Name: in vivo imaging and therapeutic treatments in an orthotopic mouse model of ovarian cancer
Uploaded: 2010-08-17T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 46 s
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Wir danken Dr. Harvey Hensley für seine kompetente technische Unterstützung. Labor für Tierhaltung und Small Animal Imaging Facility: Diese Arbeit aus der Nutzung der folgenden Fox Chase Cancer Center (FCCC) Einrichtungen profitiert. Diese Arbeit wurde teilweise durch den Eierstockkrebs SPORE bei FCCC / UPenn (P50 CA083638), der FCCC Kern gewähren (P30 CA006927), und die Ovarian Cancer Research Fund unterstützt.

I. Herstellung von Eierstockkrebs Tumor Cells <ol><li> Wachsen Ovarialkarzinom-Zelllinien, die Luciferase in der Kultur. Quellen des Luziferase kann Firefly, Renilla oder andere Arten sein. Zellen, die fluoreszierende Proteine ​​können ebenfalls verwendet werden. Für diese Demonstration verwenden wir ein Ovarialkarzinom-Zelllinie, OVCAR5, Ausdruck Glühwürmchenluciferase. </li><li> Ernten Sie die Zellen unter Verwendung von Routine-Zellkultur-Technik. </li><li> Halten Sie die Zellsuspension (10.000 Zellen / ul) in Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS) auf Eis bis zum Zeitpunkt der Injektion. </li></ol> II. Intrabursalen Injection Dieses Verfahren erfordert Unterstützung durch eine zweite Person. Alle chirurgischen Eingriffen unter aseptischen Bedingungen durchgeführt. Dazu gehört das Tragen chirurgische Kleidung und mit sterilen chirurgischen Instrumenten, Spritzen und Nadeln. <ol><li> Bereiten Sie die Betäubung durch Mischen von 3 ml Ketaminhydrochlorid (100 mg / mL), 1,6 mL Xylazinhydrochlorid (100 mg / mL), 1,5 ml Acepromazin (10 mg / ml) und 20 ml 0,9% Natriumchlorid. </li><li> Überprüfen Sie das Tier Identifikationsnummer und beobachtbaren Gesundheit. Anesthetize das Tier mit vorbereitet Ketamin-Xylazin-Anästhesie Acepromazin durch intraperitoneale (ip) Injektion mit einer Dosis Volumen von 8 ~ 9 ml / kg Körpergewicht (KG). </li><li> Bestätigen Sie, dass das Tier unter einem akzeptablen Ebene der Anästhesie wird durch Ausführen einer Zehe Prise mit einer Pinzette oder den Fingern, um das Tier Hinterpfoten. Wenn es pedal Reflex, nach einer tieferen Ebene der Anästhesie warten, bis das Tier reagiert nicht auf dieses Verfahren. </li><li> Legen Sie das Tier dorsal nach oben auf eine sterile Gaze mit dem Kopf abgewandt und seinen Schwanz in Ihre Richtung. Der Punkt der Schnitt nach links oder rechts von der Mittellinie und vor den Eierstöcken entfernt. Shave oder nasse Fell mit 70% Alkohol in der Einschnitt Punkt. </li><li> Heben Sie die benetzte Haut mit einer Pinzette und machen einen kleinen Schnitt mit der Schere an der dorsomedialen Position und direkt über dem Eierstock Fettpolster. Der Eierstock Fettpolster sollte unter der Oberfläche der Bauchdecke sichtbar. Fat Pad ist leicht erkennbar an seiner weißen Farbe in Kontrast zu den dunklen rosa Seidenpapier umgeben. </li><li> Heben Sie die Bauchfell-Futter und machen einen kleinen Schnitt, wie oben beschrieben (5). </li><li> Legen Sie eine sterile Kochsalzlösung getränkt Gaze auf der Mittellinie neben dem Schnitt. Suchen Sie den Eierstock Fettpolster und vorsichtig heraus und setze ihn auf die Gaze. Stabilisieren Sie den Eierstock durch Einklemmen der Fettpolster mit einer Bulldogge Clip. Unter einem Binokular, positionieren Sie den Eierstock als für das Einführen der Nadel (30 Gauge, G) in den Eileiter Tubulus verbiegen, was zu der Bursa zu ermöglichen. Wenn die Nadel in die richtige Position eingesetzt wird, sollte es sichtbar unter der Bursa. </li><li> Schieben Sie den Kolben der Spritze bis 5 ul Zellsuspension zwischen Bursa und den Eierstock zu injizieren, während die Spritze an der Injektionsstelle positioniert ist. Dieser Schritt erfordert zwei Personen. Eine Person schiebt den Kolben während die andere Person unterhält Positionierung der Nadel. Entfernen Sie die Nadel schnell auf die Einstichstelle Dichtung, aber sanft genug, um nicht die Bursa und Tubulus reißen. Die Bursa sollte scheinen etwas mit der richtigen Injektion aufgetrieben werden. </li><li> Lassen Sie die Fettpolster von der Bulldogge Clip und schonend ersetzen die Fortpflanzungsorgane und Fettpolster zurück in die Bauchhöhle. Schließen Sie vorsichtig die Wand des Körpers, indem die obere Peritonealüberzug über die untere Verkleidung. Schließen Sie die Haut mit chirurgischen Klammern oder Wundklammern. </li><li> Legen Sie die Wiederherstellung Tier zurück in seinen Käfig und bieten eine sichere Wärmequelle zu Unterkühlung zu vermeiden und die Regeneration beschleunigen. Überwachen Sie die Atemfrequenz und Leichtigkeit, die Rückkehr des Muskeltonus und der Fähigkeit, sich freiwillig zu bewegen. Dies alles sind gute Indikatoren für das Fortschreiten in Richtung Genesung. Staples