Wir danken den Caenorhabditis Genetik Center (finanziert vom National Institute of Health (NIH) Büro der Forschung Infrastruktur Programme P40 OD010440) Stämme. Die Autoren möchten Baptiste Roelens und Eli Lessman Danke für uns konstruktives Feedback und die Mano-Lab am CCNY, CUNY für die Nutzung seines Labors für einen Teil der Dreharbeiten und für ihre Unterstützung zur Verfügung zu stellen. Diese Arbeit wurde unterstützt durch einen PSC-CUNY Award TRADB-46-113 und NIH gewähren 1SC2GM118275-01. M.S wurde teilweise von einem kanadischen Institut der Gesundheit (CIHR) postdoctoral Fellowship unterstützt und e.k. wurde unterstützt von der NIH/NIGMS RISE GM062981 zu gewähren.

1. Einstellung des Rec-8 RNAi (Tag 1 bis 3 in Abbildung 2)
Dieses Protokoll wird von Kamath und Ahringer30geändert.
<ol><li>Bereiten Sie für die Induktion von Rec-8 DsRNA Ausdruck in Escherichia coliNematoden Wachstum Medium (NGM) Agar-Platten31 ergänzt mit einer Endkonzentration von 1 mM Isopropyl-β-D-2-Thiogalactopyranoside (IPTG) und 100 µg/mL Ampicillin. Bis zur Nutzung für bis zu 4 Wochen im Dunkeln bei 4 ° C lagern.</li>
	<li>Streifen HT115 Bakterien tragen die Rec-8 (W02A2.6)-Klon vom Ahringer Labor Bibliothek30 Rec-8 Klon auf Luria Brühe (LB) Teller mit 100 µg/mL Ampicillin und 50 µg/mL Tetracyclin ergänzt. Wachsen Sie über Nacht in einem Shaker bei 37 ° C.</li>
	<li>Am 1. Tag impfen Sie einzelne Kolonien aus den frisch gestreiften einzelnen Kolonien der Rec-8 RNAi Klon in 4 mL LB enthält 100 µg/mL Ampicillin und 50 µg/mL Tetracyclin tragen HT115 E. Coli -Bakterien. Wachsen Sie die Bakterienkultur Übernachtung im Shaker oder eine Bandage bei 37 ° C.</li>
	<li>Induzieren Sie am nächsten Morgen (Tag2), Herstellung von double-Stranded (ds) RNA für Rec-8 W02A2.6 in die HT115 Bakterienkultur durch Hinzufügen einer Endkonzentration von 1 mM IPTG und schütteln für 40 min bei 37 ° C.</li>
	<li>Nach Induktion Saatgut NGM/IPTG Platten mit 100-200 µL HT115 Rec-8 Bakterien und Platten bei Raumtemperatur in die dunkle Nacht (Tag3) zu speichern.</li>
	<li>Fügen Sie am nächsten Morgen (Tag 4), die gewünschten Nematoden Sorte der induzierten HT115 Rec-8 Bakterien Platten wie in Schritt 2.1 unten beschrieben.</li>
</ol>(2) generieren und Isolieren von tetraploiden (Tag 4-16 in Abbildung 2)
<ol><li>Am 4. Tag legen 3-4 junge L4 (vierten Larvenstadium) Hermaphroditen die gewünschte diploiden Belastung für die NMG/IPTG Platten ausgesät mit HT115 Rec-8 Bakterien, die am Vortag veranlaßt worden hatte (Schritt 1.5, oben). Wachsen Sie Nematoden bei 15 ° C im Dunkeln.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 1.3 und 1.4 ab 3 Tage nach Schritt 2.1, die drei Tage, bevor die ersten Nachkommen (F1s) von diesem Schritt L4s geworden sein wird. Das Timing dieses Schrittes wird davon abhängen, wie schnell eine Nematoden Belastung bei 15 ° C wächst. Einige diploiden mutierte Stämme sind langsame Züchter, und dieses Timing müssen fein tuning um tetraploiden zu isolieren.</li>
	<li>Am 8. Tag (nach 4 Tagen der Rec-8 RNAi Fütterung Behandlung) 20 (2 Hermaphroditen/Petrischale) von der F1 (erste filial-Generation) L4 Hermaphroditen in der HT115 Rec-8 Bakterien auf frisch induzierte HT115 Rec-8 RNAi angebaut und zu self-fertilize.<ol>
<li>Alternativ induziert Transfer 20 F1 L4 Hermaphroditen gewachsen in den HT115 Rec-8 Bakterien auf frisch HT115 Rec-8 RNAi Bakterien zusammen mit unbehandelten Männchen der gleichen Sorte (2 Hermaphroditen mit 4-6 Rüden/Platte).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Am Tag 13, Start screening für F2 (zweite Filiation) nachkommen, die lange erscheinen (Lon) oder insgesamt größer als der Wildtyp; übertragen Sie Lon Einzeltier auf regelmäßige OP50 oder HB101 Stämme von E. Coli -Bakterien. Screening-F3 (dritte kindliche) Nachkommen weiter; Allerdings F3 Nachkommen aus der gleichen Platte nicht unabhängige Stämme angesehen werden, wenn sie sich etabliert, denn sie könnten Geschwister aus dem gleichen bereits F2 Mutter. Hinweis: Vermeintliche tetraploiden sind leicht erkennbar, denn sie sind deutlich länger als diploiden. Wildtyp Hermaphroditen sind zwei Drittel kürzer als tetraploiden. Weil es länger ist, macht ein tetraploider Körper einen weiteren Zug, als es bewegt sich vorwärts durch die Generierung von sinusförmigen Wellen Körper Biegen von Kopf zu Endstück (Abb. 3A).</li>
	<li>Lon-Würmer, self-fertilize und Vermehrung durch Kommissionierung Lon Nachkommen bis in Ermangelung von Rec-8 RNAi Behandlung nur Lon Nachkommen gezeugt sind zu ermöglichen. Dies kann zwei bis drei weitere Generationen dauern. LON Würmer oft steril sind und nicht nachkommen.</li>
</ol>3. Überprüfung der tetraploide Sorten (Film 1 und Abb. 3A, B)
Hinweis: Tetraploide Sorten können durch zählen der Anzahl der Chromosomen in ihrer unbefruchteten Eizellen validiert werden. Fluoreszenz-Mikroskopie kann verwendet werden, für die Anzahl der Chromosomenpaare in ungedüngten diploiden Oozyten (vor der meiotischen Divisionen), Bildschirm, wenn die Belastung einen fluoreszierenden Marker für Chromosomen hat. Bei fehlender fluoreszierende Chromosom Marker können tetraploide Nematoden untersucht werden durch Festsetzung der Nematodes und Färbung mit einem DNA-Farbstoff; siehe unten für ein Protokoll für die Festsetzung von Ethanol und ganze Tier 4 ', 6-Diamidine-2-Phenylindole Dihydrochloride (DAPI) Färbung.
<ol><li>Ganze Tier DAPI-Färbung Hinweis: Tetraploide Sorten tragen 12 angeschlossenen Chromosomenpaare können durch DAPI Färbung dieser Tiere und zählen die Anzahl der DAPI Körper in seine unbefruchteten Eizellen überprüft werden.<ol>
<li>Platz 5 bis 10 µL der M9 Puffer31 auf einen Objektträger übertragen dann 6-10 Nematoden bis zum Tropfen.</li>
		<li>Zeichnen Sie unter dem sezierenden Mikroskop sich die meisten der M9 aus dem Drop-ohne Entfernen der Nematodes mit einem fusselfreien Reinigungstuch. Dann sofort Tropfen Sie einen 10 µL Ethanol 90 % auf die Würmer. Lassen Sie die Würmer Trocknen vollständig, aber für nicht länger als ein paar Sekunden.</li>
		<li>Sobald das Ethanol verdampft (Dies kann gesehen werden wie es unter dem Mikroskop sezierenden geschieht), fügen Sie eine zusätzliche 10 µL Ethanol 90 % auf die Würmer.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 3.1.3 noch dreimal.</li>
