Die Autoren erkennen an, die finanzielle Unterstützung der School of Dental Medicine an der University of Pittsburgh, die National Institutes of Health Award K01 AR062598 und die Gewährung von P30 DE030740. Die Autoren danken auch Dr. Jin Zhang für die ICUE1 Plasmid, Wayne Rasband für ImageJ und Michael Cammer für die ImageJ Makro zu entwickeln.

The authors have no conflicts to declare.

Diese Arbeit zeigt, wie FRET-Bildgebung verwendet werden können zelluläre Signal in 3D Hydrogele zu analysieren. Während frühere Studien FRET - Bildgebung von Zellen auf Substraten Hydrogels 35-37, von extrazellulären Wechselwirkungen mit Hydrogele 38 und von Molekülen gefangen in Hydrogelen 39-41, ist dies die erste Veröffentlichung FRET Bildgebung basierend intrazellulärem Analyse von Zellen ausgesät gezeigt haben innerhalb eingebettet zu beschreiben 3D Hydrogelen. Die Arbeit löst mehrere Probleme Implementierung bei FRET-Bildgebung von 2D auf 3D zu übersetzen. Zunächst werden mit hoher numerischer Apertur Ziele für FRET-Bildgebung benötigt eine ausreichende Emissionssignal zu sammeln, aber sie begrenzen die Tiefe des Feldes. Die hier Zellen dürfen leicht absetzen durch Zentrifugieren der Anzahl von Zellen in einer Brennebene in der Nähe der Glas dies zu kompensieren zu erhöhen. Zweitens 3D Hydrogels Gerüste während der Bildgebung über das Sichtfeld, die Analyse erschwert driften kann. Die Hydrogele sind hier an den cov gebundenerslip so daß sie bleiben während des gesamten Versuchs festgelegt. Drittens Auswahl geeigneter Hydrogelzusammensetzungen für 3D FRET ist wesentlich, weil Hydrogele Sichtbarmachung der Zellen behindern. Hier transparente Hydrogele von PC-Gel und TR-Gel verwendet. Jedoch Sammeln der Zellen mit Zentrifugation in eine Brennebene in der Nähe des Deckglas kann auf Bildzellen in Hydrogele mit einem höheren hängt diffraction.The Wahl des Hydrogels auf die Mikroumgebung Bedingungen verwendet werden , die simuliert werden müssen, was in einer Bewertung auf Hydrogelen zu finden sind 42 . Viertens ist eine alternative Berechnung hier für das FRET - Verhältnis der einzelnen Kette ICUE1 Sonde (dh E QE = QE / CAEM) verwendet , um die Anzahl der Bildkanäle für die Analyse zu minimieren und dadurch Photobleaching minimieren. Die durchschnittliche FRET-Verhältnis pro Zelle wird als Mittelwert der Verhältnisse pro Pixel in einer Zelle Unterschätzung des tatsächlichen FRET-Verhältnis zu minimieren, berechnet. Schließlich wird eine lineare ratiometrisch Analyse und MittelZur Berechnung der aktivierten Fraktion von einkettigen binären Sonden beschrieben. Es gibt einige kritische Aspekte der erfolgreichen FRET Durchführung von Experimenten unter Verwendung von Weitfeldmikroskopie. In Bezug auf die Hardware, muss die Kamera empfindlich genug sein, kleine Signaländerungen zu lösen, so dass neuere wissenschaftliche CMOS-Kameras und Elektronenvervielfachungs CCDs besser geeignet als herkömmliche CCDs. Um am besten die räumliche Verteilung des FRET-Verhältnis zu analysieren, die Kamera auf mindestens besitzen muss zweimal die räumliche Auflösung der Punktbildfunktion des Objektivs (Nyquist-Kriterium). Dies macht Dual-View-Systeme weniger geeignet für die Aufgabe. Entscheidender ist es, eine angemessene Belichtung und Bildaufnahmerate für das gegebene FRET-Paar auszuwählen, um Photobleichens der Fluorophore zu minimieren. Eine verringerte Erfassungsrate wird als Versuchsdauer erhöht empfohlen. Die Verwendung von schnellen Filterräder erhöht Erfassungsrate und die Anzahl der FOVs zur Analyse während vermeidening die Bildregistrierung Probleme mit Dual-View und Revolver Filterwürfel. Die inhomogene Beleuchtungsfeld erschwert Korrektur für die Hintergrundfluoreszenz, die von der Probenautofluoreszenz und Kamerasystem Lärm entsteht. Einige Hydrogele, insbesondere solche kollagenen Proteine ​​enthalten , sind 43,44 hoch autofluoreszierenden. Die FRET-Verhältnisse werden ohne Hintergrundkorrektur unterschätzt. Hier beschäftigen wir einen einfachen Hintergrund - Korrekturverfahren, die auf dem relativ flachen Beleuchtungsfeld stützt , die oft mit Epi-Fluoreszenz - Beleuchtung über der Mitte des Bildes (3B, Schritt 7.2) konfiguriert werden können. Diese Methode schränkt daher Zellen von Interesse für die in diesem Beleuchtungsfeld. Die Hintergrundkorrektur hier beschrieben berücksichtigt nicht zelluläre Autofluoreszenz in den Wellenlängen für die binäre Sonde lesen. In einem solchen Fall unmarkierter Zellen (keine Sonde Transfektion) sollte subtrahiert unter den gleichen Bedingungen und Hintergrund abgebildet werden. A mix von markierten und unmarkierten Zellen können verwendet werden und die nicht markierten Zellen für den Hintergrund ROI ausgewählt. Alternative Methoden, die für die Zellanalyse über das gesamte Bildfeld liefern, schließen die Verwendung eines Abschattungsmaske, mehrere Hintergrund ROIs oder identische Proben ohne Zellen und ein Protokoll ist auf Anfrage erhältlich. Spezifisch für 3D - FRET - Bildgebung ist Sondenantwort sehr empfindlich auf die Hydrogel - Durchlässigkeit für den Analyten (Abbildung 6). Daher sind die gleichen Hydrogels Regionen sind über experimentelle Behandlungen verglichen, vorzugsweise an einem Punkt, der Geometrie Symmetrie wie in der Nähe der Gerüstmitte wie hier verwendet. Alternativ mikrofluidischen Kammern / Bioreaktoren schnell eingesetzt werden können und gleichmäßig um das Hydrogel mit Lösung 45 Analyten perfuse. Eine FRET-Signal kann nicht detektiert werden (Signal-Rausch-Verhältnis zu niedrig ist), wenn das Hydrogel der Autofluoreszenz zu hoch ist; ein dünneres Hydrogel oder verschiedene Sonde (verschiedene Fluorophore) verwendet werden soll.In Bezug auf die 3D-FRET-Bildgebung in der photovernetzten Hydrogelen, die Verwendung von Mindest Bestrahlung Belichtung und Wellenlängen außerhalb der Anregungsspektren der Sonde Fluorophore wird empfohlen. LAP kann bei 405 nm mit einer sichtbaren Lichtquelle verwendet werden , um potentielle minimieren Zellschäden 31,46. Jedoch wird mit LAP mit 365 nm Bestrahlung empfohlen, da diese Sonde Bleichen minimiert. 365 nm liegt am hinteren Ende der GFP Donoranregung Spektrum, während 405 nm an der Spitze Anregung liegt. Alternativ kann die Sonde Ausdruck für einen Tag zu erholen dürfen. Verwendung von binären Sonden minimiert Probleme der Empfindlichkeit auf Unterschiede in Expressionsniveaus und in der molekularen Diffusion der Donor- und Akzeptor-Fluorophoren. Nicht-binäre Sonden verwendet werden können, aber mit SE statt QE Bildgebung und zusätzliche Korrektur für die spektrale Durchbluten von Anregungs- und Emissionsspektren (siehe unten). Darüber hinaus ist die geringe Verfügbarkeit im Handel und die Komplexität bei der Gestaltung FRET-Sondenkann ein Hindernis sein. Der kritischste Faktor für eine erfolgreiche Experimente bleibt richtige Korrektur und Analyse der Fluoreszenzsignale. Eine alternative Berechnung des FRET-Verhältnis für mehrere weitere Gründe außer Minimierung der Photobleaching verwendet. Für binäre Einzelketten - Sonden, die häufigsten berichteten Verhältnis Akzeptor - Emission unter Anregung des Donors (sensibilisierte Emission, SE) zu Donoremission unter Donoranregung (abgeschreckt Emission, QE), dh das Verhältnis = SE / QE 25,47,48 FRET. SE / QE nicht linear ist in Bezug auf Veränderungen der FRET - Effizienz 21,22,47. Weist nämlich das Verhältnis eine exponentiell nichtlineare Beziehung inhärenter FRET - Effizienz der Sonde (Ei) (Donius, AE, Taboas, JM unveroffentlicht. (2015)), wobei das Verhältnis linearsten für Ei weniger als etwa 15%. SE / QE wird unterschätzen auch den Anteil von Aktivsonden (FAP, das heißt Fraktion von Sonden - Bindungs ​​Analyt). Therefore, die Analyse der SE / QE erfordert eine umständliche Gleichgewicht Dosis-Wirkungs-Studie und Kurvenanpassung. Glücklicherweise linear sind die Verhältnisse der SE oder QE an den Akzeptor - Emission unter Anregung des Acceptors (AEM) in Bezug auf Ei und der FAP, dh die FRET - Verhältnisse SE / Aem und QE / Aem. SE / Aem wird häufig für binäre Sonden verwendet und erfordert nur die Endpunktkalibrierung (ohne Sonde Aktivität und vollständige Sonde Aktivität), aber basale zelluläre Signal macht dies schwierig. Um die Notwendigkeit für die Endpunktkalibrierungs eliminieren kann SE für die spektrale Überlappung von Donor- und Akzeptor-Anregungs- und Emissionsspektren (spektrale Durchbluten) und für die Quantenausbeute und die spektrale Empfindlichkeit (QS) der kombinierten Sonde Fluorophore und Mikroskop korrigiert (CSE) werden Abbildungssystem. Die korrigierte SE FRET - Verhältnis basierend auf CSE definiert die beobachteten FRET - Effizienz der Sonden innerhalb jedes Pixels eines Bildes, das heißt, E SE = CSE / Aem. verfügbar Kommerzielle und freie Software SE für diese Effekte zu korrigieren undwird der Leser auf die Arbeit von Chen und Periasamy 2006 für eine detaillierte Erläuterung der Methoden 50 bezeichnet. Allerdings erfordert E SE Berechnung Erfassung von drei Bildkanäle pro Zeitpunkt (SE, QE, AEM). Daher wird in dieser Arbeit beschäftigen wir auch ein alternatives