Diese Forschung wurde von der deutschen Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) geförderten &quot;Virtual Liver Network&quot; unterstützt. Ich möchte Frank Schubert und Rene Gumpert aus dem Medienzentrum des Universitätsklinikum Jena für ihre Hilfe bei der Produktion des Videos und das Erstellen der Animation und Isabel Jank für die Aufzeichnung der Audio danken.

Gehäuse und alle durchgeführten Verfahren waren nach den deutschen Tierschutzvorschriften. 1. Sensors Calibration (Herstelleranleitung für Sensors Calibration) 1.1) Millar Katheter Kalibrierung. Einweichen die Spitze des Katheters in sterilem Wasser oder Kochsalzlösung für 30 Minuten vor dem Ausgleich (Nullstellen) und Kalibrierung. <ol><li> Verbinden Sie den Sensor mit dem Millar millar1 Kanal des Brückenverstärker und legen Sie die Sensorspitze Millar in der Wassersäule. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 0 cm H 2 O. In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Brücke verstärken und es Null. Die Baseline-Wert 0 cm H 2 O eingestellt werden. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 20 cm H 2 O. Führen Sie Datenanalyse-Software Fenster Fortschritt und zu stoppen. Wählen Sie &quot;Einheiten&quot; im Fenster der Brücke zu verstärken, setzen Sie den Ausgangswert von 0 und 20 cm H 2 O entsprechend. Stellen Sie die &quot;Einheit&quot; CMH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Kalibrieren Sie den millar2 zur Messung der GAP auf die gleiche Weise (Satz zwei Grundlinie 90 und 110 cm H 2 O). </li></ol> 1.2) Der Blutfluss Fühlerkalibrierung <ol><li> Setzen Sie die Sonde in VE-Wasser. Schließen Sie die Sonde mit transsonischen Strömungssonde System. </li><li> In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Eingang verstärken, um die Strömungssonde Null. Stellen Sie die Einheiten. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Testkanal&quot;, um das Signal zu sammeln: Wenn das Signal 3-4 bar, bedeutet es, das Signal ist gut. Falls ein gutes Signal erfasst wird, kann das Verfahren fortgesetzt werden. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Null-Kanal&quot; und Maßstab Kanal zu sehen, ob der Wert kalibriert wurden oder nicht. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Maß-Kanal&quot; für die spätere Messung. </li></ol> 2. Bereiten Sie die Maus für den chirurgischen Eingriff <ol><li> Platzieren Sie die Maus in einem Induktionskammer und betäuben die Maus mit 2% Isofluran und0,3 ml / min Sauerstoff. Die Operation kann durchgeführt werden, wenn der Fuß-Klemmziehreflex der Maus fehlt. </li><li> Rasieren das Fell von chirurgischen Regionen, die mit der linken Hals und Bauch sind. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Operationstisch und fixieren Sie sie mit Bändern. Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Betriebszeit zu verhindern. </li><li> Legen Sie ein Kissen unter Gaze den Hals für eine optimale Belichtung des Operationsfeldes von Hals. </li><li> Desinfektion des Operationsfeldes und setzen sterilisiert Gazen, die Maus zu decken nur Verlassen des OP-Feld geöffnet. </li></ol> 3. Vital Parameter Mess <ol><li> Legen Sie die EKG-Nadeln subkutan in die Pfoten von der Maus. </li><li> Legen Sie den Atemsensor unter dem Rücken der Maus. </li><li> Legen Sie die Temperatursonde in den Enddarm der Maus. </li><li> Rekordtemperatur, EKG und Atemfrequenz der Maus in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4. Hals Betrieb für SHerz-Kreislauf-Monitoring ystemic 4.1) Schiffs Dissektion <ol><li> Identifizieren Sie die Mittellinie des Halses, Mittelpunkt des Schlüsselbeins, den Winkel des Unterkiefers. </li><li> Machen Sie eine 2cm Längsschnitt aus dem Blickwinkel der Unterkiefer auf den Mittelpunkt des Schlüsselbeins, die 0,5 cm an der linken Seite der Mittellinie ist. </li><li> Präparieren Sie die Unterkieferspeicheldrüse, drehen Sie es um und decken Sie es mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die Halsschlagader, sezieren Sie es und legen drei 6-0 Seidenfäden unter die Vene für die spätere Ligation und Fixierung. </li><li> Identifizieren Sie die Kopfnicker, trennen sie von der überlegenen Bauch des M. omohyoideus und hinteren Bauch des M. digastricus, und ziehen Sie sie mit einem Aufroller für einfache Exposition der Halsschlagader. </li><li> Präparieren Sie die Halsschlagader und legen drei 6-0 Seidenfäden unter der Arterie für die spätere Ligation und Fixierung. </li></ol> 4.2) Karotis-Blutflussmessung <ol><li> Legen Sie den transsonischenSonde um die Halsschlagader, stabil zu halten und optimieren den Kontakt mit Ultraschall-Gel oder Kochsalzlösung. </li><li> Rekordblutflussgeschwindigkeit der Halsschlagader, wie auf dem kleinen Bildschirm des Gerätes angezeigt Transonic mit Datenanalyse-Software </li><li> Entfernen Sie die Sonde nach Abschluss der Messung </li></ol> 4.3) Karotis-Druckmessung (GAP) <ol><li> Ligieren des distalen Endes der Halsschlagader und klemmen seinem proximalen Ende. </li><li> Platz 2 Befestigungs Nähte rund um die Halsschlagader. Verwenden 10-0 Prolene für den Aufenthalt Naht. </li><li> Einen kleinen Einschnitt an der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die Millar-Katheter und fixieren Sie sie mit vorge platziert Nähten. </li><li> Notieren Sie sich die GAP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.4) Vena Vene Blutflussmessung <ol><li> Heben Sie die Halsschlagader und platzieren Sie den transsonischen Strömungssonde, um die Fließgeschwindigkeit zu messen. </li><li> Notieren Sie sich die Strömungsgeschwindigkeit in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.5) Zentralvenendruckmessung (CVP) <ol><li> Klemmen Sie die proximale Ende der Halsschlagader und ligieren das distale Ende. </li><li> Schnitt einen kleinen Einschnitt mit Mikroscheren auf der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die mit Flüssigkeit gefüllte Katheter und fixieren Sie sie mit den vor-gelegt Nahtlinien. </li><li> Notieren Sie sich die CVP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 5. Bauchoperation für den Erwerb von Leber Hämodynamik 5.1) Schiffskennzeichen <ol><li> Machen Sie eine Querschnitt auf dem Bauch. </li><li> Eventerate den Darm auf die linke Seite und decken mit nassen Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die