Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss von NINDS an KMC (R01 NS086932) finanziert. LMN wurde durch einen Zuschuss aus dem Programm NIGMS IMSD (R25 GM076419) unterstützt. In dieser Studie verwendeten Stämme C. Elegans Genetik Zentrum, das von NIH Büro Infrastruktur Forschungsprogramme (P40 OD010440) gefördert wird. Wir danken James Baker und Mason Klein für hilfreiche Diskussionen.

(1) Stämme, Kultur, Medien und Montage von Tieren
<ol><li>Wachsen Sie C. Elegans Würmer bei 20 ° C auf standard 60 mm Nematoden Wachstum Medium (NGM) Agarplatten mit OP50 E. Coli Bakterien Nahrung19ausgesät.</li>
	<li>Bereiten Sie zwei Plasmide für jedes zellspezifische Promoter von Interesse: einerseits der Ausdruck GCaMP5, Rekord intrazellulären Ca2 +und der zweite Ausdruck der mCherry für ratiometrischen Quantifizierung von GCaMP5 Fluoreszenz Änderungen ermöglichen fahren fahren und vereinfachen Sie Objekt Feststellung und Messung. Hinweis: GCaMP5:mCherry ratiometrischen Bildgebung für Schwankungen im GCaMP5 Fluoreszenz, die Folge von Veränderungen im Fokus und Tier Bewegung, nicht die tatsächlichen Änderungen in intrazellulären Ca2 +korrigiert.</li>
	<li>GCaMP5 und mCherry-exprimierenden Plasmiden zusammen mit der pL15EK sichtbar Rettung Marker Plasmid in den Gonaden LX1832 lite-1(ce314), lin-15(n765ts) X mutierte Tiere injizieren und nicht-Muv lin-15(+) Tiere mit dem Ausdruck GCaMP5 zu erholen und mCherry aus einem hoch-Kopie Transgen20,21,22. Verwenden Sie die lite-1 mutant Hintergrund um Blaulicht-Vermeidung Verhalten23,24zu reduzieren.</li>
	<li>Transgene auf Chromosomen Mosaikbildung reduzieren und vereinfachen die Generation der zusammengesetzten mutierte Stämme25zu integrieren. Hinweis: Die hier beschriebenen LX2004 Stamm trägt eine integrierte High-Kopie-Transgen, die GCaMP5 und mCherry in der HSNs aus dem Nlp-3 -Promotor ausdrückt (siehe Tabelle der Materialien)26,27, 28 , 29. der Nlp-3 Projektträger wurde festgestellt, dass Laufwerk starken Ausdruck in der HSNs des späten L4 und adulte Tiere ohne verursacht erhebliche Mängel in der Entwicklung von HSN oder eierlegende Verhalten im Vergleich zu anderen Veranstaltern (e.g.,tph-1 getestet, EGL-6und Unc-86). Diese Sorte und andere, die GCaMP5 und mCherry in der ventralen Schnur (VC) Motoneuronen Vulvaregion Muskeln und uv1 neuroendokrine Zellen Ausdrücken gibt es vom Caenorhabditis Genetik Zentrum und Einzelheiten ihrer Konstruktion sind beschrieben worden 27.</li>
	<li>Gelten OP50 bakterielle Essen aus einer kernigen NGM-Agar-Platte an der Unterseite des Platin-Wurm zu holen, und verwenden Sie es übertragen ~ 20 späten L4 LX2004 Tiere, die GCaMP5 und mCherry in der HSNs aus dem Nlp-3 -Promotor ausdrücken. Sicherstellen Sie, dass die Entwicklung Vulva in einem Stereomikroskop als einen klaren dunklen Fleck, umgeben von einem weißen Halbmond erscheint. Inkubieren Sie Tiere bei 20 ° C für 24-40 h.</li>
	<li>Nach der Inkubation OP50 gelten für die Abholung und Transfer ~ 3 der Würmer auf eine ungesetzte NGM-Platte, so dass eine kleine Menge an Nahrung hinter die Würmer auf während der Bildgebung zu füttern. Achten Sie darauf ausreichend Nahrung, zu wenig bakterielle Nahrung fördert die Würmer, Weg von der Mitte der Platte zu wandern, während zu viel Nahrung Hintergrundfluoreszenz erhöht und Hypoxie verursachen.</li>
	<li>Mit einem Spatel flach gerundete schneiden ein ~ 20 x 20 mm Brocken aus der Platte tragen die Würmer und übertragen den Brocken verdeckt in die Mitte von einem sauberen 24 x 60 mm #1.5 Deckgläschen (Abbildung 1). Starten Sie die Anwendung von einer Seite zur Bläschen verhindern gefangen unter dem Deckglas und störende mit Bildgebung. Gelten Sie ein 22 x 22 mm #1-Deckglas auf den Gipfel des Brocken, kleben und Verdunstung zu reduzieren.</li>
</ol>2. Hardware und Instrumentierung Setup
<ol><li>Legen Sie die inszenierten, transgenen Würmer auf der Bühne von einem inversen Mikroskop mit einem ≥ 0,7 numerische Apertur Plan-Apochromat 20 x Objektiv, motorisierten Kreuztisch steuerbar mit einem Joystick, eine Bild-Splitter und Fluoreszenz Filter für gleichzeitige GCaMP5 und mCherry Anregung und Emission, Kameras für Fluoreszenz und Infrarot Hellfeld imaging und einem triggerbare Light Emitting Diode (LED)-Beleuchtungssystem (Abb. 2A). Hinweis: Eine 80/20-Strahlteiler sendet das Bildsignal zur Fluoreszenz Kamera 80 % und 20 % auf die Hellfeld-Kamera. Eine aufrechte Mikroskop kann auch verwendet werden, aber der NGM Klumpen in diesem Fall zwischen einem Objektträger und große Deckglas gelegt werden sollte.<ol>
<li>Verwenden Sie die binokularen Okulare um ein Wurm für die Bildgebung auszuwählen. Wenn ein Tier ausgewählt ist, schieben Sie den Infrarot-Filter im Ort über den Kondensator.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transistor-Transistor-Logik (TTL)-Triggern<ol>
<li>Befestigen Sie Koaxialkabel aus jeder der drei TTL Trigger Ausgangsleitungen auf der Fluoreszenz Kamera. Die erste Ausgabe an den BNC-Eingang #3 des LED-Beleuchtungssystems anschließen.</li>
		<li>Verbinden Sie den zweiten Ausgang an einen BNC-'Banane'-Adapter mit grünen und braunen Drähte aus der 8-Pin GPIO Anschluss ausgeführt, GPIO Eingang #3 (Pin 4) und Masse (Pin 5) der Infrarot-Kamera, beziehungsweise.</li>
		<li>Verbinden Sie den dritten Ausgang an einen BNC-'Banane'-Adapter mit Jumper Kabel an den digitalen Eingang #8 und Boden in der digitalen Erfassungsgerät (Abbildung 2B).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Digitalen Erfassungsgerät (DAQ)<ol>
<li>Der DAQ-Mikrocontroller-Board zu verbinden (siehe Tabelle der Materialien) über ein USB-Kabel mit dem PC. Aktualisieren Sie die Firmware mit dem Standard Firmata Protokoll (siehe Tabelle der Materialien) und konfigurieren Sie den USB-Port kommunizieren mit 57600 Baud.</li>
	</ol>
</li>
	<li>LED<ol>
<li>Die LED-Controller-Software ausführen (siehe Tabelle der Materialien). Schalten Sie den Trigger-Modus von "Fortlaufend,"Gated"und wählen Sie Triggerkanal 3" für die 470 und 590 nm-LEDs.</li>
		<li>Schalten Sie ein und geben Sie LED-Power für jede LED (z. B. Satz der 470 nm LED auf 20 % und die 590 nm-LED auf 40 %).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Laufen Sie die Serien-Bühne Kommunikation Skript "XY-Bühne-Final" in Bonsai (siehe Tabelle der Materialien)30. Klicken Sie auf das graue "CsvWriter" Knoten, und wählen Sie einen Ordner zum Speichern der aufgezeichneten Informationen (Abbildung 3) X und Y zu inszenieren. Drücken Sie die grüne Pfeilspitze in der Symbolleiste, um die DAQ zu initialisieren. Hinweis: Das Skript startet die Aufnahme der X und Y Tischposition wenn die Fluoreszenz-Kamera ein TTL-Signal sendet. Dieses Skript gibt vier Spalten mit Daten: frame-Anzahl, X-Position (µm), Y-Position (µm) und des Intervalls zwischen den Frames (s).</li>
	<li>In der Infrarot-Kamera, die recording-Software (siehe Tabelle der Materialien) unter "Custom-Video-Modus" wählen Sie "Mode 1" (2 x 2 binning, 1.024 x 1.024 Pixel), und "Pixel-Format Raw 8". Unter "Trigger / Strobe", "3", die Polarität auf "High", "Mode" auf "14" Trigger-Eingabezeile (GPIO) gesetzt. Schalten Sie "Enable", Frame-Akquisition zu stoppen, bis ein TTL-Trigger-Signal empfangen wird.<ol>
<li>Das Fenster bleibt geöffnet, klicken Sie auf die rote "Record" Taste auf der Symbolleiste des Haupt-Kamera-Ansicht. Wählen Sie den Ordner für Bildsequenzen gespeichert werden. Wählen Sie "Buffered" Aufnahmemodus, und speichern Sie "Bilder" im JPEG-Format. Klicken Sie auf "Aufzeichnung starten", um die Übernahme zu initialisieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fluoreszenz-Kamera- und Bild-splitter Hinweis: GCaMP5 und mCherry-Fluoreszenz-Kanäle müssen gleichzeitig gesammelt werden, um korrekte Bild-Registrierung für ratiometrischen Quantifizierung zu gewährleisten. Ein Bild-Splitter erlaubt Zweikanal-Erwerb der GCaMP5 und mCherry Fluoreszenz auf einem Sensor.<ol>
