Wir sind dankbar, dass Lonza Group AG für das Sponsoring, diese Veröffentlichung durch das Abdecken der Veröffentlichungskosten. Wir danken der Deutschen Infarktforschungshilfe, Wilhelm-Vaillant-Stiftung, Ernest-Solvay-Stiftung, und der Thüringer Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Kultur für die finanzielle Unterstützung, um SL.

1. Vordifferenzierung von THP-1-Makrophagen <ol><li> Kultivieren THP-1-Zellen in RPMI-1640-Medium mit 10% (v / v) fötalem Kälberserum (FCS) und 1% (v / v) Penicillin / Streptomycin / L-Glutamin (PSG) in einer CO 2 ergänzt (5% ) Inkubator bei 37 ° C aufweist. </li><li> Vor der Transfektion aufgeteilt Zellen und übertragen sie an die frische RPMI-Medium wie zuvor. Kultivieren Zellen für 24 Stunden. </li><li> Samen 1,0-1,5 × 10 7 Zellen in einer 75 cm² Gewebekulturkolben oder 2,5 x 10 7 Zellen in eine 150-cm² Gewebekulturkolben in RPMI-1640-Medium und füge 10% (v / v) FCS, 1% (v / v) PSG, 1% (v / v) Natriumpyruvat, 1% (v / v) nicht-essentielle Aminosäuren, 10 ng / ml PMA und 50 uM β-Mercaptoethanol für 48 Stunden. </li></ol> 2. Herstellung von Nucleofection <ol><li> Zeigen Accutase I und alle Medien in Wasserbad bei 37 ° C. </li><li> Absaugen Kulturmedium aus Kolben und mit 6 ml (75 cm² Kolben) oder 12 ml (150 cm² Kolben) von ersetzenAccutase ich und Inkubation für 30 min bei 37 ° C für volle Ablösung von Zellen. Beachten Zellmorphologie nach Accutase I-Behandlung, um sicherzustellen, dass die Zellen einen runden Auftritt. Wenn einige Zellen erscheinen noch angebracht werden, die Flasche vorsichtig mit einer Mikropipette spülen oder klopfen Sie leicht es zu einer Ablösung abzuschließen. Verwenden Sie keine Zellschaber, da dies einen negativen Effekt auf die Vitalität der Zellen zu haben. Übertragen Zellsuspension in ein 15 ml Röhrchen. </li><li> Während ich Accutase Behandlung, bereiten Sie die folgenden Medien: <ol><li> Vorbereitung Transfektionsmedium: Ergänzung Zellkulturmedium mit 1% (v / v) PSG, 1% (v / v) nicht-essentielle Aminosäuren, 1% (v / v) Natriumpyruvat und 5% (v / v) Humanserum (für siRNA) oder 20% (v / v) Humanserum (für Plasmid-DNA); bereiten ein Gesamtvolumen von entweder 3 ml / Probe für eine 6-Well-Platte oder 4 ml / Probe für zwei 12-Well-Platten. </li><li> Vorbereitung Kultivierungsmedium: Kulturmedium Ergänzung mit 1% (v / v) PSG, 1% (v / v) nicht-essentielle Aminosäuren, 1% (v / v) Natriumpyruvat und 5% (v / v) huMensch-Serum (für siRNA) oder 20% (v / v) Humanserum (für Plasmid), 2,5 ng / ml PMA und 50 uM β-Mercaptoethanol; bereiten ein Gesamtvolumen von entweder 3 ml / Probe für eine 6-Well-Platte oder 4 ml / Probe für zwei 12-Well-Platten. </li></ol></li><li> Zentrifuge Zellsuspension für 5 min bei 300 × g bei Raumtemperatur. </li><li> Aspirat Accutase I und Zellen in 1 ml RPMI-Medium auf 37 ° C vorgewärmt; Zählen von Zellen auf die Zellzahl zu bestimmen. HINWEIS: Bei der schnellen automatischen Zellzählung Verfahren verwendet werden, die Schritte 2.4 und 2.5 kann verzichtet werden, und die Zellen gezählt werden sofort nach der Ablösung der Maßgabe, dass über längere Zeit Accutase ich vermieden. </li><li> Für jede Transfektion Probe herzustellen Aliquots in Zentrifugenröhrchen, die 2,0-2,5 x 10 6 Zellen. </li></ol> 3. Nucleofection von THP-1-Makrophagen <ol><li> Zentrifuge alle Aliquots für 10 min bei 250 × g bei Raumtemperatur. </li><li> Verdünnen Plasmid-DNA oder siRNA in nukleasefreiesWasser oder einem geeigneten Puffer. Halten Sie das erforderliche Volumen der Plasmid-DNA oder siRNA so klein wie möglich. </li><li> Vorbereitung einer Nucleofector Küvette mit entweder 1 ug von siRNA oder 0,5 ug Plasmid-DNA für jede Transfektion. </li><li> Führen Sie eine Transfektion zu einem Zeitpunkt. Absaugen Überstand aus Zell aliquoten. </li><li> Resuspendieren pelletierten Zellen in Nucleofector Lösung, um ein Gesamtvolumen von 100 ul DNA / siRNA und Nucleofector Lösung ergeben. Halten Sie die Zeit der Exposition zu reinen Nucleofector Lösung auf ein Minimum und gewährleisten, dass die Belichtungszeit nicht mehr als 15 min nicht überschreiten. </li><li> Mischen resuspendierten Zellen und DNA / siRNA in Nucleofector Küvette durch leichtes Klopfen. </li><li> Transfizieren Zellen durch Ausführen Programm Y-001 in Nucleofector 2b Gerät. </li><li> Übertragen transfizierten Zellen in ein Reaktionsgefäß mit Einweg-Kunststoff-Pasteur-Pipetten. </li><li> Sofort im 500 ul bereit Transfektion Medium. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,4-3,9 für jede Transfektion Probe. </li></ol><ol><li> Bereiten Sie entweder 6-Well-oder 12-Well-Platten für transfizierte Zellen. Pipette 2,5 ml Transfektion Medium in jede Vertiefung einer 6-Well-Platte (1 gut / Transfektion) oder 1,75 ml der Transfektion Medium in jede Vertiefung einer 12-Well-Platte (2 Wells / Transfektion). </li><li> Mischen Zellsuspensionen gründlich mit einer Mikropipette. </li><li> Übertragen Sie die transfizierten Zellen in die vorbereiteten Bohrlöcher (entweder man gut in einem 6-Well-Platte oder zwei in einem 12-Well-Platte). </li><li> Platten für 4 Stunden inkubieren in einem befeuchteten Inkubator (5% CO 2, 37 ° C). </li><li> Wiederbefestigung von Zellen mikroskopisch zu überprüfen. HINWEIS: Die Mehrheit der Zellen sollten wieder haftend sein. Gelegentlich Verlängerung der Inkubationszeit von 1 Stunde erhöht die Anzahl der adhärenten Zellen bei ungenügender Wiederbefestigung. </li><li> Transfektionsmediums sorgfältig absaugen mit einer Mikropipette und ersetzen mit der gleichen Menge von Kultivierungsmedium. Nur ein gut absaugen zu einer Zeit. </li> &lt;li&gt; Zellen für erforderliche Zeitraum für maximale Wirkung von Plasmid-oder siRNA (24-72 h) inkubiert. Wenn Inkubationszeiten mehr als 48 Stunden, ersetzen Medium nach 48 Stunden. </li><li> Für zusätzliche Behandlung mit Effektoren (zB., Zytokine, Agonisten, Antagonisten und Inhibitoren) verwenden Serum-freiem Medium ohne PMA und β-Mercaptoethanol. Zeit am Ende der Inkubationszeit des Effektors mit der Zeit der maximalen Wirkung des Plasmids oder siRNA und planen die Änderung des Mediums und Zugabe der Effektorzellen entsprechend. Zellen unter Serum-freien Bedingungen aufrecht zu erhalten sollte er nicht länger als 24 Stunden. </li></ol>