untere Hohlvene, die Pfortader, die gemeinsame Leberarterie und die richtige Leberarterie. </li><li> Fallen einige warmer Kochsalzlösung in den Bauch und auf der Oberfläche des Darms alle 5 min während der gesamten Überwachungsverfahren. </li></ol> 5.2) Messung der Blutfluss-Portal <ol><li> Präparieren Sie die Pfortader. </li><li> Zeigen 6-0 Seide unter der Pfortader, um das Anheben des Schiffes, wenn Sie den Strömungssonde zu erleichtern. </li><li> Legen Sie den transsonischen Strömungssonde um die Pfortader und messen ihren Blutdurchfluss. </li><li> Notieren Sie sich die Blutströmungsgeschwindigkeit der Pfortader. </li></ol> 5.3) Messung der Leberarterie Gemeinsame Fluss <ol><li> Präparieren Sie die gemeinsame Leberarterie vorsichtig. </li><li> Legen Sie ein 6-0 Seidenfaden um den Behälter, um das Anheben des Schiffes zu erleichtern. </li><li> Legen Sie die Flusssonde um die Arterie. </li><li> Messen ihren Blutfluss und die Daten zu erwerben. </li></ol> 5.4) Messung der Pfortader Druck (PVP) <ol><li> Wählen Sie eine Filiale der mesenterica nur wenige Seitenzweige, die direkt in die Pfortader entwässert. </li><li> Ligieren das distale Ende des ausgewählten mesenterica. Stellen Sie sicher, dass die Ligation ist in der Nähe des Darmrohres. Ligieren seine kleine Äste </li><li> Platz 2 fixing Nähte mit 6-0 Prolene um die Vene. Der Schlüsselpunkt dieses Verfahrens ist, zu vermeiden, berühren Sie die Mesenterialarterie, wenn die Ligation der Vene. </li><li> Klemmen Sie das proximale Ende der Pfortader. </li><li> Platz 2 Haltefäden mit 10-0 Prolene. Einige Blutungen auftreten, da der Aufenthalt Naht sollte die Gefäßwand des feinen mesenterica eindringen. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vene mit einem microscissor schräg in einem Winkel von 45 Grad. </li><li> Legen Sie die Millar Katheter durch die mesenterica in die Pfortader und zu beheben </li><li> Notieren Sie sich die Pfortader Druck. Am Ende des Verfahrens zu opfern, die Mäuse unter Anästhesie durch Ausbluten. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Überwachung der Leber Hämodynamik ist ein wichtiges Forschungsinstrument in der Hepatologie und Leber-Gallen-Operation. Akquisition von Leber hämodynamischen Daten hilft, die Wirkung von hepatobiliären Verfahren auf das Kreislaufsystem zu charakterisieren. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten werden auch benötigt, um die Wirkung von Medikamenten beeinflussen Druck-Portal und Portal-Flow, zB zu untersuchen, wie in Studien, die vasoaktive Medikamente benötigt. Trotz der geringen Größe können die Vitalparameter, systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen beobachtet werden. Die kritischen Schritte in dem Protokoll war wie folgt: Zunächst ist es wichtig, das Tier auf eine wärmende Unterlage während des gesamten Verfahrens zu platzieren, um Hypothermie, die Kreislaufstörung führen können, zu vermeiden. Zweitens ist es wichtig, sehr vorsichtig zu sein, wenn die Gefäße Sezieren einer Maus, da die Gefäßwand der Maus ist sehr zerbrechlich und dünn. Es scheint am besten, die Gefäßwand durch Greifen etwas Fettgewebe auf th fixe Oberfläche statt packte die Gefäßwand selbst. Drittens ist es wichtig, um ein versehentliches Ligation der A. mesenterica für die arterielle Versorgung bei der Platzierung der Befestigungsnähte rund um den mesenterica nicht beeinträchtigt zu vermeiden. Jedoch hat die invasive Technik Betreuungs einige Einschränkungen. Die erste ist die Invasivität von selbst aus. Diese Überwachungstechnik ist ein invasives Verfahren, das einen chirurgischen Eingriff erfordert. Daher ist die Überwachungsverfahren selbst können Nebenwirkungen für die Tiere verursachen. Daher haben wir dieses Verfahren nur verwendet, um die hämodynamischen Parameter bei normalen Tieren und bei akuten Experimenten erhalten, aber nicht in der Überlebensversuchen. In einem nächsten Schritt wollen wir diese Technik in der Überlebensversuchen untersuchen. Die zweite Einschränkung dieses Verfahrens ist, dass es erhebliche mikro Erfahrung erfordert. Hämodynamisches Monitoring bei Mäusen sollte nur von speziell ausgebildeten Mikrochirurgen durchgeführt werden. Die schwierigste Part dieses Überwachungsverfahrens ist das Einführen des Katheters Millar in der kleinen mesenterica, da diese Vene ist äußerst fragil. In unseren Händen, wurden etwa 10 Trainingsbetrieb für einen erfahrenen Mikrochirurgen vor technisch beherrschen dieses Verfahren benötigt. Erfahrung wurde vorgeworfen, erfolgreich mehr als 50 Gefäßanastomose (Halsschlagader, Halsschlagader) in Ratten oder Mäusen durchgeführt definiert. Die dritte Einschränkung ist, daß der Druck-Portal mit diesem Verfahren erhalten wird, kann unter dem physiologischen Bereich für einen normalen Tier. Mesenterica Ligation und Einführen des Katheters kann die Gesamtblutvolumen Ablassen in die Pfortader um schätzungsweise 10% zu reduzieren. Jedoch kann diese physiologischen Bereich nicht mit den derzeit verfügbaren Vorrichtungen erworben werden. In ähnlicher Weise kann die Wirkung der Anästhesie sich auf PVP nicht ausgeschlossen werden 13. Da jedoch alle Tiere in der gleichen Eingriff unterzogen wird, die potentielle Fehler würde einen systematischen Fehler. Daher data Interpretation mit Vorsicht zu sich auf relative Veränderungen innerhalb eines Tieres und nicht unbedingt auf absolute Unterschiede zwischen Tieren durchgeführt werden. Es gibt jedoch wenig invasive Alternativen zur hämodynamischen Überwachung in Nagetieren. Nicht-invasive Überwachung der Akquisition des systemischen Blutdrucks begrenzt. Druck-Portal oder Portal-Flow kann nicht nicht-invasiv bei Mäusen festgestellt werden. Telemetrische Überwachung ist auch mit der Übernahme des systemischen Blutdrucks begrenzt. Keine Berichte wurden über die telemetrische Erwerb von anderen hämodynamischen Parameter gefunden. Diese vollständige intraoperative Monitoring-Verfahren ist notwendig, um Leber physiologischen Prozessen, wie Regulierung der Leberdurchblutung, Regeneration der Leber und Leber-Gallen-Operation umfassend zu verstehen. Die Fähigkeit, intraoperativ in Echtzeit zu überwachen und Daten von Labortieren stellt somit einen wesentlichen Fortschritt bei der Untersuchung von Leber diSease und portale Hypertension.