<li>Im Register 'Capture' von der Bild-Datenerfassungs-Software (siehe Tabelle der Materialien), eingestellte Belichtungszeit bis 10 ms, binning, 4 X und Bildtiefe, 16-Bit. Wählen Sie eine zentrierte Kamera Unterarray von 512 x 256 Pixel hoch. Klicken Sie auf "Show Ausgabe Trigger-Optionen" und legen Sie alle Trigger auf "Positiv". Hinweis: Der DAQ kann gelegentlich TTL Trigger verpassen, wenn sie 10 ms oder weniger.</li>
		<li>Sicherstellen Sie, dass "Trigger 1" und "Trigger 2" auf "Exposition" festgelegt sind, während "Trigger 3" auf "Programmierbar" festgelegt ist mit einer Frist von 25 Ms. "Sequenz" auf der Registerkarte, wählen Sie "Zeitraffer" mit "Feld Delay1" von 50 ms, sammeln Bilder auf "Save 20 Hz. Select zu temporären Puffer."</li>
	</ol>
</li>
	<li>PMT gewinnen und laser-Intensität während der drei Kanal konfokale Bildgebung<ol>
<li>Stellen Sie PMT Gain, so ist die Hintergrundfluoreszenz auf einer Ebene nur über dem Minimum (Schwarzwert). 561 nm (grün) Laser-Energie zu erhöhen, bis ein einzelnes gesättigtes 12-Bit- oder 16-Bit-Pixel an der präsynaptischen Endstation im mCherry Kanal beobachtet wird.</li>
		<li>Einstellen Sie 488 nm (blau) Laserintensität so, dass GCaMP5 Fluoreszenz gerade an der präsynaptischen Endstation über Hintergrund sichtbar ist. Diese Einstellung "niedrig" wird verhindert, dass die Sättigung der GCaMP5 Pixel steigt die Fluoreszenz als Reaktion auf starke Ca2 + Transienten. Öffnen Sie die konfokale Lochblende bis hin zu leichten Gefangennahme zu maximieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) ratiometrischen Ca2 + Bildgebung und Verhalten Aufnahme
<ol><li>Auf der Registerkarte "Sequenz" in der Fluoreszenz-Datenerfassungs-Software klicken Sie auf "Start", um die Aufnahme zu starten. Den Wurm mit dem Joystick, halten die Zellen und Synapsen von Interesse im Fokus und in der Mitte des das Sichtfeld (FOV) zu verfolgen. Klicken Sie auf 'Stats', im Fenster "Histogramm" Pixel-Statistiken der einzelnen Kanäle zeigen.</li>
	<li>Passen Sie die LED Power um eine maximale einzelne Pixel mCherry Fluoreszenz im präsynaptischen Terminus von ≥ 8.000 zählt sicherzustellen (~ 4.000 Photoelektronen), geben ein ~ 12-Bit Dynamikumfang über Hintergrund (~ 100 Photoelektronen). GCaMP5 Signale an der präsynaptischen Endstation bei ruhenden (niedrig) Ca2 + um sollte ~ 2.500 zählt - nur sichtbar über dem Hintergrund.</li>
	<li>Rekord bis eine eierlegende aktiven Zustand erreicht ist; Dies geschieht in der Regel alle 20-30 min in einem Wildtyp Wurm-7. Eine 10-min-Teilmenge (12.001 Bilder), 6.000 Bilder vor und nach der ersten Eiablage Veranstaltung (Frame 6.001) speichern. Achten Sie darauf, die gleiche Teilmenge von Hellfeld Bilder des Wurms Verhalten und Zeitpunkte der XY Tischposition zu halten, oder die präzise Synchronisation von Daten-Streams werden verloren gehen.</li>
	<li>ImageJ und das BioFormats-Plugin verwenden (siehe Tabelle der Materialien), Bildsequenzen in Image Cytometry Standard (.ics) Format zu konvertieren, so dass es in der ratiometrischen Quantifizierung-Software importiert werden kann.</li>
</ol>4. Bild Segmentierung und Quantitative Analyse
<ol><li>Die ratiometrischen Quantifizierung Software Bildsequenzen importieren (siehe Tabelle der Materialien). Klicken Sie auf "Auto-Kontrast" im Menü "Extras", und Kontrast der einzelnen Kanäle, geeignete schwarz zu etablieren (~ 1.800) und weiße Ebenen (10.000). Wählen Sie "Farben ändern..." im Menü "Extras" zu bestätigen, dass mCherry und GCaMP5 Kanal Farbzuweisungen korrekt (Abbildung 4A - C).<ol>
<li>Rechtsklick auf die Zeitreihen im Register "Sequenz" und setzen Sie ihn auf 20 Bilder/s und 1,25 µm/Pixel.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wählen Sie 'Ratio' aus dem Menü "Extras" und wählen Sie "GCaMP5" für "Kanal A" und "mCherry" für "Kanal B". Klicken Sie auf "Berechnen" neben "Schwellenwert" Hintergrund aus jedem Bildsequenz zu subtrahieren. Wählen Sie "Einen Regenbogen LUT der Verhältnis-Kanal zuweisen". Hinweis: Für eine Aufnahme mit einem mittleren Baseline Verhältnis von 0,3 (niedrige Ca2 +) und einen emax-Verhältnis von 2-3 (hohe Ca2 +), eine geeignete Lookup-Tabelle von 0 (blau), 1 (rot) wäre.</li>
	<li>Generieren Sie einen Intensität moduliert Verhältnis-Kanal mit dem mCherry-Kanal (Abbildung 4D). Der Intensitätsverhältnis moduliert-Kanal ist ein Millionen von Farben Bild wo die Verhältnis-Farbe auf die Helligkeit des mCherry Kanals abgebildet.</li>
	<li>Auf der Registerkarte "Messungen" erstellen Sie ein Objekt-Suche-Protokolls durch ziehen das Tool "Finden Sie Objekte mithilfe Intensität" zum Bereich "Protokoll". Klicken Sie auf das "Zahnrad" um das Fenster des mCherry Intensitätswerte und Objekte zu finden.<ol>
<li>Wählen Sie Intensität Werte ≥ 2 Standardabweichungen (SD) über Hintergrund (z. B. Untergrenze des ~ 2.500, Obergrenze von 65.535). Stellen Sie sicher das präsynaptischen Terminus wird erkannt und das "automatisch Rückmeldungen aktualisieren" aus dem Menü "Messungen" ausgewählt ist. Hinweis: Die Software kann auch Objekte durch ihre Standardabweichung vom Hintergrund mit einem entsprechenden Protokoll "SD Intensität." identifizieren Allerdings tritt ein besonders helles Objekt die FOV, kann es dramatisch verändern die mittlere Intensität während dieser Zeitpunkte, beeinflussen die Intensität Cutoffs verwendet, um die HSN finden. Diese Variabilität wird nicht auftreten, wenn roh Intensitätswerte verwendet werden, um Objekte zu finden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fügen Sie zusätzliche Filter gezielt nur auf den mCherry Kanal (Max Intensität, Größe, etc.), ggf. unerwünschte Objekte wie Kopf, ausschließen tail und Darm Fluoreszenz. Wählen Sie "Machen Messung Element" aus dem Menü "Messungen" und wählen Sie "Alle Zeitpunkte." Hinweis: Dies führt das Protokoll schreiben alle Messungen in einer durch Kommas getrennten Wert (CSV) Datei, die mit dem Befehl "export" im Menü "Datei" exportiert werden sollen.</li>
	<li>Öffnen Sie exported.csv Datei und kopieren Sie Timepoint, Bereich (µm2) bedeuten (Verhältnis Kanal), Schwerpunkt X (µm) und Schwerpunkt Y (µm) Daten in ein neues Blatt. Export-a.csv-Datei ohne Spaltenüberschriften. Die ratiometrischen Quantifizierung Software kann eine Zelle von Interesse als ein oder mehrere Objekte pro Timepoint klassifizieren.<ol>
<li>Um diese Objekte zu rekombinieren, verwenden Sie ein benutzerdefiniertes Skript "AnalzyeGCaMP_2017.m". Hinweis: Das Skript auch Ca2 + (Verhältnis) Gipfeln in den Daten identifiziert, und speichert a.csv Datei ihrer Zeitpunkte, Peak Amplituden und breiten Gipfel. Es erzeugt auch PostScript-Dateien für das Verhältnis zwischen roh und kommentierten Spuren. Mit diesen Informationen sollte Ca2 + transiente Amplitude und Inter vorübergehende Intervall festgelegt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hinzufügen der Ausgang X und Y Zentroid Werte aus jedem Fluoreszenz-Objekt die X und Y Werte vom Kreuztisch Skript von Bonsai. Verwenden Sie die Nettoposition XY spurlos Wurm Fortbewegung zu generieren und berechnen Zelle Hubraum und Geschwindigkeit, die unterschiedliches Verhalten Staaten31zu begleiten.</li>
	<li>Importieren Sie die aufgezeichneten Hellfeld-Bilder in ImageJ als virtuellen Stapel. Eiablage Veranstaltungen und andere Verhaltensweisen mit Anmerkungen versehen. Vergleichen Sie das Timing dieser Ereignisse mit Ca2 + Spitzen aus der Verhältnis-Ablaufverfolgung.</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass es keinen Interessenkonflikt gibt.

