas olor rompen rápidamente en filamentos delgados con difusión turbulenta provocada por el movimiento del aire es el principal determinante de la distribución de olor 1. Como resultado, un insecto navegando hacia una fuente de olor experimenta estimulación intermitente con paquetes de olor intercalados con intervalos variables de aire limpio. Ambas cosascaminar y los insectos voladores - incluyendo Drosophila - se han demostrado para explotar este régimen estimulación intermitente para la navegación por el aumento en ceñida al encuentro penacho y predominantemente movimiento transversal del viento en la ausencia de olores 2 - 5. Considerando que los procedimientos de estimulación en experimentos fisiológicos imitar en gran medida los de un insecto puede experimentar en su entorno natural o bien proporcionando bocanadas individuales de olores intercalados con períodos prolongados de aire limpio o secuencias de estimulación dinámicos 6 - 11, muchos bioensayos de comportamiento utilizados en Drosophila neuroetología tales como ensayo TRAP , arenas en campo abierto o T-laberinto confían en olor-gradientes de 12 - 15. Sin embargo, debido a los gradientes de olor, por definición, son variables en la concentración dependiendo de la distancia desde la fuente de olor, un comportamiento particular no puede atribuirse a una concentración de olor precisa el uso de estos paradigmas. Además, la pendiente deun gradiente olor depende fundamentalmente de las propiedades fisicoquímicas de la sustancia odorífera. Un gradiente de un compuesto muy volátil será menos profunda que la creada por un compuesto menos volátil y por lo tanto también más difíciles de rastrear para un organismo basándose en la medición de diferencias de concentración en el espacio como el único medio de navegación 16 - 20, que puede conducir a una interpretación errónea de las preferencias olfativas particularmente en ensayos de elección. Este efecto también es muy perjudicial cuando se investiga el comportamiento hacia mezclas de olores, ya que conduce a diferentes relaciones de componentes de mezcla en cada punto en el espacio, por lo que una vez más se opone a una clara correlación entre la fisiología y el comportamiento. Mientras moscas del vinagre tienden a agregarse en la fermentación de la fruta, que son solitarias en su navegación hacia fuentes de alimento y sitios de oviposición. Sin embargo, en lugar de pruebas de los animales individuales muchos paradigmas conductuales utilizadas en Drosophila neuroethología examinar el comportamiento de olores guiada por cohortes de moscas y la atracción se anotó como la fracción de moscas que eligen el olor más de un estímulo de control. Estos experimentos de cohortes han contribuido en gran medida a la comprensión de neuroetología mosca y muchas de las observaciones formuladas por el uso de ellos podría ser confirmado en experimentos de una sola mosca. Sin embargo, se ha observado que las moscas pueden influir en cada decisión other&#39;s 21 y en casos extremos la evaluación de un olor puede pasar de la indiferencia a la evitación en función de la densidad de población 22. Además, los resultados de este tipo de experimentos proporcionan a menudo sólo el punto final de una secuencia de decisiones de comportamiento en lugar de observar lo que está haciendo la marcha mientras se está haciendo, lo que sería deseable cuando se intenta correlacionar el comportamiento con la actividad neuronal. Estos experimentos de cohortes en vez de baja resolución contrastan con alta resolución de los métodos de una sola mosca tales como arenas de vuelo atados y cintas de correr que permitenpara una observación directa de las respuestas de comportamiento en el momento del estímulo se presenta 20,23,24. Sin embargo, los experimentos de cohortes siguen siendo populares, porque son muy eficientes y proporcionan resultados sólidos, incluso a baja comparativamente tamaños de muestra, porque la variabilidad inter-individual y entre ensayos están parcialmente en promedio debido a la observación de las poblaciones durante períodos prolongados de tiempo. Mientras vuelo atado cinta de correr y probablemente proporcionan el estándar de oro en relación con la presentación del estímulo y la resolución temporal, las arenas utilizadas están diseñados para los animales individuales y por lo tanto es mucho tiempo para obtener el tamaño de muestra necesario para un análisis estadístico. Recientemente se han desarrollado varios otros enfoques que permiten una adquisición eficiente de los datos de comportamiento de alta resolución en combinación con un régimen de estímulo bien definido. Estos incluyen sin supervisión seguimiento 3D de múltiples moscas del vinagre en un túnel de viento en combinación con un modelo 3D preciso del olor penacho 5 </sup&gt;, el seguimiento de múltiples moscas individuales en cámaras elección suministradas con corrientes de aire de ambos lados 25 y el paradigma Flywalk 26. En Flywalk, 15 moscas individuales están situados en pequeños tubos de vidrio y monitoreados continuamente por una cámara aérea en condiciones de luz roja. Los olores se añaden a una corriente de aire continua de 20 cm / seg y se desplazan por los tubos de vidrio a una velocidad constante. La corriente de aire se humidifica pasándolo a través de botellas de 250 ml que contenían agua destilada (humidificadores) antes de entrar en el sistema de suministro de olor. Las posiciones flies&#39; se registran dentro de una región cuadrada de interés (ROI) que abarca la mayor parte de la longitud de los tubos de olor (pero excluyendo los bordes exteriores de los tubos (aproximadamente 5 mm en cada lado), donde las moscas no pueden moverse más hacia arriba o hacia a favor del viento) en la época de presentación de olor (Figura 1 A, B). Fly identidades se mantienen constantes por el sistema de seguimiento de turante el experimento sobre la base de sus Y-posiciones (es decir, sus límites de tubo de vidrio). Olor estimulación se consigue utilizando un dispositivo de estímulo multi-componente que permite la presentación de hasta 8 olores individuales y todas las mezclas posibles de los mismos 26,29 (Figura 1B). El curso de un experimento se controla por un ordenador que regula el sistema de suministro de olor y la recolección de la temperatura y la humedad información (ordenador 1, la Figura 1C). Este equipo también controla un datalogger (iniciar / detener la grabación) en un segundo equipo que rastrea continuamente las posiciones de la mosca a 20 fotogramas por segundo (ordenador 2). Vuela posiciones, estado de la válvula de olor (es decir, el tiempo-punto de apertura de la válvula), el olor de identificación, la temperatura y la humedad alrededor de los ciclos de estimulación olor se registran en el ordenador 2. De esta manera la información sobre el olor y volar posiciones están sincronizados y se exportan como .csv archivos que se pueden procesar más y analizados mediante rutinas de análisis personalizadas escrita. Porquetodo el sistema es controlado por ordenador, ninguna intervención humana es necesaria durante una sesión experimental.