Das Gesamtziel dieses Videos war es, ein Echtzeit-Monitoring-Verfahren für den Erwerb der systemischen und hepatischen hämodynamischen Parameter zu demonstrieren. Der Grund für die Entwicklung dieses Verfahrens ist seine großen Wert für experimentelle Eingriffe in Mäusen, die den Erhalt systemische und hepatische hämodynamischen Parameter erforderlich. Das Verfahren kann auf naive Tiere und während oder nach einer bestimmten Leber-und Gallen experimentellen chirurgischen Eingriff angewendet werden, wie partielle Hepatektomie, Pfortader Ligation und Lebertransplantation. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten in Nagetieren erfordert die vorgeschlagene invasives Verfahren. Leberdurchblutung kann nicht erhalten werden, nicht-invasiv. Jedoch gibt es Alternativen für die Erfassung des systemischen Blutdrucks. Überwachungstechniken wie die Schwanzmanschettenverfahren 8 sind für die Erfassung des Blutdrucks in Ratten und Mäusen eingesetzt. Die Schwanzmanschette Technik kann in consci angewendet werdenschiedenen Tiere. Bei der Messung des Blutdrucks, muss das Tier gelegt und in einer bestimmten Position fixiert werden kann unbequem. In dem Handbuch der Schwanz-Manschette Gerät, erklärt der Hersteller, dass Mäuse können nervös und gestresst, welche die Durchblutung in den Schwanz abnehmen kann. Unter diesen Umständen kann die periphere Blutdrucks in den Schwanz erworben viel niedriger als der mittlere Blutdruck. Der vollständige Überwachungsverfahren wurde mit einer integrierten Mehrkanal-Monitor mit einer Reihe von Sensoren zur Datenerfassung durchgeführt. Der Blutdruck wurde durch Einführen eines Katheters in die jeweilige Schiff nach sorgfältiger mikrochirurgische Präparation und Exposition unter dem Mikroskop erhalten. Die Fließgeschwindigkeit wurde durch Anordnen eines transsonischen Strömungssonde um jedes Gefäß gemessen. Wir haben bereits eine ähnliche intraoperative Monitoring-Verfahren für Ratten, was zu einer umfassenden Reihe von physiologischen hämodynamischen Daten vergleichbar SinGL berichtete Daten von anderen Gruppen 7 berichtet. Daher betrachteten wir dieses Verfahren, um eine gute Basis für sie zu der Maus, einer Art 10-fach kleiner als die Ratte Anpassung darstellen. Der wesentliche Unterschied zu der Ratte Verfahren ist die Verwendung von Millar-Katheter zur Erfassung der Blutdruck-Daten anstelle eines fluidbasierten Kathetersystem. Flussdaten wurden mit transsonischen Strömungssonden, nur viel kleiner als diejenigen der entsprechenden Ratte Schiffe erworben. Aufgrund der kleinen Größe des Tieres ist Instrumentierung von Mäusen technisch anspruchsvoll, aber machbar. Sobald Instrumentierung abgeschlossen ist, ist die Datenerfassung und Datenanalyse Primär Leben einfach, da eine vordefinierte Einstellungsdatei verwendet werden. Die Einstellung Datei muss einmal am Anfang einer Serie von Experimenten definiert und gespeichert und für alle nachfolgenden Experimente verwendet werden. Bis jetzt haben wir dieses Verfahren angewandt, um Leber hämodynamischen Effekte bei akuten Experimenten zu bewerten. Wir maßen CAP und PVP vor und unmittelbar nach der 70% partielle Hepatektomie (PH) und in Spann / de-Klemm Experimenten. Wir spannt die Leber-und Zwölffingerdarmband des rechten Leberlappens, die 20% der Lebermasse durch kurze (5min) Klemm des mittleren und linken Seitenlappen gefolgt, die insgesamt 90% der Lebermasse. De-Klemm begann mit dem Loslassen der Klemme vom rechten Lappen, gefolgt durch die Befreiung der Median und linken Seitenlappen. Maximale Spannzeit unter 10 min.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

