TWP was funded by the Irish Cardiac Society Brian McGovern Travelling Fellowship. WTP was funded by R01 HL095712 and an AHA Established Investigator Award.

Alle beschriebenen Schritte wurden unter Protokolle von der Institutional Animal Care und Use Committee von Boston Kinderkrankenhaus durchgeführt genehmigt. 1. Vorbereitung <ol><li> Führen Basisherz anatomische und funktionelle Beurteilung durch Echokardiographie vor Beginn der Injektionsprotokoll, wie die optimale Festwandlerposition für intramyokardiale Injektion kann nicht die optimalen Standardansichten für die Abgrenzung und Bewertung der Anatomie Funktion ergeben. </li><li> Die Einspritzanordnung ist in den Figuren 1A-1C dargestellt. Stellen Sie eine leere Spritze mit einer Nadel ummantelten, Kegel nach oben gerichtet, in der Spritzenklemme (siehe Abbildung 1c) und sichern die Ultraschallwandler-Sonde in der Scan-Kopf-Bügel (siehe Abbildung 1B). Lösen Sie den Scan-Kopf-Klemmkugelsperrgelenk (Abbildung 1B) und zu manipulieren, den Wandler Orientierung, so dass sie parallel zur Achse der Nadel ausgerichtet. Befestigen Sie den ScanKopfposition durch Anziehen der Scan-Kopf-Klemmkugelsperrgelenk. HINWEIS: Für die Injektion in erwachsenen Mäusen, ist eine 30 G-Nadel mit einer 1 in / 2,5 cm Länge optimal. Eine 1 ml-Spritze für größere Mengen verwendet werden, während eine gasdichte Spritze kann für eine genauere Steuerung der kleineren Volumina (5-10 ul) verwendet werden. </li><li> Gelten Ultraschall-Gel großzügig auf den Wandler Spitze mit einem Spatel, um den Kopf entlang seiner Gesamtheit abdecken. Sorgfältig Scheide ziehen die Nadel und verwenden die Nadelhalterung Kontrollen, um die Nadel direkt unter dem Sensor und in der Ultraschall-Gel für die Visualisierung zu fördern. Geringfügige Änderungen mit der Nadelhalterung Steuerung, so dass die Nadel deutlich entlang seiner Länge auf dem Ultraschallbild sichtbar gemacht. Wenn der Wandler ordnungsgemäß parallel zu der Nadel in Schritt 1.4 ausgerichtet ist, dann sollte die Nadel in der Bildebene bleibt, wie sie ist, vorgeschoben und mit dem Injektionsknopf (1C) zurückgezogen. </li><li> In nachfolgenden Schritten nicht stören die Notwendigkeitle / Wandler horizontale Ausrichtung durch Bewegen sowohl in der horizontalen Achse. Vielmehr gezielt bestimmte Bereiche des Herzens zur Injektion durch Ändern der vertikalen (y-Achse), Position der Nadelhalterung und durch Bewegen des Tieres Plattform. </li><li> Bewegen des Wandlers kranial vom Tier-Plattform unter Verwendung der Scan-Höhensteuerung (1B), um nachfolgende Platzierung der anästhesierten Maus auf das Tier Plattform ermöglichen. Dies wird nicht die x-Achsen-Ausrichtung des Wandlers unterbrechen, um die lange Achse der Nadel. </li><li> Entfernen Sie die Spritze, die für die Ausrichtung von der Spritzenklemme verwendet wurde, und entsorgen Sie sorgfältig. Laden Sie die neue Nadel und Spritze mit der Injektionsmittels auf die endgültige Zielvolumen, so dass für toten Raum in der Spitze der Spritze. Seien Sie vorsichtig, um Luftblasen zu entfernen. Legen Sie die Spritze in die Spritzenklemme ohne Anpassung ihrer x-Achse ausgerichtet. Vollständig einfahren die Spritze mit der Einspritzsteuerung. HINWEIS: Für die erste Trainingszwecke ist die Verwendung von Evans-BlauFarbstoff (1%), kann Trypanblau-Färbung (0,4%) oder eine Suspension von fluoreszierenden Mikrosphären als Injektats den Bediener bei der Bestätigung Kompetenz und Erfolg von gezielten Injektion zu unterstützen. </li></ol> 2. Injektion <ol><li> Schalten Sie den integrierten wärmer der Heizungs Plattform und stellen Sie sie für 37 ° C. Legen Sie das Tier Plattform 180 ° von der üblichen bildgebenden Orientierung, mit der Anästhesie Schlauchschelle und Kopf des Tieres am nächsten an den Betreiber. Dies ermöglicht das Herz (in der linken Seite der Brust) ipsilateral zur Spritzenklemme und Nadel sein. Hinweis: Weitere kleinere Uhrzeigersinn Dreh Anpassungen der Tier Plattform kann notwendig sein, um das Herz richtig für die parasternalen kurzen Achse Abbildungsebene, die zur Injektion (2A) verwendet wird, zu orientieren. </li><li> Vorbereitung Mäuse für Echokardiographie, wie zuvor berichtet 9. Betäuben die Maus in eine Induktionskammer mit 2% Isofluran. Brusthaare entfernen mit Enthaarungscreme einD Schmier Gel für beide Augen, um das Trocknen der Lederhaut zu verhindern. </li><li> Heben Sie den Wandler mit der Scan-Kopf Höhenkontrolle (Abbildung 1B). Legen Sie den narkotisierten Maus in Rückenlage oben auf der beheizten Tier Plattform mit der Schnauze in einem Nasenkonus liefert 1-3% Isofluran (2A-2B). Sie vorsichtig mit einem rektalen Sonde und kleben Sie die vier Pfoten auf den EKG-Elektroden, Elektroden-Gel für die Anwendung elektrischer Kontakt. HINWEIS: Eine angemessene Betäubung muss für die humane Behandlung der Tiere gewährleistet werden. Es sollte keine Veränderung der Herzfrequenz und keine Reaktion auf die Platzierung der Nadel durch die Brustwand sein. Integrierte homöostatischen Temperaturkontrollen des Tieres Plattform sollte verwendet werden, um Normothermie (37 ± 0,5 ° C) zu erhalten, wie Hypothermie wird in relativer Bradykardie, ventrikuläre Dilatation und mögliche Beschwerden führen. </li><li> Sobald der Mauszeiger auf dem Tier-Plattform sicher, senken den Wandler auf die depilaTed Brust mit Hilfe der Scankopf Höhenkontrolle (Abbildung 1B). Die optimale Ultraschall-Setup für die Injektion ist für das Herz in der parasternalen kurzen Achse Orientierung visualisiert werden, wie pro Standard-Echokardiographie-Technik. Dreht das Tier Plattform 20-30 ° im Uhrzeigersinn, um die optimale Schallfenster zur Injektion in der kurzen Achse Bildebene (2A-2B) zu erhalten. Hinweis: Alternativ Injektion können aus einer parasternalen langen Achse Orientierung durch Drehung im Gegenuhrzeigersinn des Tieres Plattform (2C) durchgeführt werden. </li><li> Verwenden Sie die Tier-Plattform-Anpassungssteuerung auf das Sichtfeld anzupassen und jede gewünschte Injektionsstelle in der linksventrikulären Myokard Ziel. Pfanne hin und her von der Spitze zur