<table><tbody><tr><td>Flywalk setup</td><td>Custom</td><td></td><td>details available upon request</td></tr><tr><td>stimulus device</td><td>Custom</td><td></td><td>details available upon request</td></tr><tr><td>LED cluster</td><td>Custom</td><td></td><td>details available upon request</td></tr><tr><td>HD Pro Webcam C920</td><td>Logitech, Lausanne, Switzerland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Computers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flywalk Reloaded v1.0 software</td><td>Electricidade Em P&amp;oacute; (electricidadeempo.net)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Labview 11.0 software</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td>Custom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly vials</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly vials</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>aspirator</td><td>Custom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>mineral oil</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>odors</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;micro;l PCR reaction tubes</td><td>Biozym Scientific GmbH, Oldendorf, Germany</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

high-resolution quantification of odor-guided behavior in drosophila melanogaster using the flywalk paradigm

En su ambiente natural, los insectos como la mosca del vinagre Drosophila melanogaster son bombardeados con una gran cantidad de olores químicamente distintas. Para complicar aún más las cosas, los olores detectados por el sistema nervioso de los insectos no suelen ser compuestos simples, pero las mezclas cuya composición y proporciones de concentración variar. Esto conduce a una cantidad casi infinita de diferentes estímulos olfativos que tienen que ser evaluada por el sistema nervioso. Para entender qué aspectos de un estímulo olor determinan su evaluación por parte de la marcha, por lo que es conveniente examinar de manera eficiente el comportamiento olor guiada hacia muchas sustancias odoríferas y mezclas de olores. Para correlacionar directamente el comportamiento a la actividad neuronal, la conducta debe ser cuantificado en un plazo de tiempo similar y bajo condiciones de estímulo idénticos como en experimentos neurofisiológicos. Sin embargo, muchos bioensayos olfativas que actualmente se utilizan en Drosophila neuroetología son bastante specializado ya sea hacia la eficiencia o hacia la resolución. Flywalk, un sistema de entrega olor y seguimiento automatizado, llena el vacío entre la eficiencia y la resolución. Permite la determinación de exactamente cuando un paquete olor estimula una mosca libremente caminar, y para determinar las del animal reacción de comportamiento dinámico.