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Das hier beschriebene Protokoll stellt eine zuverlässige und effiziente Weise zu THP-1 Makrophagen, die in der Regel sehr schwierig zu transfizieren sind, zu transfizieren. Transfektion mit Transfektionseffizienzen von über 90% für siRNA ohne signifikante Reduktion der Zellvitalität erreicht werden. Wirkungsgrade für Plasmide können weniger aufgrund ihrer Größe aber Transfektionseffizienzen von 70% kann in der Regel erreicht werden kann. Die Effizienz der siRNA-vermittelten Zuschlags kann 80 bis 90% zu erreichen, abhängig von der angelegten siRNA. Ein Hauptvorteil des Protokolls ist, dass es nicht mit der Zelldifferenzierung beeinflussen. Nach der Transfektion werden die Zellen normalerweise reagiert noch mit dem Differenzierungsmittel PMA (1A bis 1B und Figur 4) 12. Zusätzlich zellulären Polarisation durch Cytokin Reize wie IL10 oder LPS / IFN unbeeinflußt 12, obwohl dieser auch stark abhängig von der für die Kultivierung nach der Transfektion ein ausgewähltes MediumS in Abbildung 4 dargestellt. Es gibt mehrere Optionen, die in dem Verfahren, um das Protokoll an spezifische Anforderungen anzupassen geändert werden kann. Wie in 4 gezeigt, die Zellen reagieren unterschiedlich auf die gleiche IL10 Stimulus in Abhängigkeit von der nach der Transfektion ausgewählten Kulturmedium. Dies zeigt, dass die mittlere Zusammensetzung hat starken Einfluss auf das Zellverhalten. Da der Effekt, der durch das Medium auferlegt könnte für verschiedene experimentelle Stimuli unterscheiden, ist es möglich, dass die optimale Medium ändern kann und daher ist es notwendig, um die Eignung des Mediums für verschiedene Experimente unabhängig zu überprüfen. Jedoch ist die RPMI-1640-Medium, dem Standardmedium für die Kultivierung von THP-1-Zellen verwendet wird, hat sich als ungeeignet für die Kultivierung nach Transfektion als ein signifikanter Verlust in der Zellvitalität wurde beobachtet. Darüber hinaus kann das Protokoll auch auf THP-1 Monozyten ohne vorherige PMA-induzierte Differenzierung, in dem diese,offensichtlich entfällt die Zellablösung während des Verfahrens, aber alle übrigen Schritte müssen nicht eingestellt werden. Die THP-1 Monozyten kann danach, falls erforderlich, zu unterscheiden. Die wichtigsten Elemente des Protokolls sind zum einen die Ablösung und zweitens die Zeit, die für die Transfektion notwendig. Die Ablösung muss so schonend wie möglich durchgeführt werden, um eine hohe Lebensfähigkeit der Zellen zu erhalten. Daher empfehlen wir die vergleichsweise milden enzymatischen Ablösung von Accutase ich über ziemlich aggressiv Methoden wie Trypsinierung. Weitere Ablösung Methoden wie Behandlung mit Lidocain oder Schaben gefunden eher schädlich sein und sollte nicht verwendet werden. Im Fall, dass 30 min Accutase ich sollte die Behandlung nicht ausreicht, um alle Zellen zu lösen sein richtig ist dies meist ein Hinweis auf falsch gelagert oder abgelaufen Accutase I-Lösung oder von zu vielen Frost-Tau-Zyklen. Wir haben gute Ergebnisse, indem kleine Teilmengen von Accutase ich bei -20 ° erhaltenC die Anzahl der Gefrier-Tau-Zyklen zu verringern. Allerdings, wenn es nicht genügend Distanz entweder ersetzen Accutase ich mit frischen Accutase oder erhöhen Inkubationszeit bis zu 1 Stunde. Zusätzlich leichtes Klopfen oder Spülen des Kolbens oder Platte Ablösung zu unterstützen. Hinsichtlich der erforderlichen Zeit für die Transfektion die Belichtungszeit der Zellen auf reine Nucleofector Lösung ist wichtig für das Überleben der Zellen erhielt und somit sollte so kurz wie möglich sein. Der beste Weg, dies zu erreichen, ist jede Transfektion zu einem Zeitpunkt (Schritte von 2,10 bis 2,15) und nicht mehrere Transfektionen parallel durchzuführen. Wenn Knockdown Effizienz niedrig ist, dies in der Regel nicht durch niedrige Transfektionseffizienz verursacht wird, aber dies kann leicht unter Verwendung von Durchflusszytometrie oder Fluoreszenzmikroskopie nachgewiesen werden und fluoreszierend markierte siRNA oder ein GFP-kodierenden Plasmid. Meistens ist die Ursache eine ineffiziente siRNA oder Plasmid-DNA. Unter diesen Umständen ist zu berücksichtigen, die Menge an siRNA (bis zu 2-3 ug) zu erhöhen oderPlasmid-DNA (bis zu 1-2 ug) oder um eine andere siRNA oder Expressionsvektor, sofern diese verfügbar ist. Alternativ können zufriedenstellende Ergebnisse auch mit einem Pool von verschiedenen siRNAs gegen das gleiche Ziel gerichtet erreicht. Ferner könnte Zeitverlaufsexperimente erforderlich, um die Zeit der maximalen Wirkung, die in der Regel nach 24 bis 72 Stunden nach der Transfektion erreicht wird genau zu bestimmen. Neben der Transfektion durch Elektroporation gibt es weitere etablierte Techniken zur Transfektion von Säugerzellen. Häufig verwendeten Systemen sind chemische Mittel, die Transfektion Komplexe mit der Ladung Nukleinsäure bilden kann und erleichtern den Transport in die Zellen. Die am häufigsten verwendeten Reagenzien sind entweder an verschiedenen Lipidarten basieren oder kann aus einer Reihe von kationischen Polymeren 3 gewählt werden. Für beide Ansätze eine vielfältige Auswahl im Handel erhältlich. Diese Transfektionsreagenzien bieten den Vorteil, dass sie in der Regeleinfach zu bedienen, brauchen nicht viel Zeit, und die Arbeit mit adhärenten Zellen als gut, so entfernt die Notwendigkeit für die Ablösung. Leider sind Makrophagen ziemlich schwierig, mit diesen Methoden transfizieren, da sie nicht wesentlich proliferieren in vitro und besitzen gegenüber ausländischen zytosolischen DNA 13-15 gerichtet Abwehrmechanismen. So chemische Transfektion Ansätze häufig zu einer starken Reduzierung der Lebensfähigkeit der Zellen. Jedoch, wie in 2 gezeigt, gibt es chemische Transfektionsmittel erfolgreich siRNA in Makrophagen übertragen kann, aber durchflusszytometrischen (2A) und Fluoreszenz-mikroskopische (2B) Analysen zeigen sie nicht die gleiche homogene Verteilung von siRNA in Zellen als erzielen von Nucleofection erhalten. In der Tat, die durchflusszytometrische Daten zeigen, daß zwei verschiedene Populationen von transfizierten Zellen auftreten, zunächst eine Population mit ähnlichen Fluoreszenz der Zellen nach Nucleofectiauf erfaßt und zweitens gibt es eine Population mit intensiver Fluoreszenz. Definite Bestätigung ist immer noch erforderlich, aber nehmen wir an, dass die erste Bevölkerung ist in der Fluoreszenzmikroskopie identisch mit jenen Zellen, die eine homogene Verteilung von fluoreszierenden siRNA im Cytosol zu zeigen, während die zweite Population wahrscheinlich entspricht den Zellen mit sehr hellen Agglomerate. Die in 2A gezeigt durchflusszytometrischen Daten legen nahe, dass Nukleofektion Ergebnisse in weniger siRNA pro Zelle als der alternative Ansatz Lipofektion. Jedoch werden die Daten in Abbildung 3 zeigt, dass auch die vergleichsweise geringe Menge von siRNA durch Nucleofection eingebaut ist bereits ausreichend für 80 bis 90% Knockdown des Zielgens. Deshalb ist die zusätzliche Menge von siRNA durch die zweite Population nach der chemischen Transfektion eingearbeitet ist sehr wahrscheinlich, Überschüsse und ist somit eher zu unerwünschten Nebenwirkungen als eine weitere Erhöhung Knockdown Effizienz führen. AnsonstenBildung von intrazellulären Agglomerate ist an sich schon unerwünscht, da diese siRNA-Moleküle sind wahrscheinlich nicht funktionsfähig oder zumindest weniger effizient als freie siRNA-Moleküle und kann dazu führen, vorbei Wirkungen. Ferner die wahre Natur dieser Agglomerate ist noch nicht klar. Es ist möglich, dass diese hellen Flecken stellen Endosomen darauf hinweist, dass die siRNA wurde von den Zellen internalisiert, aber anschließend Freisetzung aus den Endosomen ausgefallen und der siRNA bleibt gefangen und daher unwirksam. Alternativ könnten die Punkte Agglomerate die intrazellulär gebildet werden. Funktionsauswertungen der chemischen Transfektion anhängig, daher keine endgültigen Aussagen über Zuschlagseffizienz kann noch gemacht werden, noch die Existenz von zwei unterschiedlichen Populationen bereits ungünstig, da dies bedeutet, dass alle Ergebnisse beschreiben den Mittelwert der beiden Populationen, bedeutet dies also nicht zu entsprechen eine der Populationen. Aus diesem Grund ist die überlegene Nucleofection Ansatz. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Trotzdem gibt es auch Einschränkungen bei der Transfektion Verfahren hier beschrieben. Da die Zellen in Suspension für Nucleofection adhärenten Zellen müssen entfernt werden, was einen zusätzlichen Stressfaktor für die Zellen zeigt. Darüber hinaus wird das gesamte Protokoll ist ziemlich zeitaufwendig. 10 pro Versuch - da Transfektionen können nicht gleichzeitig durchgeführt werden, sondern müssen, um Zellschäden zu vermeiden, schnell durchgeführt werden, wird die Anzahl der Proben, die etwa 8 begrenzt. Somit ist dieses Protokoll nicht für Hochdurchsatz-Screening-Projekten geeignet. Für Anwendungen mit hohem Durchsatz verschiedenen Nucleofector Systeme zur Verfügung. Zum einen gibt es das 4D-Nucleofector System, das eine 16 Well Streifen-Format bietet. Für noch größere Durchsatz, gibt es die 96-Loch-Shuttle-System und das 384er HT Nucleofector System. Doch als diese neueren Systeme arbeiten mit leitfähigen Polymer-Elektroden anstelle von Aluminium und damit elektrischen Bedingungen, dh Programme und Composition von Nucleofector Lösung, entsprechend geändert, bestimmt, ob unsere Protokoll kann auf diese Systeme übertragen werden können sie braucht. Doch trotz dieser Einschränkungen das Protokoll hier vorgestellte hat ergeben eine zuverlässige und effektive Transfektion von THP-1-Zellen, die besser als alle anderen nicht-virale Ansätze ist. Dieses Protokoll ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen von Veränderungen der Genexpression in THP-1-Zellen, die in allen anderen Aspekten unterscheiden und zu polarisieren, und somit in der Regel wenig Nebenwirkungen der Transfektion wie möglich zu zeigen.