Basis des Herzens, um die gewünschte Einspritzstelle in der linken ventrikulären Myokards (3A-3C) zu erzielen. Hinweis: Die midpapillary parasternalen Kurzachsenansicht (3A) bietet reproducible Wahrzeichen, die Follow-Bildgebung von der Injektionsstelle zu ermöglichen. Anmerkung: Alternativ kann der parasternalen Längsachsenansicht verwendet, um eine vorgegebene Injektionsstelle (3D) zu zielen. </li><li> Beginnend mit der Spritze in der vollständig zurückgezogenen Spritzenklemme, langsam voran die Spritze gegen den Brustkorb des Tieres durch Drehen des Einspritzsteuerung im Uhrzeigersinn (4A). Um es klar Ultraschall Visualisierung sowohl der Herz-und der Nadelspitze zu ermöglichen, wie es die Brust nähert, verwenden viele Ultraschall-Gel über der linken Brustseite und Optimierung der Schallfenster, indem Sie ein breites Sichtfeld auf die Echokardiographie Kontrollen. Gesetzt den Brennpunkt / Zone an der Zielstelle für die Injektion. Kleinere Anpassungen an der Nadelhalterung steuert das Bild der Nadel entlang ihrer Länge zu optimieren. HINWEIS: Einige Ultraschall-Maschinen haben einen Nadelführung Software-Funktion, um digital zu erweitern eine Linie entlang der langen Achse der Nadel bis zur Zielherzmuskel(4B). Solch ein Software-Werkzeug kann hilfreich sein, ist aber nicht wesentlich. </li><li> Mit dem Tier entsprechend sediert, vorab die Nadel durch die Brustwand von der Maus und in den Herzmuskel, sorgfältig beobachten die Position der Nadelspitze abgeschrägt haupt (1-3% Isofluran mit 0,5-0,8 l / min 100% Sauerstoff gemischt) Zeiten. Stoppen Sie voran, wenn die Nadelspitze in der Zielherzmuskels (4C). Die ganze abgeschrägten Spitze sollte sicher innerhalb des Herzmuskels sein, Injektats Leck in den Herzraum zu vermeiden. </li><li> Wenn die Spitze in die gewünschte Position, liefern die Injektats durch Druck auf den Spritzenkolben. Liefern die Injektats langsam, über 5-30 sec (abhängig vom Volumen der Auslieferung). Bis zu 50 ul Injektats können, ohne Kompromisse Herzfunktion geliefert werden. Eine vorübergehende echobright Aussehen der injizierten Herzmuskelbereich kann offensichtlich nach erfolgreicher Injektion sein. Eine kurze (Sekunden) Zeit relativer bradycardia ist gelegentlich mit der Injektion in den Herzmuskel festgestellt und schnell löst. </li><li> Sobald die Injektats verabreicht wurde, zeitnah ziehen Sie die Nadel durch Drehung gegen den Uhrzeigersinn des Einspritzsteuerknopf. Die Maus sollte unter Narkose für einige Minuten von echokardiographischen Beobachtung zu erhalten ventrikuläre Funktion und keine Komplikationen postprocedural bestätigen gehalten werden. Wenn angegeben, kann mehrere Regionen des Herzmuskels seriell durch Neupositionierung der Böschungswinkel der Nadel durch die Einstellung der Tier Plattform eingespritzt werden. Nach intramyokardiale Injektion wird die Maus in einen Käfig von sich gegeben und sich von der Anästhesie unter Beobachtung zu gewinnen. </li><li> Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um ausreichend Brustlage zu halten. Sie ein Tier, das intramyokardiale Injektion, um der Gesellschaft von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. Der Käfig sollte auf einem thermoregulierten Pad mit Wieder platziert werdenAdy Bereitstellung von Wasser und Maus Diät. Postprocedural Beschwerden ist nicht zu erwarten und die Nicht normales Verhalten kurz nach der Intervention entsprechend wieder schlägt eine mögliche Komplikation (siehe Diskussion). </li><li> Sorgfältig entsorgen Sie die Nadel unmittelbar nach Abschluss der intramyokardiale Injektion, um das Risiko von Kleie Verletzungen des Bedieners oder Dritter zu minimieren. Wiederverwendung einer Nadel in Abstumpfen der Spitze macht es schwieriger, den Herzmuskel zu durchdringen und zu einem höheren Risiko von Komplikationen führen. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Biologics können, um den Herzmuskel durch direkte Injektion intramyokardiale, intraperikardiale Injektion oder indirekte Verwaltung über die Blutbahn abgegeben werden. Neueste zellbasierten Therapiestudien bei Myokardinfarkt-Modelle haben eine offene Thorakotomie Ansatz für die Lieferung von Injektats 12-14 beschrieben. Ein wichtiger Faktor für den Erfolg einer Herzmuskel therapeutische Intervention hängt von der Wahl der Lieferroute. Die höchste lokale Dosis von biologischen wird durch intramyokardiale Lieferung 15,16 erreicht. Intramyokardiale Injektion unter die direkte Visualisierung ist die einfachste Methode und erlaubt den gezielten Verwaltung im Myokard 17. Jedoch ist dieses Verfahren auch die invasive, wie es Eröffnung der Brusthöhle und Herzbeutel, um die Zielherzmuskels 18 freizulegen erfordert. Abschnitte des Herzens, wie beispielsweise seiner Rückenfläche nicht leicht sichtbar gemacht und unter Verwendung dieses Verfahrens injiziert. Die Invasivität der ProcedUre schränkt auch potentielle therapeutische Behandlungszeitpläne. Hier beschreiben wir eine technisch einfache, zuverlässige und reproduzierbare Technik, Biologika oder Drogen unter Ultraschall-Führung sicher durch perkutane Injektion intramyokardiale liefern, ohne die Morbidität und Zwänge der chirurgischen Thorakotomie Exposition. In mehr als 150 Mäuse bisher eingespritzt wird, nach anfänglichen technischen Kompetenz erhalten wurde, war unser periprozeduralen Sterblichkeitsrate unter 5%, wenn weniger als vier myokardialen Seiten wurden zu einem Zeitpunkt ausgerichtet. Gesamt Injektats Volumen von bis zu 200 ul wurden überraschend gut von der murinen Herzen toleriert. Die vordere Myokard eignet sich gut als Ziel für die Injektion, da die parallele Ausrichtung dieser Region des Herzmuskels zu der Längsachse der Nadel, so dass die Nadel in den Muskel des Herzens mehr sicher bleiben. Es ist wichtig, dass der Bediener sichtbar die gesamte abgeschrägte Spitze im Myokard vor der Injektion, da dies gewährleistet die volle Abgabe des injectate ohne Leckage in die umliegenden Gewebe. Darauf zu achten, die Nadelspitze immer sichtbar bleibt innerhalb der Herzmuskel ist auch entscheidend für eine erfolgreiche