Debido a que las moscas pueden distribuir libremente dentro de sus tubos de vidrio entre los pulsos de olor y viaja por el pulso de olor a través de los tubos de vidrio a una velocidad constante moscas encuentran el olor en diferentes momentos dependiendo de su posición x en el momento de la estimulación. Como resultado, los inicios de las trayectorias contra el viento evocadas por un pulso de 500 mseg de una atractiva 10 -3 dilución de acetato de etilo se retrasan en alrededor de 1 seg para las moscas en...

Watch this Scientific Journal Video about High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm at JoVE.com

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

El Flywalk automatizado sistema de seguimiento se utiliza para la alta resolución de la cuantificación del comportamiento de olor guiada en Drosophila melanogaster.

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Uso de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

high-resolution-quantification-odor-guided-behavior-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

9.3K vistas.  Max Planck Institute for Chemical Ecology.  El Flywalk automatizado sistema de seguimiento se utiliza para la alta resolución de la cuantificación del comportamiento de olor guiada en Drosophila melanogaster. 

Video: High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

De alta resolución de medición del comportamiento de olor-Driven en larvas de Drosophila

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Investigación

Biología

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

El calcio de la imagen del olor de respuestas evocadas en el Drosophila Lóbulo antenal

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Neurociencias

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Vídeo de alta resolución de Seguimiento de la locomoción en adultos de Drosophila melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Seguimiento visual mediada olor durante el vuelo en Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Testing Drosophila Olfaction with a Y-maze Assay

Detecting signals from the environment is essential for animals to ensure their survival. To this aim, they use environmental cues such as vision, mechanoreception, hearing, and chemoperception through taste, via direct contact or through olfaction, which represents the response to a volatile molecule acting at longer range. Volatile chemical molecules are very important signals for most animals in the detection of danger, a source of food, or to communicate between individuals. Drosophila melanogaster is one of the most common biological models for scientists to explore the cellular and molecular basis of olfaction. In order to highlight olfactory abilities of this small insect, we describe a modified choice protocol based on the Y-maze test classically used with mice. Data obtained with Y-mazes give valuable information to better understand how animals deal with their perpetually changing environment. We introduce a step-by-step protocol to study the impact of odorants on fly exploratory response using this Y-maze assay.

Testing Drosophila Olfaction with a Y-maze Assay

We present a choice test to reveal the influence of odorants on Drosophila behavior using a Y-maze assay.

Pruebas<em&gt; Drosophila</em&gt; El olfato con un ensayo del laberinto

Detecting signals from the environment is essential for animals to ensure their survival. To this aim, they use environmental cues such as vision, ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Comportamientos olfativas ensayó mediante seguimiento informático de<em&gt; Drosophila</em&gt; En un olfatómetro de cuatro cuadrantes

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Seguimiento de comportamiento larvario de Drosophila en respuesta a la estimulación de la Optogenetic de las neuronas olfatorias

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Tracking Freely Walking Flies: A Method to Assess Locomotion in Drosophila

Source: Sun, M. and Chen, L. L. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/55602/" target="_blank">A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to track freely walking flies to assess their general locomotion ability. The featured protocol demonstrates the assay&#39;s setup and data analysis using video tracking software.

Seguimiento de moscas que caminan libremente: un método para evaluar la locomoción en Drosophila

Source: Sun, M. and Chen, L. L. A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to ...

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en

Resumen

Explorar más videos

Capítulos en este video

De alta resolución de medición del comportamiento de olor-Driven en larvas de Drosophila

El calcio de la imagen del olor de respuestas evocadas en el Drosophila Lóbulo antenal

Vídeo de alta resolución de Seguimiento de la locomoción en adultos de Drosophila melanogaster

Seguimiento visual mediada olor durante el vuelo en Drosophila

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en

Pruebas

Determinación de la actividad locomotora espontánea en

Comportamientos olfativas ensayó mediante seguimiento informático de

Seguimiento de comportamiento larvario de Drosophila en respuesta a la estimulación de la Optogenetic de las neuronas olfatorias

Seguimiento de moscas que caminan libremente: un método para evaluar la locomoción en Drosophila