وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح EY019312 وEY021126 (VJK)، EY002687 إلى قسم العيون والعلوم البصرية في جامعة واشنطن، والبحوث للوقاية من العمى.

وكانت جميع البروتوكولات التجريبية وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل لجنة الدراسات الحيوانية المؤسسية في جامعة واشنطن. 1. إعداد الإرواء وعينة حامل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد حل لشبكية العين نضح جديدة في يوم التجربة. استخدام الماء المقطر ومنزوع الأيونات. استخدام أحد الحلول الثلاثة التالية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد بيكربونات التي تحتوي على &quot;حل (1 L): 1 زجاجة من أميس &#39;أميس وسائل الإعلام و 1.9 غرام من NaHCO 3، </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل لوك (مم): 112.5 كلوريد الصوديوم، و 3.6 بوكل، 2.4 MgCl 2، 1.2 CaCl 2، 10.0 HEPES، 20.0 NaHCO 3، 3.0 نا سوسينات، و 0.5 نا الصوديوم، 0.02 EDTA، و 10.0 الجلوكوز، 0.1٪ الفيتامينات MEM والأمينية الأحماض </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد HEPES مخزنة حل قارع الأجراس (مم): 133.3 كلوريد الصوديوم، 3.3 بوكل، 2.0 MgCl 2، 1.0 CaCl 2، 10.0 الجلوكوز، 0.01 EDTA، 12.0 HEPES، ودرجة الحموضةتعديل إلى 7.5 مع ~ 5.8 مل من 1 M هيدروكسيد الصوديوم، إضافة 0،72 ز / L يبوفيتش مستنبت L-15. استخدام 20-50 ميكرومتر DL-AP4 و50-100 ميكرومتر بووتون 2 لعزل استجابة مستقبلة للضوء مع أي وسيلة إعلامية الارواء. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل لأقطاب 28 (مم): 140.0 كلوريد الصوديوم، و 3.6 بوكل، 2.4 MgCl 2، 1.2 CaCl 2، 3 HEPES، 0.01 EDTA وضبط درجة الحموضة إلى 7،4-7،5 مع هيدروكسيد الصوديوم. ويمكن تخزين الحل الكهربائي في RT لعدة أشهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد واختبار حامل العينة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء أسود / رمادي رقة الترشيح على رأس القباب من الجزء السفلي صاحب العينة (انظر الشكل 1A). نشر مركبين 5 دقائق الايبوكسي الغراء بعناية حول حواف قمم مسطحة من القباب. إذا لزم الأمر، أن تفعل ذلك تحت المجهر تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انتظر حتى يجف الغراء تقريبا (حوالي 4 دقائق) واضغط على ورق الترشيح على القباب باستخدام عنصر ثابت. ورق الترشيح الغراء قبل التجربة بيوم واحد على الأقل. الورقة فلتر قابل للاستخدام عدة مرات ولكن يجب أن يتم استبدالها بعد شهر من التسجيلات. استخدام الايثانول 70٪ لتنظيف القباب بعناية من أي بقايا الغراء قبل تثبيت ورقة الاستبدال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء قنوات القطب مع الحل القطب محاولة لتجنب أي فقاعات الهواء والمسمار الأقطاب بيليه المغلقة مع محول مترابطة في قنوات القطب (أنظر الشكلين 1A و B). توصيل القطع العلوية والسفلية من صاحب العينة مع أربعة مسامير وملء خطوط نضح مع حل الكهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس المقاومة والجهد بين الخيوط من كل زوج الكهربائي باستخدام المتعدد (الشكل 1B). يجب أن تكون مقاومة أقل من 100 Ωk والجهد أقل من 10 فولت اذا القنوات هي خالية من فقاعة والأقطاب هم في ظروف جيدة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب 400-700 مل من وسائل الاعلام نضح في زجاجة. تفصل 300 مل أخرى لاستخدامها في تشريح شبكية العين والصورةمزق بها في الثلاجة. تعيين أنابيب نضح في كتلة مبادل حراري ووضع كتلة محمى على لوحة التدفئة (انظر الشكل 1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع زجاجة مع غطاء أن لديه اتصالات في شركة 2 / O 2 الغاز (إذا تم استخدام أميس &quot;أو لوك) ونضح أنابيب (انظر الشكل 1D). تسخين زجاجة مع وسائل الإعلام إلى 37 درجة مئوية ووضعه على لوحة التدفئة أو على رأس وحدة التحفيز الخفيفة في حمام مائي لتعيين 37-39 درجة مئوية (17). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رئيس الخطوط نضح عن طريق ملء لهم مع وسائل الاعلام نضح لبدء تدفق يحركها الجاذبية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نظام LKC، ضع زجاجة على رأس وحدة مشجعا 17 إلى توفير تدفق الجاذبية الكبير الذي يتم بعد ذلك تعديل من قبل المنظمين معدل تدفق دون أن تتأثر مستوى خفض الحل نضح في زجاجة أثناء التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نظام Ocuscience، ضع صزجاجة erfusion داخل قفص فاراداي للحد من الضوضاء ووضع خطوط الانتاج نضح طويل من صاحب العينة (راجع الخطوة 2.8) أقل بكثير من مستوى لصاحب العينة (وزجاجة رذاذ) إلى زيادة الدافع الجاذبية من الحل. حماية هذه الخطوط الانتاج وربط الدرع إلى أرض الواقع مكبر للصوت لمنع اقتران الضجيج الكهرومغناطيسي للإشارة أرج. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط نضح إلى 3-5 مل / دقيقة باستخدام المنظمين معدل التدفق. ربط 5٪ CO 2/95٪ O 2 الغاز من اسطوانة مع منظم السليم وضبط معدل تدفق لضمان محتدما مستمر من وسائل الإعلام في زجاجة من خلال حجر الهواء. </li></ol> إعداد 2. عينة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع أدوات تشريح نظيفة وحادة بما في ذلك microscissors البيضاء على التوالي، واحد أو اثنين 45 س ملاقط، شفرة حلاقة وقطعة مستطيلة من ورق الترشيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حوالي 200 مل من perfu الباردحل سيون في طبق بتري كبير بحيث يمكن أن تكون مغمورة في الجزء السفلي كله لصاحب العينة (بما في ذلك القباب) في الحل. تصبح هذه الخطوة الهامة عند تركيب شبكية العين على القباب (راجع الخطوة 2.6). على الرغم من أن تصميم بعض الحلول التي يمكن مشبعة كربوجين (5٪ CO 2/95٪ O 2)، وهذا ليس من الضروري لأغراض تشريح ولم يحدث في التجارب وصفها هنا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتجربة نموذجية، والحفاظ على الحيوانات في 12/12 ساعة مظلمة دورة / الضوء والظلام-تكييفها ل6-12 ساعة قبل التسجيلات. الموت ببطء الحيوانية CO 2 الاستنشاق تليها خلع عنق الرحم تحت ضوء أحمر خافت والقيام بكل الإجراءات التالية تحت الحمراء خافت أو ضوء الأشعة تحت الحمراء (استخدم على سبيل المثال، مرشح أحمر أمام مصدر ضوء المجهر). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب العينين من خلال استخدام ملاقط ووضعها في وسائل الإعلام. وضع العين في وقت واحد على قطعة صغيرة من الورق (على سبيل المثال، بعض ورق الترشيح العادية) وكما جعلمضاءة تقريبا على مستوى أورا مشرشر حين الضغط على العين مع ملاقط (يتم ذلك خارج من الحل هنا). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع على طول مشرشر أورا (أو أقرب إلى خط الاستواء من العين) مع microscissors وإزالة القرنية والعدسة. ضع الكأس العين في وسائل الإعلام البارد في طبق بتري كبير وكرر نفس الإجراء مع العين الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع شق صغير من أعلى الكوب العين نحو العصب البصري عن طريق الحفاظ على مقص بين شبكية العين والصلبة من اجل الحفاظ على شبكية العين كما سليمة قدر الإمكان. قبضة الصلبة من كلا الجانبين من شق طريق استخدام اثنين من ملاقط وسحب ملاقط بعيدا عن بعضها البعض لفصل شبكية العين. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العصب البصري ومحاولة لعزل شبكية العين مع الحد الأدنى من الاتصال الجسدي إلى السطح البعيدة. سوف RPE فصل في الغالب تلقائيا من شبكية العين أثناء عملية التشريح. هو أكثر أهمية لتجنب اضطراب الميكانيكي للشبكية العين من لأداءتشريح بسرعة، وعادة شبكية العين يمكن تحضين 30 دقيقة على الأقل في حل من دون آثار كبيرة على خصائص الاستجابة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيب شبكية العين على القباب لصاحب العينة (الشكل 1C). تزج الجزء السفلي من صاحب العينة في طبق بيتري مع شبكية العين تشريح. حرك الشبكية، جنبا مبصرة (السطح المحدب للشبكية العين معزولة) صعودا، فوق القبة ورفع صاحب العينة بحيث تعلق شبكية العين على ورقة الترشيح. كرر الإجراء لشبكية العين الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجف لوحة حامل بعناية لمنع تداخل الإشارات الكهربائية بين شبكية العين وكذلك الضوضاء وإشارة تحويلة. حامل العينة ديه O حلقات حول القباب الجزء السفلي لمنع تسرب حل بين الجزء السفلي وأجزاء العليا للحامل وكذلك للمساعدة في العزل الكهربائي من الجانبين مستقبلة للضوء والخلايا العقدية للشبكية العين الفردية. نعلق الجزء العلوي من حامل مع المسامير الأربعة (انظر الشكل 1B) وملء القنوات نضح مع حل نضح باستخدام حقنة وإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل صاحب العينة المقبل للحرارة كتلة المبادلات وربط المدخلات والمخرجات نضح خطوط لصاحب العينة (1D الشكل). توصيل الأقطاب الكهربائية إلى مكبر للصوت أرج (أعلى أقطاب الاتصال على الأرض / ناقص دبوس في مكبر للصوت) ونعلق وحدة مشجعا / السيطرة على حامل العينة باستخدام محول أو الانزلاق وسادة التدفئة في وحدة التحفيز والتشجيع واعتمادا على أي في الجسم الحي ويستخدم نظام أرج. </li></ol> 3. تسجيلات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكوين إعدادات مكبر للصوت والتحفيز باستخدام برنامج نظام في الجسم الحي. ضبط وتيرة اكتساب إلى قيمة تتراوح بين 1 و 10 كيلو هرتز والمنخفضة تمرير تصفية إلى 300 هرتز. لا تستخدم عالية تمرير التصفية. استخدام 60 هرتز (أو 50 هرتز في أوروبا) الشق فلتر إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل خط الأساس دون التحفيز الخفيفة والطرافةح التحفيز خافت (على سبيل المثال، الضوء الأخضر من -35 ديسيبل أو 0.3 MCD SM -2) لاختبار الربط الكهربائي جيد بين الأقطاب وعينة شبكية العين. الانتظار 10-20 دقيقة قبل البدء في جمع البيانات بحيث درجة حرارة الشبكية وظيفة وصول إلى حالة مستقرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار المعلمات التحفيز وفقا لأية تجربة محددة والبدء في جمع البيانات. على سبيل المثال، استخدم الضوء الأخضر من -40 إلى 0 ديسيبل أو من 0.1 إلى 1000 MCD SM -2 لأسرة استجابة ظلامية. استخدام حوالي 2 إلى 3 وحدات سجل أكثر إشراقا ومضات في التسجيلات فوتوبيك حيث لها قضبان ليتم قمعها من قبل ضوء الخلفية (3-30 آلية التنمية النظيفة -2) أو التحقيق فلاش (حوالي 1.3 سم الكادميوم -2 = 1 ديسيبل، انظر الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ومع ذلك، تذكر أن القيم شدة الضوء الدقيق قد يعتمد إلى حد ما على معايرة النظام الخاص بك والظروف التجريبية. وكقاعدة عامة من الإبهام، وشدة على نطاق وبنسبة 5-10 أضعاف مقارنة في الجسم الحي </eم&gt; التسجيلات عند استخدام الضوء الأخضر 17. A غطاء أسود مع فتحات فوق شبكية العين (المدرجة في نظام محول التجاري) يمكن استخدامها للحد من تشتت الضوء في حامل العينة وتسهيل التحفيز متجانس وعلى قدم المساواة على حد سواء شبكية العين من قبل فريق Ganzfeld المجال للالتجارية في الجسم الحي النظم. ملاحظة: للحصول على تسجيلات من شبكية العين الظلام تكييفها، وشدة ومضات الاختبار المستخدمة في التبييض تجربة نموذجية سوى جزء ضئيل من صبغة ذلك أن عدم وجود يحركها RPE تجديد ليست قضية. وبالإضافة إلى ذلك، فقد ثبت سابقا أن مخروط الصباغ تجديد لا تزال تجري في شبكية العين معزولة عن طريق خلية مولر دورة البصرية 20. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما التجارب تستمر عادة من 30 دقيقة تصل إلى عدة ساعات، ومراقبة الانجراف خط الأساس، ومستوى الضجيج والاستقرار استجابة أثناء التجربة على أنها تغييرات في هذه قد يشير إلى مشاكل فنية. ملاحظة: زيادة الضوضاء أو نقصانقد يشير سعة د استجابة فقاعات الهواء في القنوات نضح أو الكهربائي، ودرجة حرارة منخفضة جدا أو مرتفعة، حل تسرب / تسرب أو تشريد شبكية العين. </li></ol> 4. تنظيف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل حامل عينة من خطوط نضح، فتحه ومسح شبكية العين من ورقة الترشيح. إزالة الأقطاب وشطف لهم بالماء المقطر (لا تستخدم الإيثانول). تنظيف حامل العينة (بما في ذلك قنوات نضح) مع الإيثانول و / أو الماء المقطر. تدفق نضح أنابيب بعناية مع&gt; 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف الزجاجة نضح بالماء المقطر (لا تستخدم المنظفات). الإيثانول يمكن أن تستخدم أيضا لتنظيف زجاجة. </li></ol>

