Name: transurethral instillation procedure in adult male mouse
Uploaded: 2017-11-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 1 s
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Die Autoren haben kein Bestätigungen.

alle Verfahren mit Tieren, einschließlich der Art und Dauer der Anästhesie sowie postoperative Pflege mit einem Tierarzt besprochen und genehmigt durch die institutionelle Tier Pflege und Nutzung Committee (IACUC) an die angegliederten Institution. In dieser Handschrift wurden alle Verfahren mit 8 bis 15 Wochen alten C57BL/6 männlichen Mäusen durchgeführt und das Protokoll folgt den Tierbetreuung Richtlinien genehmigt durch die IACUC an der University of Colorado.
 1. Vorbereitung der Schläuche Hinweis: um das Inokulum vermitteln, eine Nadel befestigt, Polyethylen (PE) Schläuche ( Abbildung 1A) oder ein kleines Messgerät (&#60; 24 G) Angiocatheter () verwendet werden kann Abbildung 1). Die Verwendung eines Angiocatheter bedarf keinerlei Vorbereitung außer Sterilisation mit 70 % Ethanol (EtOH). Das Inokulum ist die Substanz die eingeflößt/injiziert/in die Harnwege hinterlegt ist. Dies kann mit Bakterien, Viren oder eine chemische Lösung sein. Dies ist vor der Zeit und der Forschungs-Protokoll bereit. Zum Beispiel, wenn Ziel der Studie ist die Bewertung der Auswirkungen von E. Coli-Infektion auf die ableitenden Harnwege, der Forscher müssen bereiten das Inokulum enthalten Bakterien, die in den unteren Harnwegen geimpft/eingeflößt werden können.
<ol><li>Vorbereitung der Nadel an PE-Schlauch angeschlossen ist einfach und besteht aus den folgenden: Wählen Sie die Größe der PE-Schlauch basierend auf das Zielorgan und dem Alter des Tieres. Verwenden Sie für Tiere, die jünger als 12 Wochen, PE-10 Rohre (Außendurchmesser ist 0,024 Zoll und Innendurchmesser 0,011 Zoll). PE-10 Schlauch wird vorgeschlagen, für (1) die primäre Aussaat des Inokulums im vorderen Prostata (AP) und Samenbläschen (SV), oder (2) die primäre Aussaat des Inokulums in der Blase eines Tieres, das jünger als 12 Wochen alt sein. PE-Schlauch mit einem größeren Durchmesser von bis zu Größe PE 50 (Außendurchmesser bis zu 0,038 Zoll und Innendurchmesser bis 0,023 Zoll) eignet sich für die primäre Aussaat des Inokulums in der Blase der älteren Tiere.</li>
	<li>Schnitt ca. 2,5 Zoll PE Schlauch.</li>
	<li>Wählen Sie eine Nadel, die passen die gewählten PE Durchmesser verwendet werden. 27 G Nadel kann in das Lumen der PE-10 Schläuche passen, und 22 G Nadel passt das Lumen der PE-50 Schlauch.
	<ol><li>Bereiten die Nadel vor dem Einsetzen in den PE-Schlauch durch reiben die scharfe Kante der Nadel auf einer handelsüblichen Ölstein ( Abbildung 1A -B) zu langweilig zu machen, oder verwenden Sie ein handelsübliches stumpf Nadel.</li>
	</ol></li> <li>Die stumpfe Nadel ( Abbildung 1) in das Lumen der PE-Schlauch einführen. Verhindern Sie Schäden die Lumen oder Einstieg in eine falsche Lumen durch die Nadel bleibt in der Mitte des Lumen zu gewährleisten. ( Abbildung 1 -E). Wenn das PE-Rohr beim Einsetzen der stumpfe Nadel beschädigt ist, schneiden Sie das beschädigte Ende und starten Sie den Prozess.</li>
	<li>Legen Sie die Nadel aufgesetzt PE-Schlauch in 70 % EtOH für Sterilisation bis seine Verwendung für das Verfahren. Flush, die 70 % EtOH durch die Nadel-PE-Schläuche, das Lumen zu sterilisieren und um sicherzustellen, dass keine Leckage aus PE-Rohren aus ist während des Prozesses der Nadel einsetzen zu beschädigen. Falls es austritt, das Nadel-PE-Rohr verworfen. 
	Hinweis: Die Spitze des PE-Rohres muss vor der Katheterisierung glatt sein. Um Probleme mit der Einführung des PE-Schlauch in die Harnröhre zu vermeiden, empfiehlt es sich, die Spitze der PE-Schlauch unmittelbar vor der Katheterisierung ( Abb. 1F) abgeschnitten. Die empfohlene Mindestlänge des PE-Rohres ist 1,5 Zoll, worunter das Teil rund um die Nadel.</li>
</ol> 2. Katheterisierungsverfahren <ol><li>vor der Induktion der Anästhesie, entleeren die Blase Maus.
	<ol><li>Üben Sie sanften Druck und massage, um den Unterleib der Maus. Diese Manöver führen in der Regel zur spontanen Entleerung. Eine volle Blase kann die Verdünnung oder sofortigen Leckage jeder eingeflößt Inokulum führen. 
		Hinweis: Eine zusätzliche Option, um eine leere Blase in einer Maus zu gewährleisten ist, das Tier Wasser für mindestens 1 Stunde vor Beginn des Verfahrens transurethrale Instillation zu berauben. Wasserentzug durch die Institution als Bestandteil der tierischen Protokoll genehmigt werden.</li>
	</ol></li> <li>Ein Anästhesiegerät mit Isofluran Fluss (2 %) verwenden, um Anästhesie induzieren.
	<ol><li>Sobald das Tier betäubt ist, legen Sie sie auf eine herzliche Wärme-Unterbett und bedecken Sie es mit einem blauen Pad mit seiner Nase innen Nosecone für die Aufrechterhaltung des kontinuierlichen Anästhesie.</li>
		<li>Bestätigen, dass das Tier in Narkose ist, indem das Pedal Reflex (Zehe Prise).</li>
	</ol></li> <li>Nachdem das Pedale Reflex nicht vorhanden ist, fahren Sie durch Zurückziehen der Vorhaut.