Unter den zellulären Komponenten des Immunsystems sind Makrophagen von großer Bedeutung für die angeborene Immunantwort. Ihre Aufgaben sind vielfältig; sie in die Phagozytose von Pathogenen und nekrotischen Materials beteiligt sind, spielen sie eine wichtige Rolle bei der Gewebe Homöostase und produzieren und sezernieren eine Vielzahl von Zytokinen zu regulieren und zu orchestrieren die Immunantwort ein. Daher Makrophagen integral in vielen physiologischen Prozessen und pathophysiologischen Bedingungen beteiligt. Aufgrund der Vielfalt ihrer Aufgaben sind Makrophagen eine sehr heterogene und vielfältige Zelltyp. Dies wird durch unterschiedliche Polarisationen erreicht; abhängig von äußeren Reizen Makrophagen kann in verschiedene Phänotypen 2 zu entwickeln. Makrophagen Variabilität und Einfluss auf die Immunantwort machen sie zu einem sehr interessanten Forschungsgegenstand. Um ihre komplexe Stoffwechsel-und Regulierungsfunktionen sollte Makrophagen in vitro-Modelle aufzuklären sind required die korrekt widerspiegeln Makrophagen Heterogenität und Variabilität. Transfektion von Zellen mit Plasmid-DNA-Vektoren oder small interfering RNAs (siRNAs), um zelluläre Genexpression zu verändern hat sich zu einem weit verbreiteten und leistungsfähiges Werkzeug in der Zellbiologie zur Untersuchung sowohl der Genregulation und Genfunktion. Derzeit gibt es eine große Auswahl an verschiedenen Tools für die Transfektion von eukaryontischen Zellen zur Verfügung. Diese Werkzeuge umfassen die Anwendung von viralen Vektoren, mechanische Verfahren (wie Genpistolen), chemische Ansätze (die auf Polymeren oder Lipide, die Komplexe mit Nukleinsäuren zu bilden, verlassen können), und die Elektroporation von Zellen 3. Alle diese Ansätze haben ihre Vorteile und Nachteile, und die Auswahl der am besten aus dieser Vielzahl für einen bestimmten Zelltyp und Anwendung kann eine schwierige und zeitraubender Prozess sein. Makrophagen sind notorisch schwierig, da fast alle etablierten transfe Transfektionction Ansätze Makrophagen Lebensfähigkeit drastisch zu reduzieren oder zu stören mit ihrem Verhalten, dh Differenzierung und insbesondere Polarisation. Deshalb präsentieren wir hier eine effiziente, nicht-virale Protokoll der menschlichen THP-1-Makrophagen mit Hilfe der Elektroporation basierenden Nucleofector-Technologie, die eine optimierte Elektroporation Vorgehen erfordern geringere Mengen von DNA stellt transfizieren. Für empfindliche Zellen, wie Monozyten und Makrophagen Nukleofektion gut geeignet ist. Dieses Protokoll ist eine Anpassung der bisher veröffentlichten Versionen 4,5. Kurz, Phorbol 12-Myristat-13-Acetat (PMA) verwendet, um menschliche THP-1 Monozyten für 48 h in eine vorzeitige Makrophagen vor der Transfektion mit siRNA oder Plasmid-DNA zu unterscheiden. Für die Transfektion die prädifferenziert Makrophagen werden enzymatisch durch Behandlung Accutase ich abgelöst. Die Transfektion wird unter Verwendung einer Nucleofector 2b Vorrichtung zur Elektroporation der Zellen. Nach der Transfektion unterscheidenzierung wird weitere 24 bis 48 Stunden fortgesetzt, wie erforderlich. Schließlich werden reife Makrophagen transfiziert mit verschiedenen Arten von Verbindungen für funktionelle Studien inkubiert. Dieser Ansatz erlaubt die Transfektion von Zelllinien, wie humanen THP-1 Monozyten und Makrophagen und wurde in der Vergangenheit erfolgreich angewendet 6-10. Im Gegensatz zu den meisten chemischen Transfektion Ansätze ergibt unserer modifizierten Nucleofection Verfahren mit vorzeitiger Makrophagen hohe Transfektionseffizienzen in Kombination mit der Lebensfähigkeit der Zellen nicht beeinträchtigt, ohne dass virale Vektoren verwenden oder weitere Träger Verbindungen mit unbekannten Nebenwirkungen. Darüber hinaus sind die Makrophagen behalten ihre volle Potenzial zur Differenzierung sowie Polarisierung so dass ungehindert funktionelle Untersuchungen nach der Transfektion 11. Darüber hinaus sind die nach Nucleofection angewendet Zellkulturmedium stark beeinflusst funktionelle Studien folgende transfection; Insbesondere kann die Fähigkeit der Makrophagen zur Polarisation in Abhängigkeit von der angewandten Kulturmedium beeinflusst. Hier vier verschiedene Arten von Zellkulturmedien (IMDM, X-VIVO 20, LGM3 und Maus-T-Zellen Nucleofector Medium) wurden unter Deaktivierung Bedingungen mit Interleukin getestet (IL) 10. Mit THP-1-Makrophagen, beobachteten wir, dass Zellen gegenüber IL10 ist am stärksten, wenn der Maus-T-Zell-Nucleofector Medium im Vergleich zu den anderen oben erwähnten Kulturmedien verwendet. Diese Ergebnisse zeigen, dass entsprechende Optimierung aller Zellkulturbedingungen notwendig für eine erfolgreiche Transfektion und anschließende funktionelle Untersuchungen, da diese deutlich experimentellen Ergebnisse zu verbessern. Makrophagen sind in verschiedenen menschlichen Krankheiten beteiligt sind, wird viel Forschung auf Aufklärung Makrophagen Verhalten sowie regulative Mechanismen beeinflussen Makrophagen oder wiederum durch Makrophagen gesteuert konzentriert. Daher ist von Bedeutung dieses Protokoll invielen verschiedenen Forschungsbereichen.

