骨骼肌成纤维细胞外泌体的分离和表征

该方案说明了1）从成年小鼠腓肠肌中分离和培养原代成纤维细胞，以及2）使用差异超速离心法结合蔗糖密度梯度，然后进行蛋白质印迹分析的外泌体纯化和表征。

外泌体是几乎所有细胞释放并在所有生物体液中分泌的小细胞外囊泡。已经开发了许多用于分离这些囊泡的方法，包括超速离心、超滤和体积排阻色谱法。然而，并非所有方法都适合大规模外泌体纯化和表征。这里概述了一种方案，用于建立从成年小鼠骨骼肌中分离的原代成纤维细胞的培养物，然后从这些细胞的培养基中纯化和表征外泌体。该方法基于使用连续离心步骤，然后是蔗糖密度梯度。然后使用一组经典标记物（即 Alix、CD9 和 CD81）通过蛋白质印迹分析来验证外泌体制剂的纯度。该方案描述了如何分离和浓缩生物活性外泌体，用于电子显微镜、质谱和功能研究的摄取实验。它可以很容易地放大或缩小，并适用于从不同细胞类型、组织和生物体液中分离外泌体。

外泌体是异质细胞外囊泡，大小范围为 30-150 nm。鉴于它们在组织和器官中无处不在的分布，它们是生理和病理过程中的关键参与者 ^1,2。外泌体携带蛋白质、脂质、DNA 类型和 RNA 类型的复杂货物，这些货物根据它们来源的细胞类型而变化 ^1,2,3。外泌体富含具有不同功能的蛋白质（即四跨膜蛋白，包括 CD9 和 CD63）负责融合事件。例如，热休克蛋白 HSP70 和 HSP90 参与抗原结合和呈递。此外，Alix、Tsg101 和 flotillin 参与外泌体生物发生和释放，并被广泛用作这些纳米囊泡的标志物 ^2,3,4。

外泌体还含有多种 RNA（即 microRNA、长链非编码 RNA、核糖体 RNA），它们可以转移到受体细胞中，从而影响下游信号转导³。外泌体被单个单元膜包围，其生物活性不仅取决于蛋白质和核酸的货物，还取决于限制膜¹的脂质成分。外泌体膜富含磷脂酰丝氨酸、磷脂酸、胆固醇、鞘磷脂、花生四烯酸和其他脂肪酸，所有这些都会影响外泌体稳定性和膜拓扑结构 ^2,3。由于货物和脂质排列，外泌体在接收细胞中启动信号通路并参与维持正常组织生理学 1,2,4,5。在某些病理条件下（即神经退行性变、纤维化和癌症），它们已被证明会触发和传播病理刺激 4,6,7,8,9,10,11。

由于外泌体能够将信号传播到邻近或遥远的部位，因此已成为诊断或预后疾病状况的有价值的生物标志物。此外，外泌体已被实验用作治疗化合物的载体 ^2,12。这些纳米囊泡在临床上的潜在应用使得分离方法变得越来越重要，以实现最大的产量、纯度和可重复性。已经开发和实施了用于分离外泌体的不同技术。通常，可以通过差速离心、体积排阻色谱和免疫捕获（使用市售试剂盒）从条件的细胞培养基或体液中分离外泌体。每种方法都有独特的优点和缺点，前面已经讨论过¹、²、^13、14。

概述的方案侧重于1）从成年小鼠腓肠肌中分离和培养原代成纤维细胞，以及2）这些细胞释放到培养基中的外泌体的纯化和表征。目前缺乏从原代成纤维细胞中分离外泌体以进行功能研究的成熟方案。原代成纤维细胞不分泌大量外泌体，使分离和纯化过程具有挑战性。该方案描述了从大培养体积中纯化大量纯外泌体，同时保持其形态完整性和功能活性。从条件培养基中获得的纯化外泌体已成功用于体外摄取实验，以诱导受体细胞中的特异性信号通路。它们还被用于对来自多个生物样品的外泌体货物进行比较蛋白质组学分析⁴。