	<ol><li>Presse die Schamgegend mit Daumen und Zeigefinger einer Hand ( Figuren 2A und 2 b), und ziehen Sie die Drüsen Penis mit Daumen und Zeigefinger der anderen Hand ( Abbildung 2). Wenn dies korrekt durchgeführt wird, sind die Vorhaut, Eichel und Penis Körper ausgesetzt. ( Abb. 2D und Abbildung 2F). Verwenden Sie keine Zange Drüsen Penis herausziehen, da dies zu Beschädigungen des Gewebes führen wird.</li>
	</ol></li> <li>Die Spitze des Katheters und die Eichel mit sterilen chirurgischen Schmiermittel vor dem Einführen des Katheters zu schmieren. Dies erleichtert die Einfügung des PE-Rohres. 
	Hinweis: Einzeln verpackte Quadraten chirurgische Schmiermittel, anstatt eine große Röhre, werden empfohlen, für jede Nutzung auf sterile Bedingungen zu erhalten.</li>
	<li>Halten Sie die Spitze des Penis mit stumpfen Pinzette vorsichtig und drücken Sie vorsichtig die Eichel um den urethralen Meatus öffnen verursachen.</li>
	<li>Halten Sie die Spritze mit der Nadel aufgesetzt PE-Schläuche oder PE Schläuche selbst und legen Sie die PE-Schlauch durch den urethralen Meatus. 
	Hinweis: Ein Stativ Griff die Spritze mit der Nadel aufgesetzt PE-Schläuche oder PE Schläuche mit dem Daumen, zeige- und Mittelfinger wird empfohlen für die Stabilität. 
	Hinweis: Der Pfad der Katheterisierung sollte wegen der natürlichen Krümmung der Harnröhre, der Eichel und Penis Körper in der erwachsenen männlichen Maus umgeben, wie in Abbildung 3A und 3 b Abbildung gezeigt gebogen werden. Die katheterisierte PE-Schlauch kann Widerstand während der Katheterisierung treffen, daher, es wird empfohlen, den Winkel durch das Rohr nach oben oder unten Hilfe voraus Kippen des PE-Rohr weiter auf das Zielorgan. Bei Bedarf kann das PE-Rohr leicht gedreht werden, um es durch die verschiedenen scharfen Kurven der Harnröhre zu manövrieren zu helfen. Wenn es gibt zu viel Widerstand, der Schlauch wieder gezogen werden sollten und dann wieder mit minimalem Druck. Ziehen das PE-Rohr vollständig und mit mehr Schmierung kann hilfreich sein.</li>
	<li>Instillation des Inokulums ausführen, sobald das PE-Rohr das gewünschte Organ erreicht hat, indem man die Nadel Kolben, um die gewünschte Lautstärke des Inokulums einzuflößen (5-200 µL Volumen wird vorgeschlagen).
	<ol><li>Für Instillation des Inokulums in der Harnblase fördern den PE-Schlauch bis ca. 0,75 Zoll PE Rohr wird eingefügt ( Abbildung 3A). 
		Hinweis: für die Instillation des Inokulums in der AP und SV, im Allgemeinen, the eingefügt Schläuche trifft Widerstand, sobald es den Punkt der Öffnung in die vorderen Prostata erreicht. Durch Einstellung des Winkels durch Kippen des Schlauchs nach oben oder unten, das PE-Rohr wird weiter bis etwa 1 Zoll PE Rohr wurde eingefügt ( Abb. 3 b).</li>
	</ol></li></ol> 3. In Vivo Bildgebung des ableitenden Harnwege und Nieren Hinweis: der Zweck der in-Vivo Bildgebung in diesem Manuskript ist: (1) die räumliche Lokalisation des Inokulums; bestätigen und (2) die Inzidenz des Rückflusses des Inokulums zu bewerten die Nieren. Zu diesem Zweck entweder betäubt oder euthanasierten Maus verwendet werden kann.
<ol><li>Um die ableitenden Harnwege Erwachsener männliche Mäuse zu visualisieren, führen Sie unteren Bauch Mittellinie Laparotomie, die Blase, Prostata und Samenbläschen aussetzen.
	<ol><li>Die Haut in der Mittellinie vom Schambein bis knapp unter dem Xiphoid Prozeß mit einer Schere einzuschneiden.</li>
		<li>Erhöhen die Haut vom Unterhautgewebe.</li>
		<li>Identifizieren die avaskuläre Linea Alba befindet sich in der Mittellinie und dies geben wo befinden sich die Organe der Bauchhöhle einzuschneiden.</li>
		<li>Bestätigen die räumliche Lokalisation von Visualisierung des blauen Farbstoff oder einem anderen geeigneten Tracking Agent.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lee, S., Yang, G., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+urinary+frequency+in+adult+mice.">Prostatic inflammation induces urinary frequency in adult mice.</a> PLoS One. 10 (2), e0116827 (2015).</li><li>Wong, L., Hutson, P. R., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+fibrosis+in+a+mouse+model+of+chronic+bacterial+infection.">Prostatic inflammation induces fibrosis in a mouse model of chronic bacterial infection.</a> PLoS One. 9 (6), e100770 (2014).</li><li>Elkahwaji, J. E., Zhong, W., Hopkins, W. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+bacterial+infection+and+inflammation+incite+reactive+hyperplasia+in+a+mouse+model+of+chronic+prostatitis.">Chronic bacterial infection and inflammation incite reactive hyperplasia in a mouse model of chronic prostatitis.</a> Prostate. 67 (1), 14-21 (2007).</li><li>Boehm, B. J., Colopy, S. A., Jerde, T. J., Loftus, C. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+bacterial+inflammation+of+the+mouse+prostate.">Acute bacterial inflammation of the mouse prostate.</a> Prostate. 72 (3), 307-317 (2012).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+inflammation+of+the+lower+urinary+tract.">Models of inflammation of the lower urinary tract.