(; EJD EY022383 und EY022683) und Core Grant (P30EY001765), Imaging und Mikroskopie Core Module Diese Arbeit wurde durch Forschungsstipendien von den National Institutes of Health.

Ethik-Statement: Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien durchgeführt von der Johns Hopkins University Institutional Animal Care und Use Committee dargelegt. Hinweis: Die Mäuse während des Filmens verwendeten C57BL / 6-Mäuse aus Jackson, obwohl andere Nagetierstämmen oder Spezies können ebenfalls verwendet werden. Wenn andere Stämme oder Arten verwenden, beachten Sie, dass Anästhesie Dosierungen und Verletzungen Timeline kann variieren. Es ist wichtig, I / R Bedingungen anzupassen Stamm, Spezies und experimentelle Variationen aufzunehmen. 1. Bereiten Sie die Anästhesie Cocktail <ol><li> Kombinieren 1,25 ml Ketamin, Xylazin 0,625 ml, 0,375 ml Acepromazin und 22,75 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung in einem 50 ml Zentrifugenröhrchen. HINWEIS: Für den Rest des Manuskripts, wird diese Lösung als Cocktail bezeichnet. </li><li> Filtriere den Cocktail in ein neues steriles 50 ml-Zentrifugenröhrchen mit 60 ml Spritze und einer 0,20 um-Filter. Etikett und Datum dieses neue tuSein. </li><li> Voll in Alufolie wickeln den Cocktail Rohr lichtinduzierten Abbau des Anästhetikums zu verhindern. HINWEIS: Der Cocktail bei Raumtemperatur und erneut verwendet werden, können bis zum Verfallsdatum seiner frühesten ablaufenden Zutat gespeichert werden. </li></ol> 2. Bereiten Sie die Anästhesie Booster <ol><li> In einem 50 ml-Zentrifugenröhrchen, kombinieren 4 ml Ketamin und 16 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung. HINWEIS: Diese Lösung wird von nun an als Booster bezeichnet. </li><li> Filtriere den Booster in ein neues steriles 50 ml-Zentrifugenröhrchen mit 60 ml Spritze und einer 0,20 um-Filter. Etikett und Datum dieses neue Röhre. HINWEIS: Der Booster kann bei Raumtemperatur und erneut verwendet werden bis zum Verfallsdatum seiner frühesten ablaufenden Zutat gespeichert werden. </li></ol> 3. Bereiten Sie die OP-Suite <ol><li> Stellen Sie die Raumtemperatur zwischen 18 ° C und 21 ° C. </li><li> Schalten Sie den OP-Tisch, und passen Sie seine Oberfläche Wärme an die highest Temperatur. </li><li> Decken Sie alle Arbeitsflächen mit chirurgischen Underpads. </li><li> Vereinbaren Sie einen leeren Käfig oder einem anderen Behälter auf dem OP-Tisch zu wärmen. </li><li> Vereinbaren Sie eine Skala und ein Ohr Tagger auf der Arbeitsplatte. </li></ol> 4. Bereiten Sie die Balanced Salzlösung mit Heparin-Natrium <ol><li> 0,5 ml Heparin-Natrium in einen 500 ml IV Flasche balancierter Salzlösung (HBSS). </li><li> Das spitze Ende des primären Satz prepierced Y-Ort-Schlauch in die Flasche von 0,1% Heparin-Natrium. </li></ol> 5. die IV Pole einrichten <ol><li> Hängen Sie die Flasche von 0,1% Heparin-Natrium aus der IV Polverlängerung, und lassen Sie die Luftfilterkappe auf dem Primärsatz öffnen prepierced Y-Ort-Schläuche. </li><li> Elevate die 0,1% Heparin-Natrium-Flasche bis 163 cm (120 mm Hg). Messen der Höhe von der Platte zur Spitze des Natriumheparin drip. </li><li> Entfernen Sie alle Luftblasen in der IV-Schlauch durch manuell den primären Satz schnippen prepierced Y-Ort-Schläuche. </li&gt; </ol> 6. die Natrium Heparin Drip Set up <ol><li> Schließen Sie den primären Satz prepierced Y-Ort-Schlauch an der Fünf-Ventilblock. </li><li> Schließen Sie 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln an den Fünf-Port Verteiler mit Luer male male Rohrverschraubungen zu Luer. </li><li> Legen Sie jede der 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln in seinen eigenen 10-Zoll-Segment