<ol>
	<li>Armington, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Electroretinogram. , (1974).</li><li>Einthoven, W., Jolly, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+form+and+magnitude+of+the+electrical+response+of+the+eye+to+stimulation+by+light+at+various+intensities.">The form and magnitude of the electrical response of the eye to stimulation by light at various intensities.</a> Q J Exp Physiol. 1, 43 (1908).</li><li>Granit, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+the+retinal+action+potential+in+mammals+and+their+relation+to+the+discharge+in+the+optic+nerve.">The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve.</a> J. Physiol. 77, 207-239 (1933).</li><li>Penn, R. D., Hagins, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+transmission+along+retinal+rods+and+the+origin+of+the+electroretinographic+a-wave.">Signal transmission along retinal rods and the origin of the electroretinographic a-wave.</a> Nature. 223, 201-204 (1969).</li><li>Stockton, R. A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B-wave+of+the+electroretinogram.+A+reflection+of+ON+bipolar+cell+activity.">B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity.</a> J. Gen. Physiol. 93, 101-122 (1989).</li><li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+linearity+and+kinetics+of+the+cat+retina:+the+bipolar+cell+component+of+the+dark-adapted+electroretinogram.">Response linearity and kinetics of the cat retina: the bipolar cell component of the dark-adapted electroretinogram.</a> Vis. Neurosci. 12, 837-850 (1995).</li><li>Green, D. G., Kapousta-Bruneau, N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dissection+of+the+electroretinogram+from+the+isolated+rat+retina+with+microelectrodes+and+drugs.">A dissection of the electroretinogram from the isolated rat retina with microelectrodes and drugs.</a> Vis. Neurosci. 16, 727-741 (1999).</li><li>Steinberg, R. H., Schmidt, R., Brown, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+responses+to+light+from+cat+pigment+epithelium:+origin+of+the+electroretinogram+c-wave.">Intracellular responses to light from cat pigment epithelium: origin of the electroretinogram c-wave.</a> Nature. 227, 728-730 (1970).</li><li>Wilson, W. S., Shahidullah, M., Millar, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bovine+arterially-perfused+eye:+an+in+vitro+method+for+the+study+of+drug+mechanisms+on+IOP,+aqueous+humour+formation+and+uveal+vasculature.">The bovine arterially-perfused eye: an in vitro method for the study of drug mechanisms on IOP, aqueous humour formation and uveal vasculature.</a> Curr. Eye Res. 12, 609-620 (1993).</li><li>Frank, R. N., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rhodopsin+photoproducts:+effects+on+electroretinogram+sensitivity+in+isolated+perfused+rat+retina.">Rhodopsin photoproducts: effects on electroretinogram sensitivity in isolated perfused rat retina.</a> Science. 161, 487-489 (1968).</li><li>Donner, K., Hemila, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependence+of+rod+photoresponses+from+the+aspartate-treated+retina+of+the+frog+(Rana+temporaria).">Temperature-dependence of rod photoresponses from the aspartate-treated retina of the frog (Rana temporaria).</a> Acta Physiol. Scand. 134, 535-541 (1988).</li><li>Green, D. G., Kapousta-Bruneau, N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+a+new+isolated+rat+retina+preparation.">Electrophysiological properties of a new isolated rat retina preparation.</a> Vision Res. 39, 2165-2177 (1999).</li><li>Hamasaki, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+sodium+ion+concentration+on+the+electroretinogram+of+the+isolated+retina+of+the+frog.">The effect of sodium ion concentration on the electroretinogram of the isolated retina of the frog.</a> J. Physiol. 167, 156-168 (1963).</li><li>Luke, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolated+perfused+bovine+retina--a+sensitive+tool+for+pharmacological+research+on+retinal+function.">The isolated perfused bovine retina--a sensitive tool for pharmacological research on retinal function.</a> Brain Res. Brain Res. Protoc. 16, 27-36 (2005).</li><li>Bastian, B. L., Fain, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+adaptation+in+toad+rods:+requirement+for+an+internal+messenger+which+is+not+calcium.">Light adaptation in toad rods: requirement for an internal messenger which is not calcium.</a> J. Physiol. 297, 493-520 (1979).</li><li>Arden, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage+gradients+across+the+receptor+layer+of+the+isolated+rat+retina.">Voltage gradients across the receptor layer of the isolated rat retina.</a> J. Physiol. 256, 333-360 (1976).</li><li>Vinberg, F., Kolesnikov, A. V., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+ERG+analysis+of+photoreceptors+using+an+in+vivo+ERG+system.">Ex vivo ERG analysis of photoreceptors using an in vivo ERG system.</a> Vision Res. 101, 108-117 (2014).</li><li>Nymark, S., Heikkinen, H., Haldin, C., Donner, K., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+responses+and+light+adaptation+in+rat+retinal+rods+at+different+temperatures.">Light responses and light adaptation in rat retinal rods at different temperatures.</a> J. Physiol. 567, 923-938 (2005).</li><li>Heikkinen, H., Nymark, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cone+photoresponses+obtained+with+electroretinogram+from+the+isolated+retina.">Mouse cone photoresponses obtained with electroretinogram from the isolated retina.</a> Vision Res. 48, 264-272 (2008).</li><li>Wang, J. S., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+alternative+pathway+mediates+the+mouse+and+human+cone+visual+cycle.">An alternative pathway mediates the mouse and human cone visual cycle.</a> Curr. Biol. 19, 1665-1669 (2009).</li><li>Bolnick, D. A., Walter, A. E., Sillman, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Barium+suppresses+slow+PIII+in+perfused+bullfrog+retina.">Barium suppresses slow PIII in perfused bullfrog retina.