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 673-682 (2011).</li><li>Thai, K. H., Thathireddy, A., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transurethral+induction+of+mouse+urinary+tract+infection.">Transurethral induction of mouse urinary tract infection.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Boldon, K., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+cystitis+is+accompanied+by+increased+peripheral+thermal+sensitivity+in+mice.">Bacterial cystitis is accompanied by increased peripheral thermal sensitivity in mice.</a> J Urol. 179 (2), 759-763 (2008).</li><li>Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. 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J., Bjorling, D. E., Steinberg, H., Warner, T., Saban, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+mouse+bladder+inflammatory+response+to+E.+coli+lipopolysaccharide.">Determination of mouse bladder inflammatory response to E. coli lipopolysaccharide.</a> Urol Res. 28 (4), 269-273 (2000).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LPS-sensory+peptide+communication+in+experimental+cystitis.">LPS-sensory peptide communication in experimental cystitis.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 282 (2), F202-F210 (2002).</li><li>Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+invasion+augments+epithelial+cytokine+responses+to+Escherichia+coli+through+a+lipopolysaccharide-dependent+mechanism.">Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli through a lipopolysaccharide-dependent mechanism.</a> J Immunol. 166 (2), 1148-1155 (2001).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discriminators+of+mouse+bladder+response+to+intravesical+Bacillus+Calmette-Guerin+(BCG).">Discriminators of mouse bladder response to intravesical Bacillus Calmette-Guerin (BCG).</a> BMC Immunol. 8, 6 (2007).</li><li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+acrolein-induced+cystitis+in+mice.">Acute acrolein-induced cystitis in mice.</a> BJU Int. 99 (6), 1523-1529 (2007).</li><li>Sadler, K. E., Stratton, J. M., Kolber, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Urinary+bladder+distention+evoked+visceromotor+responses+as+a+model+for+bladder+pain+in+mice.">Urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Dieses Manuskript beschreibt ausführlich eine Methode der transurethrale Instillation in erwachsenen männlichen Maus. Differenzielle seeding Hauptbereich erreicht mit PE-Rohre mit unterschiedlichen Durchmessern. PE-50 empfiehlt sich für erfolgreich erreichen der Harnblase Lumen, während Sie einen größeren Durchmesser, die, den PE-10 verwendet wird, um die AP und SV (Abb. 3A-B) zu erreichen. Neben der Wahl der Größe von PE-Rohren und Zielorgan für die Impfung Rolle andere Faktoren wie das Volumen des Inokulums eingeflößt, auch eine in der Endposition und Verteilung der Lösung. Unsere Experimente zeigen, dass transurethrale Instillation von 100 µL blau färben mit entweder PE-10 oder PE-50 löst keine sofortige Rückfluß des Farbstoffes in den Nieren. Jedoch der Rückfluss des Urins in die Nieren kann während der Post-Instillation Zeit passieren und unter Umständen Niereninfektion, wie zuvor in Erwachsenen weiblichen Mäusen8gezeigt wurde. Daher empfiehlt histologische Auswertung der Nieren, das Fehlen von indirekten Kontamination der Nieren von transurethrale arbeiten zu bestätigen.
Es gibt mehrere wichtige wichtige Schritte zu einer erfolgreichen transurethrale Instillation des Inokulums durchführen. Erstens sollte das PE-Rohr von ausreichender Länge sein – mindestens 2,5 Zoll. Dies würde für zusätzliche Anpassungen von der Schlauchlänge bei Bedarf während des Vorbereitungsprozesses Schläuche oder im Anschluss an die transurethrale Instillation Verfahren ermöglichen. Mehrere Versuche und Fehlschläge bei Schritt 9 dieses Protokolls können eine Blockierung der eingefügten Ende des PE-Rohres durch Körperflüssigkeiten verursachen. In diesem Fall sollte die Spitze des PE-Rohres ausgeschnitten werden, um ein klarer Tipp für nachfolgende Versuche haben. Sobald die Spitze des PE-Rohres geschnitten wird, sollte die chirurgische Schmiermittel erneut angewendet werden. Zweitens ein richtigen Griff von der Spritze oder PE Schläuche selbst die Erfolgsquote steigern. Drittens: eine ausreichende Länge des PE-Rohres eingefügt werden soll und die Vorhaut, Eichel und Penis Körper sollte werden starr aufgereiht ohne Griff während des Prozesses der Katheterisierung. Rückfluss des Inokulums kann sonst passieren, wenn der Spritzenkolben geschoben wird.
Bessere Ergebnisse für die transurethrale Instillation Prozedur können eine Folge der Praxis begleitet durch die Vermeidung von Schäden an der Harnröhre und Ziel Orgel während des Verfahrens sein. Leistungsergebnisse können validiert werden, mithilfe von farbigen Farbstoffe oder fluoreszierende Farbstoffe als das Verfahren, um primäre Lokalisation des Inokulums und irgendwelche Anzeichen von Reflux in den Nieren zu bestätigen.

