We are supported by the University of Wisconsin-Madison Medical School start-up (A.V.G.).

<ol>
	<li>Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+the+heart.">Optical imaging of the heart.</a> Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).</li><li>Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+voltage+and+calcium+in+cardiac+cells+&amp;+tissues.">Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells &amp; tissues.</a> Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).</li><li>Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conduction+barriers+and+pathways+of+the+sino-atrial+pacemaker+complex:+their+role+in+normal+rhythm+and+atrial+arrhythmias.">Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).</li><li>Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sinoatrial+node,+a+heterogeneous+pacemaker+structure.">The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure.</a> Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).</li><li>Glukhov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sinoatrial+Node+Reentry+in+a+Canine+Chronic+Left+Ventricular+Infarct+Model:+The+Role+of+Intranodal+Fibrosis+and+Heterogeneity+of+Refractoriness.">Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness.</a> Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).</li><li>Glukhov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calsequestrin+2+deletion+causes+sinoatrial+node+dysfunction+and+atrial+arrhythmias+associated+with+altered+sarcoplasmic+reticulum+calcium+cycling+and+degenerative+fibrosis+within+the+mouse+atrial+pacemaker+complex.">Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex.</a> Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).</li><li>John, R. M., Kumar, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sinus+Node+and+Atrial+Arrhythmias.">Sinus Node and Atrial Arrhythmias.</a> Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).</li><li>Swaminathan, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidized+CaMKII+causes+cardiac+sinus+node+dysfunction+in+mice.">Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice.</a> J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).</li><li>Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+anatomy+of+the+murine+sinus+node:+high-resolution+optical+mapping+of+ankyrin-B+heterozygous+mice.">Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).</li><li>Egom, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+sinoatrial+node+function+and+increased+susceptibility+to+atrial+fibrillation+in+mice+lacking+natriuretic+peptide+receptor+C.">Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C.</a> J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).</li><li>Torrente, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Burst+pacemaker+activity+of+the+sinoatrial+node+in+sodium-calcium+exchanger+knockout+mice.">Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).</li><li>Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+action+potentials+and+calcium+transients+in+the+mouse+heart.">Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart.</a> J Vis Exp. (55), e3275 (2011).</li><li>Fedorov, V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+blebbistatin+as+an+excitation-contraction+uncoupler+for+electrophysiologic+study+of+rat+and+rabbit+hearts.">Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts.</a> Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).</li><li>Swift, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+blebbistatin+for+cardiac+optical+mapping+and+other+imaging+applications.">Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications.</a> Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).</li><li>Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+analysis+of+cardiac+optical+mapping+data+obtained+with+potentiometric+dyes.">Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).</li><li>Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organisation+of+the+mouse+sinoatrial+node:+structure+and+expression+of+HCN+channels.">Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels.</a> Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).</li><li>Verheijck, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+features+of+the+mouse+sinoatrial+node+in+relation+to+connexin+distribution.">Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution.</a> Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).</li><li>Krishnaswamy, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+parasympathetic+nervous+system+regulation+of+the+sinoatrial+node+in+Akita+diabetic+mice.">Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice.</a> J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).</li><li>Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+of+action+potential+durations+in+isolated+mouse+left+and+right+atria+recorded+using+voltage-sensitive+dye+mapping.">Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).</li><li>Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+cardiac+pacemaker+circuits:+methodological+puzzles+of+the+sinoatrial+node+optical+mapping.">Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping.</a> Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).</li><li>Aschar-Sobbi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+atrial+arrhythmia+susceptibility+induced+by+intense+endurance+exercise+in+mice+requires+TNFalpha.">Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha.</a> Nat Commun. 6, 6018 (2015).</li><li>Hansen, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrial+fibrillation+driven+by+micro-anatomic+intramural+re-entry+revealed+by+simultaneous+sub-epicardial+and+sub-endocardial+optical+mapping+in+explanted+human+hearts.">Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts.</a> Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).</li><li>Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+control+of+heart+rate+in+a+rabbit+heart.">Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart.</a> J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).</li><li>Kanlop, N., Sakai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+study+of+blebbistatin-induced+chaotic+electrical+activities+in+isolated+rat+atrium+preparations.">Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations.</a> J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).</li><li>Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+K(ATP)+channel+pharmacology+in+intact+mouse+heart.">Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart.</a> J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).</li><li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+sinoatrial+node+function+and+intra-atrial+conduction+in+murine+gain-of-function+Scn5a+/DeltaKPQ+hearts+suggest+an+overlap+syndrome.">Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).</li></ol>

No conflicts of interest are declared.