von 30-Gauge-Schlauch. </li><li> Mit hemostats, brechen die Nadelspitzen aus den neuen 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln und legen ihre stumpfen Enden in die 30-Gauge-Schlauch. Sterility oder Desinfektion der Nadelspitzen für Schritt 8.3 erforderlich. </li><li> Mit Band, ordnen Sie die 30-Gauge-Rohre mit Nadeln, so dass die mit den inneren Anschlüssen verbunden Rohre oben auf den Rohren zu den äußeren Anschlüssen verbunden angeordnet sind. Diese Anordnung wird ein Verheddern der Schläuche während vordere Kammer Kanülierung verhindern. </li><li> Schalten Sie die 0,1% Heparin-Natrium Fluss zum Fünfventilverteiler und jedem einzelnen Port. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die 0,1%Heparin-Natrium fließt stark für jeden Port. Wenn ein Port schwach fließt, ersetzen Sie den Hafen oder löschen sie mit Luft aus einer sterilen Spritze. </li><li> Lassen Sie die 0,1% Heparin-Natrium für 2 fließen - 3 min Luftblasen aus den 30-Gauge-Rohre und 5-fach Ventilblock zu entfernen. </li></ol></li><li> Schalten Sie alle Ports auf dem 5-Ventilblock. </li></ol> 7. Bereiten Sie die Mäuse für Chirurgie <ol><li> Bringen Sie die Mäuse auf die OP-Bereich. Versorgen Sie Wasserflaschen für jeden Käfig, um Tier Austrocknung während der Operation zu verhindern. </li><li> Das Gewicht jeder Maus. </li><li> Spritzen Sie jede Maus intraperitoneal mit 0,02 ml Cocktail pro Gramm Körpergewicht. </li><li> Tag und die Nummer der einzelnen Maus aufzeichnen. </li><li> Legen Sie alle Mäuse in den leeren Behälter auf dem OP-Tisch. Lassen Sie 5-10 min für alle Mäuse tiefe Betäubung zu erreichen, wie durch das Fehlen des Pedals Entzugserscheinungen, die bis zu den Zehen Prise bestätigt. </li><li> Für jede Maus, verwalten ein TropfenTropicamide in jedes Auge für Pupillenerweiterung und Kurzzeitschmierung. </li><li> Für jede Maus, verwalten ein Tropfen Proparacain in jedes Auge zur Lokalanästhesie und Kurzzeitschmierung. </li><li> Ordne die Mäuse in der Größenordnung von anesthetization so dass die erste Maus anästhesiert werden, wird die erste Maus sein kanüliert werden. </li><li> Lassen Sie ca. 2 min für die Augentropfen in Kraft treten. </li><li> Bereiten Sie gerade 4-Zoll-Stücke der Band durch fest auf dem Band ziehen. Nehmen Sie sich ein Stück Klebeband für jede Maus. HINWEIS: Andernfalls auf das Band zu ziehen dicht wird in Kräuseln des Bandes führen. </li></ol> 8. kanülieren die vordere Kammer <ol><li> Ordnen Sie die erste Maus unter dem Operationsmikroskop, und konzentrieren sich das Mikroskop auf die bevorzugte Hornhaut. HINWEIS: Kanülierung kann auf beiden Augen durchgeführt werden. Rechts dominant Chirurgen kann ich findent am einfachsten, das linke Auge zu kanülieren, während linken dominanten Chirurgen können das Recht bevorzugen. </li><li> Schalten Sie den ersten 0,1% Heparin-Natrium-Anschluss an der Fünf-Ventilblock. </li><li> Unter dem Operationsmikroskop, verwenden Sie eine Pinzette das Auge sanft zu proptose. Legen Sie die 30-Gauge-Kanüle Nadel in die vordere Kammer etwa auf halber Strecke zwischen den Zonulafasern und dem Scheitelpunkt der Hornhaut. <ol><li> Achten Sie darauf, um Kratzer zu vermeiden oder die Iris, Linse Punktierung oder innere Hornhautoberfläche. </li><li> Vermeiden Sie die Hornhaut ein zweites Mal zu durchdringen. </li><li> Mit einer sanften Drehbewegung Reibung zwischen der Kanüle zu überwinden und die Hornhaut, legen Sie die Kanüle tief in die Vorderkammer. </li></ol></li><li> Verwenden eines Streifens eines Bands unter Darstellung des 30-Gauge-Schlauch an dem Tisch zu befestigen. Zur Minimierung der Bewegung der eingesetzten Kanüle, drücken Sie