Transgene:
Weil mCherry Ausdruck durch Codon-Optimierung und Intron einfügen verbessert wurde (und die meisten verfügbaren GCaMP Reporter nicht haben), injizieren ~ 4 x die Höhe der GCaMP5 exprimierenden Plasmid zu vergleichbaren GCaMP5 Fluoreszenz während starker Ca zu gewährleisten 2 + Transienten. Rettung der lin-15(n765ts) Mutation ermöglicht die einfache Wiederherstellung transgener Tiere mit minimalen Auswirkungen auf die Eiablage und andere Verhaltensweisen35. Transgene sollten integriert werden, um einheitliche Ausdruck und imaging-Bedingungen zwischen verschiedenen Tieren25zu gewährleisten. Wählbare Marker Antibiotikaresistenzen36,einschließlich37 und Rettung von temperaturempfindlichen Lethals38 sollte auch funktionieren, aber, weil nicht-transgenen Tiere tot sind, Bestätigung der Transgen-Integration und Population ist schwieriger im Vergleich zu Markern, die einen sichtbaren Phänotyp25präsentieren. Dominierende Marker, die normale Fortbewegung stören und Fitness, wie rol-6(dm), verringern sollte vermieden werden39. Bildgebung in der lite-1 unbedingt mutierten Hintergrund Blau leichte Flucht Antworten während der Bildgebung23,40,41zu reduzieren. Zusätzliche Mutation von Gur-3, die parallel zur lite-1wirkt, kann weiter minimieren, passives Verhalten und physiologischen Veränderungen durch blaues Licht42. Bequem, Gur-3, lite-1und Lin-15 auf der rechten Hälfte des Chromosom X, befinden sich alle, die den Bau neuer Stämme für Ca2 + Bildgebung und optogenetische Experimente vereinfachen soll.
Da Belichtungszeiten kurz sind und Bilder sind bei 20 Hz gesammelt, müssen GCaMP5 und mCherry Signale hell sein. Die wahrscheinlichste Erklärung für laut Ca2 + Aufnahmen ist dim Fluoreszenz durch schwache Reporter Ausdruck verursacht. Promotoren sollte auch relativ spezifisch für die Region abgebildet werden. Da die HSN Zellkörper und Synapsen auf die Vulva Muskeln in der Mitte des Körpers sind, zusätzlicher Ausdruck aus dem Nlp-3 -Promotor in den Kopf und Schweif ist in der Regel außerhalb des Sichtfeldes und kann ausgeschlossen werden, zusätzliche Filter in der Ratiometrischen Quantifizierung Software. Um sicherzustellen dass die beobachteten Veränderungen in GCaMP5 Fluoreszenz ergeben sich aus tatsächlichen Änderungen in intrazellulären Ca2 +,Kontrolle transgene Ausdruck GFP statt GCaMP5 sollte eigenständig vorbereitet und26analysiert. Neuere Ca2 + Reporter mit verschiedenen Ca2 + Empfindlichkeiten, Kinetik und Farben erweitert die Wahl von imaging-Tools zur Verfügung, aber jede neue Reporter sollte überprüft werden, mit der Ca2 +-unempfindlich fluoreszierende Variante14 ,16.
Medien:
NGM-Platten für die Bildgebung sollte mit hochwertigen Agar vorbereitet werden. Niedrigere Qualität Agar wird beim Autoklavieren, so dass kleine Partikel streuen Licht während imaging und Erhöhung der Hintergrundfluoreszenz nicht vollständig auflösen. Molekulare Biologie Klasse Agarose kann stattdessen verwendet werden, aber der Betrag addiert sollte reduziert werden, um entsprechende Platte Festigkeit zu erhalten.
Vergleiche zu anderen Befestigungsarten:
Bisherige Ansätze zur Bild-Aktivität in der Eiablage Verhalten Schaltung haben Würmer immobilisiert mit Kleber auf einem Agarose-Pad verwendet. Unter diesen Bedingungen, Schaltung Tätigkeit und Eiablage Verhalten ist nicht ohne eine Reduzierung der Nährmedien Osmolarität8,10,44,45bevorzugt. Den letzten Beweis schlägt vor, dass mehrere Wurm Verhaltensweisen durch Fortbewegung Staat Fragen über die Beziehung von Zell-Aktivität beobachtet bei immobilisierten Tieren moduliert werden in frei Verhalten Tiere gesehen. Wir haben kürzlich gezeigt, dass eierlegende Schaltung Tätigkeit unerwartet mit Fortbewegung26,27abgewickelt wird. In ähnlicher Weise integriert unterteilte Ca2 + Signalisierung in der RIA Interneuron Aktivität von sensorischen Neuronen und Kopf Motoneuronen bei der Nahrungssuche Bewegungen46. Stuhlgang Verhalten wird auch durch eine präzise und Stereotype Fortbewegung begleitet, die Tiere auf ihrer Futtersuche Ort wegbewegen, vor Ausweisung Abfall47erlaubt. Zusammen, diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass kurze Aufnahmen der Schaltung Tätigkeit von immobilisierten Tieren grundlegend von denen, die in frei Verhalten Tiere sein können.
Trotz des Seins direkt unter einem Deckgläschen, ähnelt der Wurm Verhalten auf NGM Standardteller gesehen. Gelegte Eiern schlüpfen weitergehen werden, und die kleine Menge von Lebensmitteln hinterlegte ermöglicht die L1-Larven wachsen zu Erwachsenen (Daten nicht gezeigt). Die große Agar-Chunk-Größe ermöglicht eine angemessene Gasaustausch und widersteht Dehydrierung, obwohl zuviel Essen Hintergrundfluoreszenz zunehmen wird. Während diese Methode am besten für Erwachsene funktioniert, kann die Technik auch Bild L4 Tiere verwendet werden. Die Dicke der wässrigen Schicht zwischen den Brocken und das Deckglas ist jedoch so, dass kleinere Larven haben Schwierigkeiten, die kriechen, und können oft im Zuge eines beweglichen Erwachsenen gefangen.
Eine Einschränkung dieser Montage-Technik ist, dass direkte mechanische oder chemische Stimulation auf präzise Regionen des Körpers schwierig ist. Neuentwicklungen in der gemusterten Beleuchtungstechniken ermöglichen die Fremderregung von Kopf oder Rute ausgedrückt mikrobielle Opsins mit separater Beleuchtung und Detektion der Fluoreszenz-GCaMP/mCherry in der midbody48,49. Infolgedessen kann es möglich, dieses Problem mit optogenetische Ansätzen zu überwinden sein.
Vergleiche mit anderen Ca 2 + Imaging Ansätze:
Diese Methode funktioniert sehr gut für die Aufzeichnung von Änderungen im zytoplasmatischen Ca2 + von Einzel-, Zellen und ihrer synaptischen Region gelöst. In Echtzeit, volumetrische Darstellung der Neuronen im Kopf wurde vor kurzem mit der Position der Zellkerne für Zelle Identifikation und Änderungen in nucleoplasmic Kalzium50,51,52quantitate erreicht. Die Beziehung zwischen Kern- und synaptischen Ca2 + bleibt unklar. Unsere Daten deuten darauf hin, dass die auffälligsten Veränderungen in HSN intrazellulären Ca2 + an der präsynaptischen Termini Weg von der Zelle Soma (Abbildung 4) auftreten. Die präsynaptischen Termini von der HSN und der VC-Neuronen sind eingebettet in die postsynaptischen Vulvaregion Muskeln26. Es ist nicht klar, ob gäbe es genügender Auflösung in der Z-Dimension sogar mit spinning-Disk oder leichte Blatt Techniken präsynaptischen Ca2 + Signale auf bestimmte Zellen zuzuschreiben, ohne in irgendeiner Weise auf somatische Calcium für Zelle Identifikation . Mit den Techniken beschrieben hier, jeweils 10 min, 2-Kanal-Aufnahme mit 12.001 256 x 256 Pixel 16-Bit TIFF-Bildern ist ~ 4 GB. Das Verhältnis und Intensität modulierbare Verhältnis Kanäle doppelt die Dateigröße ~ 8 GB. Ein typisches Experiment Aufnahme 10 Tiere aus jedem der beiden Genotypen (Wildtyp und experimentellen) erzeugt fast 150 GB von Primärdaten und erfordert 20 h zu sammeln und zu analysieren. Volumetrische Analyse mit 10 Z-Scheiben pro Timepoint würde einer Größenordnung erfordern, mehr Daten und analytische Zeit, zu erklären, warum so wenige solcher Studien abgeschlossen haben.
Hardware:
Wir erfassen und analysieren von Bildsequenzen auf dual-Prozessor Workstations mit hoher Leistung (z. B. Gaming) Grafikkarten, 64 GB RAM, und high-Performance-Solid-State-Laufwerke (siehe Tabelle der Materialien). Daten sollten auf vernetzten redundant Array der unabhängige Festplatten (RAID) gespeichert und in die Cloud in einem externen Rechenzentrum gesichert werden.
Wir empfehlen, mit Hochleistungs-kollimierten LEDs für gepulste Fluoreszenzanregung über Halogen-Metalldampflampen oder Quecksilber-basierte Lichtquellen. Mehreren im Handel erhältlichen Multi-Color-LED-Systeme stehen zur Verfügung. Während einige dieser LED-Systeme eine höhere Kosten im Voraus haben, können sie haben eine lange Lebensdauer (> 20.000 h) gleichzeitig vier oder mehr verschiedene Fluorophore begeistern und bieten präzise zeitliche Steuerung mit einer Seriennummer und/oder TTL Schnittstelle mit niedriger Latenz (10-300 µs wechseln (Zeit). Auslösung wird sichergestellt, dass die Probe nur beleuchtet wird, wenn tatsächlich Daten gesammelt werden. Wir verwenden in der Regel eine 10 ms Exposition alle 50 ms (20 % Zollsatz). Dies reduziert die Phototoxizität und Bewegungsunschärfe während der Bildaufnahme, wie bereits berichtet43.
Wir verwenden sCMOS Kameras für ihre Schnelligkeit und große Auswahl an kleinen, sensiblen Pixel. Eine EM-CCD-Kamera ist eine teurere Alternative, aber "Blüte" Effekte können dazu führen, dass aufgenommene Photoelektronen Verschütten in benachbarte Pixel. Neue Rückseite beleuchtet sCMOS Kameras haben ähnliche Lichtempfindlichkeit des EM-CCDs zu deutlich reduzierten Kosten. Egal ist welcher Sensor verwendet wird, die GCaMP5 und mCherry Kanäle gleichzeitig einzuholen. Sequentielle Erfassung in bewegten Würmer führt zu schlecht registrierten Bilder für ratiometrischen Quantifizierung ungeeignet. Dual-Channel-Bildgebung kann auf eine einzelne Kamera erreicht werden, nach der Trennung der Kanäle mithilfe eines Bild-Splitters (Abbildung 2) oder zwei identische Kameras. Der Dynamikbereich von 16-Bit-Bildern wird über 8-Bit-Bildern für genaue ratiometrischen Quantifizierung empfohlen. Für Hellfeld Bilder der Wurm Verhalten erfassen wir mit einem 1 Zoll 4,1 MP Nahinfrarot-USB3 Kamera, um große 2 x 2 gebinnten 1.024 x 1.024 8-Bit-Bild-Sequenzen nach JPEG-Komprimierung zu erfassen. Die größeren FOV auf neuere Mikroskop Modelle kann einen Erwachsenen Wurm bei 20 X nach 0,63 X Demagnification mit nur leichten Vignettierung (Abb. 4E) visualisiert werden.
Es wird empfohlen, mit standard-TTL-Spannung-Signale, um Beleuchtung und Frame Capture zu synchronisieren. Wegen möglichen Latenzen in verschiedenen Software-Programmen empfehlen wir, dass Benutzer die Fluoreszenz-Kamera mit Trigger-Ausgänge als Master mit TTL-Ausgänge fahren alle anderen Geräte konfigurieren. Auf diese Weise werden Positionsinformationen Hellfeld und Bühne für jede Ca2 + Messung erhoben.
Schlitz oder resonanten Punkt Scannen konfokale Mikroskope in der Regel gefunden in Gemeinschaftseinrichtungen konfokale geben auch hervorragende Leistung während der ratiometrischen Ca2 + Bildgebung. Solche Instrumente können verwendet werden, um zwei oder mehr Fluoreszenz-Kanäle zusammen mit Hellfeld24zu erfassen. In diesem Fall die konfokale Lochkamera zu seinem maximalen Durchmesser geöffnet werden soll, und ein spektrale Detektor sollte verwendet werden, um GCaMP5, mCherry und Infrarot-Hellfeld-Signale zu trennen. Dies maximiert die light Kollektion aus einem dicken (~ 20 µm) Scheibe gleichzeitig Ablehnung der Out-of-Focus Fluoreszenz. Ein Nachteil ist die kleinere FOV und weitere Einschränkungen für Hard- und Software-Anpassung.
Software:
Die meisten Hersteller liefern und installieren ihre Kameras und Mikroskope mit proprietärer Software, einschließlich der Konfiguration der Auslösung ein- und Ausgänge. Die Funktionen und die Leistung dieser Software während der Aufnahme können variieren. Denn schnell bewegenden Würmer eine Herausforderung sein kann, um zu verfolgen, Bildanzeige während der Aufnahme muss glatt und stabil bei 20 Hz. Zur Verbesserung der Leistung können Bildsequenzen vorübergehend mit verhaltensrelevanten relevanten Teilmengen gespeichert am Ende des Experiments im RAM gespeichert werden. Diese Sequenz-Zweikanal-Image-Dateien können in der open Image Cytometry Standard Format (.ics) für den Import in die ratiometrischen Quantifizierung Software konvertiert werden. OME-TIFF ist eine neuere OpenSource-Bildformat, obwohl verschiedene Installationen möglicherweise nicht auf TIFF-Bild-Sequenzen größer als 4 GB speichern.
Ein wesentliches Merkmal der Quantifizierung Pipeline ist die Generation der Verhältnis-Kanal und dann eine unvoreingenommene Bild Segmentierung Verfahren mit mCherry Fluoreszenz, um Zellen von Interesse zu finden. Aus jedem Fundstück bedeuten die Objektgröße, XY Zentroid Position und die minimale und maximale Fluoreszenz Intensitätswerte für jeden Kanal (einschließlich des Verhältnis-Kanals) berechnet. Zusammen, sind diese Werte verwendet, um Änderungen in intrazellulären Ca2 + bei jeder Timepoint in der Aufnahme quantitate. Objekt-Messungen für jedes Timepoint werden dann als a.csv-Datei für spätere Analysen exportiert.
Eine große Einschränkung des hier beschriebenen Protokolls ist die Abhängigkeit verschieben der Daten in verschiedenen Formen durch ein Patchwork von Software-Produkten. Eine zusätzliche Reizung ist, dass einige der Software ist Open Source und kostenlos während andere geschlossen sind, teuer und ungleichmäßig aktualisierte. Eine wesentliche Verbesserung wäre, nutzen oder entwickeln Sie ein Stück Software (idealerweise Open-Source), das ähnliche Niveaus der Leistung und der Benutzerfreundlichkeit von Akquisition Analyse bietet. Wie bereits erwähnt, verdoppelt ratiometrischen Analyse sich die Dateigröße und der benötigten Zeit für ein Experiment. Generation von Kameratreiber, die in benutzerdefinierbare Frameworks integriert werden können, wie Bonsai erlauben würde, Bilder und andere Daten-Streams gesammelt und analysiert werden in Echtzeit deutlich verbesserten Durchsatz.
Zukunftsperspektiven:
Während wir in der Regel manuell Wurm Bewegungen verfolgen, dürfte Verfolgung von der Wurm Zentroid erkannt in Infrarot-hell-dunkel-Feld oder Aufnahmen zusätzliche Bildverarbeitungs-Knoten, die geschlossene Anpassung der Tischposition und automatisiert Tracking (Abbildung 3 und Daten nicht gezeigt). Die Mehrheit der Fluoreszenz-Aufnahmen, die mit dieser Methode erhalten ist dunkel und frei von biologisch interessante Daten. Am Sensor oder in Echtzeit nach der Übernahme Bildverarbeitungs-Techniken, die Bildsequenzen zu relevanten Objekten auftauchen würde ermöglichen höhere räumliche Auflösung und die Daten-Analyse-Pipeline zu beschleunigen, insbesondere dann, wenn zusätzliche Z-Scheiben für jeden gesammelt werden TimePoint Aktivität in allen Prä- und postsynaptischen Zellen in der Schaltung zu visualisieren.