هنا، قدمنا ​​نوعين من الاستعدادات الماوس SAN: 1) سان حالها في القلب كله perfused Langendorff، و 2) SAN في عزلة، افتتح إعداد الأذيني. هذين النوعين من إعداد تخدم أغراض تجريبية مختلفة. في إعداد كله القلب perfused Langendorff، والحفاظ على هيكل الأذيني سليمة مما يجعل من الممكن لدراسة عدم انتظام ضربات القلب الأذيني معقدة مثل الرجفان الأذيني وكذلك التفاعلات بين SAN والأذين خلال tachyarrhythmias عودة الدخول. 6 في المقابل، في إعداد الأذيني المعزول ، يتم فتح الأذين وسويت بالارض في هيكل الأبعاد الزائفة اثنين حيث نشعر بالانزعاج حزم تشريحية ثلاثية الأبعاد. وهذا قد يؤثر على تشريح مسارات عودة الدخول مما يجعل إعداد الأذيني المعزول يست مثالية لدراسة arrhythmogenesis الأذيني. ومع ذلك، باستخدام هذا النوع من التحضير، وموقع جهاز تنظيم ضربات القلب الرائد (ق) مواقع، التوصيل intranodal، وAP نشر صattern يمكن تصور بدقة والتحقيق في التفاصيل. وبالإضافة إلى ذلك، تظهر الأذينين سليمة لتكون محدودة من وجهة نظر الخلفي بينما في إعداد معزولة، والسطح الأذيني كامل متاح لرسم الخرائط الضوئية. وعلاوة على ذلك، وإعداد الأذيني المعزول يمكن رسم الخرائط الهيكلية وظيفية من الأذين بحل المجهرية المعقدة للشبكة تربيقية كما رأينا في الشكل (4). ولهذا، مكانية عالية (100 ميكرون / بكسل أو أعلى) والزمانية (2000 إطارا في الثانية أو أعلى) قرارات وينبغي أن تستخدم لأنه أمر بالغ الأهمية لامتاز كل من أنماط تنشيط الأذيني وSAN، والتي يمكن زيادة تتداخل مع الهياكل المماثلة. بينما 1000 إطارا في الثانية القرار الزماني قد يكون الحد الأدنى لإعادة تنشيط الأذيني (والذي يستمر لمدة 10-20 مللي ثانية)، وينبغي النظر في 2000 إطارا في الثانية كحد أدنى القرار الزماني لتوصيل intranodal (الذي يستمر ل~ 5 مللي ثانية، وبالتالي يمكن أن تضيع في أقل قرارات) والعمل SANقياسات ivation كما يتضح من الشكل (4). وهذا قد يسمح للتوطين &quot;النقاط الساخنة&quot; محدث اضطراب النظم (مثل بؤر خارج الرحم أو العائدة الراسية) أثناء الرجفان الأذيني / الرفرفة التي يمكن أن تنشأ من تراكب مناطق إعادة عرض وظيفي كبير مع تلك التليف مرتفعة و / أو خفض خلية الى خلية اقتران. 21،22 وبالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام الأسلوب المذكور لدراسة آليات الكهربية من تشوهات SAN، بما في ذلك الكتل SAN الخروج، توقف، عدم انتظام ضربات القلب، عدم انتظام دقات القلب بطء القلب، متلازمة العقدة الجيبية المريضة وما إلى ذلك. عن طريق إدخال الثاني (أو حتى الثالث) التحقيق الفلورسنت، سيكون من الممكن لأداء رسم الخرائط الضوئية متعددة حدودي من النشاط الكهربائي بالتعاون مع التعامل مع الكالسيوم وكذلك التمثيل الغذائي وغيرها من التغييرات. ويمكن استخدام مجموعات مختلفة من الأصباغ لالمتزامن الجهد الكالسيوم، ratiometric الجهد / الكالسيوم، أو التصوير المحتملين الميتوكوندريا. لارتفاع الزمني قرار رسم الخرائط البصرية، ويرجع ذلك إلى فترة أقصر جمع fluorophore، قد يكون موضع تقدير إشارات لأضعف نسبة الإشارة إلى الضوضاء. لذلك، يتم تطبيق إجراءات معالجة المتوسط ​​إلى إشارات إيقاع الجيوب الأنفية القلب أو إشارات سلسلة سرعة حسب الحاجة. يتم الكشف عن DF / دينارا كحد أقصى لكل إشارة في تسجيل فترة طويلة. ثم تتماشى هذه النقاط وقت التنشيط. يتم قطع فترة الإعداد لتسجيل تركزت في هذه النقاط مرة وبلغ متوسط ​​من كل أو اختيار الجزائرية، حسب الحاجة. عن طريق استخدام دقيق من الأجهزة وإجراء تلطيخ الصحيح، المعلمات الكهربية الأذيني بما في ذلك سرعة التوصيل (مقارنة أرقام 3C و 4D لS1 تفعيل خرائط)، عفوية إيقاع SAN وطول العمر من إعداد SAN (الشكل 5) لا تتأثر، التي تبقى مستقرة ل 3 ساعات أو أكثر. الأهم من ذلك، MONIT المستمريجب أن يتم تنفيذ أورينج من ECG خلال الإجراء تلطيخ بالكامل لضمان وظيفة الكهربائية العادية للقلب. تطبيق blebbistatin قد تحفز على عابر تباطؤ معدل ضربات القلب، ولكن بخلاف ذلك، فإنه لا يسبب أي تغيرات في قيادة مواقع تنظيم ضربات القلب أو تغيرات في ا ف ب التشكل كما وصفت أيضا في وقت سابق. 13 تلطيخ السطح من إعداد الأذيني المعزول هو خطوة حاسمة. لهذا، وتطبيق سريع للصبغ المخفف على سطح النسيج وينبغي تجنب. بدلا من الصبغة يجب أن تقع على إعداد بحرية نظرا لكثافة أعلى من DMSO، والتي تستخدم في كل من الصبغة والتخفيفات blebbistatin. المبلغ الإجمالي تحميل المناسب والسرعة يجب أن تعدل حتى لا تحدث تغييرات جذرية معدل ضربات القلب. الإجراء تلطيخ يمكن تطبيق عدة مرات حتى تصل إشارة مستوى معقول. وتجدر الإشارة إلى أن التطبيق المباشر لصبغ قد يؤدي إلى تلف الأنسجة SAN وتؤثر على إحلال السلام فيتخاذ. لذلك، يجب تخفيف الصبغة وكمية تطبيقها يجب السيطرة بعناية. يجب تلطيخ السطح المناسب لا يضر إعداد أو SAN 23 الذي يقيمه معدل ضربات القلب مقارنة وسرعة التوصيل. وينبغي النظر أيضا بروتوكولات تلطيخ بديلة. ويمكن أن تشمل هذه إما superfusion 10-15 دقيقة من SAN / إعداد الأذيني مع الصبغة الحساسة الجهد (RH-237 أو دي-4-ANEPPS) في 35 ± 1 درجة مئوية 10،19 أو الحضانة 30 دقيقة من إعداد في درجة حرارة الغرفة (20-22 درجة مئوية) في حل تايرود التي تحتوي على مؤشر حساس الجهد. 11 لرسم الخرائط البصرية للSAN من القلب كله perfused Langendorff، وتشمل الخطوات الأجهزة الهامة إدخال أنبوب صغير في LV وإغلاق SVC وIVC. السابق يمنع زيادة الضغط من الازدحام حل خلال تجارب طويلة الأمد وكذلك انا لاحقتطوير schemia بعد قمع انقباضات البطين من قبل blebbistatin وتحمض من الحل نضح. هذا الأخير تمكن الاتحاد الإقليمي للحفاظ على مستوى معين من الضغط داخل الأذيني مما يسد الأذين مع حل نضح وتسطيح المنطقة intercaval من أجل الكشف عن منطقة سان كامل لرسم الخرائط الضوئية. وأخيرا، وتلطيخ التاجي، بالإضافة إلى السطح صبغ التحميل، ويمكن أن تحسن بشكل كبير من شدة OAPs SAN التي قد تستمر لفترة أطول بالمقارنة مع تلطيخ السطح النقي المستخدمة في الدراسات السابقة. 8،9 استخدام blebbistatin له مزايا متعددة مقارنة uncouplers الكهروميكانيكية الأخرى بما في ذلك سمية منخفضة، والآثار الجانبية أقل وضوحا، ومقاومه فشل عندما يتم استخدامها بحذر. يترسب Blebbistatin عندما يذوب في درجة حرارة أقل من 37 درجة مئوية. 14 بلورات Blebbistatin قد يقطع تدفق الأوعية الدموية العادية، وبالتالي تحفز المحليةنقص التروية وإثارة أحداث اضطراب النظم. 24 وبالإضافة إلى ذلك، في الدراسات التي تستخدم GFP أو غيرها / الأصباغ الصفراء الخضراء، يمكن أن هطول الأمطار blebbistatin يكون مخطئا لخلايا المسمى التي ينبغي أن تؤخذ بعين الاعتبار. منع blebbistatin هطول الأمطار واضح ومباشر، أي واحد لديه حل blebbistatin في قبل حرارة (37 ° C وسائل الاعلام أعلى) وأثار بقوة. لتحليل الهادئ، على نسبة عالية من blebbistatin (ما يصل إلى 10 ميكرومتر) يمكن استخدامها. 13،14،25. وبالمثل، إذا تستخدم أي دواء يزيد الانكماش، فمن المستحسن تطبيق إضافية من blebbistatin. كتقنية بديلة لدراسة الماوس SAN النشاط الكهربائي، وانخفاض قرار متعدد القطب مجموعة (64 الأقطاب منفصلة في ساحة 8 × 8، التكوين مع المسافة بين القطب من 0.55 ملم) 26 ومتتالية التسجيلات الزجاج مسرى مكروي قدم على مسافة قصيرة بين التطويق <sتصل&gt; 17 يتم استخدامها. على الرغم من تلك قد تمثل النهج منخفضة التكلفة نسبيا، وكلاهما له قيود خطيرة. المصفوفات متعددة الكهربائي لديها ما يقرب من 10 أضعاف أقل القرار المكانية (أنها محدودة بسبب الحجم المادي للأقطاب معدنية والمسافة بين القطب ولها حل 550 ميكرون / بكسل مقابل ما يصل الى 50 ميكرون / بكسل للالبصرية رسم الخرائط) والتي لا يمكن استخدامها لتحليل AP التشكل أو للتصوير متعددة حدودي (مثل التيار الكهربائي في وقت واحد والكالسيوم رسم الخرائط البصرية). على الرغم من التسجيلات الزجاج مسرى مكروي توفر مزيد من المعلومات حول AP التشكل، بما في ذلك القيم المطلقة لAP السعة والراحة المحتملة، ويقتصر أيضا بقرار المكاني منخفضة. ولذلك، فإنه يمكن أن تستخدم إلا لمكان ثابت للجهاز تنظيم ضربات القلب الرائدة ولا ينطبق على التقاط التغيرات التي فاز للفوز في الموقع جهاز تنظيم ضربات القلب الرائدة. في الوقت نفسه، كما هو موضح سابقا 3،20 وسلط الضوء في هذه الدراسة، وOAP شارك SANnsists إشارة على مرحلتين whichincludes كلا SAN ومكونات عضلة القلب AP الأذيني (الشكل 4B). وبالتالي فإنه يجعل من الصعب استخراج إشارة SAN نقية وتقدير دقيق ا ف ب التشكل في SAN. لهذا الغرض، الميكروية الزجاج 17 أو النهج المشبك الحالي على myocytes SAN معزولة ينبغي النظر فيها.