FRET Verhältnis E QE = 1 - QE / CAEM, die nur zwei Bildkanäle erfordert Erfassung von (QE und AEM). Die Berechnung E QE aus diesen Kanälen erfordert nur die Korrektur Aem für QS (CAEM = Aem x QS). QS = Dem / Aem ist leicht mit zwei Bilder von der einen Kalibrierungsprobe geschätzt, wobei Dem ist die Donoremission unter Donoranregung mit Akzeptor gebleicht. Die FAP zu jedem Zeitpunkt durch einen Vergleich E SE oder E QE zum Ei der Sonde berechnet werden. Letztendlich sollten FRET Verhältnis Auswahl (E SE = CSE / Aem vs. E QE = QE / CAEM) unter Beachtung des Sondentyp basieren und die Kanäle mit den besten Signal. sowohl einpproaches umfassen Hintergrundrauschen Korrektur von Bildern pro Bild oben für Änderungen in Autofluoreszenz im Laufe der Zeit Rechnung beschrieben. Sie übernehmen keine Überlappung von Aem Anregungslicht in den Dem Anregungsspektrum, was oft der Fall ist durch Design und Mikroskop Filterkonfiguration zu sondieren. Einzelketten-Sonden können entweder verwenden und die Auswahl beruht auf dem besten Sondensignals (Helligkeit) zur Kamera Lärm und Hintergrundsignal auf SE und QE-Kanäle. Für die ICUE1 Sonde und experimentellen Bedingungen verwendet hier (Zellen und Hydrogel-Typen), hat SE ein stärkeres Signal als QE. Zweikettigen Sonden erfordern die Verwendung von E SE aufgrund nicht-äquimolare Verteilung von Donor- und Akzeptor - Fluorophoren. Für Sonden , die bei der Bindung Analyten wie ICUE1 in FRET verringern, FRET - Effizienz kann &quot;invertiert&quot; werden , um eine positive Signaländerung zu präsentieren bei der Bindung des Analyten wie wir es hier zu tun, mit E SE = 1 - CSE / Aem oder E QE = QE / (AEM x QS). Analyse von the FAP ist, um eine ordnungsgemäße Korrektur der FRET-Verhältnisse und der Schätzung von Ei empfindlich. Es kann mit dem gleichen Kalibrierungsprobe für QS und einem herkömmlichen Endpunkt - FRET - Effizienz - Test verwendet geschätzt werden als Ei = 1- (QE / Dem) (QE Bild gefolgt von Acceptor Photobleaching und einem Dem Bild) 28, sondern muss darauf geachtet werden , zu minimieren versehentliche Bleichen des Spenders. Wir beschreiben eine modifizierte Version , in der die Schätzung von Dem basierend auf Aem für QS eingestellt wird ersetzt, dh Ei = 1 - (QE / (AEM x QS)). Alternativ Ei = CSE / Aem verwendet werden. Die Einschätzung von Ei in lebenden Zellen erfordert, dass alle Sonden auf volle FRET gefahren werden. Dies ist schwierig für die Sonden in der Praxis zu erreichen, wie ICUE1 die bei der Bindung des Analyten in FRET verringern. Eine In - vitro - basierte Berechnung von Ei unter Verwendung von Zelllysaten und gereinigten Analyten ist am besten, aber nicht in den Anwendungsbereich dieser Arbeit. Hier empfehlen wir 2 &#39;mit, 5&#39;-Didesoxyadenosin cAMP in den Zellen zu verringern. Jedoch kann eine relativ FAP be berechnet ein Ei Schätzung unter Verwendung von aus dem Basisniveau der Signalisierung abgeleitet. Aus diesen Gründen Studien berichten meistens der FRET-Verhältnis (wie hier geschehen) oder ein relatives auf Endpunkt Kalibrierung basierend FAP, wobei die Signalisierungsbasislinie vor Agonist Zugabe ist die untere Grenze und das Signal nach einer zweiten Agonist hinzufügen, die Signalisierungs sättigt die obere gebunden. Forskolin wird oft als Steuer Agonist verwendet cAMP Signal zu sättigen. Alternativ kann ein cAMP-Analogon wie 8-Bromadenosin 3 &#39;verwendet werden, 5&#39;-Monophosphat. Positive Kontrollen bei Beendigung der Studien verwendet, um mögliche Veränderungen in den Signalweg zwischen experimentellen Behandlungen identifizieren empfohlen. Berechnung der durchschnittlichen Signalantwort pro Zelle erfordert die Berücksichtigung mehrerer Faktoren. Erstens sollte die durchschnittliche FRET - Verhältnis als Mittelwert der Verhältnisse innerhalb einer Zelle, dh (Σ (QE/cAem)) / (Anzahl der Pixel), anstelle der ra bei jedem Pixel berechnet werdentio des durchschnittlichen QE und AEM in einer Zelle, dh (ΣQE) / (ΣcAem). Obwohl diese nicht vorsichtig Maskierung erfordert als Hintergrundrauschen gering ist, unterschätzt sie streng die wahre durchschnittliche FRET-Verhältnis. Jedoch erfordern Pixelverhältnisse Fließkommaberechnung und vorsichtig binäre Maskierung der Zellfläche die ROIs und vermeiden Aufnahme von unechten Verhältnisse von Hintergrundgeräuschen außerhalb der Zelle erzeugt zu definieren. Die gesamte Zellenbereich muss Vorbelastungs Ergebnisse auf der Zellform zu vermeiden, werden quantifiziert. Die Maskierung benötigen im Laufe der Zeit in Abhängigkeit von Änderungen in der Zellform und der Migration neu definiert werden. Alternativ ROIs größer ist als die Zelle kann verwendet werden, wenn Ausschlusskriterien definiert werden Pixelverhältnisse von QE und Aem Signale zu entfernen, die auch fallen unter zellulärer Ebene und sind in der Nähe von Hintergrundwerten liegen. Die beschriebene Analyseverfahren sollen die grundlegenden Schritte in dieser Arbeit für FRET-Analyse ohne spezielle Software / Plugins verwendet. Hersteller von Mikroskopen und anderen Anbietern verkaufen Add-on-Moduls für ihre Mikroskop-Software, die automatisierte ratiometrischem unterstützen und Analyse FRET. Ebenso hat die Public Domain ImageJ Software mehrere Plugins für Partikel und FRET-Analyse, wie RiFRET. Zweitens ist die pixelbasierten durchschnittlichen FRET Verhältnis unterschätzt die wahre mittlere Verhältnis der 3D-Zellstruktur, weil ein 2D-Bild verwendet wird. Die 2D-Signale darstellen und die mittlere entlang der z-Achse. Berechnung der 3D räumlichen Verteilung von FRET - Verhältnisse in lebenden Zellen nicht möglich ist, ohne Hochgeschwindigkeits - 3D - Bildgebung (z. B. unter Verwendung von Spinnplatten konfokale Mikroskopie). Dies ist ein Problem für die 2D- und 3D-Kulturen, aber einen größeren Effekt in 3D, da mehr der Zellstruktur aus der Ebene existiert. Dies ist von großer Bedeutung für die Sonden, die an zellulären Strukturen, wie beispielsweise die Plasmamembran EPAC1 Sonde PM-ICUE lokalisieren. Siehe Spiering et al. 2013 Vorschläge für die Zelldicke Auswirkungen auf die Berechnungen des Verhältnisses von 24 zu korrigieren. Analyse der Verteilung von Aem kann verwendet werden,erkennen, ob Sonde in Regionen der Zelle und Abbildungsebene eingestellt ansammelt. Dies wird auch dazu beitragen , die räumliche Verteilung der FRET - Verhältnisse zu interpretieren und zu falschen Ergebnissen zu beseitigen, z. B. Sonde Sättigung zu identifizieren (dh eine niedrige Aem Region niedrige Sondenkonzentration aufweisen und Sondensättigung und hohe FRET - Verhältnis aufweisen). Drittens können unterschiedliche FRET Ausgangswerte einen Unterschied in der Transfektionseffizienz zeigen Sonde Ausdruck oder basalen Signalisierung zwischen den Versuchsgruppen. &quot;Relative-Analyse&quot; (Schritt 10.1.1) hilft Drift in der FRET-Verhältnis im Laufe der Zeit zu entfernen, falls vorhanden. Es erleichtert den Vergleich der relativen Größe der Antworten zwischen den Proben, sondern behindert Vergleich zum Zeitverlauf der Reaktion für die Referenzprobe (Kontrollparzelle ist eine flache Linie). &quot;Absolute Analysis&quot; (Schritt 10.1.2) erleichtert den Vergleich der Geschwindigkeit der Reaktion in Proben, aber behindert Vergleich der Größe der Reaktion, da jede Zeile durch eine dissim skaliertIlar konstant. Studien verwenden häufig eine lineare Regression auf der Basislinie für die Drift in der FRET-Verhältnis über die Zeit zu korrigieren. Die beschriebene 3D-FRET-Verfahren ist eine nützliche und praktische Weise Zeitraffer-Bildgebung von Zellen beladen 3D Hydrogele herzustellen und auszuführen, die zu anderen Sonden und Bildgebungsverfahren angewendet werden kann. Andere FRET-System neben einkettigen binären Sonden komplexere Korrektur der Intensitätsbasierte Signale erfordern, wie oben diskutiert. Alternativ Fluorescence Lifetime Imaging von FRET (FLIM-FRET) verwendet werden FRET-Effizienz über eine Änderung der Emissionslebensdauer der Sonde Spender zu berechnen. Anders als Intensität basiert FRET, FLIM-FRET ist unempfindlich gegenüber Hintergrundrauschen, spektralen Durchbluten, Quanteneffizienz und die spektrale Empfindlichkeit des Detektors 2. FLIM - Systeme sind jedoch teuer, komplex und ungewöhnlich, und die Arbeit am besten mit Fluorophore mit einzelnen Exponenten Zerfall und keine FLIM Run-off - 49. Das beschriebene Verfahren kann auch mit Mo verwendet werdenWiedermikroskopieplattformen (z. B. FRET-TIRF, Fluoreszenzanisotropiemessungen und spektrale Korrelation FRET). Die Anwendung dieser Methode auf die 3D-Bildgebung mit hoher Geschwindigkeit konfokale und Multiphotonen-Mikroskopie wird Analyse der subzellulären Verteilung von Signalantwort erleichtern und erhöhen die Genauigkeit der Analyse zu signalisieren. Diese 3D-FRET-Methode erweiterte Zellbiologie Studien in simulierten 3D-zellulären Mikroumgebung ermöglichen. Als solches kann es leicht zu Pharmakologie und der regenerativen Medizin Bedürfnisse angewendet werden, einschließlich interzelluläre Signalübertragung zu studieren und Screening-Arzneimittelreaktion in engineered Hydrogel-basierte microtissues.

