Die Kultivierung, das Wachstum und die Lebensfähigkeit von Milchsäurebakterien: Eine Qualitätskontrollperspektive

Unser Protokoll ist wichtig, weil es Reinheit als Qualitätskontrolle gewährleistet. Es fördert auch eine starke Fermentationsleistung und die Konsistenz der Ausbeute bei der Fermentation von Milchsäurebakterien. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Fermentationsleistung von Milchsäurebakterien durch Zellreinheit, Lebensfähigkeit und Funktionalität verbessern kann.

Diese Technik ist benutzerfreundlich und kann von jeder Person leicht durchgeführt werden, da nur Grundausrüstung ohne viele technische Anforderungen verwendet wird. Philip Yeboah ist unser wissenschaftlicher Mitarbeiter und wird das Verfahren demonstrieren. Nehmen Sie zunächst den vorbereiteten Glycerinvorrat an Milchsäurebakterien oder LAB-Stämmen in zwei Milliliter-Zentrifugenröhrchen aus dem minus 80 Grad Celsius heißen Ultratiefkühlschrank.

Lassen Sie sie vor Gebrauch nicht auftauen. Reinigen und desinfizieren Sie die Öffnung der Zentrifugenröhrchen vor Gebrauch mit 70% Alkohol und Wirbel. Pipettieren Sie etwa 250 Mikroliter der LAB-Stammkultur aus den Zentrifugenröhrchen in frische zwei Milliliter MRS-Reagenzgläser.

Die Reagenzgläser vorsichtig vorwirbeln, parafilmen und anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden inkubieren. Als nächstes nehmen Sie etwa 500 Mikroliter aus den über Nacht gewachsenen Kulturen aus den zwei Milliliter-MRS-Reagenzgläsern zu frischen sieben Milliliter-MRS-Reagenzgläsern, wirbeln sie und inkubieren sie anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden. Beurteilen Sie das mikrobielle Wachstum, indem Sie die optische Dichte oder das Wachstum der Kulturen bei 610 Nanometern mit einem UV-sichtbaren Spektralphotometer messen und akzeptable Ergebnisse zwischen 0,7 und 0,9 aufzeichnen.

Die Nachtkulturen aus den sieben Milliliter-MRS-Röhrchen auf MRS- und MRCMPYR-Agarplatten streifen und 72 Stunden bei 42 Grad Celsius anaerob inkubieren. Die isolierten Kolonien von den Agarplatten pflücken, in frische Sieben-Milliliter-MRS-Reagenzgläser geben, vorsichtig wirbeln und anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden inkubieren. Lagern Sie die Agarplatten mit den isolierten Stämmen eine Woche lang bei vier Grad Celsius im Kühlschrank.

Als nächstes messen und bestätigen Sie die optische Dichte aus den sieben Milliliter MRS-Reagenzgläsern der LAB-Kulturen, die aus den gestreiften Platten bei 610 Nanometern isoliert wurden, und verwenden sie als Arbeitskulturen für alle verwandten Experimente. Verwenden Sie neun Milliliter Peptonwasser, um eine zehnfache Verschmutzung der gewachsenen LAB-Kulturen aus den letzten sieben Milliliter-MRS-Reagenzgläsern durchzuführen, um ein Verhältnis von 1 zu 10 zu erhalten. Nehmen Sie etwa 250 Mikroliter aus den entsprechenden Serienwahnvorstellungen für alle Fermentationsexperimente und aktivieren Sie die Brühe mit den Stämmen, indem Sie sie in frische Sieben-Milliliter-MRS-Brühe überführen und 16 Stunden lang anaerob bei 42 Grad Celsius inkubieren.

Wiederholen Sie die Schritte, um ein lebensfähiges und überlegenes Zellwachstum aus LAB-Kulturen sicherzustellen. Das Zellmorphologiewachstum von S9- und LB6-Lactobacillus bulgaricus-Stämmen, die mit dem Qualitätskontrollprotokoll kultiviert wurden, und S9-Lactobacillus bulgaricus-Stämmen, die ohne das Qualitätskontrollprotokoll kultiviert wurden, sind hier dargestellt. Die Stämme waren dreifach gestreift und wurden 72 Stunden lang bei 42 Grad Celsius anaerob inkubiert.

Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, achten Sie darauf, die Stammkulturröhrchen aus dem Gefrierschrank mit 70% Alkohol zu desinfizieren, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. Die optische Dichtemessung von Wachstumskulturen sollte immer zwischen 0,7 und 0,9 liegen. Nach diesem Protokoll können effiziente LAB-Fermentationen oder Bioprozessprozesse mit überlegenem Kultureinsatz erreicht werden.