Die transurethrale Instillation Ansatz wird in früheren Studien als eine der Methoden, um Nager Blase Pathologien1,2,3,4 -Modelle zu erstellen und kann zur Auswertung verwendet werden die Wirksamkeit von lokal gelieferten Behandlungen bei Mäusen. Obwohl Tiermodellen können nicht vollständig menschliche Pathologien rekapitulieren, bietet Identifizierung der zugrunde liegenden Mechanismen in tierexperimentellen Studien ein besseres Verständnis für die menschlichen LUT Störungen wie interstitielle Zystitis/Blase Schmerzsyndrom, neurogene Blasenentzündung, autoimmune Blasenentzündung und Prostata Entzündung5.
Die transurethrale Instillation Eingriff auf einem erwachsenen männlichen Maus ist technisch anspruchsvoll als intravesikale Instillation eines Erwachsenen weiblichen Maus6. Die natürlich geschwungene Anatomie der männlichen Harnröhre zusammen mit seinem kleinen Durchmesser machen es technisch schwierig, die transurethrale einführen des Katheters zu erreichen. Daher, eine ausführliche Anleitung für die transurethrale Induktion der Maus urinausscheidende Fläche Infektion6 und LUT Entzündung7,8,9,10,11 , 12 , 13 , 14 , 15 über Katheter Blase eingefügt wurden zuvor für weibliche Mäuse nur skizziert. Dieses Manuskript soll eine schrittweise Beschreibung der Technik für transurethrale Instillation von Stoffen bei männlichen Mäusen, einschließlich video-Clips, Bilder und Illustrationen. Transurethrale Instillation Verfahren in Erwachsener männliche Mäuse mit Variablen durchgeführt werden können inoculates ähnlich wie zuvor beschrieben in der weiblichen Maus7 und fusionierte mit zusätzlichen Techniken wie Elektromyogramm Aufnahmen von visceromotor Reaktionen (VMR)16.