Cellular-Signalisierung ist sowohl komplex als auch Folge für zahlreiche Felder, einschließlich Pharmakologie, Tissue Engineering und der regenerativen Medizin. Nützliche Prüfpräparat Werkzeuge nötig sind, um unser Verständnis der Zellbiologie zu fördern und optimale Materialien für die Geweberegeneration zu entwickeln. Förster - Resonanzenergietransfer (FRET) Bildgebung ist ein wichtiges Werkzeug , um die Analyse der Rezeptoraktivierung, molekulare Konformation und supramolekularen Wechselwirkungen (z. B. Protein / DNA - Komplexbildung ) in lebenden Zellen. FRET ist eine Art von nicht-radiative Energieübertragung zwischen Fluorophoren 1. Es hat einen Wirkungsgrad, der zwischen einem Donor-Fluorophor und dem Akzeptor-Fluorophor umgekehrt proportional zur sechsten Potenz des Abstandes ist. (- 10 nm typischerweise 1) 2 Somit kann Informationen über die räumliche Distanz zwischen zwei verschiedenen Molekülen oder zwischen den Regionen eines Moleküls im Nanometerbereich sorgen. Die Spender und Akzeptor-Fluorophore können verschiedene m seinolecule Typen (hetero-FRET), in dem der Spender die höhere Energieemission (kürzere Wellenlänge) aufweist, oder des gleichen Typs (homo-FRET). FRET-Bildgebung kann auf feste oder lebenden Zellen durchgeführt werden, aber im Allgemeinen fixierten Zellen werden für die Bildgebung von molekularen Wechselwirkungen mit hoher räumlicher Auflösung verwendet wird, wenn Hochgeschwindigkeits-konfokale Systeme nicht verfügbar sind. Lebende Zellen werden verwendet , Interaktionen und Prozesse zu untersuchen , die inhibiert werden oder durch Fixierung verändert, wie das Echtzeit - intrazelluläre Signalantwort 3. Studien an lebenden Zellen, die beschäftigen FRET-Imaging-Anwendung zweidimensionale (2D) Zellkulturen zum Teil wegen der Einfachheit und geringeren Hintergrund (keine Emission von aus der Ebene Zellen). Jedoch auch 2D - Kulturen zahlreiche zelluläre Prozesse , verglichen mit der physiologischen Mikroumgebung und dreidimensionale (3D) Kultur 4,5 verändern. Zum Beispiel nativen Zelle zu Zelle und Zelle zu extrazellulären Matrix-Interaktionen werden in 2D-Kultur drastisch verändert den eas führendenily beobachteten Veränderungen in der Zellmorphologie und Polaritäts 6. Membranmikrodomänen (z. B. Caveolae und Lipid Rafts) und Rezeptor - Signal werden von der Kulturumgebung, teilweise stark reguliert , weil sie Zytoskelett - Komponenten 7,8 und die Zellform und Zytoskelettstruktur binden , werden stark von der räumlichen Kulturumgebung geregelt 9. Mechanotransduktion wird nicht nur durch die Matrix 3D beeinflusst, sondern durch den komplexeren sekundären Belastungsbedingungen erzeugt in 3D - Umgebungen im Vergleich zu 2D - Kulturen 10. Schließlich ist die Durchlässigkeit von 3D-Matrices weniger als das Kulturmedium im allgemeinen mit der Diffusion verringert und eine erhöhte Zellbindungsmoleküle im Vergleich zu 2D Kulturen signalisiert. Mit der 3D-Kulturen ist eine Lage, eine Mikro mehr ähnlich der physiologischen in Bezug auf Klebstoff, chemische und mechanische Signale zu erzeugen und zu beobachten. Zell-Zell-Wechselwirkungen gefördert werden, und die Klebeeigenschaften können gesteuert werden, wit der Struktur, Zusammensetzung und Architektur (Strukturierung) des 3D - Material 11-13. Die mechanischen Eigenschaften des Materials kann ebenfalls durch die Zusammensetzung und Struktur 14,15 zugeschnitten werden. Kultivieren von Zellen in Hydrogelen daher ermöglicht FRET Untersuchungen an primären Zellen , die sonst dedifferenzieren oder Änderung im Phänotyp würde unter Verwendung herkömmlicher Techniken, z. B. Zellen , die aus Gelenkknorpel. Somit wird ein Verfahren benötigt, FRET-Assays mit lebenden Kulturen 3D zu ermöglichen. Hydrogele Gerüste sind ideal für 3D-FRET-basierte Studien, weil sie optisch transparent gemacht werden können und zugeschnitten auf die Mikroumgebung zu steuern und zelluläre Signale zur Verfügung zu stellen. Hydrogele hergestellt aus natürlichen Polymeren wurden in der Zellkultur seit Jahrzehnten, einschließlich Gelatine und Fibrin 16 verwendet. Größere Kontrolle über die zelluläre Mikroumgebung kann mit chemischen Modifizierung dieser Polymere mit der Verwendung von synthetischen Polymeren 17,18 erreicht werden. HydrOGEL mechanische Steifigkeit und Permeabilität kann durch Änderung ihrer polymeren Zusammensetzung und Maschenweite (Polymer und die Vernetzungsdichte) 19,20 gesteuert werden. Ferner können Hydrogele bioaktiven durch den Einbau von Wachstumsfaktoren und zellulären Liganden hergestellt werden. Aufgrund dieser Möglichkeiten, die Entwicklung von Hydrogelen für die Biosensorik, Arzneimittelabgabe, und Tissue Engineering - Anwendungen ist ein sehr aktiver Forschungsbereich 21. 3D - Druck von Hydrogelen ist auch die Entwicklung für die Herstellung von Mikrogewebe unterzogen und -organs 15. Somit FRET Bildgebung von Zellen in Hydrogelen ist nicht nur nützlich als ein Mittel physiologischen zellulären Verhalten anzunähern, aber auch als Hilfsmittel zum Studium und konstruiert Gewebewachstum zu optimieren. Binary ratiometrisch FRET-Sonden sind sehr nützlich in zelluläre Signal studieren und kann in Hydrogels Kulturen eingesetzt werden. Für eine unvollständige Liste der veröffentlichten fluoreszierenden Sonden und FRET finden Sie in der Zellmigration Consortium Website <sup&gt; 22. Die häufigste Sondentyp enthält zwei verschiedene Fluorophore, die von einem Erkennungselement (e) (Analyt empfindlichen Bereich) assoziiert oder verbunden sind. Diese Bereiche werden einer Konformationsänderung, Assoziation oder Dissoziation bei Detektion des Analyten (z. B. die Bindung eines Ions oder Moleküls, enzymatische Spaltung der Region), der den Abstand zwischen den Fluorophoren und daher der FRET Grße verändert (entweder höher oder niedriger) 23. Eine weniger häufige, aber nützliche Sondentyp stützt sich auf einen Analyten empfindlich Veränderung der spektralen Überlappung der beiden Fluorophore, die FRET-Größe verändert. &quot;Single-chain&quot; ratiometrisches Sonden verwenden ein Fluorophor Paar auf einem einzigen Molekül verbunden. &quot;Dual-Kette&quot; -Sonden Fluorophor - Paare auf separaten Molekülen nutzen, aber ihr Ausdruck kann unter der gleichen Expressionskassette 24 gekoppelt werden. Im Gegensatz zu Studien mit einzelnen Fluorophor Ausdruck (z. B. fluoreszierende Fusionsproteine), Studien mit ratiometrischemFRET-Sonden erfordern keine dual-Transfektion für die Transfektionseffizienz oder die Lebensfähigkeit der Zellen zu steuern. Ratiometrisch FRET - Sonden sind relativ unempfindlich gegen Transfektionseffizienz wenn sie über eine Mindestschwelle (Konzentration unempfindlich) 23,25 ausgedrückt. Sie sind unempfindlich gegen Anregungsquelle Schwankungen und anderen intrazellulärer Umgebungsfaktoren (z. B. pH, Ionen) so lange beide Fluorophore ähnlich reagieren. Darüber hinaus ist ihre Reaktion nicht unter Transkriptions Verzögerung, im Gegensatz zu Leuchtstofflampen und Biolumineszenz - Promotor-Reporter - Konstrukte 26,27. Ratiometrisch FRET-Sonden sind leicht und häufig in herkömmlichen Weitfeld- Epifluoreszenzmikroskope Systemen eingesetzt. Weitfeld-Mikroskope sind über die Leitung konfokalen Systeme für Live Cell Imaging bevorzugt aufgrund von Bedenken über die Systemkosten, Fluorophore Bleichen und Erfassung von Signaländerungen mit ausreichender zeitlicher Auflösung. Darüber hinaus einzelne Zelle anallyse über eine große Population von Zellen ist mit einer motorisierten Stufe und Bilderfassung über mehrere Sichtfelder. Weitfeldmikroskopie erfordert Intensität basierte Analyse der Hetero-FRET-Sonde Signale. Obwohl Intensitätsanalyse nicht komplex erfordert Hardware wie andere FRET Methoden, mehr nach dem Erwerb Arbeit ist erforderlich , 28 für die Effekte von Fluorophor Verhaltensweisen und Mikroskop / Imaging - System - Konfigurationen zu korrigieren. Die erfassten Emissionsintensität eines Fluorophors ist eine Funktion der Anregungsenergie, Fluorophor Quantenausbeute und die kombinierte Filter- und Kamera / Detektor spektrale Empfindlichkeit und Linearität 2. Diese können für unterschiedliche Donor und Akzeptor und Kalibrierung für quantitative Analyse erfordert. Zusätzlich Abbildung der Akzeptor - Emission wird durch die spektrale Überlappung der Fluorophore (Anregung des Akzeptors durch Geberanregungslicht und Durchbluten von Donoremission in die Akzeptor - Emissionsspektren) 2 beeinflusst.4; Einzelketten &quot;-Sonden sind intern normalisiert , weil ihre Fluorophore auf der Nanoskala äquimolare sind, während die Fluorophore von&quot; Dual-Kette &quot;Sonden an verschiedenen Stöchiometrien während einer Zelle 25,28 existieren kann , wenn die Fluorophore.&quot; Single-chain &quot; Sonden sind von ähnlicher Helligkeit (Funktion des Extinktionskoeffizienten und Quantenausbeute) wird die Auswirkungen der nichtlinearen Detektorempfindlichkeit sind klein und nur Korrektur für die Hintergrundfluoreszenz und die gekoppelte Quantenausbeute / Detektorempfindlichkeit 23 benötigt. Somit &quot;single-chain&quot; ratiometrisch FRET - Sonden werden am einfachsten in der Weitfeldmikroskopie 24 umgesetzt. Dieses Dokument beschreibt eine einfache Technik FRET Abbilden von lebenden Zellen in 3D Hydrogels Kulturen führen eine konventionelle Weitfeld Epifluoreszenz-Mikroskop. Es kann von Laboratorien leicht angenommen werden bereits FRET-Experimente in 2D als auch Labors interessiert sich unter Durchführungzelluläre Signal in microtissues. Hier zeigen wir die Methode mit FRET-Bildgebung auf Basis Messung von zyklischem Adenosinmonophosphat (cAMP) Ebenen in lebenden Chondrozyten innerhalb Photo (PC-Gel, Polyethylenglykoldimethacrylat) und thermoresponsiven (TR-Gel, Matrigel) Hydrogele. A ratiometrisch FRET-Sonde basiert auf EPAC1 (ICUE1) verwendet, um die cAMP-Spiegel in Reaktion auf Forskolin, einem chemischen Agonist für Adenylylcyclase detektieren, die die Umwandlung von ATP zu cAMP katalysiert. cAMP ist eine der Haupt second messengers vermittelnde G-Protein-gekoppelten Rezeptor-Signal und verschiedene Faktoren aktiviert, einschließlich der nachgeschalteten Wechsel Proteine ​​direkt aktiviert durch cAMP (EPACs). Die Fluorophore auseinander bewegen, auf cAMP an das EPAC-Bindungsdomäne zu einer Verringerung des FRET führt. Beschrieben ist hier die Herstellung der Hydrogel-Materialien, Zell Transfektion mit dem ICUE1 Sonde, und Einbetten der Zellen in 3D-Hydrogele. Das 3D-FRET-Experiment Verfahren und die Bildanalyse notwendigSonde Aktivität pro Zelle zu bewerten sind, erläutert. Wir diskutieren auch die inhärenten Grenzen der FRET-Analyse in 2D und 3D mit Weitfeldmikroskopie. Die hier vorgestellte Technik ist eine Verbesserung gegenüber den bestehenden 2D-Verfahren, da sie eine Analyse in einer physiologischen Kontext ermöglicht und erfordert weniger Bildkorrektur und Kalibrierung. Große Nützlichkeit liegt in der Tatsache, dass viele transparente Materialien verwendet werden können, während die Zelle und Transfektion Präferenzen aufrechterhalten werden kann.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="127">
			<td height="127" style="height:127px;width:216px;">Polydimethylsiloxane (PDMS) [Sylgard 184 Elastomer Kit]</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific (Ellsworth Adhesives)</td>
			<td style="width:119px;">NC0162601</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="169">
			<td height="169" style="height:169px;width:216px;">Polyethylene glycol dimethacrylate (PEGDM)</td>
			<td style="width:71px;">Prepared according to Lin-Gibson with PEG from Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">95904</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">M6514</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">3-glycidoxypropyltrimethoxysilane</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">440167</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Dimethyl Phenylphosphonite</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">149470-5g</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">2,4,6-trimethylbenzoyl Chloride</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">AC244280100</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">2-Butanone</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">AC149670010</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Lithium Bromide</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">AC199871000</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Isopropanol</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">190764</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Sigmacote (siliconizing reagent)</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">SL2</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Toluene&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">AC36441-0010</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Phosphate Buffered Saline (PBS)</td>
			<td style="width:71px;">Hyclone</td>
			<td style="width:119px;">SH3025601</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Opti-MEM Reduced Serum Medium, no phenol red (phenol- and serum-free medium)</td>
			<td style="width:71px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">11058-021</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">FuGENE HD Transfection Reagent (transfection reagent)</td>
			<td style="width:71px;">Promega</td>
			<td style="width:119px;">E2311</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Cellstripper (cell dissociation solution)</td>
			<td style="width:71px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">25-056-CI</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Growth Factor Reduced Matrigel, Phenol Free</td>
			<td style="width:71px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">356231</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Forskolin</td>
			<td style="width:71px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">F6886</td>
			<td style="width:167px;">Reagents</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Pipette Tips (10,200,1000 &#956;l)&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">02-707-474, 02-707-478, 02-707-480</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Powder Free Examination Gloves</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">19-149-863B</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Aluminum foil</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">01-213-100</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Biopsy punch (3 mm)</td>
			<td style="width:71px;">Miltex</td>
			<td style="width:119px;">3332</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Glass coverslips</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">12-544C</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Precoated glass coverslips (epoxysilane)</td>
			<td style="width:71px;">Arrayit</td>
			<td style="width:119px;">CCSL</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Glass slide</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">12550D</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sterile vials (15 mL, 50 ml conical)</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14-959-70C, 14-959-49A</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Cell culture dish (6-well)</td>
			<td style="width:71px;">Falcon</td>
			<td style="width:119px;">351146</td>
			<td style="width:167px;">Disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Epifluorescent Microscope with motorized stage</td>
			<td style="width:71px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">MEA53100 (Eclipse TiE Inverted)</td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Adjustable Specimen Holder for XY Stage</td>
			<td style="width:71px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">77011393</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">60x (1.3 NA) objective (CFI Plan Apochromat 60XH Lamda)</td>
			<td style="width:71px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">MRD01605</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:216px;">CFP/YFP light source and excitation / emission filter holders (Lambda light source &#38; wheel, Lambda emission filter system)</td>
			<td style="width:71px;">Nikon (Sutter Instrument reseller)</td>
			<td style="width:119px;">77016231, 77016088</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:216px;">CYF/YFP filter set</td>
			<td style="width:71px;">Nikon (Chroma Technology Corp)</td>
			<td style="width:119px;">77014928</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="59" style="height:59px;width:216px;">Camera (ORCA Flash 4.0 v1)</td>
			<td style="width:71px;">Nikon (Hamamatsu reseller)</td>
			<td style="width:119px;">77054076</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab-equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">NIS-Elements 40.20.02 microscope software)</td>
			<td style="width:71px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">MQS31100&#160;</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Prism (spreadsheet and graphing software)</td>
			<td style="width:71px;">GraphPad Software, Inc</td>
			<td style="width:119px;">Version 6</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:216px;">OmniCure S1000 UV Spot Curing Lamp System with 365nm filter or other light source (&#955;=365 or 405)</td>
			<td style="width:71px;">OmniCure</td>
			<td style="width:119px;">S1000</td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:216px;">Pipette Aid&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Drummond Scientific Co.&#160;</td>
			<td style="width:119px;">DP-100</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Hemacytometer</td>
			<td style="width:71px;">Hausser Scientific</td>
			<td style="width:119px;">Reichert Bright-Line 1475</td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Vacuum desiccator chamber/degasser&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Tissue Culture Hood&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Chemical Fume Hood&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Oven</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Spatula</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Beaker</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Incubator&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Any</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Large/non-disposable lab equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fret imaging in three-dimensional hydrogels

