R.b. wurde von Searle Scholars Program, w. Smith Foundation (C1404) und der Marsch des Dimes Foundation (1-FY-15-344) unterstützt. Bag nimmt zur Kenntnis, Unterstützung von NIH R01GM110174 und NIH R01AI118891, Zuschüsse sowie DOD BC123187P1 zu gewähren. R.W.-T. von NIH Ausbildung Grant T32GM008216 unterstützt wurde.

1. Kultur und den Ausbau der mESCs Hinweis: embryonale Stammzellen der Maus sind leicht zu Kultur und für die große Zahl erforderlich durch biochemische Experimente dank ihrer schnellen Fahrzeit schnell erweitert werden kann. Gesunde mESCs verdoppeln jeden 12 h.
<ol><li>Expand-mESCs auf die gewünschte Anzahl auf gelierenden Platten in mESC Medium (siehe unten) in einer Gewebekultur Inkubator bei 37 ° C, 5 % CO 2, gehalten und &#62; 95 % Luftfeuchte. 
	Hinweis: Genug Platten sollte bereit sein, für 3-5 biologischen Wiederholungen für die + 4SU Probe und Kontrolle - 4SU. Eine 10-cm-Platte (d.h. 5 Millionen Zellen) ist mehr als ausreichend für jede biologische replizieren.</li>
	<li>Das Medium für mESCs setzt sich zusammen aus Dulbecco &#39; s geändert Eagle &#39; s Medium (DMEM) ergänzt mit 15 % fetalen bovine Serum (FBS), 2 mM L-Glutamin, 0,5 x Penicillin/Streptomycin, 1 X nicht-essentiellen Aminosäuren, 100 µM Beta-Mercaptoethanol, 1.000 U /mL Leukämie hemmenden Faktor (LIF), 3 µM CHIR99021, 1 µM PD0325901.</li>
	<li>Vor mESCs Passagierung, bereiten die gewünschte Anzahl von Platten 10 cm.
	<ol><li>Fügen Sie 4 mL 0,1 % Gelatine in Wasser dafür sorgen, dass die gesamte Oberfläche der Platte bedeckt ist; 10 min bei Raumtemperatur (RT) inkubieren; entfernen Gelatinelösung.</li>
	</ol></li> <li>Passage Zellen, wenn sie 10 Millionen Zellen pro Platte, in der Regel ~ 48 h nach Impfung erreicht. 
	Hinweis: Wenn mESCs in dichten Kolonien wachsen, Platten nie darf 100 % Konfluenz zu erreichen, wie für Zell-Linien beobachtet, die in Monolayer (z.B. HEK293 oder 3 t 3 Zellen) wachsen. Eine mESC Platte sollte passagiert werden, wenn ca. 50 % konfluierende und auf jeden Fall vor dem Medium gelb wird.
	<ol><li>Zellen, trennen waschen Platten mit dichten mESC Kulturen einmal in 1 x Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit 2 mM EDTA, ergänzt dann hinzufügen 0,05 % Trypsin in DMEM aufgelöst und Platte in Inkubator für 5 min zurück (37 ° C, 5 % CO 2, und &#62; 95 % (feuchte).</li>
		<li>Platte aus Inkubator und Zellen in gleicher Lautstärke von DMEM durch Pipettieren nach oben und unten kräftig mehrmals Aufschwemmen.</li>
		<li>Zählen Zellen unter Verwendung von Hemocytometer und sorgen dafür, dass Zellen eine einzellige Suspension bilden (d. h. keine Cluster), anschließend Zentrifugieren Zelle Mischung 500 X g für 5 min bei Raumtemperatur. Entfernen Sie überstand und Aufschwemmen Zelle Pellet in 1-2 mL DMEM.</li>
		<li>Zellen bei einer Dichte von 10.000 Zellen/cm 2 mESC Medium (d.h. ~ 800.000 Zellen pro 10 cm Platte) zu impfen mit der Gelatine-beschichteten Platten in Schritt 1.3.1 vorbereitet.</li>
	</ol></li></ol> 2. Crosslink Protein &#8211; RNA-Interaktionen in Zellen Leben Hinweis: RNS-Protein-Vernetzung ist vermittelt durch die Foto-aktivierbare Ribonucleoside analoge 4-Thiouridine (4SU). 4SU hat eine längere Absorption Maximum als endogene Nukleotide werden und kann nur in RNA; Mittelstufe-Wellenlänge UVB ist deshalb zu selektiv Crosslink RNA, Proteine 25 , 26 einsetzbar. UVB-Behandlung von 4SU-behandelten Zellen führt zu kovalenten Querverbindungen zwischen 4SU enthaltende RNA und Aminosäuren, mit einer gemeldeten Vorliebe für Tyr, Trp, Met, Lys und Cys 27.
<ol><li>Expand-mESCs auf die gewünschte Anzahl der 10-cm-Platten wie beschrieben in Schritt 1. 
	Hinweis: Genug Platten sollte bereit sein, für 3-5 biologischen Wiederholungen für die + 4SU Probe und Kontrolle - 4SU. Eine 10-cm-Platte (d.h. 5 Millionen Zellen) ist ausreichend für jede biologische replizieren.</li>
	<li>Bevor die Platten Konfluenz erreichen, fügen Sie 4SU direkt in Medium, eine Endkonzentration von 500 µM. verlassen - 4SU Kontrolle Geschirr unbehandelt.</li>
	<li>Shake Platten sanft um die 4SU homogen in das Medium zu verteilen. Zurück in den gleichen Gewebekultur-Inkubator für 2 h (37 ° C, 5 % CO 2, und &#62; 95 % Luftfeuchtigkeit).</li>
	<li>Platten auf einem Eiskübel übertragen und verwerfen Medium.</li>
	<li>Spülen die Platte vorsichtig mit 5 mL eiskaltem PBS. 
	Hinweis: Spülen Sie sanft oder Zellen trennen könnte.</li>
	<li>Fügen Sie 2 mL eiskaltem PBS und Ort Platten ohne Deckel in einem Vernetzer mit UVB-emittierenden Leuchtmitteln ausgestattet (312 nm). Bestrahlen Platten bei einer Energie von 1 J/cm 2. 
	Hinweis: Es ist wichtig, dass Kunststoff-Deckel entfernt werden oder sie schützen die Zellen vor UV-Licht und Vernetzung zu verhindern.</li>
	<li>Zellen unter Verwendung von Zelle Heber zu sammeln und übertragen auf eiskaltem PBS in konischen Rohren. Zentrifuge bei 2.000 x g für 5 min, 4 ° c</li>
	<li>Entfernen den Überstand und Aufschwemmen Zelle Pellet in 5 mL eiskaltem PBS mit 2 mM EDTA und 0,2 mM Phenylmethylsulfonyl Fluorid (PMSF).</li>
	<li>Graf Zellen unter Verwendung einer Hemocytometer. Erwarten Sie 5-10 und 10 Millionen Zellen von 10 cm und 15 cm Platten bzw..</li>
	<li>-Zentrifuge bei 2.000 x g für 5 min, 4 ° c 
	Hinweis: Gebeizte Zellen sofort einsetzbar für Schritt 3 oder Blitz in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei-80 ° C auf unbestimmte Zeit gespeichert werden. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial.</li>
</ol> 3. Isolierung der Kerne Hinweis: Kerne sind isolierte zytoplasmatischen Proteine zu entfernen und Abdeckung von nuklearen Proteinen zu erhöhen. Dieser Schritt kann mit anderen Formen der zellulären Fraktionierung RBPs in verschiedenen zellulären Kompartimenten studieren ersetzt werden.
<ol><li>Bereiten Sie eiskalt Puffern einen (10 mM Tris-HCl pH 7,9, 4 ° C, 1,5 mM MgCl 2, 10 mM KCl). Verwenden Sie mindestens 2,5 mL pro 10 Millionen Zellen (wie in Schritt 2,9 gezählt) für die Extraktion. 
	Hinweis: Bestände des Puffers A (z. B. eine 500 mL Flasche) können im Voraus vorbereitet und bei 4 ° C für 6 Monate gespeichert.
	<ol><li>Vor dem Einsatz 0,5 mM Dithiothreitol (DTT) und 0,2 mM PMSF auf den gewünschten Wert (2,5 mL pro 10 Millionen Zellen) der eiskalten Puffer A. hinzufügen</li>
	</ol></li> <li>Zellen mit 2 mL Puffer A pro 10 Millionen Zellen zu waschen. Mit 2.500 x g für 5 min bei 4 ° c drehen,</li>
	<li>Verwerfen überstand hinzufügen Puffer A mit 0,2 % nichtionische, nicht Denaturierung Reinigungsmittel, wie Octyl-phen--Polyethoxy-Ethanol ergänzt (siehe die Tabelle der Materialien), 500 µL pro 10 Millionen Zellen. Für 5 min bei 4 ° c drehen</li>
	<li>Zentrifuge bei 2.500 x g für 5 min.</li>
	<li>Entfernen des Überstands, das Pellet umfasst intakt Kerne frei von Zytoplasma. 
	Hinweis: Kerne können sofort verwendet für Schritt 4 oder Blitz in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei-80 ° C gelagert auf unbestimmte Zeit. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial.</li>