小鼠的所有程序均根据圣裘德儿童研究医院机构动物护理和使用委员会和美国国立卫生研究院指南批准的动物方案进行。

1. 溶液和培养基的制备

1. 通过将 15.4 mL PBS 与 2.5 mL 20 mg/mL 胶原酶 P（5 mg/mL 终浓度）、2 mL 11 U/mL 分散酶 II（1.2 U/mL 终浓度）和 100 μL 1.0 M CaCl₂ （5 mM 终浓度）混合来制备消化溶液。
2. 通过将 440 mL DMEM 与 50 mL FBS （10%）、5.0 mL pen/链球菌（分别为 100 U/mL 和 100 μg/mL）和 5.0 mL 谷氨酰胺补充剂 （2 mM） 混合，制备 500 mL 原代成纤维细胞培养基（DMEM 完全）。用 0.22 μm 孔径真空过滤器对培养基进行过滤灭菌。
3. 通过在4°C下以100,000× g 在38.5mL聚丙烯管中过夜超速离心FBS来制备无外泌体血清，并将上清液转移到新管中。
4. 通过将 440 mL DMEM 与 50 mL 无外泌体血清 （10%）、5 mL 笔/链球菌（100 U/mL 和 100 μg/mL）和 5 mL 谷氨酰胺补充剂 （2 mM） 混合，制备 500 mL 无外泌体培养基。用 0.22 μm 孔径真空过滤器对培养基进行过滤灭菌。
5. 通过将 6.057 g Tris 碱溶解在 90 mL dH 2 O 中并用 HCl 将 pH 调节至 7.4 来制备 0.5 M Tris-HCl （pH 7.4）。 用 dH₂O 将体积调节至 100 mL。
6. 通过将 97.9 mL dH 2 O 与 2 mL 0.5 M Tris-HCl （pH = 7.4） 和 100 μL 1 M Mg（Ac）₂混合，制备 10 mM Tris-HCl （pH 7.4）/1 mM Mg（Ac）₂ 溶液（蔗糖工作溶液）。使用前将蛋白酶抑制剂添加到溶液中，并将溶液保持在冰上。
7. 根据 表1在冰上制备蔗糖密度梯度溶液。这些溶液足以制备两个蔗糖梯度管。
8. 将 40 mL dH₂O 加入 100 g TCA 粉末中，制备 100% TCA，并混合直至完全溶解。用dH₂O调节最终体积至100mL。
9. 通过将 20 mL dH₂O 与 80 mL 100% 乙醇混合来制备 80% 乙醇。
10. 通过将 1.8 L dH₂O 与 200 mL 10x 电泳缓冲液混合来制备蛋白质印迹电泳缓冲液。
11. 通过将 1.4 L dH₂O 与 200 mL 10x 转印缓冲液和 400 mL 甲醇混合来制备蛋白质印迹转印缓冲液。将转移缓冲液预冷至4°C。
12. 通过将 122 g Tris 碱和 180 g 氯化钠溶解在 850 mL dH₂O （pH 8.0） 中来制备 20x Tris 缓冲盐水 （TBS）。将音量调节至 1 L，dH_{为 2}O。
13. 通过将 5 g 脱脂奶粉与 1 mL 10% 吐温-20、5 mL 20x TBS 和 94 mL dH₂O 溶解来制备封闭缓冲液。
14. 通过将 3 g BSA 与 1 mL 的 10% Tween-20、5 mL 的 20x TBS 和 94 mL 的 dH₂O 溶解来制备抗体缓冲液。
15. 通过将 100 mL 的 20x TBS 和 20 mL 的 10% Tween-20 （10x） 与 1.88 L dH₂O 混合来制备洗涤缓冲液。
16. 通过将 1 体积的鲁米诺/增强剂与 1 体积的稳定过氧化物缓冲液混合来制备显影液。