Die Verwendung von Maus-Modellen der experimentellen Forschung ist von enormer Bedeutung für die Untersuchung von Leber Physiologie und pathophysiologischen Störungen. Aufgrund der geringen Größe der Maus, technischen Einzelheiten der intraoperativen Überwachungsverfahren für die Maus wurden selten beschrieben. Bisher haben wir ein Monitoring-Verfahren, um die hämodynamischen Parameter für Ratten erhalten wiesen. Jetzt passen wir den Vorgang, um systemische und hepatische hämodynamischen Parameter in Mäusen zu erwerben, eine Art zehnfach kleiner als Ratten. Dieser Film zeigt die Instrumentierung der Tiere sowie die Datenerfassungsprozess benötigt, um systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu bewerten. Vitalparametern, einschließlich Körpertemperatur, Atemfrequenz und Herzfrequenz wurden während des gesamten Verfahrens aufgezeichnet. Systemische hämodynamische Parameter bestehen aus der Halsschlagader Druck (GAP) und der zentrale Venendruck (CVP). Leberdurchblutung Parameter umfassen Portal vEin Druck (PVP), Portal-Durchflussrate sowie die Durchflussmenge der gemeinsamen Leberarterie (Tabelle 1). Mess-und Datenerfassungs aufzeichnen die Normalwerte wurde innerhalb von 1,5 h abgeschlossen. Systemische und hepatische hämodynamischen Parameter blieben im normalen Bereich bei diesem Vorgang. Dieses Verfahren ist anspruchsvoll, aber machbar. Wir haben dieses Verfahren angewendet, um hepatische Hämodynamik bei normalen Mäusen als auch bei 70% Teilhepatektomie und Leberlappen Klemm Experimente bewerten. Mittel PVP nach Resektion (n = 20) war 11,41 ± 2,94 cm H 2 O, die signifikant höher war (p &lt;0,05) als die Resektion (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Die Ergebnisse der Leberlappen Spann Experiment gezeigt, dass dieses Monitoring-Verfahren ist empfindlich und eignet sich für die Erkennung kleiner Veränderungen in der Druck-Portal und Portal-Durchflussmenge. Im Ergebnis ist dieses Verfahren zuverlässig in den Händen eines erfahrenen Mikro Chirurg sollte aber darauf beschränkt experiments wo Mäuse sind absolut notwendig.