die 30-Gauge-Schlauch gegen die Tischplatte, während für das Band zu erreichen. </li><li> Notieren Sie sich die Startzeit der Operation. </li><li> Mit dem Mikroskop, verify, die keine Leckage ersichtlich ist. Falls ein Leck vorhanden ist, wird die Bewegung der Flüssigkeit in der Nähe des Auges sichtbar sein. </li><li> Augen distention visuell zu bestätigen, durch die Beobachtung, dass die I / R Auge größer als das andere Auge ist. Zusammen zeigen das Fehlen von Leckagen und das Vorhandensein von Augen distention eine erfolgreiche Erhöhung des Augeninnendrucks. </li><li> Anwenden Hypromellose für beide Augen. Hypromellose dient dazu, die Hornhaut und Dichtung Mikrolecks zu schmieren. Erneute hypromellose nach Bedarf (ca. alle 30 Minuten) für eine nachhaltige Schmierung. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 8, bis alle Tiere einer Kanüle versehen wurden. </li></ol> 9. Monitor-Anästhesie <ol><li> Verwenden Sie die Zehe Prise, visuelle Beobachtung der Whisker oder visuelle Beobachtung des Schwanzes, um sicherzustellen, dass jede Maus narkotisierten bleibt. Sollte eine Maus ein Pedal Rückzugsreaktion, Whisker Zucken oder Schwanzbewegung zeigen, gehen Sie sofort 9.2 zu Schritt. </li><li> Wenn eine Maus beginnt während der Operation, Lift zu weckender Schwanz 0,05 ml Booster intraperitoneal in den Unterleib von hinten der Maus zu injizieren. Dauert ca. 1 - 2 Minuten für die Booster-Effekt zu nehmen. </li><li> Sollte eine Maus benötigen zusätzliche Sedierung, wiederholen Sie Schritt 9 nach Bedarf. </li></ol> 10. Entfernen Sie die Kanüle aus der vorderen Kammer <ol><li> Für jedes Tier nach 90 min vergangen sind, vorsichtig die Kanüle aus der vorderen Kammer ziehen. </li><li> Untape die Maus aus dem OP-Tisch, kümmert sich nicht um die Kanüle Schlauch benachbarter Tiere zu stören. </li><li> Schmieren Sie beide Augen mit Gelee schmiert. </li><li> Als spätere Kanülen entfernt werden, die Mäuse in den leeren Behälter anordnen auf dem OP-Tisch von der Operation zu erholen. die Hitze des OP-Tisch nicht ausschalten. </li><li> Zulassen, bei mindestens 2 - 3 Stunden für die Wiederherstellung auf der beheizten OP-Tisch. Beachten Sie die Mäuse häufig, bis sie vollständig aus der Narkose erholt haben. </li></ol> 11. Reinigen Sie die Gleichunguipment <ol><li> Desinfizieren Sie die Kanülen mit Alkoholtupfer. HINWEIS: Andere Verfahren zur Desinfektion oder Sterilisation, wie Autoklavieren, können substituiert sein. </li><li> Auszutreiben 0,1% Heparin-Natrium vom 5-Ventil-Verteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze mit Luft gefüllt. </li><li> Spülen Sie das 5-Ventilverteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze, die mit destilliertem Wasser gefüllt. </li><li> Auszutreiben destilliertem Wasser aus dem 5-Port-Verteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze mit Luft gefüllt. </li><li> Nach dem Kanülen Desinfektion und die Rohrvorrichtung Spülen Bewahren Sie die Geräte für die Wiederverwendung. </li><li> Store, zu verwerfen, oder schalten Sie alle anderen Geräte aus. Lassen Sie die Wärme der OP-Tisch auf. </li></ol> 12. Kehren Alle Mäuse in ihre Heimatkäfige <ol><li> Nachdem die Mäuse vor der Operation (nach 2 - 3 h) erwachen, kehren jedes Tier in seinen Heimkäfig. Geben Sie Gel Nahrung für jeden Käfig. Gibt alle Käfige zu den dafür vorgesehenen Räumen. </li><li> Schalten Sie die Hitze des OP-Tisch aus. Entsorgen Sie alle Abfälle, und wischen Sie den OP-Bereich nach unten. </li></ol> 13. Führen Sie Retinal Bewertung <ol><li> Gegebenenfalls sammeln Retinae für die histologische Analyse oder dunkel anpassen Mäuse für Elektroretinogramms Aufnahme. </li></ol>