		<li>Sobald die letzte Tropfen von Ethanol verdampft ist, fügen Sie 6 µL Farbstoff DAPI oder Hoechst am empfohlene Endkonzentration in den Montage-Medien Wahl (z. B. einer 1:1,000 Verdünnung von 2 ng/µL DAPI Lager Konzentration in M9). Für die langfristige Speicherung der Folien kann 0,5 % p-Phenylendiamin aufgelöst in 20 mM Tris-HCl, pH 8,8, in 90 % Glycerin als antifade-Lösung statt M9 nur, verwendet werden.</li>
		<li>Die Würmer auf der Folie mit einem Deckgläschen abdecken und die Ränder des Deckglases mit Nagellack versiegeln. Punktzahl in einem Fluoreszenzmikroskop (Schritt 3.1.7) mindestens 10 min nach dem Hinzufügen des Deckglases. Folien ohne Antifade können für ein paar Tage bei 4 ° C vor scoring gespeichert werden, aber die Qualität der Fluoreszenz beginnt nach ein paar Tagen zurückgehen.</li>
		<li>Mit einem fluoreszierenden Mikroskop bei 100 X Vergrößerung Ergebnis die Anzahl der einzelnen DAPI Körper (vermutlich einzigen Chromosomenpaare) in der reifste unbefruchtete Eizelle, die grenzt unmittelbar an die Samentasche und die Samentasche noch nicht getreten oder die Gebärmutter.<ol>
<li>Einzelnen DAPI Körper innerhalb einer Eizelle Kern zu erzielen, verwenden Sie das Mikroskop Feinfokus während zählen langsam von der Spitze des Nucleus Eizelle nach unten bewegen. Dann erzählen Sie den gleichen Kern während der Bewegung des Fokus in die entgegengesetzte Richtung (alsovon unten nach oben auf den Kern), die gezählte Anzahl der DAPI Körper zu bestätigen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Ergebnis der reifsten unbefruchteten Eizelle in jedem der beiden Gonaden in mindestens zehn Hermaphroditen pro stabile Lon-Sorte. Wildtyp Eizellen haben 6 DAPI Körper im Durchschnitt, 5 Autosome Paare und Sex Chromosomenpaar. Die Anwesenheit von 12 DAPI-Einrichtungen in der Eizelle der stabile Lon-Stämme zeigt, dass die Tiere in dieser Sorte entweder teilweise (4 Sets von Autosomen, 3 Chromosome) oder (4 Sätze der Autosomen, 4 Chromosome sind) tetraploiden.</li>
		<li>Berechnen Sie die durchschnittliche Anzahl der DAPI Körper aus mehreren (mindestens 10) Eizellen pro Stamm beobachtet. Einige Chromosomenpaare zu berühren oder rechts oben auf einander, so dass die Anzahl der DAPI in eine Eizelle stellen ist oft kleiner als die tatsächliche Anzahl der Chromosomenpaare.</li>
		<li>(Optional) Stabile Lon-Stämme, wo die durchschnittliche Anzahl der DAPI Körper 12 ist zu testen, ob sie vollständige (4A, 4 X) oder teilweise (4A, 3 X) sind, weiter zu validieren tetraploiden durch Immunfluoreszenz gegen Chromosom Achse Proteine wie HTP-332Färbung. Diese Färbung wird Chromosomenpaare unterscheiden, indem Sie zeigen eine kreuzförmige Muster aus einzelnen unverbunden Chromosomen in der teilweisen tetraploiden vorhanden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Produktion von haploiden Gameten (n) ist Schlüssel zum Generieren einer diploiden (2n) Zygote bei Befruchtung. Diese Reduzierung des Genoms ist während der Meiose mit zwei aufeinander folgenden Zellteilungen nach einer einzigen Genom Duplizierung erreicht. Haploid generieren Gameten, C. Elegans, wie bei den meisten anderen Metazoen trennen mütterlich und väterlich abgeleitet homologe in der first Division, während Schwester-Chromatiden aus jeder Homolog zu, in der zweiten Liga trennen. Eine Art und Weise das gesamte Genom Polyploidie entsteht in der Natur ist durch die Generierung von Gameten, die nicht auf die Hälfte ihrer Genomgröße während der Meiose.
Es ist bekannt seit über 50 Jahren die tetraploiden Nematoden C. Elegans sind lebensfähig und fruchtbar. Nigon23und späteren Madl und Herman22, generiert und eine Handvoll von C. Elegans tetraploiden durch meiotische Chromosomen Segregation stören identifiziert mit Hitzeschock Behandlungen und mit genetischen Markern, beziehungsweise. Eine einzige zusätzliche C. Briggsae tetraploide Sorte abgeleitet wurde, unter Verwendung dieses Protokolls über 30 Jahre später24. Diese tetraploiden wurden genutzt, um zu untersuchen, wie C. Elegans zu bestimmen, ob männlich oder zwittrig, wie Diploidie Wachstum und Größe reguliert zu werden und zu analysieren, Paarung und Synapsis Meiose25,26, 38 , 39 , 40. doch diese und andere Studien erfordern den Einsatz von spezifischen tetraploiden oder triploid Stämme durch die Schwierigkeiten bei der Generierung von tetraploiden Sorten durch diese Methode begrenzt waren.
Das hier beschriebene Protokoll ermöglicht die Erzeugung von stabilen voll 4A, 4 X und teilweise 4A, 3 X tetraploiden Caenorhabditis Nematoden Stämme aus einem initial diploiden genetischen Hintergrund oder ohne den Einsatz von genetischen Markern Chromosomen.
Tetraploidy ergeben sich durch mehr als ein Mechanismus in C. Elegans:
Madl und Herman vorgeschlagen, dass die tetraploiden Sorten, die sie wahrscheinlich generiert eine triploide Zwischenzustand abgeleitet. Ihre Stämme wurden durch Auswahl über mehrere Generationen hinweg oder über die vermeintliche Triploidie Mittelstufe mit diploiden Männchen22erhalten. Die Mängel im Chromosom Partitionierung in Rec-8 Mutanten, dass Anlass zu diploiden Eizellen und Spermien vorschlagen, ein weiterer möglichen Mechanismus durch den tetraploide Tiere mit dem Rec-8 RNAi Regelung27entstehen können.
Rec-8 RNAi behandelt Hermaphroditen könnte produzieren diploiden Oozyten und Spermatozyten, die tetraploide Tiere nach Befruchtung hervorrufen würde. Mit dieser Möglichkeit ist die Tatsache, dass einige der geklonten F2 Hermaphroditen führte zu stabile Lon-Stämme in der nächsten Generation, was darauf, dass hindeutet die geklonten Lon F2 Hermaphrodites wo bereits tetraploiden. An der Kreuzung-Regelung ist die erste Generation der Rec-8 RNAi behandelt Hermaphroditen mit unbehandelten Männchen gekreuzt. Diploide Spermatozyten könnte noch bei Männern entstehen, weil das Kreuz erfolgt in Anwesenheit von Bakterien, die mit dem Ausdruck Rec-8 DsRNA und somit Männchen Rec-8 RNAi während der Paarung für mindestens 3 Tage ausgesetzt sind. Daher könnte die Lon-Polyploids in der Umsetzungsprozesses Regelung auch von der Befruchtung der diploiden Oozyten durch diploide Spermien gebildet haben. Stabile tetraploide Sorten entstehen aus beiden Befruchtung zwischen diploiden Gameten oder kreuzende triploide Tiere mit Eizellen von Variablen Diploidie mit diploiden Tieren haploide Spermien produzieren.
Wichtige Überlegungen:
Selbst-im Vergleich zu gegenseitigen Befruchtung Regelungen:
Das Schema der Düngung selbst Rec-8 RNAi behandelt F1 Hermaphroditen und das Schema mit Überquerung des behandelten Hermaphroditen mit beiden unbehandelten Männern führte zu 4A, 4 X und 4A, 3 X tetraploiden Sorten. Obwohl mehrere Polyploids von selbst befruchtende Regelung zunächst isoliert waren, mehr dieser polyploider Tiere waren steril und somit beide Regelungen sind ebenso effizient bei der Herstellung von tetraploiden stabile Stämme. Der Grund für den erhöhten Erfolg und Sterilität in der selbst befruchtende Regelung bleibt unbekannt. Obwohl beide Systeme ebenso effizient sind, ist das selbst befruchtende Schema einfacher, da sie nicht die Isolierung der Männchen für die Paarung erfordert. Darüber hinaus wird die Belastung von Interesse ineffizient oder defekt bei Paarung, wäre selbst befruchtende Regelung vorzuziehen. Die Umsetzungsprozesses Schema kann verwendet werden, zur Erzeugung von komplexen tetraploiden mit mehr als zwei Versionen eines einzigen Chromosoms.
Änderungen und Einschränkungen:
Derzeit beinhaltet dieses Protokolls Rec-8 RNAi-Behandlung durch die Fütterung der Bakterien mit dem Ausdruck DsRNA für das Rec-8 gen. So, dieses Protokoll in Caenorhabditis Arten unempfänglich für RNAi durch die Fütterung oder in Mutanten defekt bei Umwelt- oder systemische Ausbreitung der RNAi zwischen Geweben41,42,43funktioniert nicht. Möglicherweise könnte dieses Problem gelöst werden, durch die Einführung von RNAi Behandlung durch direkte Injektion von DsRNA Sehenswürdigkeiten direkt in die Keimbahn.
Triploide Tiere müssen generiert werden, durch die Kreuzung einer tetraploiden zu einem diploiden Tier, von der es abgeleitet wurde, weil diese Regelung keine stabile triploid Stämme44,45erzeugt wird. Nur 15 % der Eizellen zeugte von triploide Hatch, und ihre Nachkommen sind meist sterile Nachkommen durch Aneuploidie. Darüber hinaus neigen die wenigen Überlebenden fruchtbare Nachkommen, vollständig oder in der Nähe von diploiden innerhalb von ein paar Generationen sein. Dies ist wahrscheinlich, zumindest teilweise, weil die Eizellen sind teilweise Korrektur Trisomie durch Trennung von dem dritten Chromosom in der Polkörper in die erste meiotische Teilung.
Eine unüberwindliche Einschränkung dieses Protokolls ist, dass es nicht, zur Herstellung von tetraploiden von Mutanten, die Komponenten der RNAi-Maschinerie zu beeinflussen funktioniert, weil sie resistent gegen RNAi Behandlung46sind.
Fehlerbehebung:
REC-8 RNAi:
Ein paar Überlegungen sind ausschlaggebend für dieses Protokoll um erfolgreich zu sein. Die erste ist mit frischen IPTG und frisch zubereiteten IPTG NMG Platten für die Induktion von Rec-8 DsRNA Produktion in den Bakterien HT115 Bakterien tragen die Rec-8 (W02A2.6)-Klon. IPTG ist lichtempfindlich und es ist wichtig, Belichtung, Platten zu reduzieren. IPTG Platten können bis zu 1 Monat bei 4 ° C im Dunkeln gelagert werden. Zweitens ergab die Rec-8 (W02A2.6) RNAi HT115 Bakterienstämme aus der Ahringer Bibliothek (Kamath und Ahringer 2003) eine stärkere Rec-8 Phänotyp als andere verfügbare Rec-8 HT115 Klone.
Tetraploide Sorte Wartung:
Tetraploide Sorten wachsen sehr langsam und höchstens 50 Stammarten pro Generation47zu produzieren. Alle identifizierten tetraploide Sorten sind relativ stabil, aber sie können brechen und diploid bei (Jonathan Hodgkin persönliche Kommunikation und unsere unveröffentlichten Beobachtungen) betont. Daher ist es wichtig zu beachten, dass bei tetraploide Sorten, bei 25 ° C Hitze schockiert angebaut werden, verhungert, oder eingefroren und aufgetaut, sie schnell auf Diploidie, zurücksetzen können so ist es wichtig, weiterhin die Lon-Tiere zu holen, wenn diese Stämme Auftauen oder wenn Freilegung dieser Stämme zu stressigen Bedingungen, die sie wiederherstellen verursachen kann.
Mögliche Anwendungen:
Untersuchung des Effekts oder die Rolle des gesamten Genoms Polyploidization in Evolution, Zellzyklus, Genexpression und Entwicklung in mehrzelligen Organismen hat sich auf Vergleiche zwischen gestützt: Zellen in einem Organismus, die verschiedenen Diploidie, dieselbe Zelle enthalten Typen in die eng Arten mit verschiedenen Diploidie oder Arten, die Polyploidization aus evolutionärer Ereignisse und physische Isolierung3,5,6,7,8 unterzogen haben ,11,18,19,20,48,49,50. Obwohl tetraploiden von Zebrafisch und Maus-Modellsystemen abgeleitet werden können, sind ihre Nachkommen steril oder anders tödliche16,17. Darüber hinaus diese Modellsystemen haben lange Lebensdauer im Vergleich zu C. Elegans und die verfügbaren Methoden zum generieren polyploider Tiere sind komplex und ineffiziente. C. Elegans Stämme durch diese Methode abgeleitet werden daher maßgeblich für die Förderung einer Untersuchung über die Auswirkungen und die Rollen des gesamten Genoms Polyploidie in mehrzelligen Organismen.
Da eine Triploidie aus einer tetraploiden abgeleitet werden kann, durch die Kreuzung der tetraploide, die ursprünglichen diploiden, bietet einen Vergleich zwischen diploiden, triploide und tetraploiden, die unterscheiden sich nur in der Anzahl der Kopien des Genoms, eine einzigartige und beispiellose Gelegenheit bewerten Sie gleichwertige Tiere/Organe/Zellen mit unterschiedlichen Genomgröße (oder gen-Dosis). Die Flexibilität und Benutzerfreundlichkeit des hier beschriebenen Systems hat uns erlaubt, Dutzende von tetraploiden Sorten aus verschiedene genetische Hintergründe diploiden oder Karyotyp zu generieren. Einige dieser Stämme wurden bereits auf Abfrage Mechanismen der Paarung der Homologen Chromosomen und Synapsis während der Meiose27verwendet.
Wildtyp und Mutanten tetraploide Sorten tragen fluoreszierenden Marker bieten neue Wege des Untersuchungsausschusses zu verstehen, Beziehungen zwischen Genom Verhältnis von Größe und nukleare/Zytosol auf intrazelluläre/Mobilfunk/Orgel und ganze Tier Skalierung, gesamte Genom Polyploidization auf Anpassung, Artbildung, gen-Dosis und Ausdruck und Gewebe und Organ-Entwicklung. Neben dem Studium der biologischen Skalierung wird die Generation der tetraploiden Sorten deutlich weitere Abfragen der grundlegende biologische Fragestellungen extrazelluläre Signal, Genom Instabilität, Endoreduplikation, gesamte Genom Vervielfältigung, gen Dosierung, Anpassung an stress, Entwicklung von Resistenzen gegen Medikamente und Mechanismus Artbildung.