myokardialen Injektion. Beim Üben mit Evans-Blau-Farbstoff, wird eine versehentliche Injektion in die Herzkammer in die Maus schnell die Entwicklung eines blauen Farbton sichtbar am deutlichsten in der enthaarte Haut führen. Es ist auch erwähnenswert, dass Nadeleinführung durch die Brustwand wird allein durch die Ultraschall-Bild von der beabsichtigten Zielherzmuskels und nicht durch Oberflächen anatomischen Landmarken der Maus angezeigt bestimmt. Für einen erfahrenen echocardiographer, Kompetenz in intramyokardiale Injektion kann vernünftigerweise nach dem Training auf 4-5 Versuche erreicht werden. Wenn die Nadel durch die Brustwand durchläuft, muss es durch die Zwischenrippenraum passieren. Es ist nicht ungewöhnlich zu haben, um kleinere Anpassungen an der Bildebene einmal durch die Zwischenrippenraum zu machen, um die abgeschrägte Spitze klar im Blick zu halten. Thwird in der Regel durch kleinere Anpassungen des Tieres Plattform oder die Injektionsspritze Kontrollen durchgeführt. Die geringfügige Modifikationen sollten erfolgen, wenn die Nadel durch den Brustkorb, aber bevor es in das Myokard durchlaufen hat, um myokardiale Wunde und Trauma aus wiederholten Nadelspitze Manipulation zu verhindern. Um das Risiko von Hämoperikard zu minimieren, sollte das Ziel sein, das Herz als einige Male geben wie nötig, um Lieferung von Injektats vollständig sind. Obwohl die beschriebene Technik ist für intramyokardiale Injektion in der kurzen Achse Ebene des Herzens, ist es ebenso möglich, in der parasternalen langen Achse Ebene des Herzens durch einfache Anpassung des Tieres Plattform zu injizieren, um mit dieser Ebene (2C) und Umleiten ausrichten die Nadel, um die beabsichtigte Ziel des Herzmuskels (3D) eingeben. Erfolgreiche intramyokardiale Injektion kann durch einen Indikator bestätigt Farbstoff sofort pathologischen Prüfung an der anschließendIonen der injizierten Maus Herz. Injektion einer Suspension von fluoreszierenden Mikrokugeln, auf unbestimmte Zeit an der Injektionsstelle verbleiben und kann gleichzeitig mit einem anderen Mittel verabreicht werden, um das Zielgebiet zu kennzeichnen. Die Maus wird mit inhalativen Kohlendioxid durch geschultes Personal pro institutionellen Umgang mit Tieren Protokolle eingeschläfert. Die Untersuchung der Herzoberfläche wird die injizierte Region zu offenbaren, und schneiden das Herz mit einem Herz Matrix Querschnitte, die die Region zu demonstrieren injiziert wird ergeben. Vorteilhaft, wenn wiederholte Injektion und / oder Abbildung des gleichen Herzmuskelbereichs über die Zeit gewünscht wird, ist sie auf die Standardbildebenen zu verwenden und reproduzierbare anatomische Orientierungs Ziel. Beispielsweise ist es bequem, die Kurzachse Abbildungsebene zu verwenden, um den linken Ventrikel bei der midpapillary Muskelebene (3A) zu erzielen. Die schwerste Komplikation ist Potenzial myokardialen Platzwunde / Bruch und damit Blutungen und / oder Hämoperikard. Das Risiko von thist Komplikationen steigt mit wiederholten Durchläufen der Nadel (vier oder mehr) durch das Myokard, schnellen Injektion der Flüssigkeit Bolus Wiederverwendung eines stumpfen Nadelspitze und die Verwendung von kleineren Mäusen (unter 15 g) Mäusen. Wenn mehrere Ziele im Myokard injiziert werden seriell (Vorderwand, Seitenwand oder untere Wand), ist es optimal, dass in drei Durchgängen oder weniger der Nadel durch Myokard zu erreichen, um das Risiko von Verfahrenskomplikationen minimieren. Die Seitenwände der linken ventrikulären Myokards kann gleichzeitig mit einem Durchgang der Nadel durch die Brustwand (5E und 5F) injiziert werden, da sie parallel zueinander ausgerichtet, aber andere Myokardwand Ziel wird erneut Einführen der Nadel durch das erforderlich Brustwand folgende Nadel Winkelverstellung. Die Maus sollte nicht als Bradykardie oversedated (unter 400 Schläge pro Minute) können die enddiastolische Volumen zu erhöhen und eine deutliche Verringerung der myokardialen Wanddicke. UnsereErfahrung ist für Mäuse, um von dem Verfahren schnell zu erholen und in ihren Käfigen innerhalb von Minuten nach Erwachen aus der Narkose ambulate. Komplikationen, wenn sie auftreten, sind abrupt und treten bei der Intervention. Obwohl dieses Protokoll für die intramyokardiale Injektion geschrieben, eine leichte Modifizierung der endgültigen Nadelspitzenposition kann der Bediener die Injektion in den Blutstrom des linksventrikulären für systemische arterielle Abgabe eines Mittels Ziel. Zurückziehen auf dem Spritzenkolben kann bestätigen, ob die Kegelspitze in der linken Herzkammer (sauerstoffreiche Blut abgesaugt) oder in der Herzmuskelmuskelmasse. Bei den heutigen hocheffiziente und organspezifische virale Vektoren, insbesondere eines Adeno-assoziierten Virus-Serotyp 9-Vektor mit einem herzspezifischen Promotor kann ein Forscher diese Technik als eine Alternative zu retro-orbitale oder Schwanzvenen-Injektion, um eine sichere Verabreichung einer hoch erzielen anzupassen Viruslast in den koronarenKreislauf mit reduzierten ersten Durchgang Absorption durch die Leber. In der chronischen Postinfarktmausmodell, das vernarbte und fibrotische Herzmuskel kann sich nicht gut eignen, um intramyokardiale Injektion die resultierende dünnwandigen Ziel der Betreiber, um die Nadelspitze in begraben. Allerdings sollten Grenzzone Regionen des Herzmuskels zugänglich intramyokardiale Injektion und sein akustische Fenster nach Thorakotomie sind mehr als ausreichend für eine erfolgreiche Ultraschall-Führung. Ultraschall-gesteuerte, intramyokardiale Injektion in Tiermodellen eine gut verträgliche, effiziente, minimal-invasive und technisch einfache Methode, um biologische Arbeitsstoffe Lieferung an den Herzmuskel. Diese Technik kann ohne weiteres für die erfolgreiche Lieferung von Gen-Vektoren oder zellbasierte Therapien in einem Mausmodell eingesetzt werden zu jeder experimentellen Zeitpunkt, auch nach vorangegangenen offenen Thorakotomie Verfahren. Erwerb von Vertrautheit und Kompetenz mit der Ausrüstung und der Einspritzvorgang wirdsicherzustellen späteren Erfolg in experimentellen Modellen.