Novel scientific breakthroughs that lead to leaps in the understanding of human physiology are often preceded by technological advances. Fluorescent optical mapping, for example, enables investigation of multiple physiological parameters in both cells and tissues.1,2 It significantly improved our understanding of how the anatomical structure is associated with electrophysiological functions and dysfunctions. In the heart, the natural pacemaker and conduction systems such as the sinoatrial node (SAN) and the atrioventricular junction consist of nodal myocytes that are insulated by the surrounding atrial myocytes.3-5 Such organization creates complex three-dimensional structures with specialized electrical properties. Both structural and functional remodeling of these pacemaker structures has been recognized to form significant electrophysiological heterogeneities.6,7 Understanding the mechanism underlying how such heterogeneities result in SAN dysfunctions and atrial arrhythmogenesis will dramatically benefit the clinical treatment of these diseases. It requires a technique to visualize the propagation of electrical signals at the tissue level, such as optical mapping. 
Recently, accumulating evidence has proven the advance of optical mapping in studies of atrial electrophysiology and pathology.2 However, novel and rigorous studies are dependent on the accurate interpretation of experimental data, whose validity and stability rely on careful experiment protocols. Genetically modified mice are extensively used for research as animal models of human diseases including sick sinus syndrome, pacemaker abnormalities and atrial arrhythmias.6,8-11 Thus, a combination of fluorescent optical mapping with transgenic mouse models provides a powerful tool to study cardiac electrical abnormalities associated with various pathologies. In this paper, we present a protocol for high-resolution optical mapping of the mouse SAN and atrium. Specifically, we discuss and compare different dye loading approaches, time effects on dye bleaching and heart rate stability during the experiment.