Vitalparameter der Mäuse wie Atemfrequenz und Herzfrequenz sind natürlich viel höher als bei Ratten. Die mittlere systemische Blutdruck und die Jugularvene Druck ähneln RAT-Werte und auch ähnlich wie das menschliche Daten. Leber hämodynamischen Daten sind offensichtlich anders. Wir erhalten die Normalwerte von 8 Mäusen. Portale Durchblutung in normalen Mäusen lag zwischen 1,6 bis 2,3 ml / min. Fließen in die gemeinsame Leberarterie reichten von 0,10 bis 0,35 ml / min. Pfortaderdrucks bei normalen Tieren war in der breiten Palette von 4,4 bis 11,2 cm H 2 O mit einem Mittelwert von 8,09 ± 2,47 cm H 2 O (Tabelle 1). Dieser weite Bereich kann zu kleinen, aber keine signifikanten Unterschiede beim Vergleich des Mittelwertes der kleinen Gruppen von normalen Tieren führen. Da wir vor allem in der Druck-Portal beobachtet erhebliche interindividuelle Unterschiede, haben wir getestet, ob klein intra-individuelle Unterschiede könnten mit dieser Tech erkannt werdennique. Wir untersuchten dieses Verfahren in zwei verschiedenen experimentellen Einstellungen: Teilhepatektomie und Leberlappen Klemm / de-Spannen. Druck-Portal vor und unmittelbar nach 70% Teilhepatektomie (n = 20) in der gleichen Tier (Abbildung 1), die durch 2-fach von 6,87 ± 2,39 und ± 2,94 erhöht 11.41 cm H 2 O (P = &lt;0,001). Diese Ergebnisse wurden in einem ähnlichen Bereich wie auch in anderen Spezies 5,12 bei Menschen beobachtet und 7 auch. Normale Portalvenendruck und Druck-Portal vor der Resektion wurden von zwei verschiedenen Gruppen (eine von den normalen Überwachungsparameter-Gruppe, der andere von 70% PH-Gruppe) übernommen. Aufgrund der Vielzahl von Druck-Portal in normalen Mäusen (4 bis 11 cm H 2 O), die Mittelwerte der kleinen Gruppen von Tieren etwas unterschiedlich sein, wie in unserem Experiment beobachtet (8,09 ± 2,47 cm H 2 O gegenüber 6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Bei der Analyse der Daten ergab, daß es keine statistisch signifikanten Unterschied zwischen diesen beiden Gruppen (p = 0,237). Die Spann / de-Klemm Experiment wurde entwickelt, um zu demonstrieren, dass das Verfahren ist empfindlich genug, um auch kleinere abholen Veränderungen in der Druck-Portal. Klemm des rechten Leberlappens, die 20% der Lebermasse führte zu einem Anstieg von etwa 17%. Weitere Klemm des mittleren und linken lateralen Lappen verursacht eine Erhöhung von mindestens 2-3 Falten im Vergleich zum Ausgangsportal Druck. Portal Druck allmählich wieder auf den Ausgangsdruck, beim Lösen der Klammer von der rechten Lappens was Spann von 70% der Leber. Der Druck wieder auf das Ausgangsniveau beim Entfernen der Klemme von der linken Pfortader Versorgung der Median und linken Seitenlappen (Abbildung 2 und Tabelle 2). Die Karte der Scheinoperationsgruppe stabil blieb innerhalb 1h nach Eröffnung der Bauchhöhle. Die Karte der Mäuse in der Kontrollgruppe, bei der Vergleichszeitpunkt erhaltenwie in der Spann Experiment, hatte keinen signifikanten Unterschied im Vergleich mit der Karte von der Versuchsgruppe. Die Ergebnisse beider Experimente zeigten, dass selbst kleine intraindividuellen Änderungen von weniger als 20% konnte mit diesem Verfahren nachgewiesen werden. Typische Komplikationen wie schwere Blutungen und Staus kann während des Verfahrens auftreten. Seit schweren Blutverlust würde signifikante Abnahme der Karte sowie PVP führen, sollten die Ergebnisse von Mäusen mit dieser Komplikation beseitigt werden. Um zu vermeiden, venöse Stauung und Thrombose bei der Durchführung von Leberlappen Klemm Experiment, schlagen wir vor, Einspritzen einer kleinen Dosis Heparin (500 U / kg) intraoperativ vor dem Spannen. Gemeinsame Leberarterie kann eine vorübergehende Gefäßkrämpfe bei der Handhabung wie das Heben des Schiffes und Platzierung der Sonde zu unterziehen. Dies könnte dazu führen, eine vorübergehende kurze Ischämie der Leber. Im Allgemeinen kann der Krampf spontan innerhalb von Minuten zu lösen. Ein kurzer Gefäßkrampf in der CHA ist kein ernstes Problemdas Leben des Tieres, aber vielleicht mit experimentellen Ergebnissen stören, wenn sich auf hepatische Ischämie-Reperfusionsverletzung. Zusammenfassend ist dieses Verfahren schwierig, aber machbar. Es erfordert etwas Training auch für erfahrene Mikro-Chirurgen. Aufgrund der hohen interindividuellen Variabilität Vergleich der Druckdaten in verschiedenen Tieren vor und nach einem Eingriff erhalten wird, kann nicht schlüssige Ergebnisse führen. Daher empfehlen wir dieses Verfahren, um kurzfristige Regulierung der Leber Hämodynamik bei akuten Experimenten durch den Erwerb der Daten vor und nach der Intervention innerhalb der gleichen Tierstudie. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr height="26"><td colspan="2"> Parameter </td><td> Eigenen Daten erhalten </td><td> Parameter berichtet </td></tr><tr><td rowspan="3"> Vitalparameter </td><td> Herzfrequenz (n = 8) </td><td> 418 ± 55 BPM </td><td> 389 (353-566) BPM 1 </td></tr><tr><td&gt; Atemfrequenz (n = 2) </td><td> 162 ± 11 BPM </td><td> 254 ± 28 BPM 2 </td></tr><tr><td> Temperatur (n = 8) </td><td> 33.56 ± 0.54 ° C </td><td> 36,1-36,6 ° C 11 </td></tr><tr><td colspan="2"> Systemischen Blutdrucks (GAP) (n = 8) </td><td> 130,54 ± 20,47 cm H 2 O (= 96,02 ± 15,06 mmHg) </td><td> 94 ± 15 mmHg 9 </td></tr><tr><td colspan="2"> Der zentrale Venendruck (CVP) (n = 2) </td><td> 8,90 ± 3,25 cm H 2 O </td><td> 5,9 ± 2,0 cm H 2 O 11 </td></tr><tr><td rowspan="6"> Leber Hämodynamik </td><td rowspan="2"> Pfortaderflusses (n = 6) </td><td rowspan="2"> 2,03 ± 0,24 ml / min </td><td> 3,0 (2,5-3,1) ml / min 1 </td></tr><tr><td> 3,3 ml / min 1 </td></tr><tr><td> Gemeinsame Leberarterie Fluss (n = 6) </td><td> 0,20 ± 0,09 ml / min </td><td> Nicht fou<html> nd </td></tr><tr><td rowspan="3"> PVP (n = 8) </td><td rowspan="3"> 8,09 ± 2,47 cm H 2 O (= 5.95 ± 1.82mmHg) </td><td> 5,3 ± 1,4 cm 3 Kochsalzlösung </td></tr><tr><td> 8,7 ± 2,1 mmHg 4 </td></tr><tr><td> 4 mmHg 6 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Normal systemische und hepatische hämodynamischen Parameter von Mäusen mit dieser Überwachungsverfahren CAP erworben. Halsschlagader Druck; MAP: den mittleren arteriellen Druck; CVP: der zentrale Venendruck; PVP: Pfortader Druck. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51955/51955fig1highres.jpg" width="500" /> Abbildung 1. PVP vor und nach der 70% PH. Pfortader Druck vor und nach 70% Teilhepatektomie (n = 20) waren 6,87 ± 2,39 und ± 2,94 cm H 11.41 2 O.www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51955/51955fig1highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Parameter (cmH2O) </td><td> Nach Laparotomie </td><td> Nach dem Einspannen 20% der Leber (RL) </td><td> Nach dem Einspannen 90% der Leber (RL + ML + LLL) </td><td> Nach dem Einspannen 70% der Leber (ML + LLL) </td><td> Am Ende (lassen Sie alle Klammern) </td></tr><tr><td> PVP - Spann exp-Gruppe (n = 10) </td><td> 9.59 ± 4.00 </td><td> 10.45 ± 3.89 </td><td> 25.78 ± 8.99 </td><td> 16.91 ± 9.86 </td><td> 11.14 ± 4.48 </td></tr><tr><td> Durchschnitts GAP - Spann exp-Gruppe (n = 10) </td><td> 121,50 ± 18,67 </td><td> 95.89 ± 32.76 </td><td> 74.41 ± 35.35 </td><td> 93,88 ± 42,96 </td><td> 89.44 ± 44.20 </td></tr><tr><td> Durchschnitts GAP - Sham-Gruppe (n = 3) </td><td> 123,33 ± 12,42 </td><td> 121,0 ± 5,57 </td><td> 124,00 ± 8.66 </td><td> 127.33 ± 7.23 </td><td> 123,00 ± 8,89 </td></tr></tbody></table> . Tabelle 2. hämodynamische Reaktion nach dem Einspannen und Entklemmspannung von verschiedenen Leberlappen (n = 10) RL: rechten Lappen, ML: Mittellappen (einschließlich rechten Mittellappen und linken Mittellappen), LLL: Linksseitenlappen. <img alt="Figur 2" fo:content-width="7.18in" src="/files/ftp_upload/51955/51955fig2highres.jpg" width="675" /> Abbildung 2. hämodynamische Reaktion nach dem Einspannen und Entklemmspannung von verschiedenen Leberlappen (Tier ID: CHI-108) A.. PVP direkt nach dem Einlegen der Millar-Katheter betrug 8,8 cm H 2 O. PVP nach dem Einspannen von 20% Leberlappen 10,8 cm H 2 OBPVP stieg auf 17,5 cm H 2 O nach dem Klemmen 90% Leberlappen. C. PVP verringerte sich auf 10,3 cm H 2 O beim Lösen der Klemme des rechten Leberlappens. D.PVP ging zurück auf 8,7 cm H 2 </sub&gt; O wie am Anfang nach dem Loslassen alle Schellen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51955/51955fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