Herzkrankheiten sind die häufigste Todesursache für Männer und Frauen in den Vereinigten Staaten, auf die 600.000 Todesfälle pro Jahr 1. Mausmodellen von kardiovaskulären Erkrankungen sind für die Untersuchung von pathophysiologischen Mechanismen für die Erkundung und mögliche Therapien von entscheidender Bedeutung. Myokardiale Lieferung Gentherapievektoren, Stammzellen, modifizierte RNAs und anderen therapeutischen Mitteln ermöglicht Untersuchung ihrer therapeutischen Potenzials für Herzerkrankungen 2-7. Derzeit gibt es nur beschränkte Möglichkeiten für myokardiale Lieferung von Therapeutika in Maus-Modellen 6. Intramyokardiale Injektion unter direkter Visualisierung wird häufig verwendet, erfordert aber eine Sternotomie oder Thorakotomie und auf dem freigelegten Bereich des Herzens beschränkt. Während praktisch, wenn zu der Zeit eines anderen experimentellen Manipulation wie LAD-Ligation durchgeführt wird, die Notwendigkeit für eine invasive Prozedur für intramyokardialer Lieferungsgrenzen Potential experimentellen Designs und führt eineW eitere Effekte aus dem Verfahren (zB Fibrose durch Thorakotomie). Perkutane perikardialen Lieferung von viralen Vektoren wurde berichtet, aber die Stelle und Verteilung des therapeutischen Mittels ist nicht homogen und ist schwierig zu steuern 8. Perkutanen koronaren Injektion Ergebnisse in homogener Verteilung der injizierten Materials, aber effiziente und reproduzierbare koronare Lieferung ist eine Herausforderung in Mausmodellen. Hier beschreiben wir eine geschlossene Brust intramyokardiale Injektionstechnik, die minimal-invasive, bedienergesteuerte Targeting von Therapeutika unter Ultraschallkontrolle ermöglicht. Die Technik ist einfach zu erlernen, macht die Notwendigkeit für Thorakotomie oder Sternotomie und den damit verbundenen experimentellen Komplikationen und eine größere Flexibilität bei der Zeitsteuerung und die Stellen der intramyokardiale Injektion. So, Echokardiographie-unterstützten intramyokardiale Injektion stellt eine technisch einfache und sehr effektive Methode der Manipulation derMyokard in murinen experimentellen Modellen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo 2100 ultrasound imaging system&#160;</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo Integrated Rail System III</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS400 transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS550D transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">PrecisionGlide needles</td>
			<td style="width:144px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">305128</td>
			<td>30G x 1 inch</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">1cc slip tip syringe</td>
			<td style="width:144px;">Exel International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">26048</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Gastight 50ul glass syringes</td>
			<td style="width:144px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:119px;">1705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Trypan blue stain (0.4%)</td>
			<td style="width:144px;">Gibco&#160;</td>
			<td style="width:119px;">15250</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:144px;">Baxter</td>
			<td style="width:119px;">AHN3640</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Aquasonic 100</td>
			<td style="width:144px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:119px;">(01-08)</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Polystyrene microspheres (red fluorescent)</td>
			<td style="width:144px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">F-8842</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ultrasound-guided transthoracic intramyocardial injection in mice