<table><tbody><tr><td>water jacket</td><td>Radnoti</td><td>1660 Series Tissue Bath for Large Organ or Single Cell Isolation Procedures</td><td></td></tr><tr><td>water bath / circulator</td><td>Fisher Scientific</td><td>1016S</td><td></td></tr><tr><td>pressure amplifier</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>EMD Millipore Nylon Net Filters</td><td>Fisher Scientific</td><td>NY1102500</td><td></td></tr><tr><td>Pressure transducer</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>Stainless Steel Minutien Pins - 0.1 mm Diameter</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Perfusion pump</td><td>World Precision Instruments</td><td>PERIPRO-4LS</td><td></td></tr><tr><td>Superfusion pump</td><td>World Precision Instruments</td><td>PERIPRO-4HS</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Tubingen scissors&amp;nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>503379</td><td></td></tr><tr><td>Dumont forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501201, 500085</td><td></td></tr><tr><td>Mayo scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501750</td><td></td></tr><tr><td>Kelly hemostatic forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501241</td><td></td></tr><tr><td>Iris forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>15917</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263</td><td></td></tr><tr><td>ECG 12 mm needle (29-gauge) electrodes (monopolar)&amp;nbsp;</td><td>AD Instruments</td><td>MLA1203</td><td></td></tr><tr><td>in-line Luer injection port</td><td>Ibidi</td><td>10820</td><td></td></tr><tr><td>Ultima-L CMOS camera&amp;nbsp;</td><td>SciMedia</td><td>MiCAM-05&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>halogen lamp</td><td>Moritex USA Inc</td><td>MHAB-150W</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-1</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S217-500</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>M33-500</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S369-500</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S233-3</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-1</td><td></td></tr><tr><td>Blebbistatin</td><td>Tocris Bioscience</td><td>1760</td><td></td></tr><tr><td>RH237</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>S1109</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulphoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr></tbody></table>

high-resolution optical mapping of the mouse sino-atrial node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