</a> Vision Res. 19, 1117-1119 (1979).</li><li>Newman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potassium+conductance+block+by+barium+in+amphibian+Muller+cells.">Potassium conductance block by barium in amphibian Muller cells.</a> Brain Res. 498, 308-314 (1989).</li><li>Oakley, B., Katz, B. J., Xu, Z., Zheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+buffering+of+extracellular+potassium+by+Muller+(glial)+cells+in+the+toad+retina.">Spatial buffering of extracellular potassium by Muller (glial) cells in the toad retina.</a> Exp. Eye Res. 55, 539-550 (1992).</li><li>Nymark, S., Haldin, C., Tenhu, H., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+measuring+free+drug+concentration:+retinal+tissue+as+a+biosensor.">A new method for measuring free drug concentration: retinal tissue as a biosensor.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2583-2588 (2006).</li><li>Walter, P., Luke, C., Sickel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibiotics+and+light+responses+in+superfused+bovine+retina.">Antibiotics and light responses in superfused bovine retina.</a> Cell. Mol. Neurobiol. 19, 87-92 (1999).</li><li>Luke, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+safety+profile+of+alkylphosphocholines+in+the+model+of+the+isolated+perfused+vertebrate+retina.">The safety profile of alkylphosphocholines in the model of the isolated perfused vertebrate retina.</a> Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 248, 511-518 (2010).</li><li>Januschowski, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+toxicity+testing+of+VEGF+Trap-Eye+in+an+isolated+perfused+vertebrate+retina+organ+culture+model.">Electrophysiological toxicity testing of VEGF Trap-Eye in an isolated perfused vertebrate retina organ culture model.</a> Acta Ophthalmol. 92, e305-e311 (2014).</li><li>Kolesnikov, A. V., Kefalov, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transretinal+ERG+recordings+from+mouse+retina:+rod+and+cone+photoresponses.">Transretinal ERG recordings from mouse retina: rod and cone photoresponses.</a> J Vis Exp. , (2012).</li><li>Koskelainen, A., Hemila, S., Donner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+sensitivities+of+short-+and+long-wavelength+sensitive+cone+mechanisms+in+the+frog+retina.">Spectral sensitivities of short- and long-wavelength sensitive cone mechanisms in the frog retina.</a> Acta Physiol. Scand. 152, 115-124 (1994).</li><li>Lyubarsky, A. L., Falsini, B., Pennesi, M. E., Valentini, P., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UV-+and+midwave-sensitive+cone-driven+retinal+responses+of+the+mouse:+a+possible+phenotype+for+coexpression+of+cone+photopigments.">UV- and midwave-sensitive cone-driven retinal responses of the mouse: a possible phenotype for coexpression of cone photopigments.</a> J. Neurosci. 19, 442-455 (1999).</li><li>Lyubarsky, A. L., Daniele, L. L., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+candelas+to+photoisomerizations+in+the+mouse+eye+by+rhodopsin+bleaching+in+situ+and+the+light-rearing+dependence+of+the+major+components+of+the+mouse+ERG.">From candelas to photoisomerizations in the mouse eye by rhodopsin bleaching in situ and the light-rearing dependence of the major components of the mouse ERG.</a> Vision Res. 44, 3235-3251 (2004).</li><li>Azevedo, A. W., Rieke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+protocols+alter+phototransduction:+the+implications+for+retinal+processing+at+visual+threshold.">Experimental protocols alter phototransduction: the implications for retinal processing at visual threshold.</a> J. Neurosci. 31, 3670-3682 (2011).</li><li>Carter-Dawson, L. D., LaVail, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rods+and+cones+in+the+mouse+retina.+I.+Structural+analysis+using+light+and+electron+microscopy.">Rods and cones in the mouse retina. I. Structural analysis using light and electron microscopy.</a> J. Comp. Neurol. 188, 245-262 (1979).</li><li>Fain, G. L., Matthews, H. R., Cornwall, M. C., Koutalos, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptation+in+vertebrate+photoreceptors.">Adaptation in vertebrate photoreceptors.</a> Physiol. Rev. 81, 117-151 (2001).</li><li>Calvert, P. D., Strissel, K. J., Schiesser, W. E., Pugh, E. N., Arshavsky, V. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-driven+translocation+of+signaling+proteins+in+vertebrate+photoreceptors.">Light-driven translocation of signaling proteins in vertebrate photoreceptors.</a> Trends Cell Biol. 16, 560-568 (2006).</li><li>Schneeweis, D. M., Schnapf, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+photovoltage+of+macaque+cone+photoreceptors:+adaptation,+noise,+and+kinetics.">The photovoltage of macaque cone photoreceptors: adaptation, noise, and kinetics.</a> J. Neurosci. 19, 1203-1216 (1999).</li><li>Heikkinen, H., Vinberg, F., Nymark, S., Koskelainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesopic+background+lights+enhance+dark-adapted+cone+ERG+flash+responses+in+the+intact+mouse+retina:+a+possible+role+for+gap+junctional+decoupling.">Mesopic background lights enhance dark-adapted cone ERG flash responses in the intact mouse retina: a possible role for gap junctional decoupling.</a> J. Neurophysiol. 105, 2309-2318 (2011).</li><li>Gouras, P., MacKay, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+in+amplitude+of+the+human+cone+electroretinogram+with+light+adaptation.">Growth in amplitude of the human cone electroretinogram with light adaptation.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 30, 625-630 (1989).</li><li>Peachey, N. S., Goto, Y., al-Ubaidi, M. R., Naash, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+the+mouse+cone-mediated+electroretinogram+during+light+adaptation.">Properties of the mouse cone-mediated electroretinogram during light adaptation.</a> Neurosci. Lett. 162, 9-11 (1993).</li></ol>