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H., Barnes, G., McLaughlin, M., Holt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+and+device+to+induce+transient+retinal+ischemia+in+the+rat.">A new method and device to induce transient retinal ischemia in the rat.</a> Curr Eye Res. 24 (6), 458-464 (2002).</li></ol>

The authors have no disclosures.

Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP hat bei der Modellierung Zellschäden und Funktionsstörungen ihre Nützlichkeit bewiesen, insbesondere Neurodegeneration, in dem Nagetier retinalen Gefäß-Nerven-Einheit. Dieses Verfahren stellt eine robuste Kontrollgewebe und ist in Bezug auf die technische Raffinesse leicht zugänglich. Es wurde in diesem und anderen I / R - Schaden - Modelle festgestellt , dass der Druck und die Dauer der Ischämie kann eine Erhöhung von 24 Schwere der Verletzungen erhöhen. Aus diesem Grund haben einige Praktizierende gewählt von den hier 4,6-10,12 präsentierten unterschiedliche ischämische Drücke und Dauern zu verwenden. Daher retinalen bietet I / R-Schaden durch erhöhten IOP einen Vorteil gegenüber alternativen retinalen I / R-Techniken, dass es ermöglicht, eine chirurgische Parameter anpassen eine der besonderen experimentellen Ziele gerecht zu werden. Dennoch haben alternative Techniken zur Induzierung retinalen I / R Schädigung bei Nagern eingesetzt. Die Ligierung des Sehnervs Bündel 25,26 </sup&gt; oder die Zentralarterien allein 27 verwendet wurde vorübergehend retinalen Blutfluss zu stoppen. Ähnliche Strategien für systemische Bedingungen Ligatur der Arteria cerebri 28 oder der Kopf-Arterie 29 um den Blutfluss zu verringern , ohne vollständig zu behindern es erforderlich ist . Eine seltenere Methodik umfasst den Umfang der retinalen Globus Komprimieren eines Threads verwenden , die gewichtet wird an beiden Enden 30. Während diese Strategien erfolgreich zu einem Verständnis der Hypoxie-induzierten neurovaskulären Veränderungen in der Netzhaut beigetragen haben, bietet die hier beschriebene Technik mehrere Vorteile gegenüber diesen Alternativen. Erfordert nur eine minimale Nicht-Retina-Schäden an der Hornhaut, I / R durch erhöhten IOP bietet eine speziell retinale Schädigung gezielt als durch Ligatur Techniken gewährt wird, und kann so nützlicher sein für Forscher interessiert in Retina-spezifische Krankheit. Auch sind erhöhte IOP Methoden besser lenkbar als Ligatur oder Komprimierungsmodellen, so dass der IOP-Methode ermöglicht eine schnelle Erreichen der retinalen Ischämie sowie anschließende Reperfusion. Schließlich erfordern erhöhten IOP Protokolle minimal chirurgischen und technologischen Raffinesse und so können mehr allgemein zugänglich sein, als ihre Alternativen. Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP ist nicht ohne Herausforderungen. Kanülierung der vorderen Kammer erfordert manuelle Geschicklichkeit und muss darauf geachtet werden, die Integrität der Iris, Linse und Hornhaut zu erhalten. Vorsicht ist auch nach dem Einsetzen der Kanüle angeraten, da die Kanüle aus der vorderen Kammer herausgezogen werden kann, während die 30-Gauge-Schlauch mit einem Band befestigt ist. Andere kritische Prozesse in diesem Protokoll enthalten eine warme Körpertemperatur für narkotisierten Tieren aufrechtzuerhalten, Verabreichung Booster Anästhesie in einer angemessenen Art und Weise, und Erhaltung der Schmierung der Hornhaut mit Hypromellose. Es ist auch wichtig Maus Stress oder Krankheit Verhaltensweisen (zB Mangel an Pflege zu beachten, hunchingEtc.) vor der Operation, da diese zusätzliche chirurgische Variablen Droge Potenz und Sterblichkeit beeinflussen können. Durch die Teilnahme an diesen Fragen kann man eine stark regulierte und reproduzierbares Modell für retinale I / R-Schaden erreichen. Es sollte auch anerkannt werden, dass der Netzhaut I / R-Schaden durch erhöhte IOP ist nur ein Modell, und Vorsicht ist geboten, wenn Erkenntnisse zu bestimmten Erkrankungen, insbesondere chronische Erkrankungen Extrapolation. Während von diesen Krankheiten in Zeitrahmen und ätiologische unterschiedlicher Herkunft, jedoch retinalen I / R-Schaden durch erhöhte IOP bieten kann dennoch eine solide Plattform für Mechanismen der Degeneration der Netzhaut und Erholung zu bewerten. Die Netzhaut besteht aus vielgestaltigen Zellen und Signalprozesse und eine umfassende Geschichte der retinalen Dysregulation ist noch nicht geklärt werden. Die aktuelle Literatur zeigt die Nützlichkeit der retinalen I / R - Schaden durch erhöhte IOP nicht nur retinale degenerative Prozesse bei der Prüfung 6-8,10,12,sondern auch Ziele für die therapeutische Prävention und Intervention 7,9,11,12,14 bei der Identifizierung. Darüber hinaus gibt es immer mehr Beweise für die Nützlichkeit der retinalen I / R - Schaden durch erhöhten IOP bei nicht-neuronalen Endpunkte wie Netzhautentzündungen, vaskuläre Degeneration zu unterstützen und eine Leckage 14,15,17. Aufgrund ihrer anatomischen Besonderheit, experimentelle Lenkbarkeit und technische Zugänglichkeit, Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP verspricht eine führende Rolle zu pflegen diese Anfragen bei der Verfolgung.