</ol> 4. Lyse der Kerne Hinweis: vernetzte Kerne sind in einem mass Spectrometry-kompatible Puffer, Proteinen und Protein-RNA-komplexe freizugeben lysiert.
<ol><li>Add Lyse Puffer (9 M Harnstoff, 100 mM Tris-HCl pH 8.0, 24 ° C), 200 µL pro 10 Millionen Zellen. Um mit einem 1/8 Chromatin Scheren beschallen &#34; Sonde bei 50 % Amplitude Einstellung für 5-10 s</li>
	<li>Spin bei 12.000 x g für 5 min und sammeln 175 µL überstand das Pellet zu vermeiden. 
	Hinweis: 100 µL wird für die nächsten Schritte der RBR-ID verwendet werden und die restlichen 75 µL lysate bei-80 ° C für spätere Verwendung und/oder western-Blot Analyse gespeichert werden können.</li>
	<li>Maßnahme Proteinkonzentration via Bradford-Test oder ähnliche Technik 28. Proteinkonzentration in den verschiedenen Proben bis 1 mg/mL oder die niedrigsten Probenkonzentration mit entsprechenden Mengen von Lyse Puffer verdünnen. 
	Hinweis: Aus den Kernen der 10 Millionen mESCs erwarten 100-200 µg Protein.</li>
</ol> 5. Trypsin-Verdauung Hinweis: Proteine sind verdaut Peptide s generierenUitable für Bottom-Up-Massenspektrometrie (MS) Analyse.
<ol><li>Fügen Sie DVB-t-Lösung für nukleare lysate (5 mM letzte); für 1 h bei RT inkubieren</li>
	<li>Iodoacetamide aus frischer Vorrat (14 mM final) hinzufügen; 30 min bei RT im Dunkeln inkubieren.</li>
	<li>Verdünnt mit 5 Mal Volumen von 50 mM NH 4 HCO 3 lysate</li>
	<li>Hinzufügen Trypsin (µg Protein: Trypsin µg = 200:1); über Nacht bei 37 ° C inkubieren.</li>
</ol> 6. Entsalzung von Peptiden <ol><li>bereiten Sie ein maßgeschneidertes Bühne Tipp pro Probe.
	<ol><li>6.1.1. Legen Sie eine CD der Festphase Extraktionsgut C18 in den unteren Teil einer Pipettenspitze 200 µL.</li>
		<li>Fügen Sie 50 µL Oligo R3 umgekehrt Phase Harz auf C18-Festplatte. Platzieren Sie Bühne Spitze innen Zentrifugation Adapter und der Ort Spitze mit Adapter in einem 1,5 mL Microfuge Rohr.</li>
		<li>Hinzufügen 100 µL 100 % Acetonitril, Tipps zu waschen. Zentrifuge bei 1000 X g für 1 min um das Lösungsmittel zu entfernen.</li>
		<li>Äquilibriert mit 50 µL 0.1 % Trifluoroacetic Säure (TFA). Zentrifuge bei 1000 X g für 1 min.</li>
	</ol></li> <li>100 % Ameisensäure hinzufügen verdauten Protein Probe zu verringern Sie den pH-Wert auf ca. 2-3. 
	Hinweis: Dies sollte ~ 5 µL pro 1 mL der verdünnten Peptid Probe erfordern, aber pH-Wert gemessen und mehr Ameisensäure Säure hinzugefügt werden sollte ggf..</li>
	<li>Last Probe auf maßgeschneiderte Bühne Tipp, Zentrifuge bei 1000 X g für 1 min bis alle Probe durch die Spitze geht.</li>
	<li>Waschen gebunden Peptide mit 50 µL 0.1 % TFA. Zentrifuge bei 1000 X g für 1 min.</li>
	<li>Peptide durch Zugabe von 50 µL Elution Buffer eluieren (75 % Acetonitril, 0,025 % TFA) Bühne Tipp und Zentrifuge bei 1000 X g für 1 min der Elution Buffer aus der Spitze zwingen.</li>
	<li>Trocknen Sie die Probe mit einem Vakuum Zentrifuge gesetzt bei 150 X g und 1-3 kPa für 1 h 
	Hinweis: Getrocknete Peptide können bei-80 ° C auf unbestimmte Zeit gespeichert werden. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial.</li>
</ol> 7. Entfernung von querverbunden RNA Hinweis: Behandlung von Peptiden mit Nuklease querverbunden RNA entfernen.
<ol><li>Aufschwemmen das Pellet in 50 µL 2 x Nuklease Puffer (100 mM NH 4 HCO 3, 4 mM MgCl 2).</li>
	<li>Maßnahme Peptid-Konzentration mit Absorption bei 280 nm vorausgesetzt, 1 mg/mL von Peptiden für eine A-280 von 1. 
	Hinweis: Die erwartete Konzentration beträgt 1 mg/mL.</li>
	<li>Passen Sie alle Proben um 1 mg/mL oder die niedrigste Konzentration mit 2 x Nuklease Puffer.</li>
	<li>Bereiten Sie einen master-Mix von 50 µL H 2 O + 1 µL hochreine Nuklease (&#8805; 250 U) (siehe die Tabelle der Materialien) pro Probe.</li>
	<li>50 µL Peptid Probe nehmen und fügen Sie 50 µL H 2 O + Nuklease master Mix.</li>
	<li>Inkubation bei 37 ° C für 1 h zur Massenspektrometrie durchführen gehen. 
	Hinweis: Die Peptide sind nun bereit für die Massenspektrometrie. Sie können sofort analysiert oder auf unbestimmte Zeit bei-80 ° C gelagert werden. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial.</li>
</ol> 8. Nano Flüssigchromatographie, Mass Spectrometry und Rohdatenverarbeitung Hinweis: da 4SU-Vernetzung die Masse des Peptids ändert, deren Ionen zählen nicht in Richtung der Intensität des Peptids unvernetzten während LC-MS/MS, Daher scheint die durch die Vernetzung verringert werden. Der Grad und die Konsistenz von diesem Rückgang spiegelt den Grad der Protein-RNA-Vernetzung für jedes Peptid 24.
<ol><li>Bereiten HPLC puffert wie folgt: 0,1 % Ameisensäure in HPLC-Grade Wasser (Puffer A); 0,1 % Ameisensäure in Acetonitril HPLC-Grade (Puffer B).</li>
	<li>Wenn ein Nano-HPLC vorhanden ist, schließen Sie eine Nano-Spalte mit den folgenden Spezifikationen: Innendurchmesser 75 µm; mit C18-AQ Partikel; verpackt Länge 20-25 cm. 
	Hinweis: Wenn der HPLC erhältlich bei höheren Strömungsgeschwindigkeiten ausgeführt wird, verwenden Sie eine ordnungsgemäße Spaltengröße für die angegebenen Volumenstrom. Höherer Durchfluss Chromatographie verringert Empfindlichkeit.</li>
	<li>Programm der HPLC-Methode wie folgt: Flow Rate 250-300 nL/min, Steigung von 2 bis 28 % Puffer B in 120 min, 28 bis 80 % B für die nächsten 5 min und isokratischen 80 % B für 10 min. 
	Hinweis: Wenn der HPLC keine automatisierte Spalte Gleichgewichtherstellung vorherige Probenbeladung haben, starten Sie das Programm mit 10 min bei 0 % B vor dem Einlegen der Probenmaterials.</li>
	<li>Programm der MS Erwerbsmethode datenabhängiges Erwerb (DDA) als standard Schrotflinte Proteomics Experimente durchführen. Das Tastverhältnis Instrument sollte vollständige MS-Scans mit Tandem MS Scans (oder MS/MS) der intensivsten Signale wechseln. Verwenden Sie die optimalen Einstellungen für Proteomics MS läuft. 
	Hinweis: Für zuversichtlich Ergebnisse Scannen verwenden Instrumente, die mindestens die vollständige MS durchführen können im Modus "hohe Auflösung" (z.B. Orbitrap, Time-of-Flight). Für genaue Quantifizierung, stellen sicher, dass die Intervalle zwischen den vollständige MS-Scans sind nicht mehr als 3 S. längere Arbeitszyklen genaue Definition der extrahierten Ion Chromatogramme verhindern könnte.</li>
	<li>Laden 1-2 µg der Probe auf der HPLC-Säule und die HPLC-MS/MS-Methode ausführen, wie programmiert. Für jede biologische replizieren führen Sie mindestens zwei unabhängigen Läufe und behandeln sie als technische Wiederholungen.</li>
	<li>Nach MS, importieren Sie die raw-Dateien in ein Proteomik-Software-Paket für MS/MS Spektren Identifizierung und Quantifizierung der Peptid über extrahierten Ionenchromatographie. Wir empfehlen Software-Pakete, die chromatographische Ausrichtung mehrerer ausführen kann MS ausgeführt wird (siehe die Tabelle der Materialien) 29 , 30.</li>
	<li>Wenn die Option in der Softwaresuite verfügbar ist, aktivieren Sie &#34; Match zwischen läuft &#34; vor Beginn der Datenverarbeitung.</li>
	<li>Sobald die Analyse abgeschlossen ist, exportieren Sie die Peptid-Liste zusammen mit den Werten der Quantifizierung.</li>
</ol>