<table><tbody><tr><td>Accutase I</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6964</td><td></td></tr><tr><td>Amino acids, nonessential</td><td>PAA</td><td>M11-003</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge tubes (15 ml)</td><td>TPP</td><td>TPP91015</td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum (FCS gold)</td><td>PAA</td><td>A15-151</td><td></td></tr><tr><td>Human Monocyte Nucleofector Kit</td><td>Lonza</td><td>VPA-1007</td><td>Contains Nucleofector Solution, cuvettes, and Pasteur pipettes</td></tr><tr><td>Human serum off the clot</td><td>Lonza</td><td>C11-020</td><td></td></tr><tr><td>Isove&#039;s Modified Dulbecco&#039;s Medium (IMDM) with 25 mM HEPES and 25 mM L-glutamine</td><td>Lonza</td><td>12-722F</td><td></td></tr><tr><td>Lymphocyte Growth Medium 3 (LGM3)</td><td>Lonza</td><td>CC-3211</td><td></td></tr><tr><td>Mouse T Cell Nucleofector Medium</td><td>Lonza</td><td>VZB-1001</td><td></td></tr><tr><td>Nucleofector 2b</td><td>Lonza</td><td>AAD-1001</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin / streptomycin / L-glutamine (100x)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G1146</td><td></td></tr><tr><td>Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP685</td><td></td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute 1640 Medium (RPMI 1640)</td><td>PAA</td><td>E15-840</td><td></td></tr><tr><td>siRNA / plasmid</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate (100 mM)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8636</td><td></td></tr><tr><td>THP-1 human leukemia monocytes</td><td>CLS</td><td>300356</td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture flasks (75 cm&amp;sup2;; 150 cm&amp;sup2;)</td><td>TPP</td><td>TPP90076/TPP90151</td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture plates (6-well; 12-well)</td><td>TPP</td><td>TPP92406/TPP92012</td><td></td></tr><tr><td>Tubes (1.5 ml)</td><td>StarLab</td><td>S 1615-5500</td><td></td></tr><tr><td>Water (nuclease-free) or appropriate siRNA/plasmid buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>X-Vivo 20 with gentamycin</td><td>Lonza</td><td>BE04-448Q</td><td></td></tr><tr><td>&amp;beta;-Mercaptoethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M3148</td><td></td></tr></tbody></table>

highly efficient transfection of human thp-1 macrophages by nucleofection

Makrophagen, als wichtige Akteure der angeborenen Immunantwort, stehen im Fokus der Forschung, die sich mit Gewebshomöostase oder verschiedenen Pathologien. Transfektion mit siRNA und Plasmid-DNA ist ein effizientes Werkzeug für das Studium ihrer Funktion, aber die Transfektion von Makrophagen ist keine triviale Angelegenheit. Obwohl viele verschiedene Ansätze für die Transfektion von eukaryontischen Zellen zur Verfügung stehen, nur wenige erlauben zuverlässige und effiziente Transfektion von Makrophagen, sondern reduziert Zellvitalität und stark veränderten Zellverhalten wie verminderte Fähigkeit zur Differenzierung oder Polarisations werden häufig beobachtet. Daher ist eine Transfektion Protokoll benötigt, geeignet zur Übertragung von siRNA und Plasmid-DNA in Makrophagen ohne ernsthafte Nebenwirkungen so dass die Untersuchung der Wirkung der siRNA oder Plasmid im Rahmen der normalen Zellverhalten. Die hier vorgestellten Protokoll liefert ein Verfahren zum zuverlässigen und effizienten Transfektion von humanen THP-1 Makrophagen und Monocytes mit hoher Zellvitalität, hohe Transfektionseffizienz und minimale Auswirkungen auf das Verhalten der Zelle. Dieser Ansatz basiert auf der Grundlage Nucleofection und das Protokoll wurde optimiert, um eine maximale Leistungsfähigkeit für Zell-Aktivierung nach der Transfektion zu erhalten. Das Protokoll ist ausreichend für adhärente Zellen nach dem Ablösen sowie Zellen in Suspension, und kann für kleine bis mittlere Probennummern verwendet werden. Somit ist das vorgestellte Verfahren nützlich zur Untersuchung von Gen-regulatorische Effekte im Makrophagendifferenzierung und Polarisation. Neben der Präsentation Ergebnisse der Charakterisierung Makrophagen nach diesem Protokoll im Vergleich zu einer alternativen chemischen Verfahren transfiziert, wird der Einfluss der Zellkulturmedium Auswahl nach der Transfektion auf das Zellverhalten diskutiert. Die vorgestellten Daten zeigen die Bedeutung der Validierung der Auswahl für verschiedene Versuchsanordnungen.