Imaging von Förster-Resonanzenergietransfer (FRET) ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Zellbiologie in Echtzeit zu untersuchen. Studien FRET unter Verwendung allgemein zweidimensionale (2D) Kultur eingesetzt werden, die nicht die dreidimensionale (3D) zelluläre Mikroumgebung nicht imitieren. Ein Verfahren zur abgeschreckt Emission FRET-Bildgebung durchführen unter Verwendung herkömmlicher Weitfeld- Epifluoreszenzmikroskopie von Zellen in einer 3D-Hydrogel-Umgebung vorgestellt. Hier ist eine Analysemethode für ratiometrisches FRET-Sonden, die lineare Verhältnisse über die Sonde Aktivierungsbereich ergibt beschrieben. Messung des intrazellulären zyklischen Adenosinmonophosphat (cAMP) Ebenen wird in Chondrozyten unter Forskolin-Stimulation unter Verwendung einer Sonde für EPAC1 Aktivierung (ICUE1) und die Fähigkeit, zu erkennen, Unterschiede in der cAMP-Signalisierungs abhängig von Hydrogelmaterial Typ, hierin ein Photo Hydrogel (PC-Gel zeigte, Polyethylenglykoldimethacrylat) und einem Hydrogel thermoresponsive (TR-Gel). Im Vergleich zu 2D-FRET-Methoden,Diese Methode erfordert nur wenig zusätzliche Arbeit. Laboratories bereits FRET-Bildgebung in 2D verwendet, kann diese Methode leicht annehmen zelluläre Studien in einer 3D-Mikroumgebung auszuführen. Es kann weiter auf einen hohen Durchsatz Wirkstoff-Screening in engineered 3D microtissues angewendet werden. Darüber hinaus ist es kompatibel mit anderen Formen der FRET-Bildgebung, wie Anisotropie Messung und Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) und mit erweiterten Mikroskopie-Plattformen mittels konfokaler, gepulst oder modulierte Beleuchtung.