2. 腓肠肌 （GA） 小鼠肌肉解剖^15,16

1. 在冰上制备含有 10 mL PBS 的 50 mL 试管。
2. 在CO₂ 室中对小鼠实施安乐死，然后进行颈椎脱位。
3. 从双腿上取下腓肠肌，并将它们转移到冰上装有PBS的管子中。
   注意:在将 GA 肌肉转移到 PBS 之前，从 GA 肌肉中取出比目鱼肌。

3. 小鼠原代成纤维细胞分离和培养

1. 称量肌肉并将它们转移到生物安全罩下的 10 厘米培养皿中。用手术刀将肌肉切碎，直到它变成细糊状。
2. 将切碎的肌肉糊状物转移到50mL管中，并向管中加入3.5x体积/ mg的消化溶液组织，并在37°C下孵育45分钟。 每 10 分钟用 5 mL 移液管将悬浮液彻底混合（这将有助于完全解离）。
   注意:或者，组织解离器可用于此步骤。
3. 向细胞悬液中加入 20 mL DMEM 以灭活消化溶液。转移到放置在 50 mL 试管上的 70 μm 尼龙细胞过滤器中。收集流出物并用另外 5 mL 的 DMEM 完成洗涤细胞过滤器。
4. 在室温（RT）下以300× g 离心细胞悬浮液10分钟，并小心地除去上清液。
5. 将沉淀重悬于 10 mL DMEM 中，并将细胞接种到 10 cm 培养皿中。
6. 在37°C，5%CO_2,3%O₂ （传代0或P0）下培养细胞。
   注:1） 这些培养物需要保持在低氧水平，以确保生理条件（骨骼肌中的 O 2 水平约为_2.5%）¹⁷。2）细胞培养物的传代数（例如，P0）是培养物传代培养次数的记录。3） P0 处的原代成纤维细胞常规培养至 100% 汇合加 1 天（并且仅适用于 P0）。这是为了清除其他类型的细胞，并确保培养物中存在的细胞只是成纤维细胞，根据显微镜检查耗尽了肌原细胞。2 个月大的成年动物的骨骼肌含有约 2% 的肌源性祖细胞⁴。此外，肌源性祖细胞通常不会附着在未涂层的培养皿上;因此，它们在传代培养^{过程中丢失 18,19,20}。成肌细胞需要补充有 20% FBS 和碱性成纤维细胞生长因子 （bFGF） ¹⁸ 的不同培养基 （F10）。在DMEM完全中，中等成纤维细胞的增殖率高于原肌细胞，这导致这些污染细胞在第一次传代之前被消除。
7. 当 100% 汇合加 1 天时，用 PBS 冲洗 P0 细胞。加入1mL胰蛋白酶消化溶液，在37°C，5%CO_2,3%O₂ 下孵育以分离细胞。使用 10 mL DMEM 完全停止酶活性。
8. 在室温下以 300 x g 离心细胞 10 分钟，并将沉淀重悬于 20 mL DMEM 完全中，并接种到 15 cm 培养皿中（传代 1 或 P1）。细胞生长至80%-90%汇合，并可扩增至第3代。
   注:根据下游实验，可以使用传代 1、传代 2 （P2） 或传代 3 （P3）。

4. 细胞接种和条件培养基的收集

1. 用10mL PBS洗涤成纤维细胞（P1，P2或P3），向细胞中加入2.5mL胰蛋白酶消化溶液，并在37°C，5%CO 2,3%O₂下孵育。使用 10 mL DMEM 完全停止酶活性。
   注意:在第 4 次传代后，原代细胞被丢弃，不应用于进一步的实验，因为它们会改变特性。
2. 收集细胞并在室温下以300× g 离心10分钟。
3. 将细胞沉淀重悬于 10 mL 无外泌体培养基中并计数细胞。
4. 在1.5-2.0×10 每培养皿（15cm）^下接种6个细胞，并在37°C，5%CO 2,3%O₂下孵育。
5. 在冰上的 50 mL 试管中收集 16-24 小时的调节培养基。
   注意:如果细胞不是 80% 汇合，可以再次添加新鲜的游离外泌体培养基，并在额外的 16-24 小时后收集。这两个集合可以合并以进行进一步处理。