رسم الخرائط البصرية للSAN سليمة من القلب-perfused Langendorff ويرد مثال نموذجي لخريطة كنتورية تفعيل RA بناؤها لإيقاع الجيوب الأنفية عفوية في الشكل (3) لقلب فأر perfused Langendorff. يقع النقطة تفعيل المبكرة في المنطقة intercaval بالقرب من SVC حيث يتم تعريف SAN تشريحيا. وتظهر 3،16 اثنين RA خرائط تفعيل كفاف المكتسبة عند 1.0 و 0.5 مللي ثانية معدل أخذ العينات في الشكل 3B. لتقييم سان سير، قمنا بقياس SAN وقت الاسترداد (SANRT). 9 بعد سرعة RAA لا يقل عن 1 دقيقة في 10-12 هرتز، تم إيقاف التحفيز الكهربائي وحسبت SANRT كما الفاصل الزمني بين وكالة اسوشييتد برس أسر الماضي و أول AP العفوي (الشكل 3C). تم تصحيح SANRT إلى معدل ضربات القلب (أي SANRT &lt;فرعية&gt; ج) عن طريق حساب الفرق بين SANRT وطول دورة الأساس. وبالإضافة إلى ذلك، تم تحديد موقع أول جهاز تنظيم ضربات القلب بعد سرعة. على سبيل المثال، كان SANRTc حوالي 49 مللي ثانية. تفعيل أتريا وSAN معزولة يظهر تفعيل إعداد الأذيني المعزول خلال الإيقاع العفوي في الشكل 4A. نشأ في تشريحيا تعريف SAN بالقرب من SVC مع موجة جبهة واسعة امتدت anisotropically في جميع أنحاء RA، مع اتجاهين التوصيل تفضيلية بالقرب من حواف SAN الأعلى والأدنى وكتلة الكامل لاتجاه الحاجز (ملحوظ في خرائط التنشيط في الشكل 4A) . خريطة تفعيل المكتسبة في 1 مللي ثانية معدل أخذ العينات تبين مساحة واسعة من تنشيط مبكر. زيادة في معدل أخذ العينات إلى 0.5 ميللي ثانية و 0.3 ميللي ثانية تتيح لنا التعرف على منطقة محددة من موقع جهاز تنظيم ضربات القلب الرائدة. Wلاحظ ه نموذجي،-فوز إلى فوز موقف أحادية البؤرة المستقر للجهاز تنظيم ضربات القلب الرائدة التي تتوافق مع مجال تنظيم ضربات القلب الابتدائية تتميز سابقا electrophysiologically التي كتبها الميكروية الزجاج 17 ورسم الخرائط البصرية 8-11،18،19 فضلا عن immunolabeling لconnexin45 وHCN4 . 6،16 كما هو موضح سابقا، SAN إمكانات العمل البصرية تتكون من إشارة على مرحلتين والذي يتضمن عنصرين متميزين: المكون SAN ارتفاع ببطء وupstroke الارتفاع السريع لعضلة القلب الأذيني (المكون الأذيني) (الشكل 4B) 20 بسبب تشتت الضوء. العمليات، يمثل OAP النشاط الكهربائي متوسط ​​الناشئة من طبقات متعددة من الخلايا داخل الأنسجة. ويخضع عمق نثر وعرض بواسطة ثابت الفضاء، والتي يتم تحديدها من قبل خصائص نثر وامتصاص الضوء ويمكن أن تصل إلى 1.5-2 مم. بسبب condu SANction تأخير، وSAN AP تسبق دائما النشاط الأذيني خلال تفعيل الفسيولوجية (الشكل 4B). لحساب الانتقال من SAN إلى الأذين (أي SAN وقت التوصيل، SANCT)، استخدمنا إما نقطة زمنية حيث تصل الإشارة SAN المزدوج المكون من 50٪ من السعة عنصر SAN، أو الذروة الأولى للقمة اثنين المشتقة الأولى OAP (DF / دينارا). كان SANCT من منطقة أقرب تفعيل SAN إلى RA ~ 5 ميللي ثانية، مماثلة لتلك التي تقاس الميكروية الزجاج. SAN وقت الاسترداد وبالمثل، تم قياس SANRT في إعداد الأذيني معزولة (الشكل 4D). لهذا، تم تيرة الاستعدادات الأذيني في 12 هرتز من خلال القطب سرعة يقع في زاوية من RAA لا يقل عن 1 دقيقة. 9 على سبيل المثال، كان SANRTc حوالي 34 ميللي ثانية، وهو مماثل للأن يقاس في Langendorff-perfused القلب (الشكل 3C). وبالإضافة إلى ذلك، تم تحديد موقع أول جهاز تنظيم ضربات القلب بعد سرعة. إيقاع القلب ونيون الإشارة الاستقرار على مر الزمن إذا تم اتباع الإجراءات تحميل الجراحة وصبغ مناسب، لا ينبغي أن يكون هناك أي تغيير كبير في الخصائص الفسيولوجية للالأذين. في الشكل 5، نقدم إيقاع ضربات القلب وقياس قبل وبعد إجراء العزل الأذيني وخلال نضح 3 ساعة. لم يلاحظ أي تغييرات كبيرة في معدل ضربات القلب سواء أثناء العزلة الأذين أو بعد صبغ التحميل. على الرغم من تلطيخ الشرياني قد تتطلب قدرا أكبر من الصبغة، واستقرار إشارة الفلورسنت في الأنسجة منطقة سان يبدو أن أفضل باستخدام هذه الطريقة التحميل. في الشكل (6)، نقدم إشارة شدة الاضمحلال مع مرور الوقت لكلا تلطيخ التاجي والسطحية. في تي<html> انه SAN الأنسجة، IC 50 (الذي يشير إلى الفترة التي كثافة إشارة والمتوفى إلى 50٪) حوالي 107 دقيقة بعد تلطيخ التاجي، تقريبا مرتين طالما أن من تلطيخ السطح. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig1.jpg" /> الشكل 1: عزل إعداد الرجفان ماوس (أ) العمليات الجراحية أداء لعزل الماوس إعداد الأذيني. يظهر عرض الخلفي للقلب. وتظهر جميع التخفيضات التي كتبها الخطوط الحمراء المنقطة وصفت من قبل أرقام في النظام القيام بها. انظر التفاصيل في النص. (ب) ملخص تخطيطي للمعزولة الماوس إعداد الأذيني تبين الخصائص التشريحية الرئيسية، بما في ذلك هيكل التربيقي من اليسار واليمين الزوائد الأذيني وكذلك موقع العقدة الأذينية (SAN، وصفت من قبل البيضاوي الرمادي). حيث أن جميع الاختصارات في الشكل.tp_upload / 54773 / 54773fig1large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig2.jpg" /> يتم جمع إشارات الخام والمصنعة المسجلة عند 0.3، 0.5 و 1 مللي / إطار الخام إشارات من بكسل واحد: الرقم 2. بعد 3 × 3 binning، يتم تصفية الإشارات باستخدام المنخفضة تمرير بتروورث الخوارزمية. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54773/54773fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig3.jpg" /> الشكل 3: رسم الخرائط البصرية الجامعة، قلب SAN (A) اليسار، صورة لإعداد نموذجي يستخدم لرسم الخرائط لسان من القلب سليمة. يظهر مربع أزرق مجال البصريعرض (6 ملم بنسبة 6 ملم). الحق، الحقل البصري للعرض من خلال القبض على الكاميرا وفرضه مع معالم التشريحية. SVC وIVC: متفوقة والوريد الأجوف السفلي. RAA: أطرافهم الأذيني الأيمن. RV وLV: البطينين الأيمن والأيسر. المحاضر الحرفية: الأوردة الرئوية. خرائط (ب) اللون كفاف تفعيل حصلت مع 1.0 مللي ثانية (يسار) و 0.5 مللي ثانية (يمين) معدل أخذ العينات. على حق كل خريطة، المقابلة النطاق الزمني اللون يشير إلى وقت تفعيل الأذيني (من أقرب نقطة تفعيل أظهرت باللون الأزرق، إلى آخر نقطة التنشيط الذي يظهر باللون الأحمر) يظهر. وصفت أقرب موقع تفعيل الأذيني بعلامة النجمة. (C) SAN وقت الاسترداد (SANRT) يقاس في إعداد كامل للقلب. وتظهر الأمثلة النموذجية على الخرائط الكنتورية تفعيل الأذيني بناؤها لتحفيز سرعة الأخيرة (S1) ولأول فوز الأذيني سرعة بعد (A1) للفوز اختيارهم على أثر OAP التمثيلي على القمة.وصفت مواقع أقرب تفعيل الأذيني بعلامة النجمة. بي سي إل: طول دورة الأساسي <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54773/54773fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig4.jpg" /> الشكل 4: عالية الدقة ورسم الخرائط البصرية للماوس عقدة الأذينية (SAN) من سطح الشغاف من الأذين المعزولة (A) صورة لإعداد SAN الماوس نموذجي (6 مم × 6 مم) وخرائط لها كفاف المقابلة التنشيط. حصلت على 1.0 ميللي ثانية، 0.5 ميللي ثانية، و 0.3 معدلات أخذ العينات ميللي ثانية. وترد SAN ومنطقة كتلة جار من السهام. جداول زمنية اللون تشير إلى وقت تفعيل الأذيني. النجمة تشير إلى موقع جهاز تنظيم ضربات القلب الرائدة. RAA: أطرافهم الأذيني الأيسر، SVC وINC: متفوقة والوريد الأجوف السفلي، RV: الحق البطين، AVJ: atrio-ventricul<html> ع تقاطع، CT: عرف انتهائي، IAS: الحاجز بين الأذيني. (B) آلية مكونات المزدوجة للتسجيل OAP من الماوس منطقة SAN. انظر التفاصيل في النص. . (C) OAPs سجلت من وسط منطقة SAN (الأزرق)، أقرب الأذيني الموقع الإثارة (الأخضر) وموقع آخر تفعيل RA (الحمراء) الأشكال: الانتقال من العقدي لالموجي الأذيني مع مجموع وقت التوصيل يساوي 5 ميللي ثانية. قارن ذلك مع تأخير الوقت لمجموع تفعيل RA يساوي 11 ميللي ثانية. (D) SAN وقت الاسترداد (SANRT) يقاس في إعداد الأذيني المعزول. وتظهر الأمثلة النموذجية على الخرائط الكنتورية تفعيل الأذيني بناؤها لتحفيز سرعة الأخيرة (S1) ولأول فوز الأذيني سرعة بعد (A1). هو المسمى موقع من أقرب تفعيل الأذيني بعلامة النجمة. بي سي إل - طول دورة الأساسي.ك &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الرقم 5" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig5.jpg" /> الرقم 5: قلب إيقاع تقاس قبل وبعد إجراء عزل الأذيني (A) وخلال الإرواء 3 ساعات (B). ويرد (A) معدل ضربات القلب الضرب العفوي قبل وبعد العزلة الأذيني لنوعين من تلطيخ الأذيني: تلطيخ السطح بعد العزلة (أي تلطيخ التاجي مسبق) وتلطيخ التاجي قبل العزلة الأذينية. ويرد (B) العفوي القلب النابض الاستقرار الإيقاع على مدى نضح 3 ساعات للتحضير غير الملطخة الأذيني ولصبغة الفلورسنت وblebbistatin الاستعدادات الأذيني الملون. وتظهر البيانات كمتوسط ± SEM. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54773/54773fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a><img alt="الشكل (6)" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig6.jpg" /> تم قياس وتآمر على مدى الزمن؛ الإشارة كثافة تسوس على مر الزمن وشدة الإشارات من كلتا الطريقتين تحميل (وأشار تحميل سطح باللون الأزرق أشار تحميل التاجي باللون الأحمر): الشكل (6). وبلغ متوسط ​​كثافة إشارة من منطقة 7 من 7 بكسل في أربعة مواقع نموذجية في الأذين الأيمن: التربيق (TRAB)، العقدة الجيب (SAN)، الأذين الأيمن أطرافهم (RAA) والجيب التاجي (CS). ثم تم احتساب IC 50 قيم وصفت في جميع منحنيات الاضمحلال. كان تسوس إشارة كثافة من كلتا الطريقتين تحميل مماثل في TRAB وRAA. وIC 50 التحميل الشرايين في CS كان حوالي 20 دقيقة لفترة أطول. في SAN، وكانت هذه القيمة لتحميل الشرايين ما يقرب من أضعاف أكبر مقارنة مع تحميل السطح، مما يدل على أن أساليب الشرايين تحميل أدت إلى استقرار أفضل للصبغة في TISS SANرق مع مرور الوقت. وتظهر البيانات كمتوسط ± SEM. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54773/54773fig6large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node at JoVE.com