oder Wundklammern kann 7 oder mehr Tage nach der Operation entfernt werden. </li></ol> III. Orale Gabe Verwaltung <ol><li> Verwenden Sie eine 18 ~ 20 G Nadel oder Sonde Magensonde mit einer abgerundeten Spitze. Die Magensonde Nadel sollte nicht länger als der Abstand von der Spitze den Kopf des Tieres zu seiner letzten Rippe. </li><li> Überprüfen Sie die Tiere Identifikationsnummer und beobachtbaren Gesundheit. Gently scruff das Tier durch Ergreifen der Haut über die Schultern mit Daumen und Fingern. Die Zurückhaltung sollte gerade fest genug für die vorderen Gliedmaßen zu jeder Seite und aus dem Weg erweitert werden. Das Tier sollte nicht in der Lage sein an der Nadel zu fassen. </li><li> Ziehen Sie wieder den Kopf des Tieres mit dem Zeigefinger bilden eine gerade Linie durch den Hals und der Speiseröhre. Unterstützung den Rücken des Tieres mit der Innenseite des Daumens. </li><li> Sanft und ohne Zwang, legen Sie die Magensonde Nadel an beiden Seiten des Mundes und über die Zunge. In einer geschmeidigen Bewegung, sollte die Nadel gegen das Dach der Mund und die Speiseröhre gelangen. Gravity leiten sollte die Nadel ohne Widerstand. Wenn es irgendeine Resistance, entfernen Sie die Nadel und neu starten. Das Tier ist Knebel und Schluckreflex kann beim Einführen ausgelöst werden. Allerdings sollte es keinen Widerstand oder Keuchen aus dem Tier sein. Es ist wichtig, um sicherzustellen, dass das Tier atmet, wenn die Nadel in Kraft ist, indem die Bewegung der Nase und Brust. </li><li> Langsam schieben Kolben der Spritze auf die Dosis-Volumen zu verzichten. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Magensonde Nadel im gleichen Winkel und Weg als so, wie es durch die Speiseröhre eingeführt wurde. </li><li> Zurück das Tier in den Käfig und Atmung kontrollieren und das Verhalten für 5 bis 10 Minuten. </li></ol> IV. In Vivo Imaging Wir nutzen die Caliper Life Sciences, um das Verhalten von Zellen in intrabursalen Hohlraum injiziert zu überwachen. Versuche mit diesem System haben in der Regel einen Zeitraum von 4 ~ 16 Wochen ab dem Zeitpunkt der Tumor-Implantation. <ol><li> Bereiten Sie die Lösung von D-Luciferin (Substrat von Glühwürmchen-Luciferase) durch Auflösen von 5 bis 20 mg in 1 ml PBS und Filterung durch 0,22 um Membran für die Sterilisation. </li><li> Laden Sie die Induktion Kammer, indem sowohl die Sauerstoff-und der Isofluran-Gas. Schalten Sie den Gasstrom auf die Induktion Kammer nur. Die Isofluran Durchfluss wird auf einem niedrigen Niveau gehalten, bis Tiere bereit, die abgebildet werden sollen. </li><li> Überprüfen Sie die Tiere Identifikationsnummer und beobachtbaren Gesundheit. Legen Sie das Tier in der Induktion Kammer mit Isofluran-Gas berechnet. </li><li> Entfernen Sie das Tier aus der Kammer, wenn das Tier zu sein scheint betäubt. Deliver 200 ul der vorbereiteten Luciferin-Lösung via ip-Injektion mit 30 G Nadel. Es ist wichtig, den Zeitpunkt der Injektion Rekord in Ordnung zu halten die Zeit konsistent zwischen Luciferin Einspritz-und Imaging-Leistung während der gesamten Studie. </li><li> Setzen Sie den Luciferin-injizierte Tier wieder in die Induktion Kammer. </li><li> Stellen Sie die Imaging-System, um die entsprechenden Einstellungen. Achten Sie darauf, das System vor dem Erwerb des ersten Tieres Bild zu initialisieren. </li><li> Schalten Sie den Gasstrom auf die Induktion Kammer und schalten Sie den Gasstrom auf die Bildgebung Kammer. </li><li> Setzen Sie den narkotisierten Tier dorsal oder ventral nach oben. Achten Sie darauf, die Tiere &quot;Nase in einem Nasenkonus Ort zum richtigen Narkose aufrecht zu erhalten. Stellen Sie sicher, das Tier ist in der &quot;Point of interest grid&quot; wie grüne Beleuchtung angezeigt. </li><li> Schließen Sie die Tür der Kammer und erwerben das Bild zum richtigen Zeitpunkt. Die Zeit kann durch die Kinetik bestimmt werden. </li><li> Entfernen Sie das Tier aus der Imaging-Kammer und legen Sie sie zurück in seinen Käfig. Überwachen Sie die Tiere die Verwertung im &quot;intrabursalen Injection&quot; beschrieben. </li></ol> V. repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2125/2125fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. In-vivo-Bildgebung von Eierstock-Tumor-Zellen in einem orthotopen Mausmodell. OVCAR5 Zellen, die Luciferase wurden intrabursally in rechten Eierstock injiziert und bebildert über die Zeit. Die Bilder wurden 13 (links), 17 (Mitte) und 22 (rechts) übernommen Tage nach der Injektion mit der IVIS Spectrum Imaging-System. Dorsalseite ist im oberen Bedienfeld angezeigt und Bauchseite ist in unteren Bereich. Beachten Sie, dass die peritoneale Ausbreitung von Tumorzellen 22 Tage nach der Injektion. Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her von Institutional Tiere Fox Chase Cancer Center der Pflege und Nutzung Ausschusses durchgeführt.

