JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يفصل هذا البروتوكول استخدام طريقة الاستخراج بمساعدة الميكروويف القائمة على البوليول لاستخراج المركبات الفينولية ومضادات الأكسدة الطبيعية ، مما يمثل نهجا عمليا ومستداما بيئيا لتطوير مستخلصات جاهزة للاستخدام.

Abstract

اكتسب استخدام البوليولات كمذيبات خضراء لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيا من المواد النباتية الانتباه بسبب سلامتها وسلوكها الخامل مع المواد الكيميائية النشطة بيولوجيا في النبات. تستكشف هذه الدراسة الاستخراج المستدام للمركبات الفينولية ومضادات الأكسدة الطبيعية من جلد القهوة الفضي باستخدام طريقة الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE) مع المذيبات القائمة على البوليول: الجلسرين ، البروبيلين غليكول (PG) ، البوتيلين غليكول (BG) ، ميثيل بروبانديول (MPD) ، الأيزوبنتيلديول (IPD) ، البنتيلين جلايكول ، 1،2-هيكسانيديول ، وهيكسيلين جليكول (HG). تم إجراء تحليل مقارن على مستخلصات المذيبات التقليدية وغير التقليدية ، مع التركيز على تأثيرها على المركبات النشطة بيولوجيا من MAE ، بما في ذلك معلمات مثل المحتوى الفينولي الكلي (TPC) ، ومحتوى الفلافونويد الكلي (TFC) ، والأنشطة المضادة للأكسدة مثل مقايسة كسح الجذور 1،1-ثنائي فينيل -2-بيكريل هيدرازيل (DPPH) ، ومقايسة الكسح الجذري 2،2-azino-bis (-3-ethylbenzothiazoline-6-sulphonic acid) (ABTS) ، ومقايسة قوة مضادات الأكسدة المختزلة للحديك (FRAP). لوحظت أعلى القيم ل TPC مع استخلاص مائي-1،2-هيكسانيديول (52.0 ± 3.0 ملغ GAE / g عينة) ، TFC مع استخلاص مائي -1،2-هيكسانيديول (20.0 ± 1.7 ملغ QE / g عينة) ، DPPH مع استخراج مائي HG (13.6 ± 0.3 ملغ TE / g عينة) ، ABTS مع استخراج غليكول البنتيلين المائي (8.2 ± 0.1 ملغ TE / g عينة) ، و FRAP مع استخراج مائي HG (21.1 ± 1.3 ملغ الحديد (II) E / g عينة). يهدف هذا البحث إلى تطوير تكنولوجيا الاستخراج الصديقة للبيئة من خلال مكونات النباتات الطبيعية ، وتعزيز الاستدامة من خلال تقليل استخدام المواد الكيميائية الخطرة مع تقليل الوقت واستهلاك الطاقة ، مع التطبيقات المحتملة في مستحضرات التجميل.

Introduction

في الوقت الحاضر ، هناك اتجاه عالمي نحو الوعي البيئي في صناعة التجميل ، مما دفع الشركات المصنعة إلى التركيز على التكنولوجيا الخضراء لاستخراج مكونات النبات باستخدام بدائل مستدامة1. عادة ، يتم استخدام المذيبات التقليدية مثل الإيثانول والميثانول والهكسان لاستخراج المكونات الفينولية النباتية ومضادات الأكسدة الطبيعية2. ومع ذلك ، فإن وجود بقايا المذيبات داخل المستخلصات النباتية يشكل خطرا محتملا على صحة الإنسان ، مما يؤدي إلى تهيج الجلد والعين3 ، لا سيما فيما يتعلق بالتطبيق المقصود في مستحضرات التجميل. وبالتالي ، من الصعب التخلص من بقايا المذيبات هذه من المستخلصات ، وهي عملية تتطلب استثمارات كبيرة في الوقت والطاقة والموارد البشرية4. في الآونة الأخيرة ، ظهرت المياه شديدة السخونة والسوائل الأيونية والمذيبات سهلة الانصهار العميقة والمذيبات المشتقة بيولوجيا كنهج واعدة لاستخراج المذيبات الخضراء5. ومع ذلك ، لا يزال استخدامها محدودا بفصل المنتج في العمليات المائية. لمواجهة هذه التحديات ، يبرز تطوير المستخلصات الجاهزة للاستخدام كحل قابل للتطبيق6.