<table><tbody><tr><td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 10</td><td>BD Medical</td><td>63019-004</td><td></td></tr><tr><td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 50</td><td>BD Medical</td><td>63019-048</td><td></td></tr><tr><td>BD Insyte-N Autoguard/ Angiocath</td><td>BD Medical</td><td>311411</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (EtOH)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2818500</td><td></td></tr><tr><td>BD Needle Only 22 Gauge (G) 1 inch</td><td>Becton Dickson</td><td>205155</td><td></td></tr><tr><td>BD Needle Only 27 Gauge (G) 1/2 inch</td><td>Becton Dickson</td><td>305129</td><td></td></tr><tr><td>Luer stub, 22 G X 0.5 in / Blunt Needle</td><td>Instech</td><td>LS22</td><td></td></tr><tr><td>Luer stub, 27 G X 0.5 in / Blunt Needle</td><td>Instech</td><td>LS27</td><td></td></tr><tr><td>6&quot; Long x 2&quot; Wide x 1&quot; Thick, Aluminum Oxide Sharpening Stone / Oil Stone</td><td>Norton</td><td>40204034</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Lubricant Sterile Bacteriostatic Folilpac</td><td>Surgilube</td><td>281020543</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Fluriso</td><td>13985-528-60</td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System</td><td>Kent Scientific</td><td>SS-01</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Forceps, Curved</td><td>vwr</td><td>82027-392</td><td></td></tr><tr><td>BD 1 ml Syringe</td><td>BD Medical</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>India Ink Solution., 0.2% in PBS buffer</td><td>Alfa Aesar</td><td>J61007</td><td></td></tr><tr><td>8~12 weeks old male C57B/6 Mice</td><td>Jackson Lab</td><td>#000664</td><td></td></tr></tbody></table>