Unter Verwendung dieses Protokolls für die Transfektion von THP-1 Makrophagen mit siRNA wir normalerweise erreichen Transfektion Raten von über 90% ohne signifikante Reduktion der Zellvitalität. Abbildung 1 zeigt repräsentative Daten, die den Zustand der Zellen 24 h nach der Transfektion mit Fluoreszenz im Vergleich zu einer nicht transfizierten markierte siRNA Kontrolle, die nicht mit Nucleofection Reagenzien behandelt wurden und Puls oder siRNA erhielt aber alle Änderungen von Kulturmedien, wie transfizierten Proben. In 1A der Zellmorphologie wird nach durchflusszytometrischen Messung gezeigt. Mikroskopische Aufnahmen sind in Abbildung 1B 1C und 1D stellen die niedrigen Preise für die Apoptose (Kontrolle: 1,5%; Nucleofection: 5,4%). Und Nekrose (Kontrolle: 2,0%; Nucleofection: 3,2%), die die Vitalität der Zellen unberührt. Nekrose und Apoptose sind die transfizierten Probe etwas höher als transfiziert THP-1 Makrophagen sindschwer zu lösen ist als nicht-transfizierte Zellen, wodurch die Wahrscheinlichkeit von Zellschäden beim Ablösen zunimmt. Schließlich Transfektionseffizienz ist in 1E dargestellt. Da die gesamte transfizierten Population gegen den Steuer verschoben wird, zeigt dies an, dass alle Zellen transfiziert, welche durch fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen (2B) bestätigt wird. Sowohl durchflusszytometrischen Daten sowie fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen zeigen, daß alle Zellen einheitlich mit homogener Verteilung von siRNA unter den Zellen als auch in Zellen transfiziert. Dies steht im Gegensatz zu vielen chemischen Transfektionsreagenzien zum Vergleich 2A und 2B zeigen die jeweiligen durchflusszytometrischen Daten und fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen für eine chemische Transfektionsmittel unter Verwendung einer Lipid-basierten Ansatz. Diese Zahlen zeigen, daß zwei unterschiedliche Populationen von transfizierten Zellen festgestellt werden kann. Die erste Population ist ähnlich zu den transfizierten Zellen foFlügel Nucleofection. Sie sind durch niedrige Gesamt Fluoreszenz und homogene Verteilung von siRNA in den Zellen aus. Die zweite Population ist durch eine intensivere Fluoreszenz, die von sehr hellen intrazellulären Agglomerate von siRNA stammt markiert. Die zelluläre Morphologie bleibt unberührt für beide Ansätze Transfektion durch Differential-Interferenz-Kontrast in 2C gezeigt. Transfektionen mit Plasmid-DNA-Ausbeute effektiv ähnliche Ergebnisse für die Beispiele finden Sie in Robenek et al. (2009) 9 oder Xie beziehen et al. (2006) 7. Die Wahl des Zellkulturmedium nach der Transfektion von großer Bedeutung; daher verschiedene Zellkulturmedien wurden im Vergleich getestet. Die ausgewählten Medien sind geeignet für den Anbau von THP-1-Zellen und wurden nach den Empfehlungen von Lonza als zutreffend Medien für Post-Nucleofection Anbau entschieden. Abbildung 3 stellt die siRNA mediated Knockdown Effizienz mit einer siRNA gegen IL10RB (Interleukin 10-Rezeptor β-Kette) mRNA gerichtet. Bei allen getesteten Medien Ausdruck IL10RB signifikant auf etwa 10 bis 20% der Kontrollebene reduziert (Figur 3). Jedoch werden die transfizierten Zellen variieren abhängig vom Kulturmedium in ihrem Potential für die Polarisation. THP-1-Makrophagen entweder mit unspezifischer Kontroll-siRNA oder IL10RB-spezifische siRNA transfiziert wurden in verschiedenen Medien nach der Transfektion kultiviert und mit IL10 behandelt. Anschließend werden die Expressionsniveaus der IL10-induzierte Gen SOCS3 (Suppressor of Cytokine Signaling 3) auf mRNA-Ebene wurden mittels RT-qPCR gemessen. Unterschiede zwischen den Kulturmedien in Bezug auf das Ausmaß der Induktion von SOCS3-mRNA-Expression auf (Abbildung 4), die Induktion für jede der getesteten Medien-Maus T-Zell Nucleofector Medium, LGM3, X-VIVO 20 und IMDM wurden 19,5 [17,7-21,5 ] 11,5 [8,5-15,7], 8,0 [4,6-14,2] und 7,2 [5,6 bis 9,5] fache. Dierefore Anwendung der Maus-T-Zellen Nucleofector Medium ist lebenswichtig. Darüber hinaus waren die Unterschiede in der Wirkung der Knockdown von IL10RB auf SOCS3 Expression nach IL10 Behandlung zu beobachten, wurden die Expressionsniveaus von SOCS3-mRNA auf 9,5 [8,8-10,3] fach in Maus-T-Zellen Nucleofector Medium reduziert, 2,1 [1,1 bis 4,1] falten in LGM3, 4,8 [3,2 bis 7,2] fach in X-VIVO 20 und 3,3 [2,7 bis 3,9] fach in IMDM. Diese Werte entsprechen der Verringerung der SOCS3-Expression in den verschiedenen Medien auf 49%, 18%, 60% und 45% betragen. Reduktion der IL-10-induzierte SOCS3-Expression nach Transfektion von siRNA IL10RB bestätigt die erfolgreiche Herabregulation der IL10RB der Transfektion. <img alt="Figur 1" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig1highres.jpg" width="300" /> Abbildung 1. Charakterisierung von transfizierten THP-1 Makrophagen. Die charakteristische Status der Zellen nicht beeinflußt, wie durch Lichtmikroskopie ergab durchflusszytometrischen Analysen von untransfizierten Control Zellen gegen THP-1-Makrophagen gemäß der vorgestellten Protokoll transfiziert. THP-1-Makrophagen wurden mit 10 ng / ml PMA für 48 Stunden differenziert und mit Fluoreszenz-markierten (Alexa 488) unspezifische Kontrolle siRNA transfiziert. 24 h nach Transfektion entweder Bilder von lebenden Zellen aufgenommen wurden (B), oder die Zellen wurden durch Behandlung Accutase I gelöst und mittels Durchflußzytometrie (A) analysiert. Apoptose und Nekrose-Färbung wurde durchgeführt unter Verwendung von Annexin V-Phycoerythrin (PE), (C) und 7-Aminoactinomycin (7-AAD) (D). Transfektionseffizienz (E) wurde durch Durchflusszytometrie unter Verwendung der Fluoreszenz-Markierung in die siRNA befestigt bestimmt. Das Fluoreszenzsignal der transfizierten Zellen (schwarz) gegen die Steuersignal (grau) gezeigt. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51960/51960fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" fo:content-width = &quot;4in&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51960 / 51960fig2highres.jpg&quot; width = &quot;400&quot; /&gt; Figur 2. Vergleich der intrazellulären Verteilung von siRNA nach Nucleofection gegen Lipofektion. THP-1-Zellen wurden für 48 Stunden nach diesem Protokoll unterschieden und dann transfiziert entweder Nucleofection oder Lipofektion. Die dargestellten Ergebnisse wurden erhalten, Lipofektion unter Verwendung des Xtremegene siRNA-Kit nach den Empfehlungen des Herstellers mit einem Ladungsverhältnis von Reagenz zu siRNA von 4: 1 beträgt. 24 Stunden nach der Transfektion wurden die Zellen entweder mit Accutase ich Einfamilienhaus zum Durchflusszytometrieanalyse oder mikroskopisch mit lebenden Zellen ausgewertet. (A) Transfektion Effizienz und Verteilung von siRNA pro Zelle in der Bevölkerung wurde mittels Durchflusszytometrie mit Hilfe der Fluoreszenz-Markierung auf die siRNA befestigt bestimmt wird, werden Kontrollen transfiziert ohne siRNA grau dargestellt, werden die Proben mit siRNA in schwarz dargestellt. (B) FluoreszenzmikroskopieBilder, die intrazelluläre Verteilung von fluoreszenzmarkierten siRNA (Alexa Fluor 488); Der Maßstab entspricht 40 um. (C) Differential-Interferenz-Kontrast-Bild entsprechend dem Fluoreszenzbild; Der Maßstab entspricht 40 um. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51960/51960fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig3highres.jpg" width="500" /> Abbildung 3. siRNA-vermittelten Knockdown IL10RB in transfizierten THP-1 Makrophagen. THP-1 Makrophagen wurden nach dem beschriebenen Protokoll transfiziert. Nach Transfektion wurden die Zellen in vier verschiedenen Kulturmedien, Maus-T-Zellen, nämlich Nucleofector Medium (A), IMDM (B) kultiviert, LGM3 (C), und X-VIVO 20 (D) ergänzt werden, wie in dem Protokoll beschrieben. CEllen wurden entweder mit unspezifischer Kontroll-siRNA (Strg) oder IL10RB-spezifische siRNA (IL10RB) transfiziert. Als zusätzliche Kontrollen wurden die folgenden Proben enthalten: Impulssteuerung, dh. Zellen, die in Abwesenheit der Transfektion von siRNA (Impuls), und eine Mediumkontrolle, dh unterzogen. Zellen, die nur die Änderungen von Kulturmedien erhalten, blieb aber sonst unbehandelt. 24 h nach der Transfektion wurden die Zellen in serumfreiem Medium mit oder ohne 50 ng / ml IL-10 für weitere 24 Stunden inkubiert. IL10RB Expression wurde mittels RT-qPCR gemessen; Diagramme zeigen die mittlere von drei unabhängigen Experimenten, die Fehlerbalken stellen die Standardabweichung vom Mittelwert; * P &lt;0,05; ** P &lt;0,01; *** P &lt;0,001 vs Strg. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51960/51960fig3highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig4highres.jpg" width= &quot;500&quot; /&gt; Abbildung 4. IL10 abhängigen Regelung SOCS3 nach Knockdown IL10RB in transfizierten THP-1 Makrophagen. THP-1 Makrophagen wurden nach dem beschriebenen Protokoll transfiziert. Nachdem Transfektion wurden die Zellen in vier verschiedenen Kulturmedien Maus-T-Zellen Nucleofector Medium (A), IMDM (B) kultiviert, LGM3 (C) und X-VIVO 20 (D) ergänzt die in dem Protokoll Abschnitt beschrieben. Die Zellen wurden entweder mit unspezifischen Kontroll-siRNA (Strg) oder IL10RB-spezifische siRNA (IL10RB) transfiziert. Als zusätzliche Kontrollen wurden die folgenden Proben enthalten: Impulssteuerung, das heißt Zellen, die die Transfektion in Abwesenheit von Sinra (Pulse) unterzog, und eine Mediumkontrolle, dh. Zellen, die nur die Änderungen von Kulturmedien erhalten, blieb aber sonst unbehandelt. 24 h nach der Transfektion wurden die Zellen in serumfreiem Medium mit oder ohne 50 ng / ml IL-10 für weitere 24 Stunden inkubiert. SOCS3 expreSpaltung wurde mittels RT-qPCR gemessen; Diagramme zeigen die mittlere von drei unabhängigen Experimenten, die Fehlerbalken stellen die Standardabweichung vom Mittelwert; *, # P &lt;0,05; **, ## P &lt;0,01; ***, ### P &lt;0,001 vs Strg und gegen Strg + IL-10 auf. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51960/51960fig4highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Highly Efficient Transfection of Human THP-1 Macrophages by Nucleofection