غالبا ما تستخدم البوليولات في تركيبات مستحضرات التجميل كمرطبات بسبب قطبية جيدة وقدرتها على الاحتفاظ بالرطوبة من البيئة7. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام البوليولات مثل الجليسرين ، البروبيلين غليكول ، بوتيلين جلايكول ، ميثيل بروبانديول ، إيزوبنتيلديول ، بنتيلين جلايكول ، 1،2-هيكسانيديول ، وهيكسيلين جلايكول لاستخراج النباتات. تعتبر مذيبات غير سامة وقابلة للتحلل البيولوجي وصديقة للبيئة وغير تفاعلية وآمنة للاستخدام في استخراج النبات8. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن تتحمل البوليولات الحرارة المتولدة أثناء الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE) بسبب نقاط الغليان المرتفعة والقطبية9. يتم التعرف على هذه البوليولات بشكل عام كمواد كيميائية آمنة (GRAS) من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية (FDA). على عكس المذيبات التقليدية مثل الإيثانول أو الميثانول ، والتي قد تتطلب إزالة صارمة من المستخلص بسبب آثارها الضارة المحتملة ، توفر البوليولات ميزة تقليل الطاقة والوقت والتكاليف المرتبطة بعمليات إزالة المذيبات10. هذا لا يبسط عملية الاستخراج فحسب ، بل يعزز أيضا الكفاءة الشاملة والاستدامة لطريقة الاستخراج. استخدمت التحقيقات السابقة البوليولات مثل البروبيلين غليكول والبوتيلين غليكول كمذيبات في استخراج المركبات النشطة بيولوجيا من زهور كاميليا سينينسيس 10 ولب البن11 ، مما يكشف عن إمكانات كبيرة لدورها كمذيبات بديلة مستدامة في عملية استخراج النبات. وبالتالي ، فإن التطوير المستمر وتحسين نظام مذيب البوليولات والمياه يحمل إمكانية تحقيق تقدم كبير في الكيمياء الخضراء والممارسات الصناعية المستدامة.

بشكل عام ، يتم تصنيع المركبات النشطة بيولوجيا الموجودة في النباتات في صورة مستقلبات ثانوية. يمكن تصنيف هذه المركبات إلى ثلاث مجموعات أساسية: التربينات والتربينويدات والقلويات والمركبات الفينولية12. يتم استخدام طرق استخراج مختلفة في ظل ظروف مختلفة لعزل مركبات نشطة بيولوجيا محددة من النباتات. يمكن استخلاص المركبات النشطة بيولوجيا من المواد النباتية باستخدام التقنيات التقليدية أو غير التقليدية. تشمل الطرق التقليدية النقع واستخراج الارتجاع والتقطير المائي ، بينما تتكون الطرق غير التقليدية من الاستخراج بمساعدة الموجات فوق الصوتية ، والاستخراج بمساعدة الإنزيم ، والاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE) ، والاستخراج بمساعدة المجال الكهربائي النبضي ، واستخراج السوائل فوق الحرجة ، واستخراج السائل المضغوط13. تم تصميم هذه الطرق غير التقليدية لتعزيز السلامة من خلال استخدام مذيبات ومواد مساعدة أكثر أمانا ، وتحسين كفاءة الطاقة ، ومنع تدهور المكونات النشطة بيولوجيا ، والحد من التلوث البيئي14.

علاوة على ذلك ، تعد MAE من بين التقنيات الخضراء المتطورة لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيا من النباتات. تتطلب إجراءات الاستخراج التقليدية كميات كبيرة من الوقت والطاقة ودرجات الحرارة المرتفعة ، والتي قد تؤدي بمرور الوقت إلى تدهور المركبات النشطة بيولوجيا الحساسة للحرارة13. على عكس عمليات الاستخراج الحراري التقليدية ، تسهل MAE استخراج المركبات النشطة بيولوجيا عن طريق توليد تسخين موضعي داخل العينة ، وتعطيل هياكل الخلايا ، وتعزيز نقل الكتلة ، وبالتالي زيادة كفاءة استخراج المركب. تنتقل الحرارة من داخل الخلايا النباتية بواسطة الموجات الميكروية التي تعمل على جزيئات الماء داخل مكونات النبات13. علاوة على ذلك ، تقدمت MAE لتحسين استخراج وفصل المركبات النشطة ، وزيادة إنتاجية المنتج ، وتعزيز كفاءة الاستخراج ، وتتطلب مواد كيميائية أقل ، وتوفير الوقت والطاقة مع منع تدمير المركبات النشطة بيولوجيا15.