جامعة واشنطن في سانت لويس لديها اتفاق ترخيص مع Xenotec، وشركة قد تتلقى إتاوة من بيع محول خارج الحي.

<html> علينا أن نظهر هنا الخطوات الحاسمة للحصول على جودة عالية السابقين التسجيلات الحية أرج في وقت واحد من اثنين من شبكية العين الماوس المعزولة باستخدام المكونات في الجسم الحي نظام أرج جنبا إلى جنب مع فيفو السابقين أرج محول. في هذه الدراسة نحن perfused لكلا شبكية العين من الحيوان مع نفس الحل (إما أميس &quot;، لوك أو قارع الأجراس) ولكن من الممكن أيضا أن يروي كل شبكية العين مع حل مختلف على سبيل المثال، لأغراض الاختبار المخدرات. أهم الخطوات للحصول على بيانات عالية الجودة يحمون من الضجيج الكهرومغناطيسي، وتشريح دقيق لشبكية العين وثابتة وتدفق نضح السريع نسبيا باستخدام متقدمة مبنية خصيصا صاحب العينة، والقيام بجميع إجراءات إعداد العينة تحت الحمراء خافت (أو IR) ضوء. الطريقة الموصوفة هنا يسمح استخدام الفوري لكل من شبكية العين والاستخدام المزدوج للفي الجسم الحي أرج الإعداد لأداء في الجسم الحي وخارج الحي تسجيلات أرج. _content &quot;&gt; وخارج الحي أرج حامل العينة مبنية خصيصا صممت مؤخرا من قبلنا 17، والآن متاحة تجاريا، ويحسن SNR عن طريق العزل الكهربائية كفاءة القريبة والبعيدة أجزاء من شبكية العين ويحسن تدفق نضح فوق (سعر الصرف حل ارتفاع شبكية العين .) يسمح غياب بطيئة مكونات الضوضاء تردد في إشارة خارج الحي أرج التحليل الكمي حتى من الردود صغيرة جدا ومع ذلك، وجدنا أن التسجيل خارج الجسم الحي هو أكثر عرضة للتدخل من ضجيج خط AC-الطاقة (60 هرتز في الولايات المتحدة؛ 50 هرتز في أوروبا) مما كانت عليه في التجارب المجراة. هذا الضجيج بالإضافة إلى إشارة بشكل رئيسي من خلال خط التروية، ويمكن إزالتها في الغالب السلامة (والتأريض) جميع مكونات التروية (زجاجة والأنابيب) المقيمين خارج قفص فاراداي أو فريق Ganzfeld المجال وبالإضافة إلى ذلك، في بعض الأحيان 60 هرتز الضوضاء يقترن إلى خارج الجسم الحي إشارة أرج من خلال المبادل الحراري ويمكن أيضا إزالة هذه الضوضاء عن طريق التأريض. &lt;/ P&gt; نحن لشرح كيفية إزالة مكونات إشارة أرج محددة عن طريق إضافة حاصرات الدوائية في نضح خلال التجربة السماح تشريح وظيفة من أنواع مختلفة من الخلايا في نفس شبكية العين / تجربة مع ثلاثة مختلف وسائل الاعلام نضح الفسيولوجية (الشكل 2). أظهرت دراسة حديثة أن اختيار وسائل الاعلام نضح يؤثر فسيولوجيا مستقبلة للضوء في تسجيلات خلية واحدة (32). نحن هنا تستخدم أميس &quot;، لوك و&quot; وسائل الاعلام HEPES-قارع الأجراس &quot;لتسجيل استجابات فلاش الظلام تكييفها في غياب وجود الكواشف الدوائية تهدف إلى عزل المكون مبصرة للإشارة أرج (الشكل 2). أعطت الحلول مخزنة بيكربونات أكبر سعة A و B موجة، وتصل إلى 1 بالسيارات. مبصرة خافت الردود فلاش تحت المتوسطة لوك مع حاصرات الواردة الموجي الانتعاش معقدة (انظر أقحم من الشكل 2D) التي لم يكن ينظر مع AmesR17؛ أو قارع الأجراس الارواء. عند استعمال خارج الحي أرج يصبح تكييفها من قبل المزيد من مختبرات أنه سيكون من المفيد استخدام وسائل الإعلام نضح نفسها والأساليب القياسية لعزل مكونات إشارة مختلفة. في هذه المرحلة يبدو أن الخيار الأكثر تنوعا هو أميس &quot;المتوسطة لأنها تعطي أ ب الموجة سعة مستقرة وكبيرة. وبالإضافة إلى ذلك، فإن الاستجابة مبصرة، دواء معزولة في هذا الحل، ويبدو ان هناك الموجي بسيط يذكرنا التي سجلت من خلايا مستقبلة للضوء واحدة (الشكل 2E). ومع ذلك لا تزال هناك بعض الأسئلة المفتوحة حول وجود عناصر إشارة أرج أخرى لوحظ في ظل ظروف في الجسم الحي. على سبيل المثال، في المجراة سابقا ظروفنا تسجيل لم نر إمكانات متذبذبة بارزة، 100 - 150 هرتز الموجات المتذبذبة التي لوحظت عادة في مرحلة طلوع ب الموجة لفي الجسم الحي أرج استجابة. بالتالي فمن الممكن أن وظيفة الشبكية الداخلية في منطقتنا خارج الجسم الحي </eتم المساس م&gt; الظروف على الرغم كبيرة خارج الحي ب موجات تورط القابلة للحياة على وظيفة خلايا القطبين. ينبغي أن الدراسات المستقبلية لحل ما إذا كان إدخال تعديلات على البروتوكولات التجريبية هو موضح هنا (التشريح، ونضح الخ) من شأنه أن يسمح لنا لتسجيل الإمكانات متذبذبة في ظل ظروف خارج الحي. وظيفة مخروط أمر حيوي لرؤيتنا. ومع ذلك، يتم إعاقة التحقيق في الأقماع التي كتبها صغر حجمها وقلة خصوصا في الماوس شبكية العين 33. عزل وظيفة مخروط تعقيدا في الماوس أرج التسجيلات بسبب تعرض M-الأقماع وقضبان حساسيات الطيفية متطابقة تقريبا 30. البروتوكولات القياسية الاستفادة من العديد من الفرق وحدة سجل بين قضيب ومخروط الحساسيات باستخدام ضوء خلفية قمع قضيب. ولكن من المعروف ضوء خلفية ثابتة لتوعي قضبان 34،35 وتؤثر على وظيفة مخروط ربما من خلال تعديل الفجوة موصلي اقتران بين قضبان ومخاريط &lt;سوب&gt; 36،37. وبالتالي، فمن الصعب العثور على شدة الضوء الخلفية الذي هو مشرق بما فيه الكفاية للحفاظ على قضبان المشبعة دون أن يؤثر ذلك المخاريط. نحن هنا لشرح طريقة فلاش مزدوج البديل الذي يستفيد من كل من أقل حساسية وحركية الانتعاش بشكل أسرع من المخاريط 19،29،30. بهذه الطريقة أنه من الأسهل لعزل الردود بوساطة مخروط داكنة تكييفها حقا. لاحظنا أنه في أميس &quot;أو حلول لوك دون أي معوقات، وتفاصيل الموجي الانتعاش تأثرت إلى حد ما خلال التجربة عن طريق استخدام مشرق التحقيق واختبار ومضات. هذا تعقيد التحليل الطرح لعزل الردود مخروط. ومع ذلك، إزالة المكون الدبقية التي كتبها الباريوم ساعد على تحقيق الاستقرار في ذيل الردود مشيرا إلى أن التباين يرجع إلى عنصر الخلية مولر. وبهذه الطريقة كان من الممكن الحصول على استجابات مدفوعة مخروط الظلام تكييفها في WT الفئران (الشكل 3). ردود مخروط المعزولة فلاش مزدوجتقنية من WT الفئران ظهرت أصغر بالمقارنة مع تلك التي تم تسجيلها من WT الفئران باستخدام ضوء الخلفية لقمع النشاط قضيب 17،37. هذا الاختلاف يمكن تفسير تأثير-تتميز بشكل جيد للضوء الخلفية التي ببطء (في غضون 10 دقيقة) يعزز سعة استجابة مخروط ربما يرجع ذلك إلى إزالة قمع بوساطة قضيب الردود مخروط 37-39. وباختصار، فإن الأسلوب هو موضح هنا يجعل الممكنة التسجيلات خارج الحي الكهربية لدراسة وظيفة شبكية العين. في المستقبل، ونحن نأمل أن العديد من المختبرات ستتكيف مع هذا سيلة قوية لدراسة علم وظائف الأعضاء وعلم الأمراض من شبكية العين الحيوانية والبشرية وتطوير فهمنا من وظيفة الشبكية وتطوير علاجات أفضل للعمى الأمراض.