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

هنا، نقدم بروتوكول لرسم الخرائط البصرية من النشاط الكهربائي من الأذين الأيمن الماوس وخصوصا العقدة الأذينية، في القرار المكانية والزمانية عالية.

عالية الدقة ورسم الخرائط البصرية الماوس العقدة الأذينية

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The ...

high-resolution-optical-mapping-of-the-mouse-sino-atrial-node

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

15.6K Views.  University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health.  هنا، نقدم بروتوكول لرسم الخرائط البصرية من النشاط الكهربائي من الأذين الأيمن الماوس وخصوصا العقدة الأذينية، في القرار المكانية والزمانية عالية. 

Video: High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Multiparametric رسم الخرائط البصرية للقلب الأرنب Langendorff - perfused

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Bioengineering

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

رسم الخرائط البصرية إمكانيات العمل والعابرون الكالسيوم في القلب ماوس

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

High-Resolution Endocardial and Epicardial Optical Mapping in a Sheep Model of Stretch-Induced Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance seen in clinical practice and its prevalence is expected to increase in the coming years.3 Increased intra-atrial pressure and dilatation have been long recognized to lead to AF,1,4 which highlights the relevance of using animal models and stretch to study AF dynamics. Understanding the mechanisms underlying AF requires visualization of the cardiac electrical waves with high spatial and temporal resolution. While high-temporal resolution can be achieved by conventional electrical mapping traditionally used in human electrophysiological studies, the small number of intra-atrial electrodes that can be used simultaneously limits the spatial resolution and precludes any detailed tracking of the electrical waves during the arrhythmia. The introduction of optical mapping in the early 90's enabled wide-field characterization of fibrillatory activity together with sub-millimeter spatial resolution in animal models5,6 and led to the identification of rapidly spinning electrical wave patterns (rotors) as the sources of the fibrillatory activity that may occur in the ventricles or the atria.7-9 Using combined time- and frequency-domain analyses of optical mapping it is possible to demonstrate discrete sites of high frequency periodic activity during AF, along with frequency gradients between left and right atrium. The region with fastest rotors activates at the highest frequency and drives the overall arrhythmia.10,11 The waves emanating from such rotor interact with either functional or anatomic obstacles in their path, resulting in the phenomenon of fibrillatory conduction.12 Mapping the endocardial surface of the posterior left atrium (PLA) allows the tracking of AF wave dynamics in the region with the highest rotor frequency. Importantly, the PLA is the region where intracavitary catheter-based ablative procedures are most successful terminating AF in patients,13 which underscores the relevance of studying AF dynamics from the interior of the left atrium. Here we describe a sheep model of acute stretch-induced AF, which resembles some of the characteristics of human paroxysmal AF. Epicardial mapping on the left atrium is complemented with endocardial mapping of the PLA using a dual-channel rigid borescope c-mounted to a CCD camera, which represents the most direct approach to visualize the patterns of activation in the most relevant region for AF maintenance.

This report provides a detailed description of the methodology and results of simultaneous endocardial and epicardial optical mapping of electrical excitation in the intact left atrium of a Langendorff-perfused sheep heart during stretch-induced atrial fibrillation.

عالية الدقة ورسم الخرائط البصرية الشغاف Epicardial في نموذج من الأغنام تمدد الناتج عن الرجفان الأذيني

 Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance ...

Medicine

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

رسم الخرائط البصرية القلوب الجرذ Langendorff - perfused

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and electrophysiological phenotype in the atria. That encourages us to utilize a genetically-engineered mouse model to elucidate the mechanism of AF. However, it is difficult to evaluate the electrophysiological properties in murine atria due to their small size. This protocol describes the electrophysiological evaluation of atria using an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution in Langendorff perfused murine hearts. The optical mapping system is assembled with dual high-speed complementary metal oxide semiconductor cameras and high magnification objective lenses, to detect the fluorescence of a voltage-sensitive dye and Ca2+ indicator. To focus on the assessment of murine atria, optical mapping is performed with an area of 2 mm &#215; 2 mm or 10 mm x 10 mm, with a 100 &#215; 100 resolution (20 &#181;m/pixel or 100 &#181;m/pixel) and sampling rate of up to 10 kHz (0.1 ms) at maximum. A 1-French size quadripolar electrode pacing catheter is placed into the right atrium through the superior vena cava avoiding any mechanical damage to the atrium, and pacing stimulation is delivered through the catheter. An electrophysiological study is performed with programmed stimulation including constant pacing, burst pacing, and up to triple extrastimuli pacing. Under a spontaneous or pacing rhythm, the optical mapping recorded the action potential duration, activation map, conduction velocity, and Ca2+ transient individually in the right and left atria. In addition, the programmed stimulation also determines the inducibility of atrial tachyarrhythmias. Precise activation mapping is performed to identify the propagation of the excitation in the atrium during an induced atrial tachyarrhythmia. Optical mapping with a specialized setting enables a thorough electrophysiological evaluation of the atrium in murine pathological models.

This protocol describes the electrophysiological evaluation of murine atria utilizing an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution, including dual recordings of the membrane voltage and Ca2+ transient under programmed stimulation through a specialized electrode catheter.