Mausmodellen für kardiovaskuläre Erkrankungen sind wichtig für die Untersuchung von pathophysiologischen Mechanismen und lotet mögliche regenerative Therapien. Experimente mit myokardialen Injektion werden derzeit von direkten chirurgischen Zugang durch eine Thorakotomie durchgeführt. Während praktisch, wenn zu der Zeit eines anderen experimentellen Manipulation wie Koronararterienligatur geführt, die Notwendigkeit für eine invasive Prozedur für intramyokardialer Lieferungsgrenzen Potential experimentellen Designs. Mit immer Ultraschall-Auflösung und erweiterte nicht-invasive bildgebende Verfahren zu verbessern, ist es jetzt möglich, Ultraschall-geführte perkutane Injektion intramyokardiale routinemäßig durchzuführen. Diese Modalität effizient und zuverlässig liefert Agenten zu einer Zielregion des Herzmuskels. Vorteile dieser Technik sind die Vermeidung von chirurgischen Morbidität, die Möglichkeit, Regionen des Herzmuskels selektiv unter Ultraschallkontrolle gerichtet sind, und die Möglichkeit, an der Injektionsmittel myocardiu liefernm an mehreren, vorbestimmten Zeitintervallen. Mit geübter Technik, sind Komplikationen von intramyokardiale Injektion selten, und Mäuse schnell zu normalen Aktivitäten zurückkehren auf die Genesung von Betäubungsmittel. Nach der Schritte in diesem Protokoll dargelegt, kann der Bediener mit einfachen Echokardiographie Erfahrung schnell kompetente werden in diesem vielseitigen, minimal-invasive Technik.