Gesamte Genom Polyploidie existiert in der gesamten Natur und ist oft ein notwendiger Schritt in der Anpassung, Artbildung, Organogenese, Wundheilung und biologische Skalierung; Es ist auch bekannt, um Krebs und Resistenz gegen Drogen1,2,3,4,5,6,7,8, zu fördern 9 , 10 , 11 , 12. Landwirtschaft und Fischerei generieren polyploid Pflanzen, Fische und Schalentiere durch chemische Behandlung (z. B.Colchicin und Orzalin) erhalten schnellere Wachstumsraten und sperriger pflanzliche und tierische13, 14,15. Experimentelle und ineffiziente Produktion von tetraploiden existiert für die Maus und Zebrafisch Modell Systeme16,17. Jedoch sind die meisten oder alle polyploid vielzelligen Tiere erzeugt Hochkultur tödliche oder steril und somit nicht ideal für Laboruntersuchungen über die Auswirkungen von Polyploidie in einem mehrzelligen Organismus. Infolgedessen wurde kein Verständnis des gesamten Genoms Polyploidization in mehrzelligen Organismen zu eng verwandten Arten von evolutionären den letzten Polyploidization Veranstaltungen18,19,20 begrenzt . Ein Weg zum Abfragen der biologischen Rolle oder die Folgen eines Polyploidization voraus ist die Verwendung des Modellsystems C. Elegans . Vor allem C. Elegans ist ein gefügig genetisches System, das normalerweise als einen diploiden vorhanden ist, enthält nur fünf Autosomen (A) und einem Geschlechtschromosomen (X) pro Genom, ist transparent, so dass für in-Vivo -Beobachtung von biologischen Prozessen, und hat einen kurzen Lebenszyklus von 3-4 Tage (vom Ei bis zum geschlechtsreifen Erwachsenen). C. Elegans hat sich gezeigt, dass man als ein tetraploider reproduzieren ist die häufigste Form des gesamten Genoms Polyploidie in der Natur. Triploide Tiere erzeugt werden können, durch die Kreuzung von tetraploiden mit diploiden, aber ihre Diploidie ist nicht stabil, und die Stämme werden innerhalb von ein paar Generationen diploid.
In den letzten Jahrzehnten nur eine Handvoll von lebensfähigen und fruchtbaren C. Elegans tetraploiden Sorten wurden isoliert im Labor mit einer Strategie, die ist mühsam und generiert nur begrenzte Arten der Stämme21,22, 23. diese Strategie erzeugt C. Elegans tetraploiden durch Hitzeschock Behandlungen, die betrifft vermutlich Chromosom Segregation in den Keimzellen, gefolgt von einem Screening für vermeintliche polyploider Tiere mit Hilfe von genetischen Markern. Diese tetraploiden waren äußerst nützlich bei der Anfrage wie diese Nematoden bestimmt ob Sie männlich oder Zwitter geworden. Spätere Studien verwendet die verfügbaren Sorten, um die Wachstum, gen-Dosis und Regulierung der Synapsis während der Meiose in diesem Nematoden21,24,25,26zu untersuchen. Leider wurden diese Untersuchungen durch die Schwierigkeit bei der Generierung neuer tetraploiden Sorten und der Hintergrund genetischen Markern diese Stämme enthalten begrenzt. Hier dargestellt ist ein einfache und schnelle Protokoll, stabile tetraploiden zu generieren, das zur Erzeugung von Stämme zur Regulierung der Synapsis während der Meiose27zu studieren.
Wie in der Natur kann Polyploidization durch die Bildung von diploiden anstelle von haploiden Gameten entstehen. Unsere Feststellung, dass eine Meiose-spezifische Cohesin Komponente mutierten Rec-8 diploide Spermien erzeugt und Eizellen darauf hingewiesen, dass die Rec-8 gen umzuwerfen ergäbe sich bei der Herstellung von tetraploiden Nachkommen (Abbildung 1)27, 28,29. Generierung von tetraploiden Sorten werden einfach umzuwerfen Rec-8 durch RNA-Interferenz (RNAi) für zwei Generationen um zu Phenocopy die Rec-8 mutierte diploide Gameten. Vermeintliche Polyploids können leicht durch ihre längere identifiziert werden als normale Körpergröße. Polyploids werden als vollständige oder teilweise tetraploiden bestätigt, durch zählen der Anzahl der Chromosomen pro Zellkern sobald stabile Linien hergestellt werden.
Die hier beschriebene Strategie ermöglicht die Erzeugung von stabile tetraploiden Caenorhabditis Nematoden Stämme von ursprünglichen diploiden genetischen Hintergrund oder Karyotyp ohne den Einsatz von genetischen Markern. Da dieses Protokoll effizient, vielseitig und einfach als das zuvor verwendete Schema ist, wird es die Werkzeuge, um die Rolle der Polyploidization in grundlegenden Prozesse der Entwicklung, Genomstabilität und Entwicklung in mehrzelligen Abfrage erweitern. Organismen. Die absehbare Einschränkung bei der Verwendung dieses Protokolls ist resistent gegen RNAi genetische Hintergründe.