Dieses Protokoll stellt ein effizientes und zuverlässiges Verfahren zum humanen THP-1 Makrophagen mit siRNA oder Plasmid-DNA durch Elektroporation mit hohen Transfektionseffizienz transfizieren während eine hohe Vitalität der Zellen und Makrophagen volle Kapazität für die Differenzierung und Polarisation.

Hocheffiziente Transfektion von humanen THP-1 Makrophagen durch Nucleofection

Macrophages, as key players of the innate immune response, are at the focus of research dealing with tissue homeostasis or various pathologies. ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

46.7K Aufrufe.  Friedrich Schiller University Jena.  Dieses Protokoll stellt ein effizientes und zuverlässiges Verfahren zum humanen THP-1 Makrophagen mit siRNA oder Plasmid-DNA durch Elektroporation mit hohen Transfektionseffizienz transfizieren während eine hohe Vitalität der Zellen und Makrophagen volle Kapazität für die Differenzierung und Polarisation. 

Serie: Highly Efficient Transfection of Human THP-1 Macrophages by Nucleofection

Optimized Protocol for Efficient Transfection of Dendritic Cells without Cell Maturation

Dendritic cells (DCs) can be considered sentinels of the immune system which play a critical role in its initiation and response to infection1. Detection of pathogenic antigen by na&iuml;ve DCs is through pattern recognition receptors (PRRs) which are able to recognize specific conserved structures referred to as pathogen-associated molecular patterns (PAMPS). Detection of PAMPs by DCs triggers an intracellular signaling cascade resulting in their activation and transformation to mature DCs. This process is typically characterized by production of type 1 interferon along with other proinflammatory cytokines, upregulation of cell surface markers such as MHCII and CD86 and migration of the mature DC to draining lymph nodes, where interaction with T cells initiates the adaptive immune response2,3. Thus, DCs link the innate and adaptive immune systems. 
The ability to dissect the molecular networks underlying DC response to various pathogens is crucial to a better understanding of the regulation of these signaling pathways and their induced genes. It should also help facilitate the development of DC-based vaccines against infectious diseases and tumors. However, this line of research has been severely impeded by the difficulty of transfecting primary DCs4.
Virus transduction methods, such as the lentiviral system, are typically used, but carry many limitations such as complexity and bio-hazardous risk (with the associated costs)5,6,7,8. Additionally, the delivery of viral gene products increases the immunogenicity of those transduced DCs9,10,11,12. Electroporation has been used with mixed results13,14,15, but we are the first to report the use of a high-throughput transfection protocol and conclusively demonstrate its utility.
In this report we summarize an optimized commercial protocol for high-throughput transfection of human primary DCs, with limited cell toxicity and an absence of DC maturation16. Transfection efficiency (of GFP plasmid) and cell viability were more than 50% and 70% respectively. FACS analysis established the absence of increase in expression of the maturation markers CD86 and MHCII in transfected cells, while qRT-PCR demonstrated no upregulation of IFN&beta;. Using this electroporation protocol, we provide evidence for successful transfection of DCs with siRNA and effective knock down of targeted gene RIG-I, a key viral recognition receptor16,17, at both the mRNA and protein levels.

We present our optimized high-throughput nucleofection protocol as an efficient way of transfecting primary human monocyte-derived dendritic cells with either plasmid DNA or siRNA without causing cell maturation. We further provide evidence for successful siRNA silencing of targeted gene RIG-I at both the mRNA and protein levels.

Optimiertes Protokoll für die effiziente Transfektion von dendritischen Zellen ohne Zell-Reifung

Dendritic cells (DCs) can be considered sentinels of the immune system which play a critical role in its initiation and response to infection1. Detection ...