transurethral instillation procedure in adult male mouse

Transurethrale Instillation kann verwendet werden, um verschiedene Lösungen mit Wirkstoffen (z. B. Drogen, Chemikalien, Bakterien und Viren) lokal in der Harnblase zu induzieren Tiermodellen der Blase Pathologien oder bewerten liefern die Wirksamkeit der intravesikale Therapien. Die meisten Nager-Modelle der unteren Harnwege (LUT) Pathologien induziert werden bei weiblichen Mäusen aufgrund der intravesikale Instillation von Stoffen über die weibliche Harnröhre zu erleichtern. Jedoch aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen der weiblichen und männlichen LUT, transurethrale Instillation in einer männlichen Maus wurde als ein anspruchsvolles Verfahren, und nicht vorher beschrieben. In diesem Manuskript bieten wir eine detaillierte Beschreibung des wie Polyethylen (PE) Schläuche für spätere Einfügung in die Harnröhre einer männlichen Maus vorzubereiten. Darüber hinaus diskutieren wir die ideale Arten von PE-Rohren in Abhängigkeit vom gewünschten Ort der Impfung verwendet werden. Darüber hinaus beschreiben wir Punkt für Punkt wie ein Tier für eine erfolgreiche transurethrale Instillation, Verletzungen der Harnröhre zu vermeiden und sorgen für die Bereitstellung der Lösung an die gewünschte Stelle vorzubereiten. Das Verfahren ist eingeleitet durch Zurückziehen der Vorhaut und die Eichel, die Eröffnung des urethralen Meatus verfügbar zu machen. Als nächstes werden die Eichel durch stumpfe-Brech Zange um den Penis und das PE-Rohr zu stabilisieren erfasst. Das PE-Rohr wird zuerst in der urethralen Meatus parallel zum tierischen Körper eingefügt, dann seine Winkel wird durch Kippen des Katheters zu manövrieren, um die natürliche Krümmung der Harnröhre folgen eingestellt. Diese Technik kann verwendet werden, um induzierte murinen Modelle der Blase Pathologien und/oder Bewertung der Wirksamkeit der intravesikale Therapien bei männlichen Mäusen.