<table><tbody><tr><td>Dissecting Microscope</td><td>Motic Microscopy</td><td>SMZ171</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;NGM agar plates&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 mm x 15 mm Petri Dishes, Sterile</td><td>Tritech Research</td><td>T3305</td><td></td></tr><tr><td>35 mm x 15 mm Petri Dishes, Sterile</td><td>Tritech Research</td><td>T3500</td><td></td></tr><tr><td>Bacteriological Agar, 5 kg</td><td>VWR</td><td>89140-850</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride, Biotechnology Grade</td><td>VWR</td><td>97061-278</td><td></td></tr><tr><td>Peptone, BD Bacto</td><td>VWR</td><td>90000-368</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin Trihydrate</td><td>VWR</td><td>97062-300</td><td></td></tr><tr><td>IPTG, dioxane-free</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0391</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Growth Culture&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LB Lennox Broth</td><td>IBI Scientific</td><td>89126-176</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;LB Agar plates&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LB Agar Lennox</td><td>IBI Scientific</td><td>89126-182</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Antibiotics&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin Trihydrate</td><td>VWR</td><td>97062-300</td><td></td></tr><tr><td>Tetracycline Hydrochloride</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP912-100</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Staining&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33258, Pentahydrate</td><td>Biotium</td><td>40045</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Biotium</td><td>40011</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Ethanol Fixation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, Pure, 190 Proof (95%), USP</td><td>Koptec, VWR</td><td>89125-166</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;M9 Buffer&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride, Biotechnology Grade</td><td>VWR</td><td>97061-278</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate, Monobasic Anhydrous Grade</td><td>VWR</td><td>97062-346</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate, monobasic dihydrate</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC271750025</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;RNAi Clones&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HT115 bacteria expressing rec-8 dsRNA</td><td>Source Bioscience</td><td>W02A2.6</td><td></td></tr><tr><td>HT115 bacteria expressing rec-8 dsRNA</td><td>Dharmacon</td><td>RCE1182-202299820</td><td></td></tr></tbody></table>