<ol>
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M., Nagai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+human+U1+snRNP,+a+small+nuclear+ribonucleoprotein+particle,+reveals+the+mechanism+of+5'+splice+site+recognition.">Crystal structure of human U1 snRNP, a small nuclear ribonucleoprotein particle, reveals the mechanism of 5' splice site recognition.</a> Elife. 4, (2015).</li><li>Hafner, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PAR-CliP--a+method+to+identify+transcriptome-wide+the+binding+sites+of+RNA+binding+proteins.">PAR-CliP--a method to identify transcriptome-wide the binding sites of RNA binding proteins.</a> J Vis Exp. (41), (2010).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Wir beschreiben ein detaillierte experimentelle Protokoll ausführen RBR-ID in mESCs und mit entsprechenden Modifikationen in eine beliebige Zelle, die 4SU in RNA integrieren können. Andere Zelltypen erfordern Optimierung des Konzepts für ein ausreichendes Signal Rauschabstand zu gewährleisten. Darüber hinaus während des Protokolls hierin konzentriert sich auf die Prüfung der nuklearen RBPs beschrieben, sollte die RBR-ID-Technologie leicht verschiedenen zellulären Kompartimenten wie dem Zytosol oder spezifische Organellen durch Verwendung von verschiedenen Fraktionierung angepasst Strategien. Parameter, die Optimierung erfordern umfassen 4SU Konzentration und Eingliederung sowie die Energie des UV-Vernetzung. Diese Parameter sind wichtig für effiziente Bildung von RNA-Protein Querverbindungen zu gewährleisten und eine zufriedenstellende Signal Rauschabstand ergeben. Wir haben gezeigt, dass 312 nm UVB-Licht viel effizienter Vernetzung 4SU-haltigen RNAs an Proteine im Vergleich zu den 365 nm UVA in der Regel in PAR-CLIP32verwendet. Direkter Vergleich der RBR-ID ausgeführt mit 312 nm und 365 nm gezeigt, dass 312 nm UVB bei der Identifizierung von einem wesentlich höheren Anteil des bekannten RBPs24 führte.
Zwei weitere Methoden stehen Proteom-weite RBP Identifikation durchführen. Einer, genannt RBDmap, ist ähnlich wie bei RBR-ID in es nutzt UV-Vernetzung und MS. RBDmap wurde verwendet, um RBPs zu identifizieren und ordnen Sie ihre RNA-bindende Aktivitäten in HeLa Zellen23. Diese Methode stützt sich auf positive Identifizierung von Peptiden angrenzend an die RNA-Bindungsstellen und stützt sich auf zwei sequentielle Oligo-dT Pulldown-Menüs, was darauf hindeutet, dass es möglicherweise eine niedrigerere false-positive-Rate als RBR-ID. Die Pulldown-Menüs können jedoch nur die Identifizierung von RBPs, die an PolyA + RNA binden und erfordern große Mengen an input-Material, bis zu 10 - 100 Mal mehr als RBR-ID. RBR-ID kann mit so wenig wie 5 µg Protein pro biologische replizieren (~ 2 µg pro technische replizieren), durchgeführt werden, die aus so wenig wie 250.000 Zellen gesammelt werden können.
Die zweite Methode, genannt SONAR, stützt sich auf Data-Mining der großen Protein-Protein Interaktion Datenbanken, Proteine zu erkennen, die häufig zusammen mit bekannten RBPs reinigen und deren Interaktion mit diesen RBPs könnte daher durch RNA18vermittelt werden. Diese clevere Vorgehensweise ist sehr leistungsfähig und ermöglicht die Identifikation von Roman RBPs ohne jede nasse Laborversuch, sofern geeignete Datenbanken vorhanden sind; aber es kann nicht erkennen, die Interaktion-Sites und ist daher ergänzenden aber keine alternative RBR-ID
Zusammenfassend lässt sich sagen kann unsere RBR-ID Technik Roman RBPs zu identifizieren und ihre RBRs mit begrenzten Eingabesample Mengen und ohne jede biochemische Reinigung der Protein-RNA-vernetzt-komplexe abbilden. Die Technik macht keine Annahme über die Art der RNA durch die identifizierten RBPs gebunden und daher können die RNA bindende Aktivität von Proteinen, die binden, um nicht-Polyadenylated, viele davon forensisches sind, was darauf hindeutet, dass RBR-ID eine nützliche Technik studieren erweisen zuordnen der regulatorische Aufgaben der nichtkodierende RNAs.