Ein zentrales Ziel der Neurowissenschaften ist zu verstehen, wie Nervenzellen kommunizieren bei Leitungen in Laufwerk Tierverhalten. Neuronale Schaltkreise integrieren, eine Reihe von unterschiedlichen sensorischen Signale um Schaltung Tätigkeit, damit fahren Verhaltensänderungen notwendig für Tiere reagieren auf ihre Umgebungen zu ändern. Der Fadenwurm C. Elegans hat ein einfaches Nervensystem mit 302 Neuronen deren synaptischen Verbindungen vollständig zugeordneten1gewesen sein. Darüber hinaus sind Gene, die kodieren für Proteine, die in Neurotransmission zwischen C. Elegans und Säugetiere2hoch konserviert. Trotz der anatomischen Einfachheit des nervösen Systems zeigt es ein komplexes Repertoire an konservierten Verhaltensweisen, die eine fruchtbare Plattform um zu verstehen, wie Neuronen Verhalten3regulieren.
C. Elegans ist offen für die Anwendung einer Vielzahl von Ansätzen wie Genmanipulation, Zelle Laserablation, elektrophysiologische Techniken, sowie in Vivo optische Bildgebung4,5. Jüngste Studien haben detaillierte Karten des wichtigen Neurotransmitters Signaltechnik in C. Elegans einschließlich der cholinergen und GABAerge neuronale Netze hergestellt. Diese Studien zusammen mit laufenden Studien den Ausdruck alle neuronalen G-Protein-gekoppelten Rezeptoren zuordnen legen Sie dieses Modell in einer einzigartigen Position zu nutzen, sehr detaillierte strukturelle und funktionelle neuronale Verknüpfung Karten, um vollständig zu verstehen wie diese verschiedene Neurotransmitter Signal durch verschiedene Rezeptoren und Fristen zu fahren verschiedene Aspekte des Tierverhaltens.
Um dynamische neuronale Aktivitätsmuster in jedem System zu studieren, ist eine wesentliche Voraussetzung, robuste Methoden zum Aufzeichnen der Aktivität in einzelnen Neuronen oder ganze Schaltungen während Verhaltensweisen zu entwickeln. Besonders wichtig ist die Bereitschaft solche optischen Ansätze zur präsynaptischen Aktivität zu visualisieren, die Fusion der synaptischen Vesikel antreibt. Schnell und hochsensiblen fluoreszierende Reporter der intrazellulären Ca2 +, sowie die zunehmende Verfügbarkeit von empfindliche Photodetektoren, revolutionierten die Aufzeichnung von Zelle und synaptische Aktivität bei wach, lebendigen Tieren während Verhalten. Weil ein wichtiges Ergebnis der synaptischen elektrische Aktivität Ca2 + -Kanälen zu Regeln ist, werden Änderungen in intrazellulären Ca2 + treu verhaltensrelevanten relevante Änderungen in Zell-Aktivität gedacht.
In dieser Studie stellen wir einen Ansatz zur ratiometrischen Ca2 + Bildgebung in der serotonergen HSN Motoneuronen durchführen, die Eiablage Verhalten in C. Elegans6,7zu fördern. Dieser Ansatz stützt sich auf frühere Bemühungen, Ca2 + Aktivität in C. Elegans und die Eiablage Schaltung während Verhalten5,8,9,10,11 visualisieren . Die Methode erlaubt es, gleichzeitig die beobachteten Veränderungen der Zelle/Schaltung Tätigkeit mit Eiablage Veranstaltungen sowie Zustandsänderungen tierischen Bewegungsapparat korrelieren. Obwohl wir diesen Ansatz verwenden, um Aktivität in adulten Würmern zu studieren, zeigt unveröffentlichtes Werk aus unserem Labor, dass dieser Ansatz bei der vierten (L4) Larvenstadium sowie auf juvenile Tiere ausgedehnt werden kann. Es ist wahrscheinlich, dass die Aktivität von anderen C. Elegans Neuronen, die in verschiedene Schaltungen und Verhaltensweisen funktionieren mit dieser Technik gleichermaßen zugänglich sein sollten. Andere Industrieländer vor kurzem schnellere Ca2 + Indikatoren mit nicht überlappenden Emissionsspektren12,13,14,15,16, optogenetische Werkzeuge17 , und genetisch codiert optische Indikatoren der Membran Spannung18, sollte uns erlauben, durchdringende rein optischen Untersuchungen wie Veränderungen der neuronalen Schaltung Tätigkeit unterschiedliche Verhalten Staaten fahren durchführen.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;C. elegans&lt;/em&gt; growth, cultivation, and mounting&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Escherichia coli&lt;/em&gt; bacterial strain, OP50</td><td>Caenorhabditis Genetic Center</td><td>OP50</td><td>Food for C. elegans. Uracil auxotroph. E. coli B. Biosafety Level 1</td></tr><tr><td>HSN GCaMP5+mCherry worm strain</td><td>Caenorhabditis Genetic Center</td><td>LX2004</td><td>Integrated transgene using &lt;em&gt;nlp-3&lt;/em&gt; promoter to drive GCaMP5 and mCherry expression in HSN.&amp;nbsp; Full genotype:&amp;nbsp;&lt;em&gt; vsIs183&lt;/em&gt; &lt;em&gt;[nlp-3p::GCaMP5::nlp-3 3&#039;UTR + nlp-3p::mCherry::nlp-3 3&#039;UTR + lin-15(+)], lite-1(ce314), lin-15(n765ts)&lt;/em&gt; X</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;lite-1(ce314), lin-15(n765ts)&lt;/em&gt; mutant strain for transgene preparation</td><td>author</td><td>LX1832</td><td>Strain for recovery of high-copy transgenes after microinjection with pL15EK&lt;em&gt; lin-15(n765ts)&lt;/em&gt; rescue plasmid. Also bears the linked&lt;em&gt; lite-1(ce314)&lt;/em&gt; mutation which reduces blue-light sensitivity. Available from author by request</td></tr><tr><td>pL15EK&lt;em&gt; lin-15a/b&lt;/em&gt; genomic rescue plasmid</td><td>author</td><td>pL15EK</td><td>Rescue plasmid for recovery of transgenic animals after injection into LX1832 &lt;em&gt;lite-1(ce314)&lt;/em&gt;,&lt;em&gt; lin-15(n765ts)&lt;/em&gt; X strain. Available from author by request</td></tr><tr><td>pKMC299 plasmid</td><td>author</td><td>pKMC299</td><td>Plasmid for expression of mCherry in the HSNs from the &lt;em&gt;nlp-3&lt;/em&gt; promoter. Has&lt;em&gt; nlp-3&lt;/em&gt; 3&#039; untranslated region</td></tr><tr><td>pKMC300 plasmid</td><td>author</td><td>pKMC300</td><td>Plasmid for expression of GCaMP5 in the HSNs from the &lt;em&gt;nlp-3&lt;/em&gt; promoter. Has &lt;em&gt;nlp-3&lt;/em&gt; 3&#039; untranslated region</td></tr><tr><td>Potassium Phosphate Monobasic</td><td>Sigma</td><td>P8281</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Potassium Phosphate Dibasic</td><td>Sigma</td><td>P5655</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Magnesium Sulfate Heptahydrate</td><td>Amresco</td><td>0662</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Calcium Chloride Dihydrate</td><td>Alfa Aesar</td><td>12312</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Peptone</td><td>Becton Dickinson</td><td>211820</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Amresco</td><td>0241</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Cholesterol</td><td>Alfa Aesar</td><td>A11470</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>Agar, Bacteriological Type A, Ultrapure</td><td>Affymetrix</td><td>10906</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>60 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-164&amp;nbsp;</td><td>For preparation of NGM plates</td></tr><tr><td>24 x 60 mm micro cover glasses, #1.5</td><td>VWR</td><td>48393-251</td><td>Cover glass through which worms are imaged</td></tr><tr><td>22 x 22 mm micro cover glasses, #1</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td>Cover glass that covers the top of the agar chunk</td></tr><tr><td>Stereomicroscope with transmitted light base</td><td>Leica</td><td>M50</td><td>Dissecting microscope for worm strain maintenance, staging, and mounting</td></tr><tr><td>Platinum iridium wire, (80:20), 0.2mm</td><td>ALFA AESAR</td><td>AA39526-BW</td><td>For worm transfer</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Calcium imaging microscope&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-vibration air table</td><td>TMC</td><td>63-544</td><td>Micro-g&#039; Lab Table 30&quot; x 48&quot; anti-vibration table with 4&quot; CleanTop M6 on 25mm top</td></tr><tr><td>Inverted compound microscope</td><td>Zeiss</td><td>431007-9902-000</td><td>Axio Observer.Z1 inverted microscope</td></tr><tr><td>Sideport L80/R100 (3 position)</td><td>Zeiss</td><td>425165-0000-000</td><td>To divert 20% of output to brightfield (CMOS) camera, 80% to fluorescence (sCMOS) camera</td></tr><tr><td>Tilt Back Illumination Carrier</td><td>Zeiss</td><td>423920-0000-000</td><td>For infrared/behavior imaging</td></tr><tr><td>Lamphousing 12V/100W w/ Collector</td><td>Zeiss</td><td>423000-9901-000</td><td>For infrared/behavior imaging</td></tr><tr><td>Halogen lamp 12V/100W</td><td>Zeiss</td><td>380059-1660-000</td><td>For infrared/behavior imaging. White-light LEDs do not emit significant infrared light, so they will not allow brightfield imaging after the infrared bandpass filter</td></tr><tr><td>32 mm Infrared bandpass filter (750-790 nm) for Halogen lamp</td><td>Zeiss</td><td>447958-9000-000</td><td>BP 