5. 使用差速和超速离心纯化外泌体

注意:所有步骤均在4°C或冰上进行。需要时用装满水的管子平衡管子。

1. 将条件培养基以 300 x g 离心 10 分钟以除去活细胞，并将上清液转移到新的 50 mL 管中。
2. 通过以2,000× g 离心10分钟除去死细胞，并将上清液转移到38.5mL聚丙烯管中。
3. 将上清液以10,000× g 离心30分钟，以除去细胞器，凋亡小体和膜碎片。将上清液转移到 38.5 mL 超透明管中。
4. 将上清液以100,000× g 超速离心1.5小时以沉淀外泌体。
5. 小心地弃去上清液，留下约 1 mL 条件培养基，并在总体积为 30 mL 的冰冷 PBS 中洗涤外泌体沉淀。
6. 以100,000× g 离心1.5小时，并通过移液小心地弃去上清液，注意不要干扰外泌体沉淀。
7. 将沉淀重悬于冰冷的PBS（每15cm培养皿~25μL）中，并使用BCA蛋白质测定试剂盒和酶标仪在562nm处测量蛋白质浓度。
   注:蛋白质浓度通过在dH 2 O中用0.1%Triton-X100以1:₂稀释度测量。汇合度为 80% 的 15 cm 培养皿（20 mL 条件培养基）原代成纤维细胞的外泌体产量为 ~3–4 μg。

6. 蔗糖密度梯度表征外泌体

1. 通过移液（自下而上）将蔗糖梯度加载到13mL超透明管中:1.5 mL 的2.0 M，2.5 mL 的1.3 M，2.5 mL 的1.16 M，2.0 mL 的0.8 M和2.0 mL 的0.5 M蔗糖溶液。
2. 将 30–100 μg 外泌体与 0.25 M 蔗糖溶液混合，并将体积调节至 1 mL。
3. 小心地将外泌体加载到梯度顶部，并在100,000× g 和4°C下将样品超速离心2.5小时。
4. 从超速离心机中取出试管，将其置于冰上，并从梯度顶部开始收集1.0mL馏分。将它们转移到冰上的 1.7 mL 试管中。
5. 向每个试管中加入 110 μL 100% TCA，充分混合，并在室温下孵育 10 分钟。
6. 以10,000× g 和室温离心10分钟，小心弃去上清液。
7. 将沉淀重悬于500μL预冷的80%乙醇中，并让样品在-20°C下洗涤10分钟。
8. 在10,000× g 和4°C下离心10分钟，弃去上清液。
9. 在室温下干燥沉淀10-15分钟，并将沉淀重悬于PBS中用于体外实验。使用BCA蛋白测定试剂盒测量蛋白质浓度，或将沉淀直接重悬于14.5μLdH₂O，5μL的4x Laemmli缓冲液和0.5μL的1M DTT中，用于蛋白质印迹分析。

7. 通过蛋白质印迹分析检测外泌体

1. 将步骤5.7中的5-10μg外泌体与5μL的4x Laemmli缓冲液和0.5μL的1M DTT混合，然后用dH 2O将最终体积调节至20μL。 将所有样品（包括步骤6.9中的样品）在98°C下加热5分钟。
2. 将样品加载到10%TGX无染色凝胶中，并根据制造商的建议加载蛋白质分子量标准。
   注意:根据目标蛋白质的分子量选择凝胶的百分比。
3. 在电泳缓冲液中以100V电泳凝胶运行~1小时，直到上样染料位于凝胶底部。
   注意:运行时间可能因所使用的设备或凝胶的类型和百分比而异。
4. 对凝胶进行成像。无染色凝胶的图像用作免疫印迹的上样对照。
5. 使用PVDF膜在80V下转移凝胶1.5小时或在4°C下在30V下过夜。
6. 在室温下封闭封闭缓冲液中的膜1小时。
7. 将特异性抗体的膜（表2）在抗体缓冲液中在4°C下搅拌孵育过夜。
8. 在洗涤缓冲液中洗涤膜，并在室温下搅拌将膜与适当的二抗（表2）孵育1小时。
9. 在洗涤缓冲液中洗涤膜，并使用显影液和基于相机的成像仪对膜进行成像。或者，使用 X 射线胶片来显影膜。