يركز هذا البحث على استخراج المركبات الفينولية النباتية ومضادات الأكسدة الطبيعية من خلال الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE) باستخدام أنواع مختلفة من البوليولات كمذيبات. يتم تحديد إجمالي المحتوى الفينولي (TPC) ، ومحتوى الفلافونويد الكلي (TFC) ، والأنشطة المضادة للأكسدة (DPPH ، و ABTS ، و FRAP) لمستخلصات MAE القائمة على البوليول. بالإضافة إلى ذلك ، تتم مقارنة MAE القائم على البوليول مع MAE باستخدام المذيبات التقليدية مثل الماء والإيثانول. من المتوقع أن يساهم هذا البحث في تطوير تكنولوجيا استخراج مستدامة بيئيا للمكونات الطبيعية ، وتعزيز الاستدامة من خلال تقليل الاعتماد على المواد الكيميائية الخطرة ، وتقصير أوقات المعالجة ، وتقليل استهلاك الطاقة في إنتاج المواد الخام للتطبيقات المحتملة في صناعة مستحضرات التجميل.

Protocol

تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. التحضير التجريبي

  1. إعداد عينة النبات
    1. اجمع القهوة الطازجة ذات الجلد الفضي (Coffea arabica) وجففها على حرارة 60 درجة مئوية في مجفف صينية لمدة 72 ساعةو 11.
    2. قم بطحن جلد القهوة الفضي المجفف (CS) إلى مسحوق ناعم باستخدام مطحنة وتخزينه في درجة حرارة الغرفة لمزيد من التحليل11.
      ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم جمع CS الطازج (C. arabica) من بان دوي تشانغ ، منطقة ماي سواي ، شيانغ راي ، تايلاند. CS هو منتج ثانوي يتم الحصول عليه أثناء عملية التقشير التي تزيل طبقة البرشمان من حبوب البن المجففة بعد معالجة الكرز لإزالة طبقات الفاكهة الخارجية16.
  2. المواد الكيميائيه
    1. استخدم الكواشف الكيميائية ذات الجودة التحليلية ، باستثناء المذيبات في التجربة.
      ملاحظة: تم استخدام مذيبات من الدرجة التجميلية في التجربة.
    2. استخدم المذيبات (الماء ، الإيثانول ، الجلسرين ، البروبيلين غليكول ، البوتيلين جلايكول ، الهيكسيلين جليكول ، الأيزوبنتيلديول ، 1-2 هيكسانيديول ، بنتيلين جليكول ، وميثيل بروبانيديول) لاستخراج CS مع MAE.