Der RBR-ID-Methode soll neuen RNA-bindende Proteine (RBPs) zu identifizieren und ordnen Sie ihre RNA-bindende Regionen (RBRs) mit Peptid-Ebene Auflösung ermöglichen die Gestaltung von RNA-bindende Mutanten und die Untersuchung der biologischen und biochemischen Funktionen von Protein-RNA-Interaktionen.
RNA ist einzigartig unter den Biomolekülen, denn es kann sowohl fungieren als ein Bote die genetischen Informationen und auch in komplexe dreidimensionale Strukturen mit biochemischen Funktionen eher derjenigen Proteine1,2Falten. Eine wachsende Zahl von Beweisen zufolge forensisches RNAs (NcRNAs) spielen eine wichtige Rolle in verschiedenen gen Regulierungs- und epigenetische Wege3,4,5 , und in der Regel werden diese regulatorischen Funktionen im Konzert vermittelt mit Proteinen, die speziell mit einem bestimmten RNA interagieren. Von besonderer Bedeutung wurde eine Reihe von interagierenden Proteine für die intensiv studierte lange NcRNA (LncRNA) Xist, wertvolle Einblicke in wie diese LncRNA X-Chromosom Inaktivierung in weiblichen Zellen6,7 vermittelt kürzlich identifiziert. ,8. Bemerkenswert ist, könnte mehrere dieser Xist-Interaktion Proteine enthalten keine kanonischen RNA-bindende Domänen9, und daher ihre RNA-bindende Aktivität nicht vorhergesagt in Silico basierend auf ihre primäre Sequenz allein. Wenn man bedenkt, dass Tausende von LncRNAs in einer bestimmten Zelle10ausgedrückt werden, ist es vernünftig anzunehmen, dass viele von ihnen über Interaktionen mit handeln könnte, doch sein RNA-bindende Proteine (RBPs) entdeckt. Eine experimentelle Strategie, um diese neuartige RBPs identifizieren würde daher die Aufgabe die biologische Funktion von NcRNAs sezieren erheblich erleichtern.
Frühere Versuche, RBPs empirisch ermitteln Vertrauen auf PolyA + RNA Auswahl gekoppelt mit Massenspektrometrie (MS)11,12,13,14,15. Obwohl diese Experimente viele Proteine in die Liste der vermeintlichen RBPs hinzugefügt, könnte sie standardmäßig nur Proteine gebunden, Polyadenylated Abschriften erkennen. Die meisten kleinen RNAs und viele LncRNAs sind jedoch nicht Polyadenylated. 16 , 17 und ihre interagierenden Proteine hätte wahrscheinlich in diesen Experimenten verpasst worden. Eine aktuelle Studie angewendet Computerlernen Proteinprotein Interaktom-Datenbanken, um Proteine zu identifizieren, die gemeinsam mit mehreren bekannten RBPs gereinigt und zeigte, dass diese wiederkehrende RBP-Partner eher RNA-bindende Aktivitäten18zu besitzen. Doch dieser Ansatz stützt sich auf Bergbau große Interaktion Datenbanken und erkennen nur Proteine, die Co gereinigten nicht denaturierenden Bedingungen mit bekannten RBPs, also ohne aus der Analyse unlöslich, Membran eingebettet und knapp sein kann Proteine.
Die Identifizierung eines Proteins als Bona Fide RBP oft nicht automatisch Informationen zur biologischen und/oder biochemische Funktion der Protein-RNA-Interaktion Ausbeute. Um diesen Punkt zu begegnen, ist es in der Regel wünschenswert, die Domäne und Aminosäure Proteinreste an der Interaktion Beteiligten zu identifizieren, so dass bestimmte Mutanten gestaltet werden können, testen Sie die Funktion des RNA-bindende im Zusammenhang mit jeder Roman RBP19, 20. frühere Bemühungen von unserer Fraktion und anderen haben zum rekombinantes Proteinfragmente und Löschung Mutanten RNA bindenden Regionen (RBRs)19,20,21,22; identifizieren solche Ansätze sind jedoch arbeitsintensiv und unvereinbar mit Hochdurchsatz-Analysen. Vor kurzem beschrieben eine Studie eine experimentelle Strategie zur RNA-bindende Aktivitäten in einer Hochdurchsatz-Mode mit Massenspektrometrie23Karte; jedoch dieser Ansatz stützte sich auf eine doppelte PolyA + RNA-Auswahl, und so trug die gleichen Einschränkungen wie die RBP Identifikation Ansätze beschrieben.
Wir entwickelten eine Technik, genannt RNA bindenden Region Identifikation (RBR-ID), die Protein-RNA-Photocrosslinking und quantitative Massenspektrometrie, Proteine und Eiweiß Regionen mit RNA in lebenden Zellen ohne Interaktion identifizieren nutzt Annahme auf der RNA Polyadenylation Status, also auch RBPs verpflichtet PolyA-RNAs24. Darüber hinaus diese Methode stützt sich ausschließlich auf Vernetzung und hat keine Anforderungen an Protein Löslichkeit oder Zugänglichkeit und eignet sich somit zur RNA-bindende Aktivitäten innerhalb von Membranen (z.B. die Kernhülle) oder schwerlösliche Fächer (Karte z.B. die Kernmatrix). Wir beschreiben die experimentellen Schritte ausführen RBR-ID für die Kerne der embryonalen Stammzellen der Maus (mESCs) sollte mit geringfügigen Änderungen dieses Protokolls jedoch geeignet für eine Vielzahl von Zelltypen, vorausgesetzt, dass sie effizient 4SU aus der Kultur integrieren können Medium.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>KnockOut DMEM</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>10829018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum, qualified, US origin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine solution 200 mM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0781</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM Non-essential Amino Acid Solution (100&#215;)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M7145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M3148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ESGRO Leukemia Inhibitory Factor (LIF)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>ESG1106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CHIR99021</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>4423</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD0325901</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>PZ0162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin solution,2% in water</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G1393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-thiouridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T4509</td>
			<td>50 mM stock in water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrolinker XL-1500</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11-992-90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenylmethanesulfonyl fluoride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>78830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGEPAL CO-630</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>542334</td>
			<td>Commercial form of octyl-phenoxy-polyethoxy-ethanol detergent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodoacetamide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I6125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin, sequencing grade</td>
			<td>Promega</td>
			<td>V5111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Empore solid phase extraction disk</td>
			<td>3M</td>
			<td>66883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OLIGO R3 Reversed - Phase Resin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>1133903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzonase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E8263</td>
			<td>High purity nuclease</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonic Dismembrator Model 100</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>discontinued</td>
			<td>updated with FB505110</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HPLC grade acetonitrile</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>A955-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HPLC grade water</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>W6 4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TFA</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A11650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A6141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>49199</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0507</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ReproSil-Pur 18-AQ</td>
			<td>Dr. Maisch GmbH HPLC</td>
			<td>r13.aq.0003</td>
			<td>Packing material for HPLC column</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary for nano columns (75 &#181;m)</td>
			<td>Molex</td>
			<td>1068150017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MaxQuant software</td>
			<td>Max Planck Institute for Biochemistry</td>
			<td></td>
			<td>Can perform chromatographic alignment of multiple MS runs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sample preparation for mass spectrometry-based identification of rna-binding regions