Alle Hydrogel-Vorläufer, Zellen und Gießformen wurden hergestellt, wie oben beschrieben. Die Zellbeladenen Vorläuferlösungen wurden in PDMS Formen gegossen und dann vor dem Gelieren zentrifugiert / Photozellen in der Nähe des Deckglases zu immobilisieren und zu erleichtern FRET Bildgebungsanalyse (Abbildung 1). Die Hydrogele mit angebrachtem Deckgläser wurden in vorbereitete PDMS Bildgebungs Vertiefungen für mikroskopische Abbildung (Abbildung 2) angeordnet ist . Die optischen Konfigurationen und Bildaufnahmeparameter wurden dann eingestellt , wie in 3A gezeigt. Erfassung aller vier FRET im Zusammenhang mit Bildkanäle für CFP-YFP Fluorophor - Paare (siehe unter &quot;Optical Conf.&quot; In Abbildung 3) gezeigt, wie für nicht-binäre Sonden benötigt wird. Doch in dieser Arbeit nur zwei Bilder für die einzelnen Kette binären ICUE1 Sonde, QE = &quot;CFP CFP&quot; und AEM = &quot;YFP YFP&quot; (Anregung Emission) erforderlich. Mehrere FOVs (xy-Positions) wurden ausgewählt , in denen mehrere Zellen innerhalb der homogenen Beleuchtungsbereich residiert (3B). Nach Zeitraffer Akquisition wurde die Signaldaten für die Sonde exportiert. ROIs für die Hintergrundkorrektur von Kanalsignalen und für die Zellanalyse wurden unter Verwendung gethresholdeten Aem Bilder von Beginn der Experimente (Abbildung 4) bezeichnet. Die Zellen wurden aus den Reihen der Zellpool als diejenigen ausgewählt ausdrücken ausreichend (nicht zu dunkel), aber nicht zu hoch (zu hell) Sonde (4B). Die QE und SE FRET Verhältnisse pro Pixel bei jeder Akquisition wurden berechnet Gleitkommadivisionsschaltung der Hintergrund subtrahiert Bildkanäle. Die durchschnittliche FRET - Verhältnis pro Zelle (dh pro ROI) berechnet wurde, normiert auf das Basissignal vor der Stimulation (dh eine Regression auf der Basislinie von allen Zeitpunkten subtrahiert) und aufgetragen mit Fehlerbalken als Standardfehler des Mittelwert (SEM). Sowohl die QE und CSE basierte FRET-Verhältnisse deZum Schutz des erhöhten cAMP - Aktivität in Chondrozyten unter Forskolin - Stimulation (100 nM, Abbildung 5). Die QE FRET-Verhältnis war empfindlicher gegenüber Hintergrundkorrektur ist als das Verhältnis CSE FRET weil das QE-Signal aufgrund der niedrigen Grundniveau der cAMP-Aktivität geringer war innerhalb der Hydrogele in Chondrozyten eingebettet. Beide Hydrogel - Typen (TR-Gel und PC-Gel) zeigte einen Anstieg in FRET - Verhältnis über die Zeit (Abbildung 6), was auf eine erhöhte cAMP - Signalisierung Reaktion auf die Zugabe von Forskolin. Wie durch das QE FRET - Verhältnis angegeben, zeigen Chondrozyten in PC-Gel - Hydrogele eine größere Änderung in cAMP (gezeigt) und eine höhere Grundniveau von cAMP (E QE = 0,19 in PC-gel vs. E QE = 0,09 in TR-Gel, nicht in Basislinie subtrahiert Figur nicht gezeigt). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig1.jpg" /> Abbildung 1: Zellverteilung in photo Hydrogels (PC-Gel) </strong&gt; A: Die Zelle beladene Hydrogel-Vorläufer wurde zentrifugiert, um die Anzahl von Zellen in einer Brennebene in der Nähe des Deckglases zu maximieren. B: Dies erhöht die Anzahl von Zellen in dem FOV und minimiert Signal Hintergrund von aus der Ebene Zellen. (Maßstabsbalken = 200 &amp; mgr; m) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig2.jpg" /> Abbildung 2: Hydrogele in PDMS Dish Das Hydrogel wurde in einem riesigen PDMS gut (10x Volumen von Hydrogel) mit einem Deck Basis für mikroskopische Bildgebung und Analyt Stimulation platziert. Die PC-Gel-Hydrogele sind transparent und auf dem Deckglas verbunden, so dass sie während des Tests an Ort und Stelle bleiben. Die PDMS kann auch größer gemacht werden, 10x Medium als das Hydrogel Volumen enthalten eine breitere Biopsie Punch zusätzlich zur Verwendung beihicker PDMS Blatt. (Maßstab = 2 mm) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig3.jpg" /> Abbildung 3: Acquisition Konfiguration für FRET - Imaging A: alle 7 sec an mehreren Standorten Die Akquisition wurde für die Bilderfassung konfiguriert. Für QE FRET Verhältnis Berechnung werden nur zwei Bildkanäle für die ICUE1 verwendete Sonde benötigt hier (binär single chain-Sonde), QE = &quot;CFP CFP&quot; und AEM = &quot;YFP YFP&quot; (Anregung Emission) im Rahmen der &quot;Optical Conf.&quot; Spalte in der λ-Registerkarte des Mikroskop-Software. B: FOVs ( &quot;XY&quot; Positionen) wurden ausgewählt, in denen mehrere Zellen innerhalb des homogenen Beleuchtungsbereich wohnhaft war. Das Grundstück unterhalb des Bildes zeigt die Beleuchtungsintensität entlang der blauen Linie arroweddass quert durch das Zentrum des FOV. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig4.jpg" /> Abbildung 4: Auswahl von ROIs für FRET - Imaging - Analyse A: Eine Region von Interesse (ROI) frei von Zellen wurde für das Hintergrundsignal auf jedem Kanal zu korrigieren ausgewählt. Ein Bild eines zellfreien Hydrogel stattdessen für Hintergrundsubtraktion verwendet werden, wenn die Zelldichte oder Migration hoch ist, oder wenn eine Schattierungsmaske nicht verwendet wird, wenn die Zellen nicht in einer homogenen Beleuchtungsfeldes liegen. B: Die Zelle ROIs wurden ausgewählt, unter Verwendung von Bild Schwellwertbildung und binäre Maskierung des Aem Kanal. Auswählen eines ROI größer als die Zellen wird sich negativ auf die Berechnung des durchschnittlichen FRET-Verhältnis pro Zelle beeinflussen aufgrund des Einschlusses von extrazellulären Verhältnisse von Hintergrund n erzeugtoise. Die Berechnung des zellulären FRET Verhältnis der durchschnittlich pro Kanal pro Zelle wird nicht empfohlen, da dies das Verhältnis unterschätzt. (Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig5.jpg" /> Abbildung 5: Vergleich der FRET - Ratios in Thermoresponsive Hydrogels (TR-Gel) Sowohl QE und SE basierte FRET-Verhältnisse erfassen die erhöhte cAMP-Aktivität in Chondrozyten unter Forskolin-Stimulation. Forskolin ist ein Adenylzyklase-Agonist, der cAMP-Produktion induziert. FRET abnimmt , wenn die Sonde ICUE1 cAMP bindet und somit die QE FRET - Verhältnis (E = QE SQE / (Saem x QS)) zunimmt. Im Gegensatz dazu nimmt die SE FRET - Verhältnis und damit als E SE = 1 aufgetragen ist - CSE / Saem. In Hydrogel eingebettet Chondrozyten, die QE FRET-Verhältnis ist empfindlicher gegenüber Hintergrundkorrektur als das Verhältnis SE FRET, weil das QE-Signal aufgrund der niedrigen basalen cAMP-Aktivität niedrig ist. Die Fehlerbalken = SEM, n = 25. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig5large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/54135/54135fig6.jpg" /> Abbildung 6: Vergleich der FRET - Verhältnis in verschiedenen Hydrogele Die Chondrozyten in beiden Typen Hydrogel reagierte auf Forskolin-Stimulation mit einer Zunahme der cAMP-Aktivität wie durch die erhöhte QE FRET-Verhältnis über die Zeit demonstriert. Die Hydrogel - Typ wirkt sich auf die zelluläre Antwort durch verschiedene Effekte, einschließlich der Unterschiede in der Permeabilität an Forskolin und in basalen zellulären cAMP - Aktivität (E QE = 0,19 in PC-gel vs. E QE = 0,09 in TR-Gel, nicht gezeigt). Die Fehlerbalken = SEM, n für TR-Gel= 25, n für PC-Gel = 15. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54135/54135fig6large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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FRET Imaging in Three-dimensional Hydrogels