manipulation of ploidy in caenorhabditis elegans

Mechanismen, bei denen ganze Genom Polyploidie spielen eine wichtige Rolle in der Entwicklung und Evolution; Darüber hinaus wurde eine abnorme Generation von tetraploiden Zellen zugeordnet das Fortschreiten von Krebs und die Entwicklung von Resistenzen. Bis jetzt wurde es nicht möglich, die Diploidie eines mehrzelligen Tieres leicht zu manipulieren, ohne meist sterile nachkommen zu erzeugen. Präsentiert hier ist ein einfaches und schnelles Protokoll zur Erzeugung von tetraploiden Caenorhabditis Elegans Tiere aus jeder diploiden Belastung. Diese Methode ermöglicht dem Benutzer, eine Vorspannung in Trennung der Chromosomen während der Meiose, letztlich erhöhen Diploidie in C. Eleganszu schaffen. Diese Strategie setzt auf die vorübergehende Verringerung der Expression des Gens Rec-8 , diploide Gameten zu generieren. Eine Mutante Rec-8 produziert diploide Gameten, die potenziell tetraploiden nach Befruchtung produzieren können. Diese gefügig Regelung wurde zur tetraploide Sorten tragen Mutationen und Chromosomen-Rearrangements Einblick in chromosomale Dynamik und Interaktionen während der Paarung und Synapsis in Meiose zu generieren. Diese Methode ist effizient für die Erzeugung von stabilen tetraploiden Sorten ohne genetische Marker, kann auf jede diploide Sorte angewendet werden und kann verwendet werden, um triploid C. Elegansableiten. Diese einfache Methode ist nützlich für die Untersuchung von anderen grundlegenden biologischen Fragestellungen Genom Instabilität, gen Dosierung, biologische Skalierung, extrazelluläre Signalgebung, Anpassung, Entwicklung von Resistenzen gegen Medikamente, Stress und Mechanismen der Artbildung.

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Manipulation of Ploidy in Caenorhabditis elegans

Diese Methode ermöglicht die Generierung von tetraploiden und triploide Caenorhabditis Nematoden aus jeder diploiden Belastung. Polyploid Stämme von dieser Methode erzeugt wurden verwendet, um Chromosom Interaktionen in meiotischen Prophase zu untersuchen, und diese Methode ist nützlich für die Prüfung wichtiger Grundfragen in Zelle, Entwicklungsstörungen, evolutionär, und Krebsbiologie.

Manipulation der Diploidie in Caenorhabditis elegans

Mechanisms that involve whole genome polyploidy play important roles in development and evolution; also, an abnormal generation of tetraploid cells has ...

manipulation-of-ploidy-in-caenorhabditis-elegans

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Genetics

Manipulation of Ploidy in Caenorhabditis elegans

10.9K Aufrufe.  City University of New York. Diese Methode ermöglicht die Generierung von tetraploiden und triploide Caenorhabditis Nematoden aus jeder diploiden Belastung. Polyploid Stämme von dieser Methode erzeugt wurden verwendet, um Chromosom Interaktionen in meiotischen Prophase zu untersuchen, und diese Methode ist nützlich für die Prüfung wichtiger Grundfragen in Zelle, Entwicklungsstörungen, evolutionär, und Krebsbiologie.

Serie: Manipulation of Ploidy in Caenorhabditis elegans

Comprehensive Assessment of Germline Chemical Toxicity Using the Nematode Caenorhabditis elegans

Identifying the reproductive toxicity of the thousands of chemicals present in our environment has been one of the most tantalizing challenges in the field of environmental health. This is due in part to the paucity of model systems that can (1) accurately recapitulate keys features of reproductive processes and (2) do so in a medium- to high-throughput fashion, without the need for a high number of vertebrate animals.
We describe here an assay in the nematode C. elegans that allows the rapid identification of germline toxicants by monitoring the induction of aneuploid embryos. By making use of a GFP reporter line, errors in chromosome segregation resulting from germline disruption are easily visualized and quantified by automated fluorescence microscopy. Thus the screening of a particular set of compounds for its toxicity can be performed in a 96- to 384-well plate format in a matter of days. Secondary analysis of positive hits can be performed to determine whether the chromosome abnormalities originated from meiotic disruption or from early embryonic chromosome segregation errors. Altogether, this assay represents a fast first-pass strategy for the rapid assessment of germline dysfunction following chemical exposure.

Comprehensive Assessment of Germline Chemical Toxicity Using the Nematode Caenorhabditis elegans

We describe the detailed steps of a high-throughput chemical assay in the nematode Caenorhabditis elegans used to assess germline toxicity. In this assay, disruption of germline function following chemical exposure is monitored using a fluorescent reporter specific to aneuploid embryos.