2. عملية الاستخراج

  1. تحضير العينة والمذيبات
    1. تحضير العينة والمذيبات لإجراء MAE وفقا للبروتوكول9 الذي تم الإبلاغ عنه مسبقا مع بعض التعديلات.
    2. تحضير كل مذيب بتركيز 60٪ عن طريق تخفيف 60 مل من كل مذيب بالماء المقطر وضبط الحجم إلى 100 مل لاستخراج ثلاثي.
      ملاحظة: استخدم الماء المقطر 100٪ لاستخراج المياه.
    3. تزن 0.67 جم من CS وتخلط مع 20 مل من كل مذيب استخراج بنسبة 1:30 في حاوية تفاعل (الشكل 1 أ) ل MAE.
      ملاحظة: الحد الأقصى لكمية السائل الصلب لكل وعاء هو 2 غرام من العينة و 20 مل من المذيب.
    4. أضف قضيب تحريك مغناطيسي إلى كل وعاء لضمان التوزيع الموحد للحرارة والمذيب داخل العينة ، مما يعزز كفاءة عملية الاستخراج ويعزز إنتاجية استخراج أفضل.
      ملاحظة: إذا تم تطبيق المذيبات غير القطبية على عملية الاستخراج ، فيمكن استخدام قضبان تحريك التفلون بدلا من قضبان التحريك المغناطيسية لتوفير تسخين فعال من خلال نظام الميكروويف.
    5. أغلق كل وعاء بإحكام باستخدام أداة خاصة (الشكل 2) وضع جميع الأوعية في غرفة MAE (الشكل 1B).
  2. إعداد أداة وإجراءات الاستخراج بمساعدة الميكروويف
    1. تنفيذ إجراء الاستخراج وفقا للبروتوكول المرجعي مع بعض التعديلات9.
    2. افتح شاشة الشاشة لإعداد الطريقة بالنقر فوق رمز صندوق الأدوات في الشريط العلوي وتحديد دوار SK eT في قسم الملحقات (الشكل 3A ، B).
    3. حدد معدل التقليب لقضبان التقليب بالنقر فوق قسم التقليب وكتابة 20٪ (الشكل 4 أ).
      ملاحظة: يمكن اختيار معدل التحريك من 0٪ إلى 100٪.
    4. انقر فوق قطاع قفل الباب واضبطه على التنشيط عند درجات حرارة تتجاوز 80 درجة مئوية (الشكل 4 ب).
      ملاحظة: يضمن هذا الإعداد الإغلاق التلقائي لباب الحجرة عندما تتجاوز درجة الحرارة الداخلية 80 درجة مئوية.
    5. انقر على أيقونة الجدول في الشريط العلوي (الشكل 5 أ) واضبط تدرج درجة الحرارة (T1) على مدة استخراج 10 دقائق ، وطاقة الميكروويف إلى 1800 واط ، ودرجة الحرارة إلى 120 درجة مئوية.
    6. قم بتنشيط المحرك بالنقر فوق زر النمام حتى يظهر الضوء الأخضر.
    7. اضبط سرعة مروحة المنفاخ على المستوى 3 (الحد الأقصى) (الشكل 5 ب).
    8. للاحتفاظ بوقت الاستخراج ، حدد درجة حرارة الاستخراج المطلوبة (T2) عن طريق ضبط مدة الاستخراج على 15 دقيقة ، وطاقة الميكروويف على 1800 واط ، ودرجة الحرارة على 120 درجة مئوية.
    9. اضبط سرعة المحرك والمروحة كما هو مذكور في القسم 2.2.6 و 2.2.7 (الشكل 5 أ ، ب).
      ملاحظة: درجة الحرارة القصوى وطاقة الميكروويف هي 260 درجة مئوية و 1800 وات.
    10. اضبط وقت التبريد بالنقر فوق زر التبريد في الزاوية اليسرى السفلية من الشاشة وتحديد مدة 10 دقائق (الشكل 6).
    11. احفظ الطريقة بالنقر فوق رمز الحفظ في الزاوية اليمنى العليا من الشاشة (الشكل 7 أ).
    12. تأكد من أنه بعد حفظ شروط الطريقة ، سيتم عرض الرسم البياني لشروط الاستخراج على الشاشة مع زر التشغيل في الزاوية اليمنى السفلية (الشكل 7 ب).
    13. ابدأ عملية الاستخراج باختيار عدد الأوعية المستخدمة (الشكل 7C).
      ملاحظة: يمكن استخدام ما يصل إلى 15 وعاء في عملية استخراج واحدة ، وإذا تم استخدام العدد المطلوب من الأوعية ، فتأكد من الوضع المتوازن للأوعية في الغرفة.
    14. بعد الاستخراج ، قم بطرد مقتطفات المستخلصات عند 4 درجات مئوية ، 9072 × جم ، لمدة 15 دقيقة ، باستخدام آلة طرد مركزي مبردة.
    15. اجمع المادة الطافية باستخدام ماصة زجاجية سعة 10 مل (الشكل 8) وقم بتخزينها في درجة حرارة -20 درجة مئوية في الفريزر لمزيد من الدراسة.
      ملاحظة: اعتمادا على حجم الجسيمات وكثافة بقايا النبات ، ستتطلب المستخلصات أوقات طرد مركزي أطول (20-30 دقيقة).