Forschung

Immunologie und Infektion

A TIRF Microscopy Technique for Real-time, Simultaneous Imaging of the TCR and its Associated Signaling Proteins

Signaling is initiated through the T Cell Receptor (TCR) when it is engaged by antigenic peptide fragments bound by Major Histocompatibility Complex (pMHC) proteins expressed on the surface of antigen presenting cells (APCs). The TCR complex is composed of the ligand binding TCR&alpha;&beta; heterodimer that associates non-covalently with CD3 dimers (the &#949;&delta; and &#949;&gamma; heterodimers and the &zeta;&zeta; homodimer)1. Upon engagement of the receptor, the CD3 &zeta; chains are phosphorylated by the Src family kinase, Lck. This leads to the recruitment of the Syk family kinase, Zap70, which is then phosphorylated and activated by Lck. After that, Zap70 phosphorylates the adapter proteins LAT and SLP76, initiating the formation of the proximal signaling complex containing a large number of different signaling molecules2. 
The formation of this complex eventually results in calcium and Ras-dependent transcription factor activation and the consequent initiation of a complex series of gene expression programs that give rise to T cell differentiation2. TCR signals (and the resulting state of differentiation) are modulated by many other factors, including antigen potency and crosstalk with co-stimulatory/co-inhibitory, chemokine, and cytokine receptors 3-4. Studying the spatial and temporal organization of the proximal signaling complex under various stimulation conditions is, therefore, key to understanding the TCR signaling pathway as well as its regulation by other signaling pathways.
One very useful model system to study signaling initiated by the TCR at the plasma membrane in T cells is glass-supported lipid bilayers, as described previously5-6. They can be utilized to present antigenic pMHC complexes, adhesion, and co-stimulatory molecules to T cells-serving as artificial APCs. By imaging the T cells interacting with the lipid bilayer using total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), we can restrict the excitation to within 100 nm of the space between the glass and the cell surface 7-8. This allows us to image primarily the signaling events occurring at the plasma membrane. As we are interested in imaging the recruitment of signaling proteins to the TCR complex, we describe a two-camera TIRF imaging system wherein the TCR, labeled with fluorescent Fab (fragment antigen binding) fragments of the H57 antibody (purified from hybridoma H57-597, ATCC, ATCC Number:HB-218) which is specific for TCR&beta;, and signaling proteins, tagged with GFP, may be imaged simultaneously and in real time. This strategy is necessary due to the highly dynamic nature of both the T cells and of the signaling events that are occurring at the TCR. This imaging modality has allowed researchers to image single ligands 9-11 as well as recruitment of signaling molecules to activated receptors and is an excellent system to study biochemistry in-situ12-16.

The compartmentalization of proteins either within the plasma membrane or into intracellular locations is one regulatory mechanism that can greatly influence signaling outcomes; hence, to understand signaling it is important to study the spatial and temporal behavior of the proteins involved. We describe here a TIRF microscopy based system to study signal transduction in T cells, but is broadly applicable.

Ein TIRF Mikroskopie-Technik für Echtzeit-, Einzigartige Bilder aus dem TCR und der damit verbundenen Signalproteine

Signaling is initiated through the T Cell Receptor (TCR) when it is engaged by antigenic peptide fragments bound by Major Histocompatibility Complex ...

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most commonly utilizing two plasmids with one expressing the piggyBac transposase enzyme and a transposon plasmid harboring the gene(s) of interest between inverted repeat elements which are required for gene transfer activity. PiggyBac mediates gene transfer through a "cut and paste" mechanism whereby the transposase integrates the transposon segment into the genome of the target cell(s) of interest. PiggyBac has demonstrated efficient gene delivery activity in a wide variety of insect1,2, mammalian3-5, and human cells6 including primary human T cells7,8. Recently, a hyperactive piggyBac transposase was generated improving gene transfer efficiency9,10.
Human T lymphocytes are of clinical interest for adoptive immunotherapy of cancer11. Of note, the first clinical trial involving transposon modification of human T cells using the Sleeping beauty transposon system has been approved12. We have previously evaluated the utility of piggyBac as a non-viral methodology for genetic modification of human T cells. We found piggyBac to be efficient in genetic modification of human T cells with a reporter gene and a non-immunogenic inducible suicide gene7. Analysis of genomic integration sites revealed a lack of preference for integration into or near known proto-oncogenes13. We used piggyBac to gene-modify cytotoxic T lymphocytes to carry a chimeric antigen receptor directed against the tumor antigen HER2, and found that gene-modified T cells mediated targeted killing of HER2-positive tumor cells in vitro and in vivo in an orthotopic mouse model14. We have also used piggyBac to generate human T cells resistant to rapamycin, which should be useful in cancer therapies where rapamycin is utilized15.
Herein, we describe a method for using piggyBac to genetically modify primary human T cells. This includes isolation of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from human blood followed by culture, gene modification, and activation of T cells. For the purpose of this report, T cells were modified with a reporter gene (eGFP) for analysis and quantification of gene expression by flow cytometry.
PiggyBac can be used to modify human T cells with a variety of genes of interest. Although we have used piggyBac to direct T cells to tumor antigens14, we have also used piggyBac to add an inducible safety switch in order to eliminate gene modified cells if needed7. The large cargo capacity of piggyBac has also enabled gene transfer of a large rapamycin resistant mTOR molecule (15 kb)15. Therefore, we present a non-viral methodology for stable gene-modification of primary human T cells for a wide variety of purposes.

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

We describe a method to genetically modify primary human T cells with a transgene using the non-viral piggyBac transposon system. T cells modified to using the piggyBac transposon system exhibit stable transgene expression.

piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most ...

Using RNA-interference to Investigate the Innate Immune Response in Mouse Macrophages

Macrophages are key phagocytic innate immune cells. When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the pathogen, produce various cytokines and chemokines to recruit and stimulate other immune cells, and present antigens to stimulate the adaptive immune response. Thus, being able to efficiently manipulate macrophages with techniques such as RNA-interference (RNAi) is critical to our ability to investigate this important innate immune cell. However, macrophages can be technically challenging to transfect and can exhibit inefficient RNAi-induced gene knockdown. In this protocol, we describe methods to efficiently transfect two mouse macrophage cell lines (RAW264.7 and J774A.1) with siRNA using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System and describe procedures to maximize the effect of siRNA on gene knockdown. Moreover, the described methods are adapted to work in 96-well format, allowing for medium and high-throughput studies. To demonstrate the utility of this approach, we describe experiments that utilize RNAi to inhibit genes that regulate lipopolysaccharide (LPS)-induced cytokine production.

In this protocol, we describe methods to efficiently transfect murine macrophage cell lines with siRNAs using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System, stimulate the macrophages with lipopolysaccharide, and monitor the effects on inflammatory cytokine production.

Mit RNA-Interferenz, um die angeborene Immunantwort in Makrophagen der Maus Untersuchen

Macrophages are key phagocytic innate immune cells.  When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the ...

Small RNA Transfection in Primary Human Th17 Cells by Next Generation Electroporation

CD4+ T cells can differentiate into several subsets of effector T helper cells depending on the surrounding cytokine milieu. Th17 cells can be generated from na&#239;ve CD4+ T cells in vitro by activating them in the presence of the polarizing cytokines IL-1&#946;, IL-6, IL-23, and TGF&#946;. Th17 cells orchestrate immunity against extracellular bacteria and fungi, but their aberrant activity has also been associated with several autoimmune and inflammatory diseases. Th17 cells are identified by the chemokine receptor CCR6 and defined by their master transcription factor, ROR&#947;t, and characteristic effector cytokine, IL-17A. Optimized culture conditions for Th17 cell differentiation facilitate mechanistic studies of human T cell biology in a controlled environment. They also provide a setting for studying the importance of specific genes and gene expression programs through RNA interference or the introduction of microRNA (miRNA) mimics or inhibitors. This protocol provides an easy to use, reproducible, and highly efficient method for transient transfection of differentiating primary human Th17 cells with small RNAs using a next generation electroporation device.