Retinal - Ischämie-Reperfusion (I / R) charakterisiert viele menschliche retinale Pathologien, einschließlich Glaukom, diabetischer Retinopathie und retinale vaskuläre Okklusionen 1. In der Netzhaut I / R, reduziert den Blutfluss (Ischämie) im retinalen Gefäß schafft einen Zustand der Netzhautempfindlichkeit gegenüber Sauerstoff und anderen Nährstoffen, Ausfällen schweren oxidativen und entzündlichen Schaden , wenn Zirkulation später wieder verwendet wird (Reperfusion) 2. Das neuronale Netzhaut erscheint besonders anfällig für diese Veränderungen, mit retinalen Neurodegeneration vielleicht ist das hervorstechendste Merkmal der I / R-induzierten Schäden. hier ist ein Protokoll für die Modellierung von retinalen I / R Verletzungen bei der Maus dargestellt. Diese Technik ermöglicht es Forschern, mögliche Mechanismen und Strategien für die Behandlung menschlicher Erkrankungen der retinalen Gefäß-Nerven-Einheit zu untersuchen. Vorangegangen 1952 von Chirurgen die neurodegenerative Folgen der chirurgischen Anämie zu verstehen sucht 3, rodent retinalen I / R durch erhöhten Augeninnendruck (IOP) wurde 1991 zum Zweck der Standardisierung neurodegenerative Endpunkte nach einem ischämischen Insult 4 wiederhergestellt. Mit dem Tropf einer Salzbehälter zu IOP erhöhen über den systolischen Blutdruck zeigten diese Studien, dass unter Druck stehendes war Augen Kanülierung ausreichend, um die retinalen Zirkulation zu suspendieren und dadurch neuronale Degeneration initiieren. Neuere Bemühungen retinalen I / R durch erhöhten IOP haben damit begonnen , die unter Verwendung von Mechanismen , die I / R-induzierte 5-12 retinalen Neurodegeneration zu erarbeiten. Mehrere Gruppen haben zusätzliche pathologische Veränderungen berichtet , einschließlich Entzündung 13,14, vaskuläre Permeabilität 15,16 und kapillare Degeneration 14,17. Zusammengenommen haben diese Studien retinalen I / R-Schaden durch erhöhten IOP als Modell der retinalen Gefäß-Nerven-Krankheit allgemein etabliert. Charakterisieren der Mechanismen der I / R-Schaden ist wichtig für die Untersuchung von vascular Krankheit. Retinal I / R Schädigung durch erhöhten IOP ist eine von vielen Hypoxie-induzierte Schädigung Modelle, einschließlich I / R Verletzungen in der Lunge 18, 19 Herz, Gehirn 20, Leber 21, Nieren 22 und 23 Darm. Diese Modelle sind von größter Bedeutung gewesen unser Verständnis von vaskulärer Erkrankung und ihrer klinischen Heilmittel bei der Förderung. Durch die Erweiterung hilft die Untersuchung von I / R-Prozesse auf Augengewebe, Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP ein umfassendes Bild dieser verwandten Bedingungen zu malen. eng mit klinischen neurodegenerativen Erkrankungen in Netzhaut, Netzhaut-I / R-Schaden durch erhöhte IOP Entsprechende stellt ein wertvolles Werkzeug für Forscher interessiert an ischämischen Pathogenese zu erkunden. Das Protokoll hier beschrieben wird gezielt, lenkbar und zugänglich. Es ist gut mit Endpunkten in neuronale Degeneration, wie die Quantifizierung der retinalen Neuronen, Messung der Netzhautdicke ergänzt, und elektro rUFNAHME der retinalen Neuronenfunktion. Dieses Modell hat seine Nützlichkeit bewiesen neurovaskulären Anfrage bei der Förderung, und es zeigt Versprechen Status als Gründungsprotokoll in der visuellen Medizinforschung zu verdienen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="544">
	<tbody>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Heparin Sodium Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Abraxis Pharmaceutical Products</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1000 USP/mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BSS Sterile Irrigating Solution</td>
			<td style="width:136px;">Alcon Laboratories, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">9007754-0212</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">SC-2kg Digital Pocket Scale</td>
			<td style="width:136px;">American Weigh Scales, Inc.</td>
			<td style="width:136px;">SC-2kg</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">1% (10 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td>
			<td style="width:136px;">Bausch + Lomb</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">0.5% (5 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td>
			<td style="width:136px;">Becton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">427400</td>
			<td style="width:136px;">Inner diameter: 427400</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">30G1/2 PrecisionGlide Needles</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">305106</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">BC 1mL TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26G x 3/8</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309625</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">BD 60mL Syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td style="width:136px;">Benton Dickinson and Company</td>
			<td align="right" style="width:136px;">309653</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td>
			<td style="width:136px;">Carl Zeiss AG</td>
			<td style="width:136px;">000000-1179-101</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Sterile Syringe Filter</td>
			<td style="width:136px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:136px;">CLS431224</td>
			<td style="width:136px;">0.20 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Durasorb Underpads</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">1038</td>
			<td style="width:136px;">23 x 24 inches</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Alcohol Prep</td>
			<td style="width:136px;">Covidien</td>
			<td align="right" style="width:136px;">6818</td>
			<td style="width:136px;">2 Ply, Medium</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Student Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">91150-20</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Hartman Hemostats</td>
			<td style="width:136px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:136px;">13002-10</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td>
			<td style="width:136px;">Hospira</td>
			<td style="width:136px;">12672-28</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1X)</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">10010-049</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:136px;">Distilled water</td>
			<td style="width:136px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:136px;">15230-204</td>
			<td style="width:136px;">500 mL</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">C57BL/6J Mice</td>
			<td style="width:136px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td align="right" style="width:136px;">664</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:136px;">LLOYD, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">20 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td>
			<td style="width:136px;">MediChoice</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">3-Gram Packet</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:136px;">NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td>
			<td style="width:136px;">Navilyst Medical, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:136px;">70039355</td>
			<td style="width:136px;">5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td>
		</tr>
		<tr height="148">
			<td height="148" style="height:148px;width:136px;">Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td>
			<td style="width:136px;">OCuSOFT, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">2.5% (25 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td>
			<td style="width:136px;">Pfizer, Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">100 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Trans-Pal I.V. Stand&#160;</td>
			<td style="width:136px;">Pryor Products</td>
			<td align="right" style="width:136px;">372</td>
			<td style="width:136px;">Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:136px;">Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td>
			<td style="width:136px;">Vet One</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:136px;">10 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:136px;">V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td>
			<td style="width:136px;">VSSI</td>
			<td style="width:136px;">100-4041-21</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:136px;">Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td>
			<td style="width:136px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:136px;">64-1579</td>
			<td style="width:136px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