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Nanyang Technological University

Research

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Medicine

15.9K Aufrufe.  Jena University Hospital.  Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen. 

Serie: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

Beurteilung von Veränderungen in volatilen Vollnarkose Empfindlichkeit von Mäusen nach lokalen oder systemischen pharmakologischen Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Forschung

Medizin

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

Klinische Bewertung der Spatiotemporal Gangparameter bei Patienten und ältere Erwachsene

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Early Detection of Drug-Induced Renal Hemodynamic Dysfunction Using Sonographic Technology in Rats

The kidney normally functions to maintain hemodynamic homeostasis and is a major site of damage caused by drug toxicity. Drug-induced nephrotoxicity is estimated to contribute to 19- 25% of all clinical cases of acute kidney injury (AKI) in critically ill patients. AKI detection has historically relied on metrics such as serum creatinine (sCr) or blood urea nitrogen (BUN) which are demonstrably inadequate in full assessment of nephrotoxicity in the early phase of renal dysfunction. Currently, there is no robust diagnostic method to accurately detect hemodynamic alteration in the early phase of AKI while such alterations might actually precede the rise in serum biomarker levels. Such early detection can help clinicians make an accurate diagnosis and help in in decision making for therapeutic strategy. Rats were treated with Cisplatin to induce AKI. Nephrotoxicity was assessed for six days using high-frequency sonography, sCr measurement and upon histopathology of kidney. Hemodynamic evaluation using 2D and Color-Doppler images were used to serially study nephrotoxicity in rats, using the sonography. Our data showed successful drug-induced kidney injury in adult rats by histological examination. Color-Doppler based sonographic assessment of AKI indicated that resistive-index (RI) and pulsatile-index (PI) were increased in the treatment group; and peak-systolic velocity (mm/s), end-diastolic velocity (mm/s) and velocity-time integral (VTI, mm) were decreased in renal arteries in the same group. Importantly, these hemodynamic changes evaluated by sonography preceded the rise of sCr levels. Sonography-based indices such as RI or PI can thus be useful predictive markers of declining renal function in rodents. From our sonography-based observations in the kidneys of rats that underwent AKI, we showed that these noninvasive hemodynamic measurements may consider as an accurate, sensitive and robust method in detecting early stage kidney dysfunction. This study also underscores the importance of ethical issues associated with animal use in research.