750-790; DMR 32mm, for infrared illumination for brightfield and behavior</td></tr><tr><td>6-filter Condenser Turret (LD 0.55 H/DIC/Ph), Motorized</td><td>Zeiss</td><td>424244-0000-000</td><td>For infrared/behavior imaging</td></tr><tr><td>Condenser &amp;amp; Shutter</td><td>Zeiss</td><td>423921-0000-000</td><td>For infrared/behavior imaging</td></tr><tr><td>Binocular eyepiece with phototube for infrared CMOS camera</td><td>Zeiss</td><td>425536-0000-000</td><td>For infrared/behavior imaging</td></tr><tr><td>Eyepiece 10x, 23mm</td><td>Zeiss</td><td>444036-9000-000</td><td>For worm localization on the agar chunk</td></tr><tr><td>C-Mount Adapter 2/3&quot; 0.63x demagnifier</td><td>Zeiss</td><td>426113-0000-000</td><td>Mount for infrared CMOS camera</td></tr><tr><td>CMOS camera for infrared brightfield and behavior (1&quot; sensor)</td><td>FLIR (formerly Point Grey Research)</td><td>GS3-U3-41C6NIR-C</td><td>Camera for brightfield imaging</td></tr><tr><td>USB 3.0 Host Controller Card</td><td>FLIR (formerly Point Grey Research)</td><td>ACC-01-1202</td><td>Fresco FL1100, 4 Ports</td></tr><tr><td>8 pins, 1m GPIO Cable, Hirose HR25 Circular Connector&amp;nbsp;</td><td>FLIR (formerly Point Grey Research)</td><td>ACC-01-3000</td><td>Cable for TTL triggering. The green wire connects to GPIO3 / Pin 4 and the brown wire connects to Ground / Pin 5</td></tr><tr><td>Plan-Apochromat 20x/0.8 WD=0.55 M27</td><td>Zeiss</td><td>420650-9901-000</td><td>Best combination of magnification, numerical aperture, and working distance</td></tr><tr><td>6-cube Reflector Turret, Motorized</td><td>Zeiss</td><td>424947-0000-000</td><td>For fluorescence imaging</td></tr><tr><td>Fluorescence Light Train, Motorized</td><td>Zeiss</td><td>423607-0000-000</td><td>For fluorescence imaging</td></tr><tr><td>Fluorescence Shutter</td><td>Zeiss</td><td>423625-0000-000</td><td>For fluorescence imaging</td></tr><tr><td>GFP and mCherry dual excitation and emission filter cube (for microscope)</td><td>Zeiss</td><td>489062-9901-000</td><td>FL Filter Set 62 HE BFP+GFP+HcRed for fluorescence imaging</td></tr><tr><td>LED illumination system</td><td>Zeiss</td><td>423052-9501-000</td><td>Triggerable Colibri.2 LED system for fluorescent illumination</td></tr><tr><td>GFP LED module (470 nm)</td><td>Zeiss</td><td>423052-9052-000</td><td>Colibri.2 LED for GFP fluorescence excitation</td></tr><tr><td>mCherry LED module (590 nm)</td><td>Zeiss</td><td>423052-9082-000</td><td>Colibri.2 LED for mCherry fluorescence excitation</td></tr><tr><td>Iris stop slider for incident-light equipment</td><td>Zeiss</td><td>000000-1062-360</td><td>Field aperture iris to limit LED illumination to the camera field of view</td></tr><tr><td>C-Mount Adapter 1&quot; 1.0x</td><td>Zeiss</td><td>426114-0000-000</td><td>Adapter for image-splitter and sCMOS fluorescence camera</td></tr><tr><td>Image splitter</td><td>Hamamatsu</td><td>A12801-01</td><td>Gemini W-View, other image splitters may be used, but they may not be optimized for the large sensor size of the sCMOS cameras</td></tr><tr><td>GFP / mCherry dichroic mirror (image splitter)</td><td>Semrock</td><td>Di02-R594-25x36</td><td>Splitting GCaMP5 from mCherry and infrared signals</td></tr><tr><td>GFP emission filter (image splitter)</td><td>Semrock</td><td>FF01-525/30-25</td><td>Capturing GCaMP5 fluorescence</td></tr><tr><td>mCherry/ emission filter (image splitter)</td><td>Semrock</td><td>FF01-647/57-25</td><td>This filter is necessary to exclude the infrared light used for brightfield imaging</td></tr><tr><td>sCMOS camera for fluorescence (1&quot; sensor)</td><td>Hamamatsu</td><td>A12802-01 / C11440-22CU</td><td>Orca FLASH 4.0 V2. Newer models allow for separate image acquisition settings on separate halves of the sensor, allowing acquisition of two-channel images in combination with an image splitter</td></tr><tr><td>Motorized XY Stage</td><td>M&amp;auml;rzh&amp;auml;user</td><td>SCAN IM 130 x 100</td><td>Stage movement; the XY resolution of this stage is 0.2&amp;micro;m per step&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>XY Stage controller with joystick</td><td>LUDL</td><td>MAC6000, XY joystick</td><td>Manual tracking of worms. MAC6000 controller should be connected to the PC through the serial (RS-232) port configured to 115200 baud</td></tr><tr><td>Digital Acquisition board (DAQ)</td><td>Arduino</td><td>Uno</td><td>Receiving TTL triggers from sCMOS camera. The Uno should be loaded with the standard Firmata package, and the computer USB port configured to 57600 baud</td></tr><tr><td>BNC Male to BNC Male Cable - 6 ft</td><td>Hosa Technology</td><td>HOBB6</td><td>BNC connectors for TTL triggering</td></tr><tr><td>Gold-Plated BNC Male to SMA male coaxial cable (8.8&quot;)</td><td>uxcell</td><td>608641773651</td><td>To connect the fluorescence camera trigger outputs</td></tr><tr><td>BNC turn head adapter</td><td>Hantek</td><td>RRBNCTH21</td><td>BNC to Banana Plug Adapter (4mm)</td></tr><tr><td>BNC female to female connector</td><td>Diageng</td><td>20130530009</td><td>Female to female BNC adapter to connect the BNC output from the camera to the Banana Plug</td></tr><tr><td>Solderless flexible breadboard jumper wires</td><td>Z&amp;amp;T</td><td>GK1212827</td><td>To connect the BNC trigger outputs to the Arduiono DAQ.&amp;nbsp; Male to male.</td></tr><tr><td>High performace workstation</td><td>HP</td><td>Z820</td><td>Windows 7, 64GB RAM, Dual Xeon processor, solid state C: drive, serial (RS-232) port, multiple PCIe3 slots for ethernet connectivity, USB 3.0 cards, and additional solid state drives</td></tr><tr><td>M.2 Solid state drive</td><td>Samsung</td><td>MZ-V5P512BW</td><td>High-speed streaming and analysis of image data</td></tr><tr><td>M.2 Solid state drive adapter&amp;nbsp;for workstations</td><td>Lycom</td><td>DT-120</td><td>M.2 to PCIe 3.0 4-lane adapter</td></tr><tr><td>Network attached storage</td><td>Synology</td><td>DS-2415+</td><td>Imaging data storage and analysis</td></tr><tr><td>Hard disk drives</td><td>Western Digital</td><td>WD80EFZX</td><td>RED 8 TB, 5400 RPM Class SATA 6 Gb/s 128MB Cache 3.5 Inch. Storage of imaging data (10 drives + 2 drive redundancy)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Software&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence Acquisition</td><td>Hamamatsu</td><td>HCImage DIA</td><td>Recording of two channel (GCaMP5 and mCherry) fluorescence image sequences at 20 fps</td></tr><tr><td>Brightfield Acquisition</td><td>FLIR (formerly Point Grey Research)</td><td>Flycapture</td><td>Recording of brightfield JPEG image sequences</td></tr><tr><td>Stage Serial Port Reader</td><td>Bonsai</td><td>https://bitbucket.org/horizongir/bonsai</td><td>Facilitates tracking of worms during behavior</td></tr><tr><td>LED controller software</td><td>Zeiss</td><td>Micro Toolbox Test 2011</td><td>To set up the intensity and trigger inputs for the different LEDs in the Colibri.2 unit</td></tr><tr><td>ImageJ&amp;nbsp;</td><td>NIH</td><td>https://imagej.net/Fiji/Downloads</td><td>Simple review of image sequences and formatting changes for import into Ratiometric Quantitation software</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>&amp;nbsp;2002984-001-000001</td><td>For generating subsets of comma-separated value data from Volocity for MATLAB analysis</td></tr><tr><td>Peak Finding</td><td>MATLAB</td><td>R2017a</td><td>Script used for Ratio peak feature calculations</td></tr><tr><td>Ratiometric Quantitation</td><td>Perkin Elmer</td><td>Volocity 6.3</td><td>Facilitates calculation of ratiometric image channels, image segmentation for object finding, and ratio measurement of found objects</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Scripts&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>XY-stage-final.bonsai</td><td>Bonsai</td><td>TTL-triggered DAQ and stage position serial port reader</td><td>Records X and Y stage position (in microns) when the attached Arduino receives a positive TTL signal from sCMOS camera during frame exposure. Script writes a .csv file with four columns: frame number, X position (microns), Y position (microns), and the time elapsed between frames (typically ~50 msec when recording at 20 fps).&amp;nbsp; X and Y stage position from this output (columns 2 and 3, respectively) are added to the X and Y centroid positions from the AnalyzeGCaMP_2017.m MATLAB script (columns 4 and 5, respectively), to give the final X and Y position of the fluorescent object for the recording.&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