Forensisches RNAs spielen eine wichtige Rolle in mehreren nukleare Prozesse, einschließlich der Regulierung der Genexpression, Chromatinstruktur und DNA-Reparatur. In den meisten Fällen ist die Wirkung von nichtcodierender RNA durch Proteine vermittelt, deren Funktionen durch diese Interaktionen mit nichtcodierender RNA wiederum reguliert werden. Einklang mit diesem, eine wachsende Zahl von Proteinen, die in atomaren Funktionen berichtet wurde RNA binden und in einigen Fällen die RNA-bindende Regionen dieser Proteine haben kartiert, oft durch mühsame, Kandidaten-basierte Methoden.
Hier berichten wir über ein detailliertes Protokoll, eine Hochdurchsatz-, Proteom-weite unvoreingenommene Identifizierung der RNA-bindende Proteine und RNA-bindende Regionen durchzuführen. Die Methode stützt sich auf die Aufnahme von einem photoreaktiven Uridin analog in die zelluläre RNA, gefolgt von UV-vermittelten Protein-RNA-Vernetzung und Massenspektrometrie analysiert RNA-vernetzt-Peptide in das Proteom zu offenbaren. Obwohl wir die embryonalen Stammzellen der Maus beschrieben, sollte das Protokoll eine Vielzahl von kultivierten Zellen leicht angepasst.