Next generation electroporation is an efficient method for transfecting human Th17 cells with small RNAs to alter gene expression and cell behavior.

Kleine RNA Transfektion in primären humanen Th17-Zellen durch Next Generation Elektroporation

CD4+ T cells can differentiate into several subsets of effector T helper cells depending on the surrounding cytokine milieu. Th17 cells can be generated ...

Highly Efficient Transfection of Primary Macrophages with In Vitro Transcribed mRNA

Macrophages are phagocytic cells specialized in detecting molecules of non-self origin. To this end, they are equipped with a large array of pattern recognition receptors (PRRs). Unfortunately, this also makes macrophages particularly challenging to transfect as the transfection reagent and the transfected nucleic acids are often recognized by the PRRs as non-self. Therefore, transfection often results in macrophage activation and degradation of the transfected nucleic acids or even in suicide of the macrophages. Here, we describe a protocol that allows highly efficient transfection of murine primary macrophages such as peritoneal macrophages (PM) and bone marrow-derived macrophages (BMDM) with mRNA in vitro transcribed from DNA templates such as plasmids. With this simple protocol, transfection rates of about 50-65% for PM and about 85% for BMDM are achieved without cytotoxicity or immunogenicity observed. We describe in detail the generation of mRNA for transfection from DNA constructs such as plasmids and the transfection procedure.

Macrophages, especially primary macrophages, are challenging to transfect as they specialize in detecting molecules of non-self origin. We describe a protocol that allows highly efficient transfection of primary macrophages with mRNA generated from DNA templates such as plasmids.

Hocheffiziente Transfektion von primärer Makrophagen mit In Vitro transscribed mRNA

Macrophages are phagocytic cells specialized in detecting molecules of non-self origin. To this end, they are equipped with a large array of pattern ...

Transfecting RAW264.7 Cells with a Luciferase Reporter Gene

Transfection of desired genetic materials into cells is an inevitable procedure in biomedical research studies. While numerous methods have been described, certain types of cells are resistant to many of these methods and yield low transfection efficiency1, potentially hindering research in those cell types. In this protocol, we present an optimized transfection procedure to introduce luciferase reporter genes as a plasmid DNA into the RAW264.7 macrophage cell line. Two different types of transfection reagents (lipid-based and polyamine-based) are described, and important notes are given throughout the protocol to ensure that the RAW264.7 cells are minimally altered by the transfection procedure and any experimental data obtained are the direct results of the experimental treatment. While transfection efficiency may not be higher compared to other transfection methods, the described procedure is robust enough for detecting luciferase signal in RAW264.7 without changing the physiological response of the cells to stimuli.

Transfection into the macrophage cell line, RAW264.7, is difficult due to the cell&#8217;s natural response against foreign materials. We described here a gentle yet robust procedure for transfecting luciferase reporter genes into RAW264.7 cells.

Transfizieren RAW264.7-Zellen mit einem Luciferase-Reportergen

Transfection of desired genetic materials into cells is an inevitable procedure in biomedical research studies. While numerous methods have been ...

Biologie

Electroporation-Based CRISPR-Cas9-Mediated Gene Knockout in THP-1 Cells and Single-Cell Clone Isolation

The human acute monocytic leukemia (AML) THP-1 cell line is widely used as a model to study the functions of human monocyte-derived macrophages, including their interplay with significant human pathogens such as the human immunodeficiency virus (HIV). Compared to other immortalized cell lines of myeloid origin, THP-1 cells retain many intact inflammatory signaling pathways and display phenotypic characteristics that more closely resemble those of primary monocytes, including the ability to differentiate into macrophages when treated with phorbol-12-myristate 13-acetate (PMA). The use of CRISPR-Cas9 technology to engineer THP-1 cells through targeted gene knockout (KO) provides a powerful approach to better characterize immune-related mechanisms, including virus-host interactions. This article describes a protocol for efficient CRISPR-Cas9-based engineering using electroporation to deliver pre-assembled Cas9:sgRNA ribonucleoproteins into the cell nucleus. Using multiple sgRNAs targeting the same locus at slightly different positions results in the deletion of large DNA fragments, thereby increasing editing efficiency, as assessed by the T7 endonuclease I assay. CRISPR-Cas9-mediated editing at the genetic level was validated by Sanger sequencing followed by Inference of CRISPR Edits (ICE) analysis. Protein depletion was confirmed by immunoblotting coupled with a functional assay. Using this protocol, up to 100% indels in the targeted locus and a decrease of over 95% in protein expression were achieved. The high editing efficiency makes it convenient to isolate single-cell clones by limiting dilution.

The THP-1 cell line is widely used as a model to investigate the functions of human monocytes/macrophages across various biology-related research areas. This article describes a protocol for efficient CRISPR-Cas9-based engineering and single-cell clone isolation, enabling the production of robust and reproducible phenotypic data.

Elektroporationsbasierter CRISPR-Cas9-vermittelter Gen-Knockout in THP-1-Zellen und Einzelzell-Klonisolierung

The human acute monocytic leukemia (AML) THP-1 cell line is widely used as a model to study the functions of human monocyte-derived macrophages, including ...

Expression of Fluorescent Fusion Proteins in Murine Bone Marrow-derived Dendritic Cells and Macrophages

Dendritic cells and macrophages are crucial cells that form the first line of defense against pathogens. They also play important roles in the initiation of an adaptive immune response. Experimental work with these cells is rather challenging. Their abundance in organs and tissues is relatively low. As a result, they cannot be isolated in large numbers. They are also difficult to transfect with cDNA constructs. In the murine model, these problems can be partially overcome by in vitro differentiation from bone marrow progenitors in the presence of M-CSF for macrophages or GM-CSF for dendritic cells. In this way, it is possible to obtain large amounts of these cells from very few animals. Moreover, bone marrow progenitors can be transduced with retroviral vectors carrying cDNA constructs during early stages of cultivation prior to their differentiation into bone marrow derived dendritic cells and macrophages. Thus, retroviral transduction followed by differentiation in vitro can be used to express various cDNA constructs in these cells. The ability to express ectopic proteins substantially extends the range of experiments that can be performed on these cells, including live cell imaging of fluorescent proteins, tandem purifications for interactome analyses, structure-function analyses, monitoring of cellular functions with biosensors and many others. In this article, we describe a detailed protocol for retroviral transduction of murine bone marrow derived dendritic cells and macrophages with vectors coding for fluorescently-tagged proteins. On the example of two adaptor proteins, OPAL1 and PSTPIP2, we demonstrate its practical application in flow cytometry and microscopy. We also discuss the advantages and limitations of this approach.

In this article, we provide a detailed protocol for the expression of fluorescent fusion proteins in murine bone marrow derived dendritic cells and macrophages. The method is based on the transduction of bone marrow progenitors with retroviral constructs followed by differentiation into macrophages and dendritic cells in vitro.

Ausdruck von fluoreszierenden Fusionsproteinen in murinen Knochenmark gewonnenen dendritischen Zellen und Makrophagen

Dendritic cells and macrophages are crucial cells that form the first line of defense against pathogens. They also play important roles in the initiation ...

Transfecting Primary Macrophages with Modified mRNA

Source: Herb, M. et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/60143">Highly Efficient Transfection of Primary Macrophages with In Vitro Transcribed mRNA.</a> J. Vis. Exp. (2019)
This video demonstrates the process of transfecting primary macrophages with modified mRNA encoding green fluorescent protein. These modified mRNAs, designed to reduce immunogenicity and improve its stability, ensure the successful transfection and subsequent expression of green fluorescent proteins, which is confirmed through fluorescence microscopy.