Förster-Resonanzenergietransfer (FRET) Bildgebung ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Echtzeit Zellbiologie Studien. Hier wird ein Verfahren für FRET Abbildungszellen in physiologischen dreidimensionalen (3D) Hydrogel-Mikroumgebungen herkömmlichen Epifluoreszenzmikroskopie verwendet wird präsentiert. Eine Analyse für ratiometrisches FRET-Sonden, die lineare Verhältnisse über den Aktivierungsbereich ergibt beschrieben.

FRET-Imaging im dreidimensionalen Hydrogelen

Imaging of F&#246;rster resonance energy transfer (FRET)&#160;is a powerful tool for examining cell biology in real-time. Studies utilizing FRET commonly ...

fret-imaging-in-three-dimensional-hydrogels

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

13.0K Aufrufe.  University of Pittsburgh.  Förster-Resonanzenergietransfer (FRET) Bildgebung ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Echtzeit Zellbiologie Studien. Hier wird ein Verfahren für FRET Abbildungszellen in physiologischen dreidimensionalen (3D) Hydrogel-Mikroumgebungen herkömmlichen Epifluoreszenzmikroskopie verwendet wird präsentiert. Eine Analyse für ratiometrisches FRET-Sonden, die lineare Verhältnisse über den Aktivierungsbereich ergibt beschrieben. 

Serie: FRET Imaging in Three-dimensional Hydrogels

Chip-based Three-dimensional Cell Culture in Perfused Micro-bioreactors

We have developed a chip-based cell culture system for the three-dimensional cultivation of cells. The chip is typically manufactured from non-biodegradable polymers, e.g., polycarbonate or polymethyl methacrylate by micro injection molding, micro hot embossing or micro thermoforming. But, it can also be manufactured from bio-degradable polymers. Its overall dimensions are 0.7 1 x 20 x 20 x 0.7 1 mm (h x w x l). The main features of the chips used are either a grid of up to 1156 cubic micro-containers (cf-chip) each the size of 120-300 x 300 x 300 &mu; (h x w x l) or round recesses with diameters of 300 &mu; and a depth of 300 &mu; (r-chip). The scaffold can house 10 Mio. cells in a three-dimensional configuration. For an optimal nutrient and gas supply, the chip is inserted in a bioreactor housing. The bioreactor is part of a closed steril circulation loop that, in the simplest configuration, is additionaly comprised of a roller pump and a medium reservoir with a gas supply. The bioreactor can be run in perfusion, superfusion, or even a mixed operation mode. We have successfully cultivated cell lines as well as primary cells over periods of several weeks. For rat primary liver cells we could show a preservation of organotypic functions for more than 2 weeks. For hepatocellular carcinoma cell lines we could show the induction of liver specific genes not or only slightly expressed in standard monolayer culture. The system might also be useful as a stem cell cultivation system since first differentiation experiments with stem cell lines were promising.

We describe a chip-based platform for the three-dimensional cultivation of cells in micro-bioreactors. One chip can house up to 10 Mio. cells that can be cultivated under precisely defined conditions with regard to fluid flow, oxygen tension etc. in a sterile, closed circulation loop.

Chip-basierte dreidimensionale Zellkultur in perfundierten Micro-Bioreaktoren

We have developed a chip-based cell culture system for the three-dimensional cultivation of cells. The chip is typically manufactured from ...