Transurethrale Instillation von blauen Farbstoff über PE 50 Schlauch führte Instillation des Farbstoffs in der Harnblase (Abb. 4A) und via PE 10 Schläuche in Einfärbung des SV und der AP (Abbildung 4 b). Um festzustellen, ob der durchgeführten transurethrale Instillation eine sofortige Rückfluß des Inokulums zu den Nieren oder nicht bewirkt, beobachtet die Niere und Harnleiter gefolgt von Instillation von 100 µL der blauen Farbstoff und Fluoreszenzfarbstoff (Abbildung 4A-B). Keiner der das Instillation Verfahren mit zwei verschiedenen Größen von PE Rohren und zwei verschiedenen Farbstoffen führte Einfärbung der Harnleiter oder Nieren.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig1.jpg"> 
Abbildung 1: 22 G Nadel Vorbereitung zum Einfügen in Polyethylen (PE) Schläuche 50. Die spitzen Nadel (A) ist die scharfen Kanten (C) stumpf geschliffen gegen einem Ölstein (B). Sobald die Nadel stumpf ist, wird die Nadel in das Lumen der das PE-Rohr (D) eingefügt und erweiterte über die Nadel mit einer feinen Pinzette (E). Der Schlauch wird dann bis ca. 1,5 Zoll (F) geschnitten. 24 G Angiocath (G) kann auch verwendet werden. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56663/56663fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Männlichen Maus Vorhaut bedeckt die Eichel und urethraler Meatus (A), mit leichten Traktion der Vorhaut die Eichel kann ausgesetzt (B) und mit leichten Traktion der Eichel (C), lassen sich die gesamte Vorhaut zurückgezogen (D), so ermöglicht einfachen Zugang zu den urethralen Meatus und der Harnröhre. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56663/56663fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig3.jpg"> 
Abbildung 3: Abbildungen der unteren Harnwege Organe; Harnblase, der Prostata und der Samenblase (SV) transurethrale Instillation mit PE 50 Schlauch (A) und PE-10 Rohre (B) für die primäre Aussaat der Harnblase und der SV/anterior Prostata bzw. zeigen. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56663/56663fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig4.jpg"> 
Abbildung 4: Bilder der oberen und unteren Harnwege Organe; Nieren, Harnblase, Prostata und Samenblase (SV) nach transurethrale Instillation mit PE 50 Schlauch (A) und PE-10 Rohre (B). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56663/56663fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethrale Instillation ist eine anspruchsvolle Verfahren und nicht gut in der Literatur beschrieben. Dieses Manuskript soll eine Technik für transurethrale einführen eines Katheters für intravesikale Lieferung von Flüssigkeiten mit Wirkstoffen in der urinausscheidenden Blase und/oder Prostata bei erwachsenen männlichen Mäusen zu beschreiben.

Transurethrale Instillation Verfahren bei erwachsenen männlichen Maus

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

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Serie: Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Transurethrale Induktion von Maus Harnwegsinfekt

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Maus Blasenwand Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Medizin

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Urinausscheidende Fläche Infektion in eine kleine Tiermodell: transurethrale Katheterisierung von männlichen und weiblichen Mäusen

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, due to increasing microbial resistance, the efficacy of the most used antibiotics has declined. To find alternative treatment options, there is a great need for a better understanding of the UTI pathogenesis and the mechanisms that determine UTI susceptibility. In order to investigate this in an animal model, a reproducible, non-invasive assay to study the course of UTI is indispensable.
For years, the gold standard for the enumeration of bacterial load has been the determination of Colony Forming Units (CFU) for a particular sample volume. This technique requires post-mortem organ homogenates and serial dilutions, limiting data output and reproducibility. As an alternative, bioluminescence imaging (BLI) is gaining popularity to determine the bacterial load. Labeling pathogens with a lux operon allow for the sensitive detection and quantification in a non-invasive manner, thereby enabling longitudinal follow-up. So far, the adoption of BLI in UTI research remains limited.
This manuscript describes the practical implementation of BLI in a mouse urinary tract infection model. Here, a step-by-step guide for culturing bacteria, intravesical instillation and imaging is provided. The in vivo correlation with CFU is examined and a proof-of-concept is provided by comparing the bacterial load of untreated infected animals with antibiotic-treated animals. Furthermore, the advantages, limitations, and considerations specific to the implementation of BLI in an in vivo UTI model are discussed. The implementation of BLI in the UTI research field will greatly facilitate research on the pathogenesis of UTI and the discovery of new ways to prevent and treat UTI.

This manuscript describes the intravesical administration of uropathogenic bacteria with a lux operon to induce a urinary tract infection in mice and subsequent longitudinal in vivo analysis of the bacterial load using bioluminescence imaging.

Longitudinale Nachsorge von Harnwegsinfektionen und deren Behandlung bei Mäusen mittels Biolumineszenz-Bildgebung

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, ...