مخطط كهربية (أرج) هي تقنية راسخة والتي يمكن استخدامها لتسجيل النشاط الكهربائي للشبكية العين الناجم عن الضوء. يتم إنشاء إشارة أرج أساسا من تغيرات الجهد الناجم عن التيارات شعاعي (على طول محور مبصرات وخلايا ثنائية القطب) المتدفقة في الفضاء خارج الخلية مقاوم للشبكية. وسجلت أول إشارة أرج في عام 1865 من قبل هولمغرين من سطح العين الأسماك 1. آينتهوفن وجولي 1908 2 تقسيم استجابة ERG إلى ظهور الضوء إلى ثلاث موجات مختلفة، ودعا أ، ب، ج-الأمواج، والتي هي معروفة الآن لتعكس أساسا على نشاط خلايا مستقبلة للضوء، ON خلايا ثنائية القطب، والظهارة الصبغية الخلايا على التوالي 3-8. أرج يمكن تسجيلها من عيون الحيوانات تخدير أو البشر (في الجسم الحي)، من إعداد معزولة العين 9، عبر شبكية العين سليمة المعزولة (خارج الجسم الحي) 3،10-15 أو عبر طبقات الشبكية محددة مع الميكروية (المحليةأرج) 4،16. هذه، في الجسم الحي أرج حاليا الوسيلة الأكثر استخداما على نطاق واسع لتقييم وظيفة الشبكية. وهو أسلوب موسع التي يمكن استخدامها لأغراض التشخيص أو لمتابعة تطور أمراض شبكية العين في الحيوانات أو المرضى. ومع ذلك، في الجسم الحي تسجيلات أرج تنتج إشارة معقدة مع العديد من المكونات متداخلة، غالبا ما تكون ملوثة بسبب الضوضاء خارج العين الفسيولوجية (على سبيل المثال، في التنفس ونشاط القلب). أرج المحلية يمكن استخدامها لتسجيل إشارة عبر طبقات محددة من شبكية العين ولكنه هو الأكثر الغازية ويحتوي على نسبة أدنى إشارة إلى الضوضاء (SNR) بالمقارنة مع تكوينات أخرى تسجيل أرج. أرج المحلي هو أيضا يتطلب تقنية عالية وتتطلب معدات مكلفة (على سبيل المثال، المجهر وmicromanipulators). Transretinal أرج من سليمة، وشبكية العين معزولة (خارج الحي أرج) تقدم حلا وسطا بين في الجسم الحي وطرق أرج المحلية السماح مستقرة والمهزومةالتسجيلات ح SNR من شبكية العين سليمة من الحيوانات أو البشر 17. في الآونة الأخيرة، وقد استخدمت هذه الطريقة بنجاح لدراسة قضيب والمخروط مبصرة وظيفة في الثدييات، الرئيسيات والإنسان شبكية العين 18-20. بالإضافة إلى ذلك، نظرا لعدم وجود الظهارة الصبغية في شبكية العين خارج الحي، تتم إزالة عنصر ج الموجة الإيجابية للإشارة أرج وكشف سلبي بطيئة مكون PIII بارز في خارج الحي التسجيلات. وقد تبين المكون PIII بطيء أن تنشأ من نشاط الخلايا الدبقية مولر في شبكية العين 21-23. وبالتالي، يمكن أن تستخدم أيضا خارج الحي طريقة أرج لدراسة الخلايا مولر في الشبكية سليمة. وقد أظهرت العديد من الدراسات يمكن أن تستخدم أيضا أن خارج الجسم الحي تسجيلات أرج لقياس تركيز كلاء الدوائية في جميع أنحاء شبكية العين 24 واختبار سلامة وفعالية الأدوية 25-27. هم تجارية متعددة في أنظمة الجسم الحي المتاحة وتستخدم في العديد من المختبرات التي ليس لها بالضرورة خلفية الكهربية واسعة النطاق. في المقابل، والأجهزة فيفو السابقين لم تكن متاحة حتى وقت قريب 17 ونتيجة لذلك إلا عدد قليل جدا من المختبرات تجري حاليا الاستفادة من هذه التقنية قوية. وسيكون من المفيد لجعل التسجيلات خارج الحي أرج متاحة لمزيد من المختبرات من أجل المضي قدما معرفتنا علم وظائف الأعضاء وعلم الأمراض شبكية العين، وإلى تطوير علاجات جديدة للأمراض المسببة للعمى. علينا أن نظهر هنا جهاز بسيط وبأسعار معقولة خارج الحي أرج 17 وإظهار كيف يمكن أن تستخدم في تركيبة مع عدة متاحة تجاريا في أنظمة الجسم الحي أرج لتسجيل إشارات rod- وبوساطة مخروط (أ ب موجات) وظيفة خلايا مولر (بطيء PIII) من سليمة من النوع البري شبكية العين الماوس.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>In vivo ERG system</td>
			<td>OcuScience</td>
			<td>HMsERG</td>
			<td><a href="http://www.ocuscience.us/id77.html">www.ocuscience.us/id77.html</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>In vivo ERG system</td>
			<td>LKC Technologies</td>
			<td>UTAS-E 3000</td>
			<td><a href="http://www.lkc.com/products/UTAS/bigshot.html">www.lkc.com/products/UTAS/bigshot.html</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ex vivo adapter</td>
			<td>OcuScience</td>
			<td>Ex VIVO ERG adapter</td>
			<td><a href="http://www.ocuscience.us/id107.html">www.ocuscience.us/id107.html</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td>North Central Instruments</td>
			<td>Leica M80</td>
			<td><a href="http://www.ncimicro.com/store/ListProduct.asp?bSub=T&amp;idCategory=27">May use any brand</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IR emitter</td>
			<td>Opto Diode Corp.</td>
			<td>OD-50L</td>
			<td><a href="http://www.optodiode.com/">www.optodiode.com</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prowler Night Vision Scopes</td>
			<td>B.E. Meyers Electro Optics</td>
			<td>D4300-I</td>
			<td>Military grade product.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red filter</td>
			<td>Rosco Laboratories</td>
			<td>Roscolux #27 Medium Red</td>
			<td>May be used instead of IR system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red head light</td>
			<td>OcuScience</td>
			<td>ERGX011</td>
			<td><a href="http://www.ocuscience.us/catalog/i29.html">www.ocuscience.us/catalog/i29.html</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscissors</td>
			<td>WPI, Inc.</td>
			<td>500086</td>
			<td><a href="http://www.wpiinc.com/">www.wpiinc.com/</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont tweezers #5</td>
			<td>WPI, Inc.</td>
			<td>14101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor blades</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72000</td>
			<td><a href="http://www.emsdiasum.com/">www.emsdiasum.com</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>Metler Toledo</td>
			<td>AB54-S/FACT</td>
			<td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">May use any brand</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter and electrode</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>pHI 350</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">May use any brand</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>60129</td>
			<td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">May use any brand</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>63020</td>
			<td>1.0 M solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>21114</td>
			<td>1.0 M solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>431788</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6297</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ames medium</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A1420</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B0750</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DL-AP4</td>
			<td>Tocris Bioscience</td>
			<td>101</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Succinic acid disodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>224731</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G2834</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-(+)-Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7528</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz culture medium L-15</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>L4386</td>
			<td>May use any brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM vitamins</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M6895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM amino acids</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M5550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbogen</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN3156</td>
			<td>5% CO2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous ex vivo functional testing of two retinas by in vivo electroretinogram system