Forschung

Biologie

Microfabrication of Chip-sized Scaffolds for Three-dimensional Cell cultivation

Using microfabrication technologies is a prerequisite to create scaffolds of reproducible geometry and constant quality for three-dimensional cell cultivation. These technologies offer a wide spectrum of advantages not only for manufacturing but also for different applications. The size and shape of formed cell clusters can be influenced by the exact and reproducible architecture of the microfabricated scaffold and, therefore, the diffusion path length of nutrients and gases can be controlled.1 This is unquestionably a useful tool to prevent apoptosis and necrosis of cells due to an insufficient nutrient and gas supply or removal of cellular metabolites.
Our polymer chip, called CellChip, has the outer dimensions of 2 x 2 cm with a central microstructured area. This area is subdivided into an array of up to 1156 microcontainers with a typical dimension of 300 m edge length for the cubic design (cp- or cf-chip) or of 300 m diameter and depth for the round design (r-chip).2
So far, hot embossing or micro injection moulding (in combination with subsequent laborious machining of the parts) was used for the fabrication of the microstructured chips. Basically, micro injection moulding is one of the only polymer based replication techniques that, up to now, is capable for mass production of polymer microstructures.3 However, both techniques have certain unwanted limitations due to the processing of a viscous polymer melt with the generation of very thin walls or integrated through holes. In case of the CellChip, thin bottom layers are necessary to perforate the polymer and provide small pores of defined size to supply cells with culture medium e.g. by microfluidic perfusion of the containers.
In order to overcome these limitations and to reduce the manufacturing costs we have developed a new microtechnical approach on the basis of a down-scaled thermoforming process. For the manufacturing of highly porous and thin walled polymer chips, we use a combination of heavy ion irradiation, microthermoforming and track etching. In this so called "SMART" process (Substrate Modification And Replication by Thermoforming) thin polymer films are irradiated with energetic heavy projectiles of several hundred MeV introducing so-called "latent tracks" Subsequently, the film in a rubber elastic state is formed into three dimensional parts without modifying or annealing the tracks. After the forming process, selective chemical etching finally converts the tracks into cylindrical pores of adjustable diameter.

We present two processes for the microfabrication of porous polymer chips for three-dimensional cell cultivation. The first one is hot embossing combined with a solvent vapour welding process. The second one uses a recently developed microthermoforming process combined with ion track technology leading to a significant simplification of manufacture.

Microfabrication der Chip-Größe Gerüste für die dreidimensionale Kultivierung der Zellen

Using microfabrication technologies is a prerequisite to create scaffolds of reproducible geometry and constant quality for three-dimensional cell ...

Hi-C: A Method to Study the Three-dimensional Architecture of Genomes.

The three-dimensional folding of chromosomes compartmentalizes the genome and and can bring distant functional elements, such as promoters and enhancers, into close spatial proximity 2-6. Deciphering the relationship between chromosome organization and genome activity will aid in understanding genomic processes, like transcription and replication. However, little is known about how chromosomes fold. Microscopy is unable to distinguish large numbers of loci simultaneously or at high resolution. To date, the detection of chromosomal interactions using chromosome conformation capture (3C) and its subsequent adaptations required the choice of a set of target loci, making genome-wide studies impossible 7-10.
We developed Hi-C, an extension of 3C that is capable of identifying long range interactions in an unbiased, genome-wide fashion. In Hi-C, cells are fixed with formaldehyde, causing interacting loci to be bound to one another by means of covalent DNA-protein cross-links. When the DNA is subsequently fragmented with a restriction enzyme, these loci remain linked. A biotinylated residue is incorporated as the 5' overhangs are filled in. Next, blunt-end ligation is performed under dilute conditions that favor ligation events between cross-linked DNA fragments. This results in a genome-wide library of ligation products, corresponding to pairs of fragments that were originally in close proximity to each other in the nucleus. Each ligation product is marked with biotin at the site of the junction. The library is sheared, and the junctions are pulled-down with streptavidin beads. The purified junctions can subsequently be analyzed using a high-throughput sequencer, resulting in a catalog of interacting fragments.
Direct analysis of the resulting contact matrix reveals numerous features of genomic organization, such as the presence of chromosome territories and the preferential association of small gene-rich chromosomes. Correlation analysis can be applied to the contact matrix, demonstrating that the human genome is segregated into two compartments: a less densely packed compartment containing open, accessible, and active chromatin and a more dense compartment containing closed, inaccessible, and inactive chromatin regions. Finally, ensemble analysis of the contact matrix, coupled with theoretical derivations and computational simulations, revealed that at the megabase scale Hi-C reveals features consistent with a fractal globule conformation.

The Hi-C method allows unbiased, genome-wide identification of chromatin interactions (1). Hi-C couples proximity ligation and massively parallel sequencing. The resulting data can be used to study genomic architecture at multiple scales: initial results identified features such as chromosome territories, segregation of open and closed chromatin, and chromatin structure at the megabase scale.

Hallo-C: eine Methode, um die dreidimensionale Architektur des Genoms Study.

The three-dimensional folding of chromosomes compartmentalizes the genome and and can bring distant functional elements, such as promoters and enhancers, ...

Two- and Three-Dimensional Live Cell Imaging of DNA Damage Response Proteins

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate mutations and chromosomal aberrations1. To prevent this trauma from catalyzing genomic instability, it is crucial for cells to detect DSBs, activate the DNA damage response (DDR), and repair the DNA. When stimulated, the DDR works to preserve genomic integrity by triggering cell cycle arrest to allow for repair to take place or force the cell to undergo apoptosis. The predominant mechanisms of DSB repair occur through nonhomologous end-joining (NHEJ) and homologous recombination repair (HRR) (reviewed in2). There are many proteins whose activities must be precisely orchestrated for the DDR to function properly. Herein, we describe a method for 2- and 3-dimensional (D) visualization of one of these proteins, 53BP1.
The p53-binding protein 1 (53BP1) localizes to areas of DSBs by binding to modified histones3,4, forming foci within 5-15 minutes5. The histone modifications and recruitment of 53BP1 and other DDR proteins to DSB sites are believed to facilitate the structural rearrangement of chromatin around areas of damage and contribute to DNA repair6. Beyond direct participation in repair, additional roles have been described for 53BP1 in the DDR, such as regulating an intra-S checkpoint, a G2/M checkpoint, and activating downstream DDR proteins7-9. Recently, it was discovered that 53BP1 does not form foci in response to DNA damage induced during mitosis, instead waiting for cells to enter G1 before localizing to the vicinity of DSBs6. DDR proteins such as 53BP1 have been found to associate with mitotic structures (such as kinetochores) during the progression through mitosis10.
In this protocol we describe the use of 2- and 3-D live cell imaging to visualize the formation of 53BP1 foci in response to the DNA damaging agent camptothecin (CPT), as well as 53BP1's behavior during mitosis. Camptothecin is a topoisomerase I inhibitor that primarily causes DSBs during DNA replication. To accomplish this, we used a previously described 53BP1-mCherry fluorescent fusion protein construct consisting of a 53BP1 protein domain able to bind DSBs11. In addition, we used a histone H2B-GFP fluorescent fusion protein construct able to monitor chromatin dynamics throughout the cell cycle but in particular during mitosis12. Live cell imaging in multiple dimensions is an excellent tool to deepen our understanding of the function of DDR proteins in eukaryotic cells.

This protocol describes a method for visualizing a DNA double-strand break signaling protein activated in response to DNA damage as well as its localization during mitosis.

Zwei-und dreidimensionale Live Cell Imaging der DNA-Reparatur-Proteine

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate ...

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Most morphogenetic processes in the fetal intestine have been inferred from thin sections of fixed tissues, providing snapshots of changes over developmental stages. Three-dimensional information from thin serial sections can be challenging to interpret because of the difficulty of reconstructing serial sections perfectly and maintaining proper orientation of the tissue over serial sections. Recent findings by Grosse et al., 2011 highlight the importance of three- dimensional information in understanding morphogenesis of the developing villi of the intestine1. Three-dimensional reconstruction of singly labeled intestinal cells demonstrated that the majority of the intestinal epithelial cells contact both the apical and basal surfaces. Furthermore, three-dimensional reconstruction of the actin cytoskeleton at the apical surface of the epithelium demonstrated that the intestinal lumen is continuous and that secondary lumens are an artifact of sectioning. Those two points, along with the demonstration of interkinetic nuclear migration in the intestinal epithelium, defined the developing intestinal epithelium as a pseudostratified epithelium and not stratified as previously thought1. The ability to observe the epithelium three-dimensionally was seminal to demonstrating this point and redefining epithelial morphogenesis in the fetal intestine. With the evolution of multi-photon imaging technology and three-dimensional reconstruction software, the ability to visualize intact, developing organs is rapidly improving. Two-photon excitation allows less damaging penetration deeper into tissues with high resolution. Two-photon imaging and 3D reconstruction of the whole fetal mouse intestines in Walton et al., 2012 helped to define the pattern of villus outgrowth2. Here we describe a whole organ culture system that allows ex vivo development of villi and extensions of that culture system to allow the intestines to be three-dimensionally imaged during their development.