Murine intramyokardiale Injection mit blauer Farbe oder Leuchtstoff-Mikrokügelchen Injektion von Evans-Blau-Farbstoff ist nützlich für Schulungszwecke. Bald nach der Injektion, einschläfern die Maus und entfernen Sie das Herz, um den Standort des injizierten blauen Farbstoff zu visualisieren. Abbildung 5 zeigt ein Beispiel einer erfolgreichen Injektion, mit blauen Farbstoff Infiltration des Herzmuskels in der Mitte Papillarmuskel Ebene (5A, Region eingeschlossen durch die gestrichelte Linie). Evans-Blau-Farbstoff wird aus dem Gewebe innerhalb weniger Stunden zu waschen. Für weitere dauerhafte Kennzeichnung der Injektionsstelle können fluoreszierende Mikrosphären, die auf unbestimmte Zeit an der Injektionsstelle bleiben werden. 5C-5F zeigt Mehrfacheinspritzung Ziele in den vorderen und hinteren Wände des linken Ventrikels. Adenovirus Injektion in Herzmuskel Um die Lieferung von Adenovirus Myokard durch Ultraschall Führungs visualisierend Injektion injiziert wir ein Adenovirus, in dem der Kardiomyozyten spezifische Ratte Troponin T Promotor 10 steuert die Expression von Säuger codonoptimierten Cre 11. Die Domäne der Cre-vermittelte Rekombination unter Verwendung Rosa26 mTmG Mäusen, wobei Cre die Rekombination ausgeschaltet wird rot fluoreszierendes Protein (RFP) und schaltet auf grün fluoreszierendes Protein (GFP) bestimmt. Eine einzige Injektion von 50 ul Virus (2,8 x 10 9 infektiöse Einheiten / ml) GFP-Expression innerhalb von 7 Tagen nach der Injektion (Figur 6) bereichsweise aktiviert. Einige regionale myokardiale Infiltration von Gewebeschichten über den ursprünglichen Ort der Injektion ist in der Schnittbilder geschätzt. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig1highres.jpg" width="500" /> Abbildung 1. Ultraschall-gesteuerte Injektion Setup. A) Übersicht über die integrierten Eisenbahnsystem, die es erlaubens Ausrichtung der Injektionsspritze und Ultraschall Kopf. B) Ultraschall Scan-Kopf Kontrollen. Der Abtastkopf wird in Position verriegelt ist, um die Injektionsspritze ausgerichtet. Das Sichtfeld wird durch Bewegen der Tier-Plattform. C) Injektionsspritze Kontrollen eingestellt. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig2highres.jpg" width="500" /> Abbildung 2. Optimale Positionierung der Maus auf das Tier-Plattform für Ultraschall-geführte Nadelinjektion. A) Ausrichtung des Tieres Plattform, Nadel und Wandler für intramyokardiale Injektion aus der kurzen Achse Abbildungsebene. B). Nahaufnahme der Weg der Nadel unter Sichtfeld des Wandlers durch eine großzügige Menge an Ultraschall-Gel, wie es in die Brusthöhle gelangt . C) Ausrichtung des Tieres Plattform, Nadel und Wandler zum intramyokardialer injection in der parasternalen langen Achse Abbildungsebene. <img alt="Fig. 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig3highres.jpg" width="500" /> Abbildung 3. Repräsentative Ultraschallbilder des Herzmuskels für die Ausrichtung in den parasternalen kurzen Achse und langen Achse Flugzeuge. AC) Kurzachsen der linken Herzkammer auf der Ebene der Mitte der Papillarmuskeln (A), unter den Papillarmuskeln (B) und der Spitze des Herzens (C). D) langBildAchse zeigt intramyokardiale Injektion in die vordere linke Ventrikelwand. Pfeile markieren die Position der Nadelschaft. <img alt="Fig. 4" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig4highres.jpg" width="400" /> Abbildung 4. Repräsentative 2D-Echokardiographie Bilder. A) </strong&gt; 30 G, 1 in / 2,5 cm Nadel (Fase oben) bei einem 20 ° Winkel nach unten vor Durchstechen der Brustwand. Das weite Feld-of-Ansicht zeigt die Nadel entlang der Länge der langen Achse. B) Nadelführung Overlay-Funktion entlang der langen Achse der Nadel und die Vorhersage einen Kurs (grün gestrichelte Linie) durch die vordere Myokard. C) Spritzguss Myokard ausgerichtet mit Fase der Nadel in der Vorderwandwand begraben. <img alt="Figur 5" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig5highres.jpg" width="400" /> Abbildung 5. Kennzeichnung der Injektionsstelle mit Evans-Blau-Farbstoff oder Fluoreszenzmikrokügelchen. Intramyokardiale Injektion von blauem Farbstoff in die vordere Herzmuskelwand. A) Querschnitt des Herzens auf der Ebene der midpapillary Muskeln, was die Infiltration des Farbstoffs 30 min nach intramyokardiale Lieferung an dielinken Ventrikels. B) Visible Einstichstelle von der Nadel auf der linken Seitenfläche des Herzmuskels. C, D) Murine Myokard zeigt rot fluoreszierenden Mikroperlen 7 Tage nach separaten intramyokardiale Injektion in den vorderen und hinteren Wände des linken Ventrikels. E, F) Linke Myokard in der Mitte Papillarmuskel in der Querebene des Herzens zeigen Abscheidung von roten fluoreszierenden Mikroperlen geschnitten. Mikrokügelchen verstreut über die Schnittfläche war wegen während und nach dem Schneiden des Herzens mit einem Messer in den Pufferdispersion. <img alt="Figur 6" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51566/51566fig6highres.jpg" width="400" /> Abbildung 6. Fluoreszenzmarkierung der Vorderwandwand einer Rosa26 mTmG Herzens nach Einzel intramyokardiale Injektion eines TNT-ICREAdenovirus. A) Die Lichtmikroskopie der vorderen Wand eines murinen ganze Herz 7 Tage nach regionalen adenoviralen Injektion. B) Fluoreszenzbild (EGFP) in der gleichen Herz zeigt erfolgreiche Zustellung und myokardiale Transduktion von einem adenoviralen Vektor. C, D) Querschnitt an der Mitte Papillarmuskel Niveau, was die Ausdehnung der regionalen Transfektion von einem einzigen intramyokardiale Injektion von Adenovirus (50 ul von 2,8 x 10 9 infektiöse Einheiten / ml).