Retinal-Ischämie-Reperfusion (I / R) ist ein pathophysiologischer Prozess Zellschädigung in mehreren Augenerkrankungen beitragen, einschließlich Glaukom, diabetischer Retinopathie und retinale vaskuläre Okklusionen. Nagetiermodellen von I / R Verletzungen bieten bedeutende Erkenntnisse über Mechanismen und Behandlungsstrategien für die menschliche I / R Verletzungen, insbesondere im Hinblick auf neurodegenerative Schäden in der retinalen neurovaskulären Einheit. Hier vorgestellte ist ein Protokoll zur Induktion von retinalen I / R Verletzung bei Mäusen durch Erhöhung des intraokularen Drucks (IOP). In diesem Protokoll wird die Augenvorderkammer mit einer Nadel durchbohrt, durch welche die Tropf eines erhöhten Salzvorratsbehälter fließt. Mit diesem Tropf IOP zu erhöhen über den systolischen arteriellen Blutdruck, ein Praktiker stoppt vorübergehend inneren retinalen Durchblutung (Ischämie). Wenn Zirkulation wiederverwendet wird (Reperfusion) durch Entfernung der Kanüle, schwere Zellschäden erfolgt, was letztlich in retinalen Neurodegeneration. Neueste Gestüties zeigen Entzündung, Gefäßdurchlässigkeit und kapillare Degeneration als zusätzliche Elemente dieses Modells. Im Vergleich zu alternativen retinalen I / R-Methodologien, wie Retina-arterielle Ligatur, Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP bietet Vorteile in seiner anatomischen Besonderheit, experimentelle Lenkbarkeit und technische Zugänglichkeit, präsentiert sich als ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung der neuronalen Pathogenese und Therapie in die retinalen Gefäß-Nerven-Einheit.