Early stage hemodynamic dysfunction is critical to the development of kidney disease. Yet, detection methodologies are limited. Recent advances in sonography provide a noninvasive, accurate option for early detection of kidney injury. This study outlines a step-by-step, sonographic methodology for detecting kidney dysfunction using a drug-induced nephrotoxicity rat model.

Früherkennung von Medikamenten-induzierten Nieren hämodynamischen Dysfunktion Mit sonographische Technologie bei Ratten

The kidney normally functions to maintain hemodynamic homeostasis and is a major site of damage caused by drug toxicity. Drug-induced nephrotoxicity is ...

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus SLE in C57BL/6 Mice

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

Das BM12 Inducible Modell des systemischen Lupus erythematodes (SLE) in C57BL / 6-Mäuse

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Optimierte Analyse von<em&gt; In Vivo</em&gt; und<em&gt; In Vitro</em&gt; Hepatosteatose

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

A Detailed Protocol for Physiological Parameters Acquisition and Analysis in Neurosurgical Critical Patients

Intracranial pressure (ICP) monitoring is now widely used in neurosurgical critical patients. Besides mean ICP value, the ICP derived parameters such as ICP waveform, amplitude of pulse (AMP), the correlation of ICP amplitude and ICP mean (RAP), pressure reactivity index (PRx), ICP and arterial blood pressure (ABP) wave amplitude correlation (IAAC), and so on, can reflect intracranial status, predict prognosis, and can also be used as guidance of proper treatment. However, most of the clinicians focus only on the mean ICP value while ignoring these parameters because of the limitations of the current devices. We have recently developed a multimodality monitoring system to address these drawbacks. This portable, user-friendly system will use a data collecting and storing device to continuously acquire patients&#39; physiological parameters first, i.e., ABP, ICP, and oxygen saturation, and then analyze these physiological parameters. We hope that the multimodality monitoring system will be accepted as a key measure to monitor physiological parameters, to analyze the current clinical status, and to predict the prognosis of the neurosurgical critical patients.

Recently, we have developed a portable multimodality monitoring system for the monitoring of various physiological parameters in neurosurgical critical patients. Detailed protocols on how to use this multimodality monitoring system are presented here.

Ein detailliertes Protokoll für physiologische Parameter Erfassung und Analyse bei neurochirurgischen kritische Patienten

Intracranial pressure (ICP) monitoring is now widely used in neurosurgical critical patients. Besides mean ICP value, the ICP derived parameters such as ...

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status epilepticus (SE) is frequently selected to recapitulate spontaneous recurrent seizures (SRS). Here we present a protocol of SE induction by intraperitoneal (i.p.) injection of pilocarpine and monitoring of chronic recurring seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram (EEG) system. We demonstrated notable behavioral changes that need attention after pilocarpine injection and their correlation with hippocampal neuronal loss at 7 days and 6 weeks post-pilocarpine. We also describe the experimental procedures of electrode implantation for video and EEG recording, and analysis of the frequency and duration of chronic recurrent seizures. Finally, we discuss the possible reasons why the expected results are not achieved in each case. This provides a basic overview of modeling chronic epilepsy in mice and guidelines for troubleshooting. We believe this protocol can serve as a baseline for suitable models of chronic epilepsy and epileptogenesis.

This manuscript describes a method of inducing status epilepticus by systemic pilocarpine injection and of monitoring spontaneous recurrent seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram system. This protocol can be utilized for studying the pathophysiologic mechanisms of chronic epilepsy, epileptogenesis, and acute seizures.

Das Pilocarpin Modell der Temporallappen-Epilepsie und EEG Monitoring mittels Radiotelemetrie System bei Mäusen

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Invasive hämodynamische Charakterisierung des Portal-hypertensiven Syndroms in zirrhotischen Ratten

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...