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Eierstockkrebs ist die häufigste Todesursache unter allen gynäkologischen Malignomen 1. Die hohe Sterblichkeit dieser Erkrankung ist vor allem aufgrund der späten Diagnose und der Mangel an zuverlässigen Diagnoseverfahren 2. Darüber hinaus konventionellen Chemotherapie häufig Begegnungen Chemoresistenz und Rückfall des Cancer 3. Daher ist neuer Therapeutika benötigt, um effektiv Ziel dieser Krankheit. In der Entwicklung neuer Therapien gezielt menschliche Eierstock-Krebs ist es entscheidend, um eine repräsentative Tiermodell zu entwickeln. Ein orthotopen Tiermodell hat Vorteile gegenüber herkömmlichen Xenograft-Modellen (zB subkutane oder intraperitoneale Injektionen von Tumorzellen) in die 1) es gibt den primären Ort der Tumorbildung, 2) er stellt gemeinsamen Standort von Metastasen, und 3) bietet Tumorzellen Interaktion mit den entsprechenden Mikroumgebung 4, 5, 6, 7, 8. Nagetiere haben eine einzigartige bursal Membran, die den Eierstock umgibt und ist kontinuierlich mit den Eileiter. Diese einzigartige Anatomie der Nager ermöglicht Injektion von Eierstock-Tumorzellen orthotop. Intrabursally injiziert Ovarialtumor Zellen verhalten sich ähnlich wie beim Menschen eine Krankheit, und wuchs damit im intrabursalen Membran und Ausbreitung in Bauchhöhle als Tumor fortschreitet. Die Injektion von Zellen stabil exprimiert Luciferasen oder fluoreszierende Proteine ​​erlaubt auch die Verfolgung Verhalten von Tumorzellen in Echtzeit. Bioluminescent und / oder Fluoreszenz-Imaging-Technologie macht es möglich, immer wieder Bild Tumorzellen über einen längeren Zeitraum und studieren das Tumorwachstum,-verteilung und Regression in nicht-invasive Weise 9, 10, 11. Bei der Festlegung der orthotopen Modell, ist es wichtig, schnell zu entfernen, die Nadel aus der Bursa nach der Injektion. Abrupte Entfernen der Nadel verschließt die Einstichstelle und verhindert das Austreten von injizierten Zellen. Doch zur gleichen Zeit sollte die Bewegung sanft sein nicht auf die Bursa reißen. Bei Entweichung während der Injektion kann es Zellen, die Samen in den Bauch verursachen und möglicherweise verwirren die Studie, dh vorzeitige Verbreitung außerhalb des Eierstocks. In diesem Fall sollte die spezifische Tier erfasst und verfolgt für die Entwicklung mehrerer Tumor-Websites in das Bauchfell vor der Behandlung oder alternativ aus den nachfolgenden Analysen ausgeschlossen. Vor der Durchführung eine orale Sonde, ist es entscheidend, die Länge der Sonde Rohr durch Messung von der Spitze den Kopf des Tieres bis zur letzten Rippe zu überprüfen. Es ist hilfreich, das Rohr an der Nase des Tieres Zeichen und geben sie nicht die Röhre Vergangenheit dieser Marke. Insertion des Tubus Vergangenheit dieser Kennzeichnung können in eine Perforation in den Magen führen. Die Bestimmung der Länge der Röhre ist besonders wichtig bei jüngeren Tieren oder Tieren mit einem Gewicht von unter 20 g. Beim Einsetzen des Magensonde Nadel durch die Speiseröhre, sollte es keinen Widerstand oder Kampf aus dem Tier sein. Es ist wichtig, nicht die Lösung oder Suspension zu schnell zu verwalten, da dies zum Rückfluss führen kann und in der Folge zu liefern ungenaue Dosis-Volumen-sowie das Hinzufügen Stress für das Tier. Für vergleichbare Bildergebnisse von Zeit zu Zeit ist es wünschenswert, damit die Zeit konsistent zwischen Injektion von Luciferase-Substrat-und Imaging. Der Zeitablauf kann, indem Reihe von Bildern nach Substrat-Einspritzung und beobachten die Kinetik der Signale bestimmt werden. Entwicklung eines orthotopen Mausmodell des Ovarialkarzinoms, die orale Verabreichung von Medikamenten, und in-vivo-Bildgebung erforderlich sind Techniken zum besseren Verständnis der Entstehung und Ausbreitung von Eierstockkrebs und Bewertung neuer Therapieschemata, die letztlich zu verbessern kann das Ergebnis der Patienten mit dieser tödlichen Krankheit.