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

سجلنا الردود فلاش من الظلام تكييفها البرية من نوع (WT) C57BL / 6 شبكية العين الماوس عن طريق اتباع البروتوكولات التجريبية المذكورة أعلاه وموضح في الشكل 1 باستخدام مختلف الحلول نضح القياسية (الشكل 2). ويبدو أن الطول الموجي استجابة وحركية وكذلك حساسية المستقبلات الضوئية قضيب مماثلة في أميس &quot;وسائل الإعلام لوك (الشكل 2A و B). من ناحية أخرى، تحت HEPES مخزنة حل قارع الأجراس (لا بيكربونات أو 5٪ CO 2/95٪ O 2) سعة الاستجابة كانت أصغر بكثير. كما وجدنا أنه في هذه الظروف تعرض للخطر الاستقرار ب الموجة. إزالة مضيفا 40 ميكرومتر APB (DL-AP4) إيجابية ب الموجة بكفاءة في جميع وسائل الإعلام الثلاث (أرقام 2D-F). إزالة ب الموجة كشفت بطيئة موجة سلبية كبيرة (الشكل 2D) التي نسبت إلى نشاط الخلايا مولر 21. بإضافة 100 &amp;# 956؛ M من الباريوم إلغاء هذا المكون، وكشف عن استجابة مستقبلة للضوء من خارج الحي ERG إشارة (أرقام 2D-F). نحن يمكن تسجيل ما يصل إلى 1 ردود مبصرة بالسيارات المشبعة في أميس &quot;ولوك بينما كانت أقصى قدر من الردود عادة حوالي 200 μV تحت قارع الأجراس الارواء. وقد تم عزل ردود مبصرة مخروط من قبل ما يسمى تقنية فلاش مزدوج حيث يتبع التحقيق مضة مشرقة تشبع قضبان من خلال اختبار فلاش في وقت استعادت المخاريط دولتهم الظلام تكييفها ولكن تظل قضبان مشبعة 19،29. نحن هنا معزولة بوساطة مخروط الردود أرج (التي تحتوي على كل من أ و ب الموجة) في وسائل الإعلام أميس &quot;تستكمل مع 100 ميكرومتر من الباريوم ولكن ليس DL-AP4 باستخدام تقنية فلاش مزدوجة (الشكل 3). تم استخدام الباريوم لإزالة مكون الدبقية البطيء الذي ظهر لجعل جزء تأخر الردود المزيد من متغير خصوصا أثناء الاستخدام المتكرر لمشرقار ومضات. استخدمنا التحقيق فلاش المستمر لتشبع قضبان ومضات اختبار متغير 300 ميللي ثانية بعد فلاش التحقيق إلى الحصول على ردود مخروط. ويرد الأسرة استجابة مخروط الحصول عليها عن طريق طرح استجابة فلاش المسبار من &quot;مسبار + اختبار فلاش&quot; الردود في الشكل 3B. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/52855/52855fig1.jpg" /> الشكل 1. استخدام خارج الحي أرج صاحب العينة. (A) ملء قنوات القطب والمتصاعدة من الأقطاب الكهربائية. (B) اختبار لصاحب العينة تجميعها قبل تشريح عن طريق قياس المقاومة والجهد بين أزواج الكهربائي. (C) تركيب من شبكية العين على ورقة الترشيح في حامل العينة. (D) صاحب العينة متصلا خطوط نضح ومكبر للصوت أرج في أرج سي التجاريالجذعية. يشار إلى مسار تدفق نضح بها السهام الزرقاء. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52855/52855fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/52855/52855fig2.jpg" /> الرقم الأسر استجابة 2. فلاش المسجلة من شبكية العين الظلام تكييفها WT الماوس مع perfused لوك (A)، أميس &#39;(B)، وHEPES مخزنة الرنين (C) متوسطة. سلمت ومضات 3، 40، 130، 390 و 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -36 إلى -9 ديسيبل أو -3.6 إلى -0.9 سجل (الكادميوم SM -2) الضوء الأخضر (530 نانومتر)). آثار سوداء في (DF) عرض الردود المسجلة من شبكية العين في (AC) بعد إضافة 40 ميكرومتر APB و 100 ميكرومتر الباريوم. آثار حمراء اللون في (D) عرض الردود المسجلة من شبكية العين في (A)<html> مع perfused لوك تستكمل مع 40 ميكرومتر APB لكن ليس الباريوم. يظهر أقحم الردود على الأكثر خفوت ومضات ثلاثة في وسائل الإعلام لوك تحتوي على APB والباريوم. وتراوحت ومضات من 7 إلى 14000 الفوتونات ميكرون -2 (من -32 إلى 1 الضوء الأخضر ديسيبل) في (D)، في الفترة من 3 إلى 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -36 إلى -9 ديسيبل الضوء الأخضر) في (E)، والفترة من 7 إلى 1400 الفوتونات ميكرون -2 (من -32 إلى -9 ديسيبل الضوء الأخضر) في (F). رؤية Vinberg وآخرون. 2014 17 وLyubarsky وآخرون. 1999 30 و 2004 31 للاطلاع على تفاصيل تحويل الطاقة مضيئة فوتوبيك بالنظر في مؤتمر نزع السلاح SM -2 إلى الفوتونات ميكرون -2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52855/52855fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> تحميل / 52855 / 52855fig3.jpg &quot;/&gt; الرقم 3. عزل ردود مخروط مع طريقة فلاش مزدوج في WT الماوس. (A) استجابة للتحقيق فلاش (14،000 الفوتونات ميكرون -2 أو 1 ديسيبل الضوء الأخضر والأسود) واستجابة للتحقيق فلاش يليه اختبار فلاش (81،000 الفوتونات ميكرون -2 أو 9 الضوء الأخضر ديسيبل، أحمر). (B) ردود فلاش مخروط لاختبار ومضات تتراوح ما بين 360 إلى 81000 الفوتونات ميكرون -2 (-14 إلى 10 الضوء الأخضر ديسيبل) معزولة عن طريق طرح استجابة التحقيق فلاش من &quot; مسبار + اختبار فلاش &quot;استجابة. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52855/52855fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System at JoVE.com