Abbildung 1 zeigt die RBR-ID-Workflow. Aufgrund der relativ geringen Vernetzungseffizienz dieser Technik ist es sehr wichtig, die Erschöpfung Ebene und die Konsistenz des beobachteten Effekts (P -Wert) biologischer Replikate zu beachten. Abbildung 2 zeigt ein Vulkan-Grundstück von RBR-ID Ergebnis. Peptide, die RNA Anerkennung Motiv (RRM) Domäne überlappt zeigen sehr konsistent Erschöpfung. RRM Domänen können als Positivkontrolle für RBR-ID Analyse verwendet werden.
RBR-ID kann verwendet werden, um RBRs in lebenden Zellen zuzuordnen. Ein RBR-ID errechnet kann für jedes Peptid, RNA-bindende Potenzial zu schätzen: RBR-ID-Score = - log2(normalisierte + 4SU Intensität/normalisiert-4SU Intensität) x (Log10(P -Wert))2. Abbildung 3 zeigt eine Heatmap RBR-ID Partituren projiziert auf der Oberfläche des Spliceosomal Untereinheit U1 - 70 k. Die leuchtende rote Farbe im Bereich der RNA-Kontakt, zeigt wie aus der Kristallstruktur ermittelt korrekte Identifizierung der Protein-RNA-Interaktion.
Bei der Identifizierung von Roman RBPs und ihre RBRs ist es dringend empfohlen, dass ihre RNA-bindende Aktivität durch eine unabhängige Methode bestätigt werden. In unserem vorherigen Studie24wir TET2 als einen Roman RBP identifiziert und die RNA-bindende Aktivität auf einer C-terminalen Region abgebildet, wie in Abbildung 4A dargestellt durch Auftragen der RBR-ID Partitur entlang der primären Sequenz des Proteins. Abbildung 4 b zeigt, dass die Voraussetzung für diesen Roman RBR konnte überprüft werden, indem Sie durchführen PAR-CLIP26 mit der WT-Sequenz und vergleichen das Signal, dass eine Mutante fehlt die vorhergesagten RBR. Zusätzliche Kontrolle und detailliertere Beschreibung des Experimentes Validierung stehen in He Et al. 201624.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56004/56004fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Übersicht der RBR-ID. Maus-WSR mit 4SU behandelt werden, oder nicht (1-2) und bestrahlt mit 312 nm UV (3). Kerne sind isoliert (4) und Extrakte mit Protease und Nuklease nachgeben vernetzt und Uncrosslinked Peptide (5) verdaut. Kovalente RNA Addukte bei Crosslink Websites verändern die Peptid-Masse, führt zu einem entsprechenden Rückgang der Intensität der das Uncrosslinked Peptid Massenspektrum (6, Pfeil). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56004/56004fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56004/56004fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Proteom-weite RBR-ID in mESCs. Vulkan Grundstücke zeigt Log-Fach Änderungen im Peptid Intensitäten auf der x-Achse und der Student t-test P -Werte auf der y-Achse ± 4SU Behandlungen (312 nm). Peptide, die überlappende kommentierter RRM Domänen sind blau. Eine RNA-bindende Peptid aus HNRNPC ist rot hervorgehoben. Zuvor veröffentlicht in He Et Al. 201624. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56004/56004fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56004/56004fig3.jpg"> 
Abbildung 3: RBR-ID ordnet die Seiten von Protein-RNA-Interaktionen. Vergrößerten Regionen der Kristallstruktur von U1 SnRNP (PDB ID: 4PJO31) zeigt Protein Oberflächen farblich nach ihren RBR-ID-Score und Interaktion RNAs für U1 - 70 K. Zuvor veröffentlicht in He Et Al. 201624. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56004/56004fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56004/56004fig4.jpg"> 
Abbildung 4: Validierung von RBR von TET2. (A) primäre Sequenz und bekannten Domains für TET2; geglättete Rückstandsgehalt RBR-ID Partitur geplottet entlang der primären Sequenz (Mitte); und Regelung der katalytische Domäne Epitop-markierte Fragment (CD) und RBR gelöscht (CDΔRBR) Konstrukte verwendet für die Validierung (unten). (B) PAR-CLIP der vorübergehend zum Ausdruck gebrachten TET2 CD und ΔCDΔRBR in HEK293 Zellen. Autoradiographie für 32P-Label RNA (oben) und Kontrolle-western-Blot (unten). Zuvor veröffentlicht in He Et Al. 201624. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56004/56004fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Sample Preparation for Mass Spectrometry-based Identification of RNA-binding Regions

Wir beschreiben ein Protokoll zur RNA-bindende Proteine und RNA-bindende Regionen in lebenden Zellen mit UV-vermittelten Photocrosslinking und Massenspektrometrie.

Probenvorbereitung für Masse Spektrometrie-basierte Identifikation der RNA-bindende Regionen

Noncoding RNAs play important roles in several nuclear processes, including regulating gene expression, chromatin structure, and DNA repair. In most ...

sample-preparation-for-mass-spectrometry-based-identification-rna

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

8.0K Aufrufe.  University of Pennsylvania Perelman School of Medicine. Wir beschreiben ein Protokoll zur RNA-bindende Proteine und RNA-bindende Regionen in lebenden Zellen mit UV-vermittelten Photocrosslinking und Massenspektrometrie.

Serie: Sample Preparation for Mass Spectrometry-based Identification of RNA-binding Regions

A Tandem Liquid Chromatography&#8211;Mass Spectrometry-based Approach for Metabolite Analysis of Staphylococcus aureus

In an effort to thwart bacterial pathogens, hosts often limit the availability of nutrients at the site of infection. This limitation can alter the abundances of key metabolites to which regulatory factors respond, adjusting cellular metabolism. In recent years, a number of proteins and RNA have emerged as important regulators of virulence gene expression. For example, the CodY protein responds to levels of branched-chain amino acids and GTP and is widely conserved in low G+C Gram-positive bacteria. As a global regulator in Staphylococcus aureus, CodY controls the expression of dozens of virulence and metabolic genes. We hypothesize that S. aureus uses CodY, in part, to alter its metabolic state in an effort to adapt to nutrient-limiting conditions potentially encountered in the host environment. This manuscript describes a method for extracting and analyzing metabolites from S. aureus using liquid chromatography coupled with mass spectrometry, a protocol that was developed to test this hypothesis. The method also highlights best practices that will ensure rigor and reproducibility, such as maintaining biological steady state and constant aeration without the use of continuous chemostat cultures. Relative to the USA200 methicillin-susceptible S. aureus isolate UAMS-1 parental strain, the isogenic codY mutant exhibited significant increases in amino acids derived from aspartate (e.g., threonine and isoleucine) and decreases in their precursors (e.g., aspartate and O-acetylhomoserine). These findings correlate well with transcriptional data obtained with RNA-seq analysis: genes in these pathways were up-regulated between 10- and 800-fold in the codY null mutant. Coupling global analyses of the transcriptome and the metabolome can reveal how bacteria alter their metabolism when faced with environmental or nutritional stress, providing potential insight into the physiological changes associated with nutrient depletion experienced during infection. Such discoveries may pave the way for the development of novel anti-infectives and therapeutics.

Here we describe a protocol for the extraction of metabolites from Staphylococcus aureus and their subsequent analysis via liquid chromatography and mass spectrometry.

Ein Tandem-Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie-basierter Ansatz zur Analyse von Metabolit<em&gt; Staphylococcus aureus</em

In an effort to thwart bacterial pathogens, hosts often limit the availability of nutrients at the site of infection. This limitation can alter the ...

Forschung

Biochemie

Capture and Identification of RNA-binding Proteins by Using Click Chemistry-assisted RNA-interactome Capture (CARIC) Strategy

A comprehensive identification of RNA-binding proteins (RBPs) is key to understanding the posttranscriptional regulatory network in cells. A widely used strategy for RBP capture exploits the polyadenylation [poly(A)] of target RNAs, which mostly occurs on eukaryotic mature mRNAs, leaving most binding proteins of non-poly(A) RNAs unidentified. Here we describe the detailed procedures of a recently reported method termed click chemistry-assisted RNA-interactome capture (CARIC), which enables the transcriptome-wide capture of both poly(A) and non-poly(A) RBPs by combining the metabolic labeling of RNAs, in vivo UV cross-linking, and bioorthogonal tagging.