<table><tbody><tr><td>Ketamine Hydrochloride</td><td>Vedco, Inc.</td><td>Not Available</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine Hydrochloride</td><td>Lloyd, Inc.</td><td>Not Available</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazine</td><td>Vedco, Inc.</td><td>Not Available</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Potassium Salt</td><td><a href="http://www.perkinelmer.com/Catalog/Category/ID/Substrates" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Caliper Life Sciences</a></td><td>122796</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo imaging and therapeutic treatments in an orthotopic mouse model of ovarian cancer

Krebs beim Menschen und Ansprechen auf die Therapie ist besser in orthotopen Tiermodellen vertreten. Dieser Beitrag beschreibt die Entwicklung eines orthotopen Mausmodell von Eierstock-Krebs, Behandlung von Krebs über die orale Verabreichung von Medikamenten und Überwachung von Tumorzellen Verhalten als Reaktion auf medikamentöse Behandlung in Echtzeit mit in-vivo-Imaging-System. In diesem orthotopen Modell sind Ovarialtumor Zellen, die Luciferase topisch durch die Injektion direkt in der Maus Bursa, wo jeder Eierstock ist beigefügt angewendet. Nach Injektion von D-Luciferin, ein Substrat der Glühwürmchen-Luciferase, Luciferase-exprimierenden Zellen zu generieren Biolumineszenz-Signale. Dieses Signal wird durch die in-vivo-Imaging-System erkannt und kann für eine nicht-invasive Mittel zur Überwachung des Tumorwachstums, Verteilung und Regression in einzelnen Tieren. Drug Administration über eine orale Sonde ermöglicht eine maximale Dosierung Volumen von 10 ml / kg Körpergewicht, um direkt in den Magen abgegeben werden und ähnelt Abgabe von Medikamenten in der klinischen Behandlungen. Daher beschriebenen Techniken hier, Entwicklung eines orthotopen Mausmodell des Ovarialkarzinoms, die orale Verabreichung von Medikamenten, und in-vivo-Bildgebung, zum besseren Verständnis des menschlichen Ovarialkarzinoms und Behandlung nützlich und verbessert gezielt diese Krankheit.

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In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Orthotopen Tiermodellen von Eierstockkrebs zu replizieren besser menschlicher Erkrankungen und damit zu unserem Verständnis der Tumorprogression und Ansprechen des Tumors auf die Therapie. Ein Maus-Modell erhält eine intrabursalen Injektion von Luciferase-exprimierenden Eierstock-Tumorzellen. Die Behandlung erfolgt über eine orale Sonde verabreicht. Das Tumorwachstum wird durch Überwachung<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging-System.