Die neurodegenerative Effekte von retinalen I / R durch erhöhten IOP werden gemeinsam ausgewertet unter Verwendung von zwei Standardansätze. NeuN Immunomarkierung neuronaler Kerne hat folgenden I / R Insult signifikante neuronale Zellverlust ergab (Abbildung 1). Kurz gesagt, entkernte Augen 7 Tage nach I / R in Paraformaldehyd fixiert wurden, mit der neuronalen Zellmarker NeuN markiert und Voll montiert. Bilder wurden unter Verwendung der konfokalen Mikroskopie erfasst und mit NeuN markierten Zellen wurden durch 11 Zählen quantifiziert. Vermindert in Ganglion Zellschicht Neuron zählt zeigen I / R-induzierten Zelltod. Impairments in retinalen Neuronenfunktion dokumentiert wurden mit Elektroretinogramm (Abbildung 2). Kurz gesagt, sieben Tage nach I / R wurden scotopic Elektroretinogramme an mehreren Flash-Intensitäten aufgezeichnet. Amplituden der a- und b-Wellen wurden unter Verwendung von Bildanalyse-Software quantifiziert <sbis&gt; 12. Hier niedriger a- und b-Wellenamplituden bedeuten I / R-induzierte Beeinträchtigungen in Retina-Nervenfunktion. In diesen und anderen I / R-Endpunkte dient die Nicht-I / R Auge als robust negative Kontrolle für die I / R-induzierten Schäden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54065/54065fig1.jpg" /> Abbildung 1. Retinal I / R Induziert Neuronal Cell Death in der Ganglienzellschicht (GCL). Repräsentative Netzhautbilder von Steuerung und I / R Augen sind mit Maßstabsbalken bezeichnen 100 &amp; mgr; m gezeigt. (A) Die Anzahl der NeuN-positive Zellen in der GCL signifikant in I / R Augen reduziert im Vergleich zu den Kontrollen (B). n = 9, Fehlerbalken: Standardfehler, *** p &lt;0,0001 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54065/54065fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt = &quot;2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 54065 / 54065fig2.jpg&quot; /&gt; Abbildung 2. Retinal I / R Beeinträchtigt Retinal Neuron - Funktion. Verminderte a- und b-Wellenamplituden indicate Membranphysiologie in neuronalen Zellen nach I / R beeinträchtigt. n = 6, Fehlerbalken: Standardfehler, * p &lt;0,05 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54065/54065fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54065/54065fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren für die retinale Ischämie-Reperfusionsverletzung von erhöhtem Augeninnendruck bei Mäusen zu induzieren. Retinaler Ischämie-Reperfusionsschaden durch erhöhten Augeninnendruck dient menschlichen Krankheiten zu modellieren, indem kompromittiert Sauerstoff- und Nährstoffversorgung in der Retina gekennzeichnet, so dass die Forscher potentielle zelluläre Mechanismen und Therapien für menschliche Erkrankungen der retinalen Gefäß-Nerven-Einheit zu untersuchen.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