3. تحديد المركبات الفينولية

  1. تحديد المحتوى الفينولي الكلي
    1. تحديد المحتوى الفينولي الكلي لمقتطفات CS بالرجوع إلى البروتوكول مع بعض التعديلات17.
    2. تحضير تخفيف 10 أضعاف العينات عن طريق التخفيف بالماء المقطر.
    3. امزج 10 ميكرولتر من العينة المخففة مع 20 ميكرولتر من كاشف Folin-Ciocalteu غير المخفف واتركها تتفاعل لمدة 3 دقائق.
    4. بعد ذلك ، أضف 100 ميكرولتر من محلول 7.5٪ Na2CO3 إلى الخليط في كل بئر من صفيحة 96 بئرا.
    5. تحضير تركيزات مختلفة لنطاق التركيز القياسي لحمض الغال (يرجى الاطلاع على الجدول 1 والجدول 2) عن طريق التخفيف بالماء المقطر.
    6. امزجها مع 20 ميكرولتر من كاشف Folin-Ciocalteu واتركها تتفاعل لمدة 3 دقائق.
    7. بعد ذلك ، أضف 100 ميكرولتر من محلول 7.5٪ Na2CO3 إلى الخليط في كل بئر من صفيحة 96 بئرا.
    8. احتضان التفاعل لمدة 30 دقيقة في الظلام في درجة حرارة الغرفة.
    9. قم بقياس امتصاص محلول التفاعل عند 765 نانومتر باستخدام قارئ الصفائح الدقيقة (الشكل 9 أ).
    10. ارسم منحنى المعايرة القياسي باستخدام تركيزات المعيار والامتصاص عند 765 نانومتر (الشكل 10 أ).
    11. عبر عن النتائج على أنها mg من مكافئ حمض الغال (GAE) لكل غرام من العينة ، واحسب باستخدام المعادلة التالية18:
      ملاحظة: ملغ من مكافئ حمض الغال (GAE) لكل غرام من العينة = [((A765 - c) / m)) في ميكروغرام مكافئ حمض الغال × الحجم الكلي في بئر التفاعل (مل) × التخفيف × وزن العينة الجافة (1 جم) × الحجم الناتج للمستخلص (مل)] / [(حجم العينة المضافة إلى كل بئر (مل) × الوزن الفعلي للعينة الجافة (جم) عامل تحويل × من ميكروغرام إلى ملغ (1000)]
      حيث ، c = تقاطع y ، m = المنحدر
  2. تحديد محتوى الفلافونويد الكلي
    1. تحديد محتوى الفلافونويد الكلي لمستخلص CS وفقا للبروتوكول مع بعض التعديلات17.
    2. تحضير تخفيف 5 أضعاف العينات عن طريق التخفيف بالماء المقطر.
    3. أضف 50 ميكرولتر من العينة المخففة إلى 15 ميكرولتر من 5٪ NaNO2 واحتضانها في الظلام لمدة 5 دقائق.
    4. امزج 15 ميكرولتر من محلول AlCl3 بنسبة 10٪ مع التفاعل واحتفظ به في درجة حرارة الغرفة لمدة 6 دقائق.
    5. ثم أضف 100 ميكرولتر من محلول 1 M NaOH إلى التفاعل واحتضانه لمدة 10 دقائق أخرى.
    6. قياس امتصاص الخليط عند 510 نانومتر (الشكل 9 ب).
    7. قم بإعداد تركيزات مختلفة من النطاق القياسي للكيرسيتين (يرجى الاطلاع على الجدول 3 و 4) عن طريق إضافتها إلى 15 ميكرولتر من 5٪ NaNO2 واحتضانها في الظلام لمدة 5 دقائق.
    8. امزج 15 ميكرولتر من محلول AlCl3 بنسبة 10٪ مع التفاعل واحفظه في درجة حرارة الغرفة لمدة 6 دقائق.
    9. أضف 100 ميكرولتر من محلول 1 M NaOH إلى التفاعل واحتضانه لمدة 10 دقائق.
    10. حدد امتصاص المعيار عند 510 نانومتر (الشكل 9 ب).
    11. ارسم منحنى المعايرة القياسي باستخدام تركيزات المعيار والامتصاص عند 510 نانومتر (الشكل 10 ب).
    12. عبر عن النتائج على أنها mg من مكافئ الكيرسيتين (QE) لكل غرام من العينة ، محسوبة بالمعادلة19 على النحو التالي:
      ملاحظة: ملغ من مكافئ الكيرسيتين (QE) لكل غرام من العينة = [((A510 - c) / m)) في ميكروغرام مكافئ كيرسيتين × الحجم الكلي في بئر التفاعل (مل) × التخفيف × وزن العينة الجافة (1 جم) × الحجم الناتج للمستخلص (مل)] / [(حجم العينة المضافة إلى كل بئر (مل) × الوزن الفعلي للعينة الجافة (جم) عامل تحويل × من ميكروغرام إلى ملغ (1000)]
      حيث ، c = تقاطع y ، m = المنحدر