In-vivo-Imaging und therapeutische Behandlungen in einem orthotopen Mausmodell des Eierstockkrebs

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

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Serie: In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Murine Experimental Model of Original Tumor Development and Peritoneal Metastasis via Orthotopic Inoculation with Ovarian Carcinoma Cells

Epithelial ovarian carcinoma (EOC) is associated with a poor prognosis because it shows peritoneal dissemination. To improve the prognosis, it is important to control peritoneal dissemination. However, it is still unclear how tumor cells detach from primary lesions and attach to the mesothelium. The establishment of an appropriate animal model is needed to gain an understanding of the mechanism of peritoneal dissemination in vivo. In the current study, we introduce the process from the local injection of EOC cells into the murine ovarian surface to the development of metastasis, including the peritoneum and distant organs. Female nude mice (BALB/c nu/nu) at 8 weeks of age were used. Under a microscopic field of view, EOC cells (1 x 105 cells/&#181;l of medium-extracellular matrix (ECM)-based hydrogel/unilateral ovary/mouse) were injected into murine ovaries through a retroperitoneal approach from the dorsal flank. This proposed method is a less invasive procedure for the mouse and minimizes damage to the ovary. Here, we describe the methodological steps in the development of the original and metastatic tumor formation of EOC.

Murine Experimental Model of Original Tumor Development and Peritoneal Metastasis via Orthotopic Inoculation with Ovarian Carcinoma Cells

To clarify the multistep process of peritoneal dissemination of ovarian carcinoma, the current study presents a murine experimental model of original tumor development and peritoneal metastasis via orthotopic inoculation with these tumor cells.

Murine experimentellen Modell der ursprünglichen Tumor-Entwicklung und Peritoneal Metastasierung<em&gt; über</em&gt; Orthotopische Inokulation mit Ovarialkarzinomzellen

Epithelial ovarian carcinoma (EOC) is associated with a poor prognosis because it shows peritoneal dissemination. To improve the prognosis, it is ...

Forschung

Krebsforschung

An Orthotopic Model of Serous Ovarian Cancer in Immunocompetent Mice for in vivo Tumor Imaging and Monitoring of Tumor Immune Responses

Background: Ovarian cancer is generally diagnosed at an advanced stage where the case/fatality ratio is high and thus remains the most lethal of all gynecologic malignancies among US women 1,2,3. Serous tumors are the most widespread forms of ovarian cancer and 4,5 the Tg-MISIIR-TAg transgenic represents the only mouse model that spontaneously develops this type of tumors. Tg-MISIIR-TAg mice express SV40 transforming region under control of the Mullerian Inhibitory Substance type II Receptor (MISIIR) gene promoter 6. Additional transgenic lines have been identified that express the SV40 TAg transgene, but do not develop ovarian tumors. Non-tumor prone mice exhibit typical lifespan for C57Bl/6 mice and are fertile. These mice can be used as syngeneic allograft recipients for tumor cells isolated from Tg-MISIIR-TAg-DR26 mice.
Objective: Although tumor imaging is possible 7, early detection of deep tumors is challenging in small living animals. To enable preclinical studies in an immunologically intact animal model for serous ovarian cancer, we describe a syngeneic mouse model for this type of ovarian cancer that permits in vivo imaging, studies of the tumor microenvironment and tumor immune responses.
Methods: We first derived a TAg+ mouse cancer cell line (MOV1) from a spontaneous ovarian tumor harvested in a 26 week-old DR26 Tg-MISIIR-TAg female. Then, we stably transduced MOV1 cells with TurboFP635 Lentivirus mammalian vector that encodes Katushka, a far-red mutant of the red fluorescent protein from sea anemone Entacmaea quadricolor with excitation/emission maxima at 588/635 nm 8,9,10. We orthotopically implanted MOV1Kat in the ovary 11,12,13,14 of non-tumor prone Tg-MISIIR-TAg female mice. Tumor progression was followed by in vivo optical imaging and tumor microenvironment was analyzed by immunohistochemistry.
Results: Orthotopically implanted MOV1Kat cells developed serous ovarian tumors. MOV1Kat tumors could be visualized by in vivo imaging up to three weeks after implantation (fig. 1) and were infiltrated with leukocytes, as observed in human ovarian cancers 15 (fig. 2).
Conclusions: We describe an orthotopic model of ovarian cancer suitable for in vivo imaging of early tumors due to the high pH-stability and photostability of Katushka in deep tissues. We propose the use of this novel syngeneic model of serous ovarian cancer for in vivo imaging studies and monitoring of tumor immune responses and immunotherapies.