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frequently caused ...

Forschung

Medizin

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite tissue. Ischemia reperfusion injury (IRI) is a known cause of partial free flap failure and has no effective treatment. Establishing a laboratory model of this injury can prove costly both financially as larger mammals are conventionally used and in the expertise required by the technical difficulty of these procedures typically requires employing an experienced microsurgeon. This publication and video demonstrate the effective use of a model of IRI in rats which does not require microsurgical expertise. This procedure is an in situ model of a transverse abdominis myocutaneous (TRAM) flap where atraumatic clamps are utilized to reproduce the ischemia-reperfusion injury associated with this surgery. A laser Doppler Imaging (LDI) scanner is employed to assess flap perfusion and the image processing software, Image J to assess percentage area skin survival as a primary outcome measure of injury.

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is widely employed in reconstructive surgery to restore form and function following oncological resection and trauma. Preconditioning this tissue prior to surgery may improve outcome. This article describes an in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap (TRAM) in rats as a means for testing preconditioning strategies.

In situ Quer Bauchmuskel myokutane Flap: Eine Ratte Modell myokutane Ischämie Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Inducing Ischemia-reperfusion Injury in the Mouse Ear Skin for Intravital Multiphoton Imaging of Immune Responses

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent re-oxygenation of the tissues (reperfusion). In the skin, ischemia-reperfusion (IR) is the main contributing factor to the pathophysiology of pressure ulcers. While the cascade of events leading up to the inflammatory response has been well studied, the spatial and temporal responses of the different subsets of immune cells to an IR injury are not well understood. Existing models of IR using the clamping technique on the skin flank are highly invasive and unsuitable for studying immune responses to injury, while similar non-invasive magnet clamping studies in the skin flank are less-than-ideal for intravital imaging studies. In this protocol, we describe a robust model of non-invasive IR developed on mouse ear skin, where we aim to visualize in real-time the cellular response of immune cells after reperfusion via multiphoton intravital imaging (MP-IVM).

This protocol describes the induction of an ischemia-reperfusion (IR) model on mouse ear skin using magnet clamping. Using a custom-built intravital imaging model, we study in vivo inflammatory responses post-reperfusion. The rationale behind the development of this technique is to extend the understanding of how leukocytes respond to skin IR injury.

Induzierende Ischemia-Reperfusionsschaden in der Maus-Ohr-Haut für intravital Multiphotonenionisation Imaging von Immunantworten

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Ein präklinisches Rattenmodell zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen in der rekonstruktiven Mikrochirurgie

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Verzögerte intramyokardiale Lieferung von Stammzellen nach Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Murine-Modell

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...