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Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Echokardiographie geführten perkutanen intramyokardiale Injektion stellt einen effizienten, zuverlässigen und anzielbare Modalität für die Lieferung von Gentransfermittel oder Zellen in die Maus-Herz. Nach der Schritte in diesem Protokoll dargelegt, kann der Bediener schnell kompetente werden in diesem vielseitigen, minimal-invasive Technik.

Ultraschall-geführte Transthorakale intramyokardiale Injection in Mäuse

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K Aufrufe.  Boston Children's Hospital.  Echokardiographie geführten perkutanen intramyokardiale Injektion stellt einen effizienten, zuverlässigen und anzielbare Modalität für die Lieferung von Gentransfermittel oder Zellen in die Maus-Herz. Nach der Schritte in diesem Protokoll dargelegt, kann der Bediener schnell kompetente werden in diesem vielseitigen, minimal-invasive Technik. 

Serie: Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

Transthorakale Echokardiographie in Mäuse

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Forschung

Medizin

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

Koronare Ligation und intramyokardialen Injection in einem Mausmodell der Infarkt

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Modeling Intracerebral Hemorrhage in Mice: Injection of Autologous Blood or Bacterial Collagenase

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related hospitalizations and for which no effective treatments are available to date1,2. Because of the heterogeneity of ICH in humans, various preclinical models are needed to thoroughly explore prospective therapeutic strategies3. Experimental ICH is commonly induced in rodents by intraparenchymal injection of either autologous blood or bacterial collagenase4. The appropriate model is selected based on the pathophysiology of hemorrhage induction and injury progression. The blood injection model mimics a rapidly progressing hemorrhage. Alternatively, bacterial collagenase enzymatically disrupts the basal lamina of brain capillaries, causing an active bleed that generally evolves over several hours5. Resultant perihematomal edema and neurofunctional deficits can be quantified from both models. In this study, we described and evaluated a modified double injection model of autologous whole blood6 as well as an ICH injection model of bacterial collagenase7, both of which target the basal ganglia (corpus striatum) of male CD-1 mice. We assessed neurofunctional deficits and brain edema at 24 and 72 hr after ICH induction. Intrastriatal injection of autologous blood (30 &mu;l) or bacterial collagenase (0.075U) caused reproducible neurofunctional deficits in mice and significantly increased brain edema at 24 and 72 hr after surgery (p&lt;0.05). In conclusion, both models yield consistent hemorrhagic infarcts and represent basic methods for preclinical ICH research.

Clinically relevant animal models of intracerebral hemorrhage (ICH) are needed to extend our knowledge of hemorrhagic stroke and to examine novel therapeutic strategies. In this study, we describe and evaluate two ICH models that implement unilateral injections of either autologous whole blood or bacterial collagenase into the basal ganglia (corpus striatum) of mice.

Modeling Hirnblutung in Mice: Injektion von Eigenblut oder bakterielle Collagenase

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related ...

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue revascularization and cell survival. In addition, further observations revealed that specific stem cells, such as cardiac stem cells, mesenchymal stem cells and cardiospheres have the ability to integrate within the surrounding myocardium by differentiating into cardiomyocytes, smooth muscle cells and endothelial cells.
Here, we present the materials and methods to reliably deliver noncontractile cells into the left ventricular wall of immunodepleted mice. The salient steps of this microsurgical procedure involve anesthesia and analgesia injection, intratracheal intubation, incision to open the chest and expose the heart and delivery of cells by a sterile 30-gauge needle and a precision microliter syringe.
Tissue processing consisting of heart harvesting, embedding, sectioning and histological staining showed that intramyocardial cell injection produced a small damage in the epicardial area, as well as in the ventricular wall. Noncontractile cells were retained into the myocardial wall of immunocompromised mice and were surrounded by a layer of fibrotic tissue, likely to protect from cardiac pressure and mechanical load.

Intramyocardial cell delivery in murine models of cardiovascular diseases, such as hypertension or myocardial infarction, is widely used to test the therapeutic potential of different cell types in regenerative studies. Therefore, a detailed description and a clear visualization of this surgical procedure will help to define the limits and advantages of cardiovascular cell therapeutic analyses in small rodents.

Intramyokardiale Zell Lieferung: Beobachtungen im Herzen Murine

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

Substernal Thyroid Biopsy Using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the lack of a standardized definition for STG. Biopsy is often required to differentiate benign from malignant lesions. Unlike cervical thyroid, the overlying sternum precludes ultrasound-guided percutaneous fine needle aspiration of STG. Consequently, surgical mediastinoscopy is performed in the majority of cases, causing significant procedure related morbidity and cost to healthcare. Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA) is a frequently used procedure for diagnosis and staging of non-small cell lung cancer (NSCLC). Minimally invasive needle biopsy for lesions adjacent to the airways can be performed under real-time ultrasound guidance using EBUS. Its safety and efficacy is well established with over 90% sensitivity and specificity. The ability to perform EBUS as an outpatient procedure with same-day discharges offers distinct morbidity and financial advantages over surgery. As physicians performing EBUS gained procedural expertise, they have attempted to diversify its role in the diagnosis of non-lymph node thoracic pathologies. We propose here a role for EBUS-TBNA in the diagnosis of substernal thyroid lesions, along with a step-by-step protocol for the procedure.

Substernal thyroid lesions are common, and need to be differentiated from malignancy. Obtaining percutaneous fine needle biopsy is not possible due to its retrosternal location. This article proposes a protocol for biopsy of substernal thyroid lesions using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA).

Substernalen Schilddrüse Biopsie Mit Endobronchial Ultraschall-gesteuerte Transbronchiale Needle Aspiration

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the ...