An Orthotopic Model of Serous Ovarian Cancer in Immunocompetent Mice for in vivo Tumor Imaging and Monitoring of Tumor Immune Responses

To study in vivo tumor growth and tumor microenvironment, we used a syngeneic and orthotopic mouse model of ovarian cancer in immunocompetent animals. We transduced a mouse tumor cell line (MOV1) with Katushka fluorescent protein (MOV1KAT) and here we show its orthotopic implantation in ovary and in vivo imaging.

Einem orthotopen Modell des seröse Ovarialkarzinom in immunkompetenten Mäusen für In vivo Tumor Imaging und Überwachung der Tumor Immunantworten

Background: Ovarian cancer is generally diagnosed at an advanced stage where the case/fatality ratio is high and thus remains the most lethal of all ...

Immunologie und Infektion

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mice Mammary Fat Pad

A proper animal model is crucial for a better understanding of diseases. Animal models established by different methods (subcutaneous injections, xenografts, genetic manipulation, chemical reagents induction, etc.) have various pathological characters and play important roles in investigating certain aspects of diseases. Although no single model can totally mimic the whole human disease progression, orthotopic organs disease models with a proper stromal environment play an irreplaceable role in understanding diseases and screening for potential drugs. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into the mammary fat pad in a simple, less invasive, and easy-to-handle way, and follow the metastasis to distant organs. With the proper features of primary tumor growth, breast and nipple pathological changes, and a high occurrence of other organs&#39; metastasis, this model maximumly mimics human breast cancer progression. Primary tumor growth in situ, long-distant metastasis, and the tumor microenvironment of breast cancer can be investigated by using this model.

Here, we present a protocol to implant breast cancer cells into the mammary fat pad in a simple, less invasive, and easy-to-handle way, and this mouse orthotopic breast cancer model with a proper mammary fat pad environment can be used to investigate various aspects of cancer.

Orthotopen Injektion von Brustkrebs-Zellen in den Mäusen Mamma Fettlappen

A proper animal model is crucial for a better understanding of diseases. Animal models established by different methods (subcutaneous injections, ...

Live Imaging of Drug Responses in the Tumor Microenvironment in Mouse Models of Breast Cancer

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional co-culture systems are frequently used to explicate tumor-stroma interactions, including their role in drug responses. However, many of the interactions that occur in vivo in the intact microenvironment cannot be completely replicated in these in vitro settings. Thus, direct visualization of these processes in real-time has become an important tool in understanding tumor responses to therapies and identifying the interactions between cancer cells and the stroma that can influence these responses. Here we provide a method for using spinning disk confocal microscopy of live, anesthetized mice to directly observe drug distribution, cancer cell responses and changes in tumor-stroma interactions following administration of systemic therapy in breast cancer models. We describe procedures for labeling different tumor components, treatment of animals for observing therapeutic responses, and the surgical procedure for exposing tumor tissues for imaging up to 40 hours. The results obtained from this protocol are time-lapse movies, in which such processes as drug infiltration, cancer cell death and stromal cell migration can be evaluated using image analysis software.

We describe a method for imaging response to anti-cancer treatment in vivo and at single cell resolution.

Live-Imaging of Drug Responses in der Tumor-Mikroumgebung in Mausmodellen von Brustkrebs

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional ...

Medizin

An Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer using Human Stroma to Promote Metastasis

Ovarian cancer is characterized by early, diffuse metastasis with 70% of women having metastatic disease at the time of diagnosis. While elegant transgenic mouse models of ovarian cancer exist, these mice are expensive and take a long time to develop tumors. Intraperitoneal injection xenograft models lack human stroma and do not accurately model ovarian cancer metastasis. Even patient derived xenografts (PDX) do not fully recapitulate the human stromal microenvironment as serial PDX passages demonstrate significant loss of human stroma. The ability to easily model human ovarian cancer within a physiologically relevant stromal microenvironment is an unmet need. Here, the protocol presents an orthotopic ovarian cancer mouse model using human ovarian cancer cells combined with patient-derived carcinoma-associated mesenchymal stem cells (CA-MSCs). CA-MSCs are stromal progenitor cells, which drive the formation of the stromal microenvironment and support ovarian cancer growth and metastasis. This model develops early and diffuses metastasis mimicking clinical presentation. In this model, luciferase expressing ovarian cancer cells are mixed in a 1:1 ratio with CA-MSCs and injected into the ovarian bursa of NSG mice. Tumor growth and metastasis are followed serially over time using bioluminescence imaging. The resulting tumors grow aggressively and form abdominal metastases by 14 days post injection. Mice experienced significant decreases in body weight as a marker of systemic illness and increased disease burden. By day 30 post injection, mice met endpoint criteria of &gt;10% body weight loss and necropsy confirmed intra-abdominal metastasis in 100% of mice and 60%-80% lung and parenchymal liver metastasis. Collectively, orthotopic engraftment of ovarian cancer cells and stroma cells generates tumors that closely mimic the early and diffuse metastatic behavior of human ovarian cancer. Furthermore, this model provides a tool to study the role of ovarian cancer cell: stroma cell interactions in metastatic progression.