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

متزامنة<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; اختبار وظيفي اثنين من شبكية العين من قبل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; نظام مخطط كهربية

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

simultaneous-ex-vivo-functional-testing-two-retinas-vivo

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

9.1K Views.  Washington University in St. Louis. Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Video: Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

ترنسفكأيشن من خلايا الشبكية بواسطة الماوس العقدة في الجسم الحي Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

تصوير الأعصاب وظيفية عن طريق الموجات فوق الصوتية تعطيل حاجز الدم في الدماغ والتصوير بالرنين المغناطيسي المنغنيز معززة لل

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of existing mouse lines for genetic cell lineage tracing: a tamoxifen-inducible Cre line and a Cre reporter line expressing dsRed upon Cre-mediated recombination. By using a relatively low level of tamoxifen, we were able to induce recombination in a small number of cells, permitting us to follow individual cell divisions. Additionally, we observed the transcriptional response to Sonic Hedgehog (Shh) signaling using an Olig2-eGFP transgenic line 1-3 and we monitored formation of cilia by infecting the cultured slice with virus expressing the cilia marker, Sstr3-GFP 4. In order to image the neuroepithelium, we harvested embryos at E8.5, isolated the neural tube, mounted the neural slice in proper culturing conditions into the imaging chamber and performed time-lapse confocal imaging. Our ex vivo live imaging method enables us to trace single cell divisions to assess the relative timing of primary cilia formation and Shh response in a physiologically relevant manner. This method can be easily adapted using distinct fluorescent markers and provides the field the tools with which to monitor cell behavior in situ and in real time.

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

Here we develop the tools necessary for ex vivo live imaging to trace single cell divisions in the mouse E8.5 neuroepithelium

فيفو السابقين التصوير لايف من الانقسامات الخلوية واحدة في الظهارة العصبية ماوس

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of ...

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their close-to-surface positioning facilitates microscopic imaging of skin nerve endings in living intact animal. Using multiphoton microscopy, it is possible to obtain fine images overcoming the problem of strong light scattering of the skin tissue. Reporter transgenic mice that express EYFP under the control of Thy-1 promoter in neurons (including periphery sensory neurons) are well suited for the longitudinal studies of individual nerve endings over extended periods of time up to several months or even life-long. Furthermore, using the same femtosecond laser as for the imaging, it is possible to produce highly selective lesions of nerve fibers for the studies of the nerve fiber restructuring. Here, we present a simple and reliable protocol for longitudinal multiphoton in vivo imaging and laser-based microsurgery on mouse skin nerve endings.

In Vivo Two-Photon Microscopy of Single Nerve Endings in Skin

The protocol for dynamic longitudinal imaging and selective laser lesion of nerve endings in reporter transgenic mice is presented.&#160;

في فيفو الميكروسكوب ثنائي الفوتون من النهايات العصبية في الجلد واحدة

Nerve endings in skin are involved in physiological processes such as sensing1 as well as in pathological processes such as neuropathic pain2. Their ...

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are tightly regulated, affecting the final dynamics of protein abundance. Various regulatory mechanisms exist at the translation step, rendering mRNA levels alone an unreliable indicator of gene expression. In addition, local regulation of mRNA translation has been particularly implicated in neuronal functions, shifting &#39;translatomics&#39; to the focus of attention in neurobiology. The presented method can be used to bridge transcriptomics and proteomics.
Here we describe essential modifications to the technique of polyribosome fractionation, which interrogates the translatome based on the association of actively translated mRNAs to multiple ribosomes and their differential sedimentation in sucrose gradients. Traditionally, working with in vivo samples, particularly of the central nervous system (CNS), has proven challenging due to the restricted amounts of material and the presence of fatty tissue components. In order to address this, the described protocol is specifically optimized for use with minimal amount of CNS material, as demonstrated by the use of single mouse spinal cord and brain. Briefly, CNS tissues are extracted and translating ribosomes are immobilized on mRNAs with cycloheximide. Myelin flotation is then performed to remove lipid rich components. Fractionation is performed on a sucrose gradient where mRNAs are separated according to their ribosomal loading. Isolated fractions are suitable for a range of downstream assays, including new genome wide assay technologies.

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

This protocol illustrates essential modifications of polyribosome fractionation in order to study the translatome of in vivo CNS samples. It allows global assessment of translation and transcription regulation through the isolation and comparison of total RNA to ribosome bound RNA fractions.

في الجسم الحي الاستجواب من النظام العصبي المركزي Translatome بواسطة Polyribosome تجزئة

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

فيفو السابقين الاستعدادات للالميكعي الجهاز سليمة والإكسسوار الشم لمبة

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

في وقت واحد ثنائي الفوتون<em&gt; في فيفو</em&gt; تصوير متشابك المدخلات والأهداف بعد المشبكي في اللحاء ماوس خلف الطحال

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

فيفو السابقين علم البصريات الوراثي تشريح الدوائر الخوف في الدماغ شرائح

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

في فيفو اثنين-فوتون تصوير الخلايا العصبية القشرية في الفئران حديثي الولادة

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in assessing neuromuscular function. Chronic recording of EMG activity reflecting a muscle&#8217;s reinnervation status after nerve injury has been limited, due to the invasive nature of traditional EMG recording techniques. In this regard, an implantable system is designed for long-term, in vivo EMG recording and nerve stimulation. It has been applied and tested in a study on reinnervation of laryngeal muscles. This system consists of 1) two bipolar electrode nerve cuffs and leads for stimulating each of two nerves: the recurrent laryngeal nerve (RLN) and internal branch of the superior laryngeal nerve (SLN); 2) two EMG recording electrodes and leads for each of the two laryngeal muscles: posterior cricoarytenoid (PCA) muscle and thyroarytenoid-lateral cricoarytenoid (TA-LCA) muscle complex; and 3) a skin receptacle interfacing all implanted lead terminals to an external recording preamplifier and stimulator using a connection cable. The wire leads are Teflon-coated, multi-filament, type 316 stainless steel. They are coiled and can stretch during body movement of the awake animal to prevent lead breakage and electrode migration. This system is implanted during an aseptic surgery. Afterwards, baseline EMG recordings are performed before the RLN is transected in the second surgery to study muscle reinnervation. Throughout the study, multiple physiological sessions are conducted in the anesthetized animal to obtain evoked and spontaneous EMG activity that reflects the reinnervation status of laryngeal muscles. The system is compact, free of infection over the course of the study, and highly durable. This implantable system can provide a reliable platform for research in which long-term recording or nerve stimulation is required in an anesthetized or freely moving animal.&#160;

Presented here is a protocol for the manufacturing of an implantable system for in vivo chronological recording of evoked and spontaneous electromyographic potentials. The system is applied to the investigation of reinnervation of laryngeal muscles following nerve injury. &#160;&#160;

نظام قابل للزرع للمزمن في التصوير الكهربائي فيفو

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...