ratiometric calcium imaging of individual neurons in behaving caenorhabditis elegans

Es wurde immer deutlicher, dass neuronale Schaltkreis Aktivität im Verhalten der Tiere deutlich gesehen bei narkotisierten oder immobilisiert Tieren unterscheidet. Hochsensiblen, genetisch codierte fluoreszierende Reporter von Ca2 + revolutionierten die Aufzeichnung von Zelle und synaptische Aktivität mit nicht-invasiven optischen Ansätzen im Verhalten der Tiere. In Kombination mit genetischen und optogenetische Techniken, die molekularen Mechanismen zu modulieren, die Zelle und Schaltung Tätigkeit während unterschiedliches Verhalten Staaten identifiziert werden können.
Hier beschreiben wir Methoden für die ratiometrischen Ca2 + Bildgebung von einzelnen Neuronen im frei Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer. Wir zeigen eine einfache Montage-Technik, die sanft Überlagerungen Würmer wachsen auf einem standard Nematoden Wachstum Medien (NGM)-Agar mit einem Deckgläschen Glas block erlaubt Tiere bei erfasst werden hochauflösende während uneingeschränkte Bewegungsfreiheit und Verhalten. Mit dieser Technik verwenden wir die sensiblen Ca2 + Reporter GCaMP5 Änderungen in intrazellulären Ca2 + in den serotonergen Zwitter bestimmte Neuronen (HSNs) aufzeichnen, wie sie eierlegende Verhalten fahren. Zusammenarbeit zum Ausdruck bringen, mCherry, Ca2 +-unempfindlich fluoreszierenden Proteins, verfolgen wir die Position der HSN innerhalb von ~ 1 µm und korrekte Schwankungen der Fluoreszenz durch Veränderungen im Fokus oder Bewegung verursacht. Gleichzeitige, Infrarot-Hellfeld-Bildgebung ermöglicht Verhalten Aufnahme und Tier-Tracking mit einem motorisierten Stadium. Durch die Integration dieser mikroskopischen Techniken und Daten-Streams, können wir Ca2 + Aktivität in C. Elegans eierlegende Schaltung aufnehmen, wie sie zwischen inaktiven und aktiven Verhalten mehr als zehn Minuten fortschreitet.