Ultrasonography of the Adult Male Urinary Tract for Urinary Functional Testing

The incidence of clinical benign prostatic hyperplasia (BPH) and lower urinary tract symptoms (LUTS) is increasing due to the aging population, resulting in a significant economic and quality of life burden. Transgenic and other mouse models have been developed to recreate various aspects of this multifactorial disease; however, methods to accurately quantitate urinary dysfunction and the effectiveness of new therapeutic options are lacking. Here, we describe a method that can be used to measure bladder volume and detrusor wall thickness, urinary velocity, void volume and void duration, and urethral diameter. This would allow for the evaluation of disease progression and treatment efficacy over time. Mice were anesthetized with isoflurane, and the bladder was visualized by ultrasound. For non-contrast imaging, a 3D image was taken of the bladder to calculate volume and evaluate shape; the bladder wall thickness was measured from this image. For contrast-enhanced imaging, a catheter was placed through the dome of the bladder using a 27-gauge needle connected to a syringe by PE50 tubing. A bolus of 0.5 mL of contrast was infused into the bladder until a urination event occurred. Urethral diameter was determined at the point of the Doppler velocity sample window during the first voiding event. Velocity was measured for each subsequent event yielding a flow rate. In conclusion, high frequency ultrasound proved to be an effective method for assessing bladder and urethral measurements during urinary function in mice. This technique may be useful in the assessment of novel therapies for BPH/LUTS in an experimental setting.

We describe the use of high frequency ultrasound with contrast imaging as a method to measure bladder volume, bladder wall thickness, urine velocity, void volume, void duration, and urethral diameter. This strategy can be used to assess voiding dysfunction and treatment efficacy in various mouse models of lower urinary tract dysfunction (LUTD).

Ultrasonographie des adulten männlichen Harntraktes für Harnfunktionstests

The incidence of clinical benign prostatic hyperplasia (BPH) and lower urinary tract symptoms (LUTS) is increasing due to the aging population, resulting ...

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms of human diseases such as cancer. Transgenic and conditional knockout mice have been frequently used for gene overexpression or ablation in specific tissues or cell types in vivo. However, generating germline mouse models can be time-consuming and costly. Recent advancements in gene editing technologies and the feasibility of delivering DNA plasmids by viral infection have enabled rapid generation of non-germline autochthonous mouse cancer models for several organs. The bladder is an organ that has been difficult for viral vectors to access, due to the presence of a glycosaminoglycan layer covering the urothelium. Here, we describe a novel method developed in lab for efficient delivery of DNA plasmids into the mouse bladder urothelium in vivo. Through intravesical instillation of pCAG-GFP DNA plasmid and electroporation of surgically exposed bladder, we show that the DNA plasmid can be delivered specifically into the bladder urothelial cells for transient expression. Our method provides a fast and convenient way for overexpression and knockdown of genes in the mouse bladder, and can be applied to building GEMMs of bladder cancer and other urological diseases.

We describe a novel method for the delivery of DNA plasmid into the urothelial cells of mouse bladder in vivo through urethra catheterization and electroporation. It offers a fast and convenient way for generating autochthonous mouse models of bladder diseases.

Neuartige Methode der Transport der Plasmid-DNA zu Maus Blase Urothel durch Elektroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

Biologie

Modeling Orthotopic Bladder Tumor in Mouse Model: A Procedure for Intravesical Administration of Cancer Cells into Murine Bladder

Source: Tham, S. M. et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/55078" target="_blank">A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe the intravesical procedure of delivering cancer cells into the bladder of a mouse model. This procedure helps generate an orthotopic bladder tumor model that can be used to develop therapeutic strategies.

Modellierung eines orthotopen Blasentumors im Mausmodell: Ein Verfahren zur intravesikalen Verabreichung von Krebszellen in die Blase von Mäusen

Source: Tham, S. M. et al. A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2017)
In this video, we describe ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Krebsforschung

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Urine Depletion and Bladder Rinsing in Mouse Model: A Catheter-based Procedure to Empty and Wash Murine Urinary Bladder

Source: Yu, C. et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/57649" target="_blank">Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we describe a catheter-based procedure to empty and rinse the urinary bladder of a mouse model. The prepped mouse can then be used for further experimental procedures.

Harnmangel und Blasenspülung im Mausmodell: Ein katheterbasiertes Verfahren zur Entleerung und Reinigung der murinen Harnblase

Source: Yu, C. et al. Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we describe ...

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Transurethrale Katheterisierung und bakterielle Inokulation zur Erstellung eines Harnwegsinfektionsmodells bei männlichen Mäusen

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.