Orthotopic engraftment of ovarian cancer cells mixed with human stromal cells provides a mouse model that exhibits rapid, diffuse metastatic behavior that is characteristic of human ovarian cancer. This model also allows for the study of tumor cell and stromal cell interactions, as well as their role in tumor progression and metastasis.

Ovarian cancer is characterized by early, diffuse metastasis with 70% of women having metastatic disease at the time of diagnosis. While elegant ...

In Vivo Imaging to Measure Spontaneous Lung Metastasis of Orthotopically-injected Breast Tumor Cells

Metastasis remains the primary cause of cancer-related death. The succession of events that characterize the metastatic cascade presents multiple opportunities for therapeutic intervention, and the ability to accurately model them in mice is critical to evaluate their effects. Here, a step-by-step protocol is presented for the establishment of orthotopic primary breast tumors and the subsequent monitoring of the establishment and growth of metastatic lesions in the lung using in vivo bioluminescence imaging. This methodology allows for the evaluation of treatment or its biological effects along the entire range of metastatic development, from primary tumor escape to outgrowth in the lungs. Breast orthotopic tumors are generated in mice via injection of a luciferase-labeled cell suspension in the 4th mammary gland. Tumors are allowed to grow and disseminate for a specific amount of time and are then surgically resected. Upon resection, spontaneous lung metastasis is detected, and the growth over time is monitored using in vivo bioluminescence imaging. At the desired experimental endpoint, lung tissue can be collected for downstream analysis. The treatment of established, clinically evident metastasis is critical to improve outcomes for stage IV cancer patients, and it can be evaluated through tail vein models of experimental lung metastasis. However, metastatic dissemination occurs early in breast cancer, and many patients have latent, subclinical disseminated disease after surgery. Utilization of spontaneous models such as this one provides the opportunity to study the whole spectrum of the disease, especially the systemic effects driven by treatment of the primary tumor such as pre-metastatic niche priming, and evaluate treatments on dormant and subclinical disease after surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>In-vivo-Bildgebung zur Messung spontaner Lungenmetastasen von orthotopisch injizierten Brusttumorzellen

The manuscript describes a methodology for the establishment as well as longitudinal growth monitoring of spontaneous lung metastasis from orthotopically-injected breast tumors, amenable to intervention at all stages of the metastatic cascade.

Im lebenden Organismus Bildgebung zur Messung der spontanen Lungenmetastasierung von orthotopisch injizierten Brusttumorzellen

Metastasis remains the primary cause of cancer-related death. The succession of events that characterize the metastatic cascade presents multiple ...

Murine Model for Non-invasive Imaging to Detect and Monitor Ovarian Cancer Recurrence

Epithelial ovarian cancer is the most lethal gynecologic malignancy in the United States. Although patients initially respond to the current standard of care consisting of surgical debulking and combination chemotherapy consisting of platinum and taxane compounds, almost 90% of patients recur within a few years. In these patients the development of chemoresistant disease limits the efficacy of currently available chemotherapy agents and therefore contributes to the high mortality. To discover novel therapy options that can target recurrent disease, appropriate animal models that closely mimic the clinical profile of patients with recurrent ovarian cancer are required. The challenge in monitoring intra-peritoneal (i.p.) disease limits the use of i.p. models and thus most xenografts are established subcutaneously. We have developed a sensitive optical imaging platform that allows the detection and anatomical location of i.p. tumor mass. The platform includes the use of optical reporters that extend from the visible light range to near infrared, which in combination with 2-dimensional X-ray co-registration can provide anatomical location of molecular signals. Detection is significantly improved by the use of a rotation system that drives the animal to multiple angular positions for 360 degree imaging, allowing the identification of tumors that are not visible in single orientation. This platform provides a unique model to non-invasively monitor tumor growth and evaluate the efficacy of new therapies for the prevention or treatment of recurrent ovarian cancer.

We describe a non-invasive animal imaging platform that allows the detection, quantification, and monitoring of ovarian cancer growth and recurrence. This intra-peritoneal xenograft model mimics the clinical profile of patients with ovarian cancer.