Capture and Identification of RNA-binding Proteins by Using Click Chemistry-assisted RNA-interactome Capture CARIC Strategy

A detailed protocol for applying the click chemistry-assisted RNA-interactome capture (CARIC) strategy to identify proteins binding to both coding and noncoding RNAs is presented.

Erfassung und Identifizierung von RNA-bindende Proteine mit Click-Chemie-gestützte RNA-Interaktom erfassen (CARIC) Strategie

A comprehensive identification of RNA-binding proteins (RBPs) is key to understanding the posttranscriptional regulatory network in cells. A widely used ...

Identification of Functional Protein Regions Through Chimeric Protein Construction

The goal of this protocol encompasses the design of chimeric proteins in which distinct regions of a protein are replaced by their corresponding sequences in a structurally similar protein, in order to determine the functional importance of these regions. Such chimeras are generated by means of a nested PCR protocol using overlapping DNA fragments and adequately designed primers, followed by their expression within a mammalian system to ensure native secondary structure and post-translational modifications. 
The functional role of a distinct region is then indicated by a loss of activity of the chimera in an appropriate readout assay. In consequence, regions harboring a set of critical amino acids are identified, which can be further screened by complementary techniques (e.g. site-directed mutagenesis) to increase molecular resolution. Although limited to cases in which a structurally related protein with differing functions can be found, chimeric proteins have been successfully employed to identify critical binding regions in proteins such as cytokines and cytokine receptors. This method is particularly suitable in cases in which the protein's functional regions are not well defined, and constitutes a valuable first step in directed evolution approaches to narrow down the regions of interest and reduce the screening effort involved.

Structurally related proteins frequently exert distinct biological functions. The exchange of equivalent regions of these proteins in order to create chimeric proteins constitutes an innovative approach to identify critical protein regions that are responsible for their functional divergence.

Festlegung der funktionellen Protein Regionen durch chimäres Protein Aufbau

The goal of this protocol encompasses the design of chimeric proteins in which distinct regions of a protein are replaced by their corresponding sequences ...

Nitropeptide Profiling and Identification Illustrated by Angiotensin II

Protein nitration is one of the most important post-translational modifications (PTM) on tyrosine residues and it can be induced by chemical actions of reactive oxygen species (ROS) and reactive nitrogen species (RNS) in eukaryotic cells. Precise identification of nitration sites on proteins is crucial for understanding the physiological and pathological processes related to protein nitration, such as inflammation, aging, and cancer. Since the nitrated proteins are of low abundance in cells even under induced conditions, no universal and efficient methods have been developed for the profiling and identification of protein nitration sites. Here we describe a protocol for nitropeptide enrichment by using a chemical reduction reaction and biotin labeling, followed by high resolution mass spectrometry. In our method, nitropeptide derivatives can be identified with high accuracy. Our method exhibits two advantages compared to the previously reported methods. First, dimethyl labeling is used to block the primary amine on nitropeptides, which can be used to generate quantitative results. Second, a disulfide bond containing NHS-biotin reagent is used for the enrichment, which can be further reduced and alkylated to enhance the detection signal on a mass spectrometer. This protocol has been successfully applied to the model peptide Angiotensin II in the current paper.

Proteomic profiling of tyrosine-nitrated proteins has been a challenging technique due to the low abundance of the 3-nitrotyrosine modification. Here we describe a novel approach for nitropeptide enrichment and profiling by using Angiotensin II as the model. This method can be extended for other in vitro or in vivo systems.

Nitropeptid Profilierung und Identifikation illustriert von Angiotensin II

Protein nitration is one of the most important post-translational modifications (PTM) on tyrosine residues and it can be induced by chemical actions of ...

A Plasma Sample Preparation for Mass Spectrometry using an Automated Workstation

Sample preparation for mass spectrometry analysis in proteomics requires enzymatic cleavage of proteins into a peptide mixture. This process involves numerous incubation and liquid transfer steps in order to achieve denaturation, reduction, alkylation, and cleavage. Adapting this workflow onto an automated workstation can increase efficiency and reduce coefficients of variance, thereby providing more reliable data for statistical comparisons between sample types. We previously described an automated proteomic sample preparation workflow1. Here, we report the development of a more efficient and better controlled workflow with the following advantages: 1) The number of liquid transfer steps is reduced from nine to six by combining reagents; 2) Pipetting time is reduced by selective tip pipetting using a 96-position pipetting head with multiple channels; 3) Potential throughput is increased by the availability of up to 45 deck positions; 4) Complete enclosure of the system provides improved temperature and environmental control and reduces the potential for contamination of samples or reagents; and 5) The addition of stable isotope labeled peptides, as well as &#946;-galactosidase protein, to each sample makes monitoring and quality control possible throughout the entire process. These hardware and process improvements provide good reproducibility and improve intra-assay and inter-assay precision (CV of less than 20%) for LC-MS based protein and peptide quantification. The entire workflow for digesting 96 samples in a 96-well plate can be completed in approximately 5 hours.

Here, we present an automated plasma protein digestion method for mass spectrometry-based quantitative proteomic analysis. In this protocol, the liquid transferring and incubation steps for protein denaturation, reduction, alkylation, and trypsin digestion reactions are streamlined and automated. It takes approximately five hours to prepare a 96-well plate with desired precision.

Eine Plasma-Probenvorbereitung für die Massenspektrometrie mit einer automatisierten Workstation

Sample preparation for mass spectrometry analysis in proteomics requires enzymatic cleavage of proteins into a peptide mixture. This process involves ...

Sample Preparation for Probe Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Mass spectrometry (MS) is a powerful tool in analytical chemistry because it provides very accurate information about molecules, such as mass-to-charge ratios (m/z), which are useful to deduce molecular weights and structures. While it is essentially a destructive analytical method, recent advancements in the ambient ionization technique have enabled us to acquire data while leaving tissue in a relatively intact state in terms of integrity. Probe electrospray ionization (PESI) is a so-called direct method because it does not require complex and time-consuming pretreatment of samples. A fine needle serves as a sample picker, as well as an ionization emitter. Based on the very sharp and fine property of the probe tip, destruction of the samples is minimal, allowing us to acquire the real-time molecular information from living things in situ. Herein, we introduce three applications of PESI-MS technique that will be useful for biomedical research and development. One involves the application to solid tissue, which is the basic application of this technique for the medical diagnosis. As this technique requires only 10 mg of the sample, it may be very useful in the routine clinical settings. The second application is for in vitro medical diagnostics where human blood serum is measured. The ability to measure fluid samples is also valuable in various biological experiments where a sufficient volume of sample for conventional analytical techniques cannot be provided. The third application leans toward the direct application of probe needles in living animals, where we can obtain real-time dynamics of metabolites or drugs in specific organs. In each application, we can infer the molecules that have been detected by MS or use artificial intelligence to obtain a medical diagnosis.