该方案适用于以具有成本效益的方式从大量条件培养基中纯化外泌体。该过程具有高度的可重复性和一致性。 图1 显示了从小鼠原代成纤维细胞培养基中纯化的外泌体的透射电子显微镜（TEM）图像。 图 2 显示了典型外泌体标记物的蛋白质表达模式，以及无胞质 （LDH） 和 ER（钙联蛋白）蛋白污染物。 图 3 显示了蔗糖密度梯度后典型外泌体标记物（Alix、CD9 和 CD81）的分布。

图 1:从小鼠原代成纤维细胞培养基中分离的外泌体的代表性 TEM 图像。 图中显示了这些纳米囊泡的相对均匀大小。黑线表示单个囊泡的直径。比例尺 = 100 nm。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 2:用针对外泌体、细胞质和 ER 标志物的抗体检测外泌体裂解物的免疫印迹。 Alix、CD81、CD9、flotillin1、syndecan1、syntenin1（外泌体）、胞质 （LDH） 和 ER（钙联接蛋白）标志物。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 3:通过蔗糖密度梯度分离的外泌体。 在蛋白质印迹法上用针对 Alix、CD9 和 CD81 的抗体检测单个馏分。根据标记物的分馏模式，外泌体一致地沉淀在 3-6 级分中，对应于 1.096-1.140 g/mL 的密度。 请点击这里查看此图的较大版本.

表1:蔗糖密度梯度溶液。

表2:一抗和二抗。

如本协议所述，从培养基中成功分离外泌体的关键步骤是从成人骨骼肌中正确建立和维持原代小鼠成纤维细胞培养物。这些培养物需要保持在低氧水平，以确保生理条件（骨骼肌中的 O₂ 水平为 ~2.5%）¹⁵。原代成纤维细胞在培养中传承过多时会改变特征。因此，低传代数对于理想的外泌体产量是必不可少的。纯化的外泌体应立即用于实验目的，或在-80°C下以等分试样冷冻，直到需要。该协议的另一个重要步骤是每次都使用新鲜制备的蔗糖溶液。该方法的局限性在于它很耗时，因为原代成纤维细胞通常不会像其他分泌细胞那样分泌大量的外泌体。因此，应采用大培养物，这会导致需要处理大量条件培养基。

这里使用的差速离心的优点是它代表了一种可扩展的方法（高达升），是从原代成纤维细胞中分离外泌体的首选方法。大体积（每根色谱柱最多 100 mL）的另一种方法是体积排阻色谱 （SEC）。这种方法速度快，可以将蛋白质与外泌体分离。该色谱柱不沉淀外泌体，因此需要进一步的浓缩或离心步骤。SEC方法的缺点之一是色谱柱会随着时间的流逝而堵塞和过载。目前的其他方法基于使用少量生物体液（即尿液、脑脊液、血清、血浆）和市售试剂盒。尽管这些试剂盒确保了可重复性，但它们成本高昂，并且并不总是产生高产量的纯外泌体。概述的外泌体纯化方案简单明了，可根据实验需要应用于不同类型的细胞、整个组织和器官或其他生物体液。

所有作者均无任何利益冲突需要声明。

亚历山德拉·达佐（Alessandra d'Azzo）是儿童珠宝商协会（JFC）遗传学和基因治疗的主席。这项工作得到了美国国立卫生研究院（NIH）拨款R01GM104981、RO1DK095169和CA021764、孟菲斯阿西西基金会和美国黎巴嫩叙利亚联合慈善机构的部分支持。