4. تحديد الأنشطة المضادة للأكسدة

  1. 1،1-ثنائي فينيل -2-بيكريل-هيدرازيل (DPPH) مقايسة الكسح الجذرية
    1. تحديد نشاط الكسح الجذري DPPH لمستخلص CS وفقا للبروتوكول مع بعض التعديلات17.
    2. تحضير تخفيف 10 أضعاف العينات عن طريق تخفيفها بالماء المقطر.
    3. امزج 20 ميكرولتر من العينات المخففة مع 135 ميكرولتر من محلول 0.1 mM DPPH.
    4. تحضير تركيزات مختلفة من نطاق تركيز Trolox القياسي (يرجى الاطلاع على الجدول 5 و 6) عن طريق الخلط مع 135 ميكرولتر من محلول 0.1 mM DPPH.
    5. احتضان الخليط في الظلام في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    6. قم بقياس امتصاص الناتج عند 517 نانومتر (الشكل 9C).
    7. ارسم منحنى المعايرة القياسي باستخدام تركيزات المعيار وتثبيط٪ (الشكل 10C).
    8. احسب النسبة المئوية لتثبيط مقايسة DPPH على النحو التالي:
      ٪ تثبيط = [(امتصاص التحكم - امتصاص العينة) / امتصاص التحكم] × 100
    9. عبر عن النتائج بالرمز mg لسعة مضادات الأكسدة المكافئة ل Trolox لكل جم من العينة ، محسوبة بالمعادلة التالية20:
      ملاحظة: ملغ من مكافئ ترولوكس (TE) لكل غرام من العينة = [((٪ تثبيط-ج) / م) في ميكروغرام مكافئ ترولوكس × الحجم الكلي في بئر التفاعل (مل) × التخفيف × وزن العينة الجافة (1 جم) × الحجم الناتج من المستخلص (مل)] / [(حجم العينة المضافة إلى كل بئر (مل) × الوزن الفعلي للعينة الجافة (جم) عامل تحويل × من ميكروغرام إلى ملغ (1000)]
      حيث ، c = تقاطع y ، m = المنحدر
  2. 2،2 ′-أزينو-مكرر-3-إيثيل بنزثيازولين-6-حمض السلفونيك (ABTS) مقايسة الكسح الجذري
    1. تحديد نشاط الكسح الجذري ل ABTS لمستخلص CS باستخدام البروتوكول من المرجع مع بعض التعديلات17.
    2. قم بإعداد محلول مخزون ABTS· + عن طريق خلط 7 مللي متر ABTS و 2.45 مللي مول من كبريتات البوتاسيوم (1: 2) واحتضانها في الظلام في درجة حرارة الغرفة لمدة 16 ساعة.
    3. قم بإعداد محلول العمل عن طريق خلط 5 مل من محلول مخزون ABTS· + مع 100 مل من الماء منزوع الأيونات.
    4. امزج 160 ميكرولتر من محلول العمل ABTS· + مع 10 ميكرولتر من العينة المخففة 10 أضعاف أو معيار Trolox بتركيزات مختلفة (انظر الجدول 7 والجدول 8).
    5. احتضان التفاعل في الظلام في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    6. حدد امتصاص الخليط عند 734 نانومتر (الشكل 9 د).
    7. ارسم