This article introduces sample preparation methods for a unique real-time analytical method based on the ambient mass spectrometry. This method lets us perform real-time analysis of the biological molecules in vivo without any special pretreatments.

Probenvorbereitung für Probe Elektrospray-Ionen-Massenspektrometrie

Mass spectrometry (MS) is a powerful tool in analytical chemistry because it provides very accurate information about molecules, such as mass-to-charge ...

Untargeted Liquid Chromatography-Mass Spectrometry-Based Metabolomics Analysis of Wheat Grain

Understanding the interactions between genes, the environment and management in agricultural practice could allow more accurate prediction and management of product yield and quality. Metabolomics data provides a read-out of these interactions at a given moment in time and is informative of an organism&#39;s biochemical status. Further, individual metabolites or panels of metabolites can be used as precise biomarkers for yield and quality prediction and management. The plant metabolome is predicted to contain thousands of small molecules with varied physicochemical properties that provide an opportunity for a biochemical insight into physiological traits and biomarker discovery. To exploit this, a key aim for metabolomics researchers is to capture as much of the physicochemical diversity as possible within a single analysis. Here we present a liquid chromatography-mass spectrometry-based untargeted metabolomics method for the analysis of field-grown wheat grain. The method uses the liquid chromatograph quaternary solvent manager to introduce a third mobile phase and combines a traditional reversed-phase gradient with a lipid-amenable gradient. Grain preparation, metabolite extraction, instrumental analysis and data processing workflows are described in detail. Good mass accuracy and signal reproducibility were observed, and the method yielded approximately 500 biologically relevant features per ionization mode. Further, significantly different metabolite and lipid feature signals between wheat varieties were determined.

A method for the untargeted analysis of wheat grain metabolites and lipids is presented. The protocol includes an acetonitrile metabolite extraction method and reversed phase liquid chromatography-mass spectrometry methodology, with acquisition in positive and negative electrospray ionization modes.

Ungezielte Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie-basierte Metabolomik-Analyse von Weizengetreide

Understanding the interactions between genes, the environment and management in agricultural practice could allow more accurate prediction and management ...

TMT Sample Preparation for Proteomics Facility Submission and Subsequent Data Analysis

Proteomic technologies are powerful methodologies that can aid our understanding of mechanisms of action in biological systems by providing a global view of the impact of a disease, treatment, or other condition on the proteome as a whole. This report provides a detailed protocol for the extraction, quantification, precipitation, digestion, labeling, and subsequent data analysis of protein samples. Our optimized TMT labeling protocol requires a lower tag-label concentration and achieves consistently reliable data. We have used this protocol to evaluate protein expression profiles in a variety of mouse tissues (i.e., heart, skeletal muscle, and brain) as well as cells cultured in vitro. In addition, we demonstrate how to evaluate thousands of proteins from the resulting dataset.

We present an optimized tandem mass tag (TMT) labeling protocol that includes detailed information for each of the following steps: protein extraction, quantification, precipitation, digestion, labeling, submission to a proteomics facility, and data analyses.

TMT-Beispielvorbereitung für proteomics Facility Submission und nachfolgende Datenanalyse

Proteomic technologies are powerful methodologies that can aid our understanding of mechanisms of action in biological systems by providing a global view ...

A Mass Spectrometry-Based Proteomics Approach for Global and High-Confidence Protein R-Methylation Analysis

Protein Arginine (R)-methylation is a widespread protein post-translational modification (PTM) involved in the regulation of several cellular pathways, including RNA processing, signal transduction, DNA damage response, miRNA biogenesis, and translation.
In recent years, thanks to biochemical and analytical developments, mass spectrometry (MS)-based proteomics has emerged as the most effective strategy to characterize the cellular methyl-proteome with single-site resolution. However, identifying and profiling in vivo protein R-methylation by MS remains challenging and error-prone, mainly due to the substoichiometric nature of this modification and the presence of various amino acid substitutions and chemical methyl-esterification of acidic residues that are isobaric to methylation. Thus, enrichment methods to enhance the identification of R-methyl-peptides and orthogonal validation strategies to reduce False Discovery Rates (FDR) in methyl-proteomics studies are required.
Here, a protocol specifically designed for high-confidence R-methyl-peptides identification and quantitation from cellular samples is described, which couples metabolic labeling of cells with heavy isotope-encoded Methionine (hmSILAC) and dual protease in-solution digestion of whole cell extract, followed by off-line High-pH Reversed Phase (HpH-RP) chromatography fractionation and affinity enrichment of R-methyl-peptides using anti-pan-R-methyl antibodies. Upon high-resolution MS analysis, raw data are first processed with the MaxQuant software package and the results are then analyzed by hmSEEKER, a software designed for the in-depth search of MS peak pairs corresponding to light and heavy methyl-peptide within the MaxQuant output files.

Protein Arginine (R)-methylation is a wide-spread post-translational modification regulating multiple biological pathways. Mass spectrometry is the best technology to globally profile the R-methyl-proteome, when coupled to biochemical approaches for modified peptide enrichment. The workflow designed for the high confidence identification of global R-methylation in human cells is described here.

Ein massenspektrometrie-basierter Proteomik-Ansatz für die globale und hochzuverlässige Protein-R-Methylierungsanalyse

Protein Arginine (R)-methylation is a widespread protein post-translational modification (PTM) involved in the regulation of several cellular pathways, ...

Preparation of High-Temperature Sample Grids for Cryo-EM

The sample grids for cryo-electron microscopy (cryo-EM) experiments are usually prepared at a temperature optimal for the storage of biological samples, mostly at 4 &#176;C and occasionally at room temperature. Recently, we discovered that the protein structure solved at low temperature may not be functionally relevant, particularly for proteins from thermophilic archaea. A procedure was developed to prepare protein samples at higher temperatures (up to 70 &#176;C) for cryo-EM analysis. We showed that the structures from samples prepared at higher temperatures are functionally relevant and temperature dependent. Here we describe a detailed protocol for preparing sample grids at high temperature, using 55 &#176;C as an example. The experiment made use of a vitrification apparatus modified using an additional centrifuge tube, and samples were incubated at 55 &#176;C. The detailed procedures were fine-tuned to minimize vapor condensation and obtain a thin layer of ice on the grid. Examples of successful and unsuccessful experiments are provided.

This paper provides a detailed protocol for preparing sample grids at temperatures as high as 70 &#176;C, prior to plunge freezing for cryo-EM experiments.

Vorbereitung von Hochtemperatur-Probengittern für Kryo-EM

The sample grids for cryo-electron microscopy (cryo-EM) experiments are usually prepared at a temperature optimal for the storage of biological samples, ...