Die einfache Montage-Technik hier beschrieben (Abbildung 1) bewirkt, dass nur minimale Änderungen an der Kultur Umwelt L4 und Erwachsenen C. Elegans und ermöglicht hochauflösende Aufnahme im Verhalten der Tiere durch eine Glas-Deckglas (Abbildung 4). Synchronisierung von LED-Lichtquellen, Bühne-Controller und Kamera Aufnahmen ermöglicht für die Datenerfassung von mehreren Streams bei 20 Bilder/s bietet bis zu 1 h Intermediate Vergrößerung (20 X) mit hoher numerischer Apertur Ziele (0,7-0,8) gut räumliche Auflösung der synaptischen Region in der Eiablage Verhalten Schaltung, auch mit 4 x 4 Pixel binning (1,25 µm/Pixel). Simultane Erfassung von GCaMP5 und mCherry Fluoreszenz-Signalen (Abbildung 4A, B) wird verwendet, um einen Pixel für Pixel-Verhältnis-Kanal erzeugen, der Veränderungen in der Tierbewegungen und Fokus (Abbildung 4D) ausgleicht. Die HSN präsynaptischen Endstation ist so groß, wie viele neuronale Zellkörper in C. Elegansund Veränderungen im präsynaptischen HSN Ca2 + übersichtlich visualisiert werden können. Die großen FOV der Infrarot-Hellfeld-Kamera ermöglicht den Wurm zu manuell erfasst werden, während der Aufnahme (Abbildung 4E). Für jedes Tier können Änderungen im intrazellulären Ca2 + mit Verhaltensweisen im Hellfeld Bildgebung einschließlich Eisprung und Änderungen in Fortbewegung (Abbildung 4E) korreliert werden.
Quantifizierung von HSN Ca2 + und Geschwindigkeit bestätigt, dass die Würmer ihre Fortbewegung ändern, da sie zur Eiablage Verhalten Übergang. Es gibt erhebliche Unterschiede in der Geschwindigkeit der Wurm vor, während und nach der Eiablage Status "aktiv" (Abb. 5A). Dies wird nicht durch Lärm in der Bildgebung oder tracking-System verursacht. Zoomen in eine eierlegende Ereignis, wir beobachten eine starke Veränderung in GCaMP5 Fluoreszenz (ΔF/F) vor der Eiablage Veranstaltung während mCherry Fluoreszenz relativ ist unverändert (Abb. 5B). Gemessene Veränderungen im GCaMP5:mCherry Verhältnis (ΔR/R) zeigen deutlich eine HSN Ca2 + transiente ~ 4 s vor dem Eisprung (Abb. 5B). Deckungsgleich mit Vulvaregion Muskelkontraktion, tritt eine deutliche Verlangsamung der Wurm Fortbewegung, dass enden mit Ei freizugeben. Bisherigen Ergebnisse haben gezeigt, dass die cholinerge VC motorischen Neuronen, die durch die HSNs innerviert sind, während starker Vulvaregion Muskelkontraktionen und Ei Release 8,10,27Spitzenaktivität zeigen. Wir haben auch gezeigt, dass optogenetische Aktivierung der Neuronen VC treibt einen unmittelbaren Verlangsamung der Fortbewegung, was darauf hindeutet, dass die VC-Neuronen durch Vulvaregion Muskelkontraktion aktiviert werden können, dadurch langsamer Fortbewegung bis Rückmeldungen der Eisprung27 .
Die Bildgebung und tracking-System beschrieben ermöglicht die Visualisierung der räumlichen Organisation der Eiablage Verhalten (Abbildung 5C). Wie bereits gezeigt, Würmer geben Sie nachhaltige läuft vorwärts Fortbewegungsmittel kurz vor den Status "aktiv"32. Würmer verbringen den Großteil ihrer Zeit auf Futtersuche auf Bakterien in der Mitte der Agar-Chunks. Vor dem Eintritt in den aktiven Zustand bewegen Würmer aus der Nahrung, die deckungsgleich mit dem Auftreten von unregelmäßigen HSN Ca2 + Transienten ist. HSN Aktivität geht dann in Burst feuern, mit mehreren eng beieinander liegenden HSN Ca2 + Transienten, die Eiablage Veranstaltungen erhalten. Die Würmer dann oft umdrehen, fortgesetzt vorwärts Fortbewegung und Eiern auf den Weg zurück in ihre Ausgangsposition in der Nähe von OP50 Bakterien legen. Wir gehen davon aus, dass Veränderungen in lokalen O 2/CO2 -Konzentration oder wo die Würmer entscheiden, legen von Eiern33,34beeinflusst werden können.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56911/56911fig1.jpg"> Abbildung 1. C. Elegans Montage Technik für hochauflösende Bildgebung der Eiablage Schaltung Tätigkeit und Verhalten. Oben, der letzte Berg von der Seite. Unten, der letzte Berg Sicht durch den Boden des großen Deckglas. Pfeile zeigen OP50 bakterielle Nahrung, C. Elegans Würmer und Eiern, eingeklemmt zwischen der NGM Agar Klumpen und die großen 24 mm x 60 mm-Deckglas. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56911/56911fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56911/56911fig2.jpg"> Abbildung 2 . Weitfeld ratiometrischen Ca2 + Bildgebung und Verhalten, die Aufnahme auf einem umgekehrten Epifluoreszenz Mikroskop. (A) Wurm Position und Verhalten ist gefangen im Hellfeld über eine 20 x (NA 0,8) Plan-Apochromat Ziel mit Infrarot (750-790 nm) Licht (lila Pfeil) von einer Halogenlampe durch die NGM-Brocken. Ein Joystick und motorisierte Bühne Controller wird verwendet, um den Wurm in das Sichtfeld während der Aufnahme zu erhalten. Tischposition (Δx, Δy) ist an den PC durch den seriellen Anschluss gesendet. GCaMP5 und mCherry Proteine in der Wurm sind begeistert mit 470 nm (blaue Pfeile) und 590 nm (gelbe Pfeile) Licht emittierende Dioden (LED). GCaMP5 abgegeben (grüne Pfeile) und mCherry (orange Pfeile) Fluoreszenz zusammen mit dem Infrarot-Licht durchläuft ein Multiband dichroitische Spiegel (siehe Tabelle der Materialien). Eine 80/20-Strahlteiler schickt 20 % des einfallenden Lichtes durch einen 0.63 X Demagnifer für die Aufnahme auf eine Infrarot-empfindlichen CMOS-Kamera (lila Pfeil). Die restliche 80 % des Lichts wird durch die Seitenanschluss des Mikroskops gesendet, um ein Bild-Splitter, der die GCaMP5 trennt und mCherry Fluoreszenz auf getrennte Hälften einer sCMOS Kamera beim Entfernen von Infrarot-Hellfeld-Licht. Daten von beiden Kameras werden über USB3 Kabel an einen PC übertragen. Die Trigger-Ports von der Fluoreszenz sCMOS Kamera (blau) werden verwendet, um senden + 5V TTL löst das LED-Beleuchtungssystem, Infrarot-Hellfeld-CMOS-Kamera und den digitalen Erwerb Gerät (DAQ). (B) Trigger 3 Ausgabe TTL-Signale durch den DAQ an digital Pin #8 erkannt und an den PC über eine USB-Verbindung gesendet. Diese digitale Eingänge Auslösen einer "wo XY" seriellen Befehl aus einem Bonsai-Software-Skript (XY-Bühne-Final) liest die X und Y inszenieren Position für jedes GCaMP5/mCherry-Fluoreszenz/Infrarot-Bild eingefangen. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56911/56911fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56911/56911fig3.jpg"> Abbildung 3 : Layout der Bonsai seriell-Bühne Kommunikation Skript XY-Bühne-Final. Oben DigitalInput Knoten (rosa) liest TTL Auslöser kommen in Pin #8 von den DAQ. Für jede positive TTL-Spannung (grün) den DAQ macht einen Zeitstempel (blau) und schreibt einen 'Wo XY?'-String (pink) auf der Bühne-Steuerung über die serielle Schnittstelle (grau). Der SerialStringRead Knoten (rosa) liest die X- und Y-Koordinate Antwort von der Bühne-Controller. Diese Zeichenfolge dann in Mikrometer umgewandelt und getrennt in X und Y Koordinaten zu inszenieren. Schließlich, diese vier Streams werden kombiniert mit einem Zip-Knoten (blau) und vier column.csv-Datei wird geschrieben: Frameanzahl der TTL-Signale empfangen (Bereich Knoten, rosa), die X- und Y-Koordinaten und das Intervall zwischen den nachfolgenden Zeitpunkte (in der Regel ~ 50 ms bei Aufnahme bei 20 Hz). <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56911/56911fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56911/56911fig4.jpg"> Abbildung 4 : Repräsentative Mikrographen HSN Fluoreszenz und ganze Tier Hellfeld während der Eiablage Verhalten. (A–D) Gleichzeitige ratiometrischen Bildgebung von GCaMP5 und mCherry Fluoreszenz in der HSNs vor dem Eisprung. HSN präsynaptischen Termini sind mit Pfeilspitzen gekennzeichnet. (C) zusammenführen von GCaMP5 und mCherry Fluoreszenz. (D) Intensität-modulierte GCaMP5:mCherry Verhältnis; ein hoher Anteil (rot) zeigt hohe intrazelluläre Ca2 + am präsynaptischen Terminus. (E) Hellfeld Bild der gesamten Wurm kurz nach der Eiablage haben. Pfeilspitzen zeigen die vorderen und hinteren Hälften der Vulva von der Eiablage. Maßstab für alle Bilder ist 50 µm. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56911/56911fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56911/56911fig5.jpg"> Abbildung 5 : Aufzeichnung von HSN Ca2 + und Fortbewegung Geschwindigkeit während der Eiablage Verhalten. (A) Spuren von GCaMP5:mCherry Verhältnis ändert sich entsprechend intrazellulären Ca2 + Transienten (ΔR/R; Rot) zusammen mit der momentanen Wurm Geschwindigkeit (µm/s, blau). Eiablage Veranstaltungen werden durch Pfeilspitzen angezeigt. (B) Spuren von HSN GCaMP5 Fluoreszenz (grün; ΔF/F), mCherry Fluoreszenz (rot; ΔF/F), GCaMP5:mCherry-Fluoreszenz-Verhältnis (schwarz, ΔR/R) und Wurm Geschwindigkeit rund um den Moment der Eisprung (blau). (C) räumliche Organisation der Eiablage und Fortbewegung Verhaltensweisen während der gesamten 10-min-Aufnahme. Die Wurm-Strecke wurde aus den XY-Bühne-Informationen gewonnen, die die Zentroid Position von der HSN gewonnenen mCherry Fluoreszenz Aufnahme hinzugefügt wurde. Das Timing der HSN Transienten (rote Kreise), eierlegende Ereignisse (schwarze Pfeilspitzen), und die Beginn und Ende der Aufnahme (grüne und blaue Diamanten) sind angegeben. Maßstabsleiste beträgt 1 mm. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56911/56911fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

Dieses Protokoll beschreibt den Einsatz von genetisch codierte Ca2 + Reporter Datensatzänderungen in neuronale Aktivität im Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer.