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Improved imaging technology is allowing three-dimensional imaging of organs during development. Here we describe a whole organ culture system that allows live imaging of the developing villi in the fetal mouse intestine.

Maus Fetal ganze Darm-System für Kultur<em&gt; Ex-vivo-</em&gt; Manipulation von Signalwegen und dreidimensionale Live-Imaging von Zotte Entwicklung

Most morphogenetic processes in the fetal intestine have been inferred from thin sections of fixed tissues, providing snapshots of changes over ...

Adipo-Clear: A Tissue Clearing Method for Three-Dimensional Imaging of Adipose Tissue

Adipose tissue plays a central role in energy homeostasis and thermoregulation. It is composed of different types of adipocytes, as well as adipocyte precursors, immune cells, fibroblasts, blood vessels, and nerve projections. Although the molecular control of cell type specification and how these cells interact have been increasingly delineated, a more comprehensive understanding of these adipose-resident cells can be achieved by visualizing their distribution and architecture throughout the whole tissue. Existing immunohistochemistry and immunofluorescence approaches to analyze adipose histology rely on thin paraffin-embedded sections. However, thin sections capture only a small portion of tissue; as a result, the conclusions can be biased by what portion of tissue is analyzed. We have therefore developed an adipose tissue clearing technique, Adipo-Clear, to permit comprehensive three-dimensional visualization of molecular and cellular patterns in whole adipose tissues. Adipo-Clear was adapted from iDISCO/iDISCO+, with specific modifications made to completely remove the lipid stored in the tissue while preserving native tissue morphology. In combination with light-sheet fluorescence microscopy, we demonstrate here the use of the Adipo-Clear method to obtain high-resolution volumetric images&#160;of an entire adipose tissue.

Due to the high lipid content, adipose tissue has been challenging to visualize using traditional histological methods. Adipo-Clear is a tissue clearing technique that allows robust labeling and high-resolution volumetric fluorescent imaging of adipose tissue. Here, we describe the methods for sample preparation, pretreatment, staining, clearing, and mounting for imaging.

Adipo-Clear: Ein Gewebe Clearing-Methode für die dreidimensionale Darstellung von Fettgewebe

Adipose tissue plays a central role in energy homeostasis and thermoregulation. It is composed of different types of adipocytes, as well as adipocyte ...

Single-Cell Resolution Three-Dimensional Imaging of Intact Organoids

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development and function as well as disease. Fluorescence microscopy has played a major role in characterizing their cellular composition in detail and demonstrating their similarity to the tissue they originate from. In this article, we present a comprehensive protocol for high-resolution 3D imaging of whole organoids upon immunofluorescent labeling. This method is widely applicable for imaging of organoids differing in origin, size and shape. Thus far we have applied the method to airway, colon, kidney, and liver organoids derived from healthy human tissue, as well as human breast tumor organoids and mouse mammary gland organoids. We use an optical clearing agent, FUnGI, which enables the acquisition of whole 3D organoids with the opportunity for single-cell quantification of markers. This three-day protocol from organoid harvesting to image analysis is optimized for 3D imaging using confocal microscopy.

The entire 3D structure and cellular content of organoids, as well as their phenotypic resemblance to the original tissue can be captured using the single-cell resolution 3D imaging protocol described here. This protocol can be applied to a wide range of organoids varying in origin, size and shape.

Single-Cell Resolution Dreidimensionale Bildgebung intakter Organoide

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development ...

Proteolytically Degraded Alginate Hydrogels and Hydrophobic Microbioreactors for Porcine Oocyte Encapsulation

In reproductive biology, the biotechnology revolution that began with artificial insemination and embryo transfer technology led to the development of assisted reproduction techniques such as oocyte in vitro maturation (IVM), in vitro fertilization (IVF) and cloning of domestic animals by nuclear transfer from somatic cell. IVM is the method particularly of significance. It is the platform technology for the supply of mature, good quality oocytes for applications such as reduction of the generation interval in commercially important or endangered species, research concerning in vitro human reproduction, and production of transgenic animals for cell therapies. The term oocyte quality includes its competence to complete maturation, be fertilized, thereby resulting in healthy offspring. This means that oocytes of good quality are paramount for successful fertilization including IVF procedures. This poses many difficulties to develop a reliable culture method that would support growth not only of human oocytes but also of other large mammalian species. The first step in IVM is the in vitro culture of oocytes. This work describes two protocols for the 3D culture of porcine oocytes. In the first, 3D model cumulus-oocyte complexes (COCs) are encapsulated in a fibrin-alginate bead interpenetrating network, in which a mixture of fibrin and alginate are gelled simultaneously. In the second one, COCs are suspended in a drop of medium and encapsulated with fluorinated ethylene propylene (FEP; a copolymer of hexafluoropropylene and tetrafluoroethylene) powder particles to form microbioreactors defined as Liquid Marbles (LM). Both 3D systems maintain the gaseous in vitro culture environment. They also maintain COCs 3D organization by preventing their flattening and consequent disruption of gap junctions, thereby preserving the functional relationship between the oocyte, and surrounding follicular cells.

Presented here are two protocols for the encapsulation of porcine oocytes in 3D culture conditions. In the first, cumulus-oocyte complexes (COCs) are encapsulated in fibrin-alginate beads. In the second, they are enclosed with fluorinated ethylene propylene powder particles (microbioreactors). Both systems ensure optimal conditions to maintain their 3D organization.

Proteolytisch abgebaute Alginat-Hydrogele und hydrophobe Mikrobioreaktoren zur Poren-Oozyten-Verkapselung

In reproductive biology, the biotechnology revolution that began with artificial insemination and embryo transfer technology led to the development of ...

Staining and High-Resolution Imaging of Three-Dimensional Organoid and Spheroid Models

In vitro three-dimensional (3D) cell culture models, such as organoids and spheroids, are valuable tools for many applications including development and disease modeling, drug discovery, and regenerative medicine. To fully exploit these models, it is crucial to study them at cellular and subcellular levels. However, characterizing such in vitro 3D cell culture models can be technically challenging and requires specific expertise to perform effective analyses. Here, this paper provides detailed, robust, and complementary protocols to perform staining and subcellular resolution imaging of fixed in vitro 3D cell culture models ranging from 100 &#181;m to several millimeters. These protocols are applicable to a wide variety of organoids and spheroids that differ in their cell-of-origin, morphology, and culture conditions. From 3D structure harvesting to image analysis, these protocols can be completed within 4-5 days. Briefly, 3D structures are collected, fixed, and can then be processed either through paraffin-embedding and histological/immunohistochemical staining, or directly immunolabeled and prepared for optical clearing and 3D reconstruction (200 &#181;m depth) by confocal microscopy.

Here, we provide detailed, robust, and complementary protocols to perform staining and subcellular resolution imaging of fixed three-dimensional cell culture models ranging from 100 &#181;m to several millimeters, thus enabling the visualization of their morphology, cell-type composition, and interactions.

Färbung und hochauflösende Bildgebung von dreidimensionalen Organoid- und Sphäroidmodellen

In vitro three-dimensional (3D) cell culture models, such as organoids and spheroids, are valuable tools for many applications including development and ...

Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is often limited to two dimensions, hampering the ability to fully describe the three-dimensional (3D) ultrastructure and functional relationship between organelles. Volume electron microscopy (vEM) describes a collection of techniques that enable the interrogation of cellular ultrastructure in 3D at mesoscale, microscale, and nanoscale resolutions. 
This protocol provides an accessible and robust method to acquire vEM data using serial section transmission EM (TEM) and covers the technical aspects of sample processing through to digital 3D reconstruction in a single, straightforward workflow. To demonstrate the usefulness of this technique, the 3D ultrastructural relationship between the endoplasmic reticulum and mitochondria and their contact sites in liver hepatocytes is presented. Interorganelle contacts serve vital roles in the transfer of ions, lipids, nutrients, and other small molecules between organelles. However, despite their initial discovery in hepatocytes, there is still much to learn about their physical features, dynamics, and functions. 
Interorganelle contacts can display a range of morphologies, varying in the proximity of the two organelles to one another (typically ~10-30 nm) and the extent of the contact site (from punctate contacts to larger 3D cisternal-like contacts). The examination of close contacts requires high-resolution imaging, and serial section TEM is well suited to visualize the 3D ultrastructural of interorganelle contacts during hepatocyte differentiation, as well as alterations in hepatocyte architecture associated with metabolic diseases.

A simple and comprehensive protocol to acquire three-dimensional details of membrane contact sites between organelles in hepatocytes from the liver or cells in other tissues.

Dreidimensionale Charakterisierung von interorganellen Kontaktstellen in Hepatozyten mittels serieller Schnittelektronenmikroskopie

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is ...