Ultrasound-guided Botulinum Toxin-A Injections: A Method of Treating Sialorrhea

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an impaired quality of life, often worsened by correlated complications such as aspiration pneumonia, oral infections, dental caries, and maceration of the skin. Diverse therapeutic approaches have been proposed for the treatment of sialorrhea, including surgery and the use of anticholinergic agents, with limited results and the possible occurrence of serious adverse events. Recently, botulinum toxin (BoNT) injection within the major salivary glands has been proposed in patients refractory to anticholinergic therapy, with the aim of inhibiting local acetylcholine release and gland activity. 
In order to obtain a better outcome in terms of reduction of saliva production, efficacy, duration, and avoidance of major adverse events, we developed an ultrasound-guided BoNT-type A injection technique accurately described in the text. Here we present a method of treating sialorrhea with bilateral parotid and submandibular gland BoNT-type A injections under ultrasound guidance. Four quadrants of the parotid gland and two quadrants of the submandibular gland are visualized and injected using two accesses and one access, respectively. 
The ultrasound-guided procedure provides a simple, non-invasive, real-time visualization of the muscular and glandular tissues and their surrounding structures, optimizing treatment efficacy and safety.

Botulinum toxin is injected into the salivary glands for the treatment of sialorrhea. The ultrasound-guided botulinum toxin injection in both the parotid and submandibular glands demonstrates a sustained efficacy and the absence of serious side effects.

Ultraschall-gesteuerte Botulinumtoxin-A-Injektionen: ein Verfahren zur Behandlung Sialorrhö

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an ...

Ultrasound-guided Intracardiac Injection of Human Mesenchymal Stem Cells to Increase Homing to the Intestine for Use in Murine Models of Experimental Inflammatory Bowel Diseases

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have immunosuppressive potential and have been shown to suppress inflammation in mouse models of intestinal inflammation, even though the route of administration can limit their homing and effectiveness 1,3,4,5. Local application of MSCs to colonic injury models has shown greater efficacy at ameliorating inflammation in the colon. However, there is paucity of data on techniques to enhance the localization of human bone marrow-derived MSCs (hMSCs) to the small intestine, the site of inflammation in the SAMP-1/YitFc (SAMP) model of experimental Crohn&#39;s disease. This work describes a novel technique for the ultrasound-guided intracardiac injection of hMSCs in SAMP mice, a well-characterized spontaneous model of chronic intestinal inflammation. Sex- and age-matched, inflammation-free AKR/J (AKR) mice were used as controls. To analyze the biodistribution and the localization, hMSCs were transduced with a lentivirus containing a triple reporter. The triple reporter consisted of firefly luciferase (fl), for bioluminescent imaging; monomeric red fluorescent protein (mrfp), for cell sorting; and truncated herpes simplex virus thymidine kinase (ttk), for positron emission tomography (PET) imaging. The results of this study show that 24 h after the intracardiac administration, hMSCs localize in the small intestine of SAMP mice as opposed to inflammation-free AKR mice. This novel, ultrasound-guided injection of hMSCs in the left ventricle of SAMP mice ensures a high success rate of cell delivery, allowing for the rapid recovery of mice with minimal morbidity and mortality. This technique could be a useful method for the enhanced localization of MSCs in other models of small-intestinal inflammation, such as TNF&#916;RE6. Future studies will determine if the increased localization of hMSCs by intra-arterial delivery can lead to increased therapeutic efficacy.

Murine studies in models of colonic inflammation have demonstrated that a small percentage (1 - 5%) of mesenchymal stem cells (MSC) injected intravenously or intraperitoneally home to the inflamed colon1,2. This study shows that ultrasound-guided intracardiac injections of MSCs result in increased localization to the intestine.

Ultraschall-geführte intrakardiale Injektion humaner mesenchymaler Stammzellen Homing in den Darm zur Verwendung in murinen Modellen von experimentellen entzündlichen Darmerkrankungen erhöhen

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have ...

Percutaneous Contrast Echocardiography-guided Intramyocardial Injection and Cell Delivery in a Large Preclinical Model

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Before they can be considered for use, and implemented in humans, extensive preclinical studies are required in large animal models to evaluate the safety, efficacy, and fate of the injectate (e.g., stem cells) once delivered into the myocardium. Small rodent models offer advantages (e.g., cost effectiveness, amenability for genetic manipulation); however, given inherent limitations of these models, the findings in these rarely translate into the clinic. Conversely, large animal models such as rabbits, have advantages (e.g., similar cardiac electrophysiology compared to humans and other large animals), whilst retaining a good cost-effective balance. Here, we demonstrate how to perform a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection (IMI) technique, which is minimally invasive, safe, well tolerated, and very effective in the targeted delivery of injectates, including cells, into several locations within the myocardium of a rabbit model. For the implementation of this technique, we also have taken advantage of a widely available clinical echocardiography system. After putting in practice the protocol described here, a researcher with basic ultrasound knowledge will become competent in the performance of this versatile and minimally invasive technique for routine use in experiments, aimed at hypothesis testing of the capabilities of cardiac regenerative therapeutics in the rabbit model. Once competency is achieved, the whole procedure can be performed within 25 min after anaesthetizing the rabbit.

Novel therapeutic strategies in cardiac regenerative medicine require extensive and detailed studies in large preclinical animal models before they can be considered for use in humans. Here, we demonstrate a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection technique in rabbits, which is valuable for hypothesis testing the efficacy of such novel therapies.

Perkutane Kontrast-Echokardiographie-geführte Intramyocardial-Injektion und Zelle-Lieferung in einem großen präklinischen Modell

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Transthorakale Echokardiographische Untersuchung im Kaninchenmodell

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...