Umfassende Beurteilung der Keimbahn Chemical Toxicity Mit der Nematode<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Identifying the reproductive toxicity of the thousands of chemicals present in our environment has been one of the most tantalizing challenges in the ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Ploidy Manipulation of Zebrafish Embryos with Heat Shock 2 Treatment

Manipulation of ploidy allows for useful transformations, such as diploids to tetraploids, or haploids to diploids. In the zebrafish Danio rerio, specifically the generation of homozygous gynogenetic diploids is useful in genetic analysis because it allows the direct production of homozygotes from a single heterozygous mother. This article describes a modified protocol for ploidy duplication based on a heat pulse during the first cell cycle, Heat Shock 2 (HS2). Through inhibition of centriole duplication, this method results in a precise cell division stall during the second cell cycle. The precise one-cycle division stall, coupled to unaffected DNA duplication, results in whole genome duplication. Protocols associated with this method include egg and sperm collection, UV treatment of sperm, in vitro fertilization and heat pulse to cause a one-cell cycle division delay and ploidy duplication. A modified version of this protocol could be applied to induce ploidy changes in other animal species.

A modified protocol for ploidy manipulation uses a heat shock to induce a one-cycle stall in cytokinesis in the early embryo. This protocol is demonstrated in the zebrafish but may be applicable to other species.

Ploidy Manipulation von Zebrafischembryonen mit Heat Shock 2 Behandlung

Manipulation of ploidy allows for useful transformations, such as diploids to tetraploids, or haploids to diploids. In the zebrafish Danio rerio, ...

C. elegans Gonad Dissection and Freeze Crack for Immunofluorescence and DAPI Staining

The C. elegans germline makes an excellent model for studying meiosis, in part due to the ease of conducting cytological analyses on dissected animals. Whole mount preparations preserve the structure of meiotic nuclei, and importantly, each gonad arm contains all stages of meiosis, organized in a temporal-spatial progression that makes it easy to identify nuclei at different stages. Adult hermaphrodites have two gonad arms, each organized as a closed tube with proliferating germline stem cells at the distal closed end and cellularized oocytes at the proximal open end, which join in the center at the uterus. Dissection releases one or both gonad arms from the body cavity, allowing the entirety of meiosis to be visualized. Here, a common protocol for immunofluorescence against a protein of interest is presented, followed by DAPI staining to mark all chromosomes. Young adults are immobilized in levamisole and quickly dissected using two syringe needles. After germline extrusion, the sample is fixed before undergoing a freeze crack in liquid nitrogen, which helps permeabilize the cuticle and other tissues. The sample can then be dehydrated in ethanol, rehydrated, and incubated with primary and secondary antibodies. DAPI is added to the sample in the mounting medium, which allows reliable visualization of DNA and makes it easy to find animals to image under a fluorescent microscope. This technique is readily adopted by those familiar with handling C. elegans after a few hours spent practicing the dissection method itself. This protocol has been taught to high-schoolers and undergraduates working in a research lab and incorporated into a course-based undergraduate research experience at a liberal arts college.

C. elegans Gonad Dissection and Freeze Crack for Immunofluorescence and DAPI Staining

This is a commonly used method for C. elegans gonad dissection followed by freeze crack, which produces germline samples for immunofluorescence via antibody staining, or for simple DAPI staining to visualize DNA. This protocol has been successful for undergraduates in a research lab and in a course-based undergraduate research experience.

C. elegans Gonadendissektion und Gefrierriss für Immunfluoreszenz und DAPI-Färbung

The C. elegans germline makes an excellent model for studying meiosis, in part due to the ease of conducting cytological analyses on dissected animals. ...

Genetik

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and chromosome dynamics. While the germline is an excellent model, the analysis is often two dimensional due to the time and labor required for three-dimensional analysis. Major readouts in such studies are the number/position of nuclei and protein distribution within the germline. Here, we present a method to perform automated analysis of the germline using confocal microscopy and computational approaches to determine the number and position of nuclei in each region of the germline. Our method also analyzes germline protein distribution that enables the three-dimensional examination of protein expression in different genetic backgrounds. Further, our study shows variations in cytoskeletal architecture in distinct regions of the germline that may accommodate specific spatial developmental requirements. Finally, our method enables automated counting of the sperm in the spermatheca of each germline. Taken together, our method enables rapid and reproducible phenotypic analysis of the C. elegans germline.

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

We present an automated method for three-dimensional reconstruction of the Caenorhabditis elegans germline. Our method determines the number and position of each nucleus within the germline and analyses germline protein distribution and cytoskeletal structure.

Computergestützte Analyse der Keimbahn Caenorhabditis Elegans , die Verteilung der Kerne, Proteine und das Zytoskelett zu studieren

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

Measuring Embryonic Viability and Brood Size in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an excellent model organism for the study of meiosis, fertilization, and embryonic development. C. elegans exist as self-fertilizing hermaphrodites, which produce large broods of progeny-when males are present, they can produce even larger broods of cross progeny. Errors in meiosis, fertilization, and embryogenesis can be rapidly assessed as phenotypes of sterility, reduced fertility, or embryonic lethality. This article describes a method to determine embryonic viability and brood size in C. elegans. We demonstrate how to set up this assay by picking a worm onto an individual Modified Youngren's, Only Bacto-peptone (MYOB) plate, establish the appropriate timeframe to count viable progeny and non-viable embryos, and explain how to accurately count live worm specimens. This technique can be used to determine viability in self-fertilizing hermaphrodites as well as cross-fertilization by mating pairs. These relatively simple experiments are easily adoptable for new researchers, such as undergraduate students and first-year graduate students.

Measuring Embryonic Viability and Brood Size in Caenorhabditis elegans

Here, we present a general method to determine the embryonic viability and total number of embryos produced (brood) using the model organism C. elegans.