Mausmodell für nicht-invasive Bildgebungs zu erfassen und zu überwachen Eierstockkrebs Rezidiv

Epithelial ovarian cancer is the most lethal gynecologic malignancy in the United States. Although patients initially respond to the current standard of ...

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mammary Fat Pad of Mice to Study Tumor Growth.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the functions of proteins involved in oncogenic progression or help to discover new tumor suppressors. In addition, injecting cancer cells into mice with different genotypes might provide a better understanding of the importance of the stromal compartment. Many models may be useful to investigate certain aspects of disease progression but do not recapitulate the entire cancerous process. In contrast, breast cancer cells engraftment to the mammary fat pad of mice better recapitulates the location of the disease and presence of the proper stromal compartment and therefore better mimics human cancerous disease. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into mice orthotopically and explain how to collect tissues to analyse the tumor milieu and metastasis to distant organs. Using this model, many aspects (growth, angiogenesis, and metastasis) of cancer can be investigated simply by providing a proper environment for tumor cells to grow.

Cancer is a complex disease that is influenced by the tissue surrounding the tumor as well as local pro- and anti-inflammatory mediators. Therefore, orthotropic injection models, rather than subcutaneous models may be useful to study cancer progression in a manner that better mimics human pathology.

Orthotopische Injektion von Brustkrebszellen in das Brustfettpolster von Mäusen, das Tumorwachstum zu studieren.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the ...

Quantitation of Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metastasis

Epithelial ovarian cancer (EOC) is the leading cause of death from gynecologic malignancy in the United States. Mortality is due to diagnosis of 75% of women with late stage disease, when metastasis is already present. EOC is characterized by diffuse and widely disseminated intra-peritoneal metastasis. Cells shed from the primary tumor anchor in the mesothelium that lines the peritoneal cavity as well as in the omentum, resulting in multi-focal metastasis, often in the presence of peritoneal ascites. Efforts in our laboratory are directed at a more detailed understanding of factors that regulate EOC metastatic success. However, quantifying metastatic tumor burden represents a significant technical challenge due to the large number, small size and broad distribution of lesions throughout the peritoneum. Herein we describe a method for analysis of EOC metastasis using cells labeled with red fluorescent protein (RFP) coupled with in vivo multispectral imaging. Following intra-peritoneal injection of RFP-labelled tumor cells, mice are imaged weekly until time of sacrifice. At this time, the peritoneal cavity is surgically exposed and organs are imaged in situ. Dissected organs are then placed on a labeled transparent template and imaged ex vivo. Removal of tissue auto-fluorescence during image processing using multispectral unmixing enables accurate quantitation of relative tumor burden. This method has utility in a variety of applications including therapeutic studies to evaluate compounds that may inhibit metastasis and thereby improve overall survival.

Ovarian cancer metastasis is characterized by numerous diffuse intra-peritoneal lesions, such that accurate visual quantitation of tumor burden is challenging. Herein we describe a method for in situ and ex vivo quantitation of metastatic tumor burden using red fluorescent protein (RFP)-labeled tumor cells and optical imaging.

Die Quantifizierung von Intraperitonealtest Ovarian Cancer Metastasis

Epithelial ovarian cancer (EOC) is the leading cause of death from gynecologic malignancy in the United States.  Mortality is due to diagnosis of 75% of ...

In-vivo-Imaging und therapeutische Behandlungen in einem orthotopen Mausmodell des Eierstockkrebs

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Murine experimentellen Modell der ursprünglichen Tumor-Entwicklung und Peritoneal Metastasierung

Einem orthotopen Modell des seröse Ovarialkarzinom in immunkompetenten Mäusen für In vivo Tumor Imaging und Überwachung der Tumor Immunantworten

Orthotopen Injektion von Brustkrebs-Zellen in den Mäusen Mamma Fettlappen

Live-Imaging of Drug Responses in der Tumor-Mikroumgebung in Mausmodellen von Brustkrebs

An Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer using Human Stroma to Promote Metastasis

Im lebenden Organismus Bildgebung zur Messung der spontanen Lungenmetastasierung von orthotopisch injizierten Brusttumorzellen

Im lebenden Organismus Bildgebung zur Messung der spontanen Lungenmetastasierung von orthotopisch injizierten Brusttumorzellen

Mausmodell für nicht-invasive Bildgebungs zu erfassen und zu überwachen Eierstockkrebs Rezidiv

Orthotopische Injektion von Brustkrebszellen in das Brustfettpolster von Mäusen, das Tumorwachstum zu studieren.

Die Quantifizierung von Intraperitonealtest Ovarian Cancer Metastasis