Ratiometrischen Kalzium Imaging einzelner Neuronen im Verhalten Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

ratiometric-calcium-imaging-individual-neurons-behaving

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

11.5K Aufrufe.  University of Miami School of Medicine. Dieses Protokoll beschreibt den Einsatz von genetisch codierte Ca2 + Reporter Datensatzänderungen in neuronale Aktivität im Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer.

Serie: Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Forschung

Neurowissenschaften

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for the targeted expression of genetically encoded calcium sensors. This protocol outlines the use of these sensors for the in vivo imaging of calcium dynamics in targeted cells, specifically the body wall muscles of the worms. By utilizing the co-expression of presynaptic channelrhodopsin, stimulation of acetylcholine release from excitatory motor neurons can be induced using blue light pulses, resulting in muscle depolarization and reproducible changes in cytoplasmic calcium levels. Two worm immobilization techniques are discussed with varying levels of difficulty. Comparison of these techniques demonstrates that both approaches preserve the physiology of the neuromuscular junction and allow for the reproducible quantification of calcium transients. By pairing optogenetics and functional calcium imaging, changes in postsynaptic calcium handling and homeostasis can be evaluated in a variety of mutant backgrounds. Data presented validates both immobilization techniques and specifically examines the roles of the C. elegans sarco(endo)plasmic reticular calcium ATPase and the calcium-activated BK potassium channel in the body wall muscle calcium regulation.

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

This method provides a way to couple optogenetics and genetically encoded calcium sensors to image baseline cytosolic calcium levels and changes in evoked calcium transients in the body wall muscles of the model organism C. elegans.

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Körperwandmuskeln

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for ...

Biochemie

Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the precise molecular steps as well as the activity of specific neurons in multi-functional nuclei of brain areas such as the hypothalamus remain. This problem includes identification of the molecular components involved in the regulation of various neurohormone signal transduction cascades. Elevations of intracellular Ca2+ play an important role in regulating the sensitivity of neurons, both at the level of signal transduction and at synaptic sites.
New tools have emerged to help identify neurons in the myriad of brain neurons by expressing green fluorescent protein (GFP) under the control of a particular promoter. To monitor both spatially and temporally stimulus-induced Ca2+ responses in GFP-tagged neurons, a non-green fluorescent Ca2+ indicator dye needs to be used. In addition, confocal microscopy is a favorite method of imaging individual neurons in tissue slices due to its ability to visualize neurons in distinct planes of depth within the tissue and to limit out-of-focus fluorescence. The ratiometric Ca2+ indicator fura-2 has been used in combination with GFP-tagged neurons1. However, the dye is excited by ultraviolet (UV) light. The cost of the laser and the limited optical penetration depth of UV light hindered its use in many laboratories. Moreover, GFP fluorescence may interfere with the fura-2 signals2. Therefore, we decided to use a red fluorescent Ca2+ indicator dye. The huge Stokes shift of fura-red permits multicolor analysis of the red fluorescence in combination with GFP using a single excitation wavelength. We had previously good results using fura-red in combination with GFP-tagged olfactory neurons3. The protocols for olfactory tissue slices seemed to work equally well in hypothalamic neurons4. Fura-red based Ca2+ imaging was also successfully combined with GFP-tagged pancreatic &beta;-cells and GFP-tagged receptors expressed in HEK cells5,6. A little quirk of fura-red is that its fluorescence intensity at 650 nm decreases once the indicator binds calcium7. Therefore, the fluorescence of resting neurons with low Ca2+ concentration has relatively high intensity. It should be noted, that other red Ca2+-indicator dyes exist or are currently being developed, that might give better or improved results in different neurons and brain areas.

In this protocol, we update recent progress in imaging Ca2+ signals of GFP-tagged neurons in brain tissue slices using a red fluorescent Ca2+ indicator dye.

Imaging Calcium Antworten in GFP-markierten Neuronen des Hypothalamus Maus Hirnschnitten

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the ...

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

In vivo Neuronale Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. Animals cope with these stimuli by modifying their behavior. Understanding the mechanisms underlying such behavioral modification requires quantification of neural activity during the behavior of interest. Here, we report a method for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with nonlocalized vibration of specific frequency, displacement, and duration. This method allows the production of well-controlled, nonlocalized vibration using an acoustic transducer and quantification of evoked calcium responses at single-cell resolution. As a proof of principle, the calcium response of a single interneuron, AVA, during the escape response of C. elegans to vibration is demonstrated. This system will facilitate understanding of neural mechanisms underlying behavioral responses to mechanical stimuli.

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Reported here is a system for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with well-controlled, nonlocalized vibration. This system allows researchers to evoke nonlocalized vibrations with well-controlled properties at nano-scale displacement and to quantify calcium currents during responses of C. elegans to the vibrations.

Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. ...

Verhalten

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

In Vivo Calcium Imaging of Neuronal Ensembles in Networks of Primary Sensory Neurons in Intact Dorsal Root Ganglia

Ca2+ imaging can be used as a proxy for cellular activity, including action potentials and various signaling mechanisms involving Ca2+ entry into the cytoplasm or the release of intracellular Ca2+ stores. Pirt-GCaMP3-based Ca2+ imaging of primary sensory neurons of the dorsal root ganglion (DRG) in mice offers the advantage of simultaneous measurement of a large number of cells. Up to 1,800 neurons can be monitored, allowing neuronal networks and somatosensory processes to be studied as an ensemble in their normal physiological context at a populational level in vivo. The large number of neurons monitored allows the detection of activity patterns that would be challenging to detect using other methods. Stimuli can be applied to the mouse hindpaw, allowing the direct effects of stimuli on the DRG neuron ensemble to be studied. The number of neurons producing Ca2+ transients as well as the amplitude of Ca2+ transients indicates sensitivity to specific sensory modalities. The diameter of neurons provides evidence of activated fiber types (non-noxious mechano vs. noxious pain fibers, A&#946;, A&#948;, and C fibers). Neurons expressing specific receptors can be genetically labeled with td-Tomato and specific Cre recombinases together with Pirt-GCaMP. Therefore, Pirt-GCaMP3 Ca2+ imaging of DRG provides a powerful tool and model for the analysis of specific sensory modalities and neuron subtypes acting as an ensemble at the populational level to study pain, itch, touch, and other somatosensory signals.

In Vivo Calcium Imaging of Neuronal Ensembles in Networks of Primary Sensory Neurons in Intact Dorsal Root Ganglia

This protocol describes the surgical exposure of the dorsal root ganglion (DRG) followed by GCaMP3 (genetically-encoded Ca2+ indicator; Green Fluorescent Protein-Calmodulin-M13 Protein 3) Ca2+ imaging of the neuronal ensembles using Pirt-GCaMP3 mice while applying a variety of stimuli to the ipsilateral hind paw.

Im lebenden Organismus Calcium-Bildgebung neuronaler Ensembles in Netzwerken primärer sensorischer Neurone in intakten dorsalen Wurzelganglien

Ca2+ imaging can be used as a proxy for cellular activity, including action potentials and various signaling mechanisms involving Ca2+ entry into the ...

Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo

Calcium (Ca2+) imaging has been largely used to examine neuronal activity, but it is becoming increasingly clear that subcellular Ca2+ handling is a crucial component of intracellular signaling. The visualization of subcellular Ca2+ dynamics in vivo,&#160;where neurons can be studied in their native, intact circuitry, has proven technically challenging in complex nervous systems. The transparency and relatively simple nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans enable the cell-specific expression and in vivo visualization of fluorescent tags and indicators. Among these are fluorescent indicators that have been modified for use in the cytoplasm as well as various subcellular compartments, such as the mitochondria. This protocol enables non-ratiometric Ca2+ imaging in vivo with a subcellular resolution that permits the analysis of Ca2+ dynamics down to the level of individual dendritic spines and mitochondria. Here, two available genetically encoded indicators with different Ca2+ affinities are used to demonstrate the use of this protocol for measuring relative Ca2+ levels within the cytoplasm or mitochondrial matrix in a single pair of excitatory interneurons (AVA). Together with the genetic manipulations and longitudinal observations possible in C. elegans, this imaging protocol may be useful for answering questions regarding how Ca2+ handling regulates neuronal function and plasticity.

Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo

The current methods describe a non-ratiometric approach for high-resolution, sub-compartmental calcium imaging in vivo in Caenorhabditis elegans using readily available genetically encoded calcium indicators.

Subzelluläre Bildgebung des neuronalen Calcium-Handlings in vivo

Calcium (Ca2+) imaging has been largely used to examine neuronal activity, but it is becoming increasingly clear that subcellular Ca2+ handling is a ...

Calcium Imaging in Individual Neurons Regulating Egg-Laying Behavior in Caenorhabditis elegans

Source: Ravi, B. et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/56911">Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates a technique for calcium imaging in individual neurons of behaving Caenorhabditis elegans using genetically encoded fluorescent reporter proteins. It outlines the steps involved in imaging worm movement and measuring reporter fluorescence ratios from neurons to correlate intracellular calcium levels with neuronal activity and behavioral changes during egg-laying.

Calcium-Bildgebung in einzelnen Neuronen zur Regulierung des Eiablageverhaltens bei Caenorhabditis elegans

1. Strains, Culture Media, and Mounting of Animals

	Grow&#160;C. elegans&#160;worms at 20 &#176;C on standard 60-mm Nematode Growth Medium (NGM) agar ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Imaging and Optical Techniques

Calcium Imaging: A Method to Visualize Neural Activity in Live C. elegans

Source: Turek, M. et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/52742/agarose-microchambers-for-long-term-calcium-imaging-caenorhabditis">Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of&#160;Caenorhabditis elegans.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2015).
This video introduces the concepts behind calcium imaging and includes an example protocol for time-lapse imaging of worms contained in molded agarose wells.

Calcium Imaging: Eine Methode zur Visualisierung der neuronalen Aktivität in lebenden C. elegans

Source: Turek, M. et al. Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of&#160;Caenorhabditis elegans.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2015).
This video ...