تقييم الكهربية من مورين الاذينين مع رسم الخرائط الضوئية عالية الدقة

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

الفحص المجهري للصفائح الضوئية وتنظيف الأنسجة لتصوير القلب الشامل

Light-Sheet Imaging to Reveal Cardiac Structure in Rodent Hearts

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights into fundamental cardiac physiology and pathologic responses. We hereby delve into the development and implementation of the LSM technique to elucidate the micro-architecture of the heart in mouse models. The methodology integrates a customized LSM system with tissue clearing techniques, mitigating light scattering within cardiac tissues for volumetric imaging. The combination of conventional LSM with image stitching and multiview deconvolution approaches allows for the capture of the entire heart. To address the inherent trade-off between axial resolution and field of view (FOV), we further introduce an axially swept light-sheet microscopy (ASLM) method to minimize out-of-focus light and uniformly illuminate the heart across the propagation direction. In the meanwhile, tissue clearing methods such as iDISCO enhance light penetration, facilitating the visualization of deep structures and ensuring a comprehensive examination of the myocardium throughout the entire heart. The combination of the proposed LSM and tissue clearing methods presents a promising platform for researchers in resolving cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

تسليط الضوء على المؤلف: تصوير ورقة الضوء المخصصة للتحقيق في هياكل عضلة القلب في قلوب القوارض

The protocol utilizes advanced light-sheet microscopy along with adapted tissue clearing methods to investigate intricate cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

التصوير بالضوء للكشف عن بنية القلب في قلوب القوارض

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights ...

Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes the atrioventricular node (AVN), to allow excitation and contraction of the whole heart. Any dysfunction of either SAN or AVN results in arrhythmias, indicating their fundamental role in electrophysiology and arrhythmogenesis. Mouse models are widely used in arrhythmia research, but the specific investigation of SAN and AVN remains challenging.
The SAN is located at the junction of the crista terminalis with the superior vena cava and AVN is located at the apex of the triangle of Koch, formed by the orifice of the coronary sinus, the tricuspid annulus, and the tendon of Todaro. However, due to the small size, visualization by conventional histology remains challenging and it does not allow the study of SAN and AVN within their 3D environment.
Here we describe a whole-mount immunofluorescence approach that allows the local visualization of labelled mouse SAN and AVN. Whole-mount immunofluorescence staining is intended for smaller sections of tissue without the need for manual sectioning. To this purpose, the mouse heart is dissected, with unwanted tissue removed, followed by fixation, permeabilization and blocking. Cells of the conduction system within SAN and AVN are then stained with an anti-HCN4 antibody. Confocal laser scanning microscopy and image processing allow differentiation between nodal cells and working cardiomyocytes, and to clearly localize SAN and AVN. Furthermore, additional antibodies can be combined to label other cell types as well, such as nerve fibers.
Compared to conventional immunohistology, whole-mount immunofluorescence staining preserves the anatomical integrity of the cardiac conduction system, thus allowing the investigation of AVN; especially so into their anatomy and interactions with the surrounding working myocardium and non-myocyte cells.

We provide a step-by-step protocol for whole-mount immunofluorescence staining of the sinoatrial node (SAN) and atrioventricular node (AVN) in murine hearts.

تلطيخ التألق المناعي بالكامل ، والتصوير البؤري وإعادة البناء 3D للعقدة الجيبية الأذينية والأذينية البطينية في الماوس

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes ...

Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or bradycardia. Reliable identification of cardiac pacemaking defects requires the measurement of intrinsic heart rates by largely preventing the influence of the autonomic nervous system, which can mask rate deficits. Traditional methods to analyze intrinsic cardiac pacemaker function include drug-induced autonomic blockade to measure in vivo heart rates, isolated heart recordings to measure intrinsic heart rates, and sinoatrial strip or single-cell patch-clamp recordings of sinoatrial pacemaker cells to measure spontaneous action potential firing rates. However, these more traditional techniques can be technically challenging and difficult to perform. Here, we present a new methodology to measure intrinsic cardiac firing rate by performing microelectrode array (MEA) recordings of whole-mount sinoatrial node preparations from mice. MEAs are composed of multiple microelectrodes arranged in a grid-like pattern for recording in vitro extracellular field potentials. The method described herein has the combined advantage of being relatively faster, simpler, and more precise than previous approaches for recording intrinsic heart rates, while also allowing easy pharmacological interrogation.

This protocol aims to describe a new methodology to measure intrinsic cardiac firing rate using microelectrode array recording of the whole sinoatrial node tissue to identify pacemaking defects in mice. Pharmacological agents can also be introduced in this method to study their effects on intrinsic pacemaking.

Microelectrode صفيف تسجيل سينواتري عقدة معدل اطلاق النار لتحديد عيوب الإيقاع القلب الجوهرية في الفئران

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or ...

عالية الدقة ورسم الخرائط البصرية الماوس العقدة الأذينية

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Multiparametric رسم الخرائط البصرية للقلب الأرنب Langendorff - perfused

رسم الخرائط البصرية إمكانيات العمل والعابرون الكالسيوم في القلب ماوس

عالية الدقة ورسم الخرائط البصرية الشغاف Epicardial في نموذج من الأغنام تمدد الناتج عن الرجفان الأذيني

رسم الخرائط البصرية القلوب الجرذ Langendorff - perfused

تقييم الكهربية من مورين الاذينين مع رسم الخرائط الضوئية عالية الدقة

التصوير بالضوء للكشف عن بنية القلب في قلوب القوارض

التصوير بالضوء للكشف عن بنية القلب في قلوب القوارض

التصوير بالضوء للكشف عن بنية القلب في قلوب القوارض

تلطيخ التألق المناعي بالكامل ، والتصوير البؤري وإعادة البناء 3D للعقدة الجيبية الأذينية والأذينية البطينية في الماوس

Microelectrode صفيف تسجيل سينواتري عقدة معدل اطلاق النار لتحديد عيوب الإيقاع القلب الجوهرية في الفئران