Messung der Embryonalviabilität und Brutgröße bei Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an excellent model organism for the study of meiosis, fertilization, and embryonic development. C. elegans exist as ...

Caenorhabditis Sieve: A Low-tech Instrument and Methodology for Sorting Small Multicellular Organisms

Caenorhabditis elegans (C. elegans) is a well-established model organism used across a range of basic and biomedical research. Within the nematode research community, there is a need for an affordable and effective way to maintain large, age-matched populations of C. elegans. Here, we present a methodology for mechanically sorting and cleaning C. elegans. Our aim is to provide a cost-effective, efficient, fast, and simple process to obtain animals of uniform sizes and life stages for their use in experiments. This tool, the Caenorhabditis Sieve, uses a custom-built lid system that threads onto common conical lab tubes and sorts C. elegans based on body size. We also demonstrate that the Caenorhabditis Sieve effectively transfers animals from one culture plate to another allowing for a rapid sorting, synchronizing, and cleaning without impacting markers of health, including motility and stress-inducible gene reporters. This accessible and innovative tool is a fast, efficient, and non-stressful option for maintaining C. elegans populations.

Caenorhabditis Sieve: A Low-tech Instrument and Methodology for Sorting Small Multicellular Organisms

The current protocol includes a methodology for the sorting and cleaning of age-matched populations of Caenorhabditis elegans. It uses a simple, inexpensive, and efficient custom-made tool to obtain a large experimental population of nematodes for research.

Caenorhabditis Sieb: Ein Low-Tech-Instrument und Methodik für die Sortierung von kleiner vielzelliger Organismen

Caenorhabditis elegans (C. elegans) is a well-established model organism used across a range of basic and biomedical research. Within the nematode ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

Imaging C. elegans Embryos mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop und Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

Biologie

Quantitative Approaches for Studying Cellular Structures and Organelle Morphology in Caenorhabditis elegans

Defining the cellular mechanisms underlying disease is essential for the development of novel therapeutics. A strategy frequently used to unravel these mechanisms is to introduce mutations in candidate genes and qualitatively describe changes in the morphology of tissues and cellular organelles. However, qualitative descriptions may not capture subtle phenotypic differences, might misrepresent phenotypic variations across individuals in a population, and are frequently assessed subjectively. Here, quantitative approaches are described to study the morphology of tissues and organelles in the nematode Caenorhabditis elegans using laser scanning confocal microscopy combined with commercially available bio-image processing software. A quantitative analysis of phenotypes affecting synapse integrity (size and integrated fluorescence levels), muscle development (muscle cell size and myosin filament length), and mitochondrial morphology (circularity and size) was performed to understand the effects of genetic mutations on these cellular structures. These quantitative approaches are not limited to the applications described here, as they could readily be used to quantitatively assess the morphology of other tissues and organelles in the nematode, as well as in other model organisms.

Quantitative Approaches for Studying Cellular Structures and Organelle Morphology in Caenorhabditis elegans

This study outlines quantitative measurements of synaptic size and localization, muscle morphology, and mitochondrial shape in C. elegans using freely available image processing tools. This approach allows future studies in&#160;C. elegans&#160;to quantitatively compare the extent of tissue and organelle structural changes as a result of genetic mutations.

Quantitative Ansätze zur Untersuchung zellulärer Strukturen und Organelle Morphologie in Caenorhabditis elegans

Defining the cellular mechanisms underlying disease is essential for the development of novel therapeutics. A strategy frequently used to unravel these ...

Using Single-Worm Data to Quantify Heterogeneity in Caenorhabditis elegans-Bacterial Interactions

The nematode Caenorhabditis elegans is a model system for host-microbe and host-microbiome interactions. Many studies to date use batch digests rather than individual worm samples to quantify bacterial load in this organism. Here it is argued that the large inter-individual variability seen in bacterial colonization of the C. elegans intestine is informative, and that batch digest methods discard information that is important for accurate comparison across conditions. As describing the variation inherent to these samples requires large numbers of individuals, a convenient 96-well plate protocol for disruption and colony plating of individual worms is established.

Using Single-Worm Data to Quantify Heterogeneity in Caenorhabditis elegans-Bacterial Interactions

This protocol describes a 96-well disruption of individual bacterially colonized Caenorhabditis elegans following cold paralysis and surface bleaching&#160;to remove external bacteria. The resulting suspension is plated on agar plates to allow accurate, medium-throughput quantification of bacterial load in large numbers of individual worms.

Verwendung von Einzelwurmdaten zur Quantifizierung der Heterogenität bei Caenorhabditis elegans-bakteriellen Interaktionen

The nematode Caenorhabditis elegans is a model system for host-microbe and host-microbiome interactions. Many studies to date use batch digests rather ...

C. elegans Development and Reproduction

Ceanorhabditis elegans is a powerful tool to help understand how organisms develop from a single cell into a vast interconnected array of functioning tissues. Early work in C. elegans traced the complete cell lineage and structure at the electron microscopy level, allowing researchers unprecedented insight into the connection between genes, development and disease. Appreciating the stereotyped development and reproductive program of C. elegans is essential to using this model organism to its experimental fullest.
This video will give you a peek into the development of a worm from fertilization to hatching, and walk you though the life stages of the newly hatched larvae on its journey to reproductive maturity. The video will detail how the major axes are established, which founder cells give rise to what tissues in the developing embryo and how to discriminate between the four larval stages. Finally, you will learn how to set up a genetic cross and we&quot;ll visit a few applications that manipulate the development and reproduction of C. elegans to experimental benefit.

Development and Reproduction of Caenorhabditis elegans

Entwicklung und Reproduktion von C. elegans

Ceanorhabditis elegans is a powerful tool to help understand how organisms develop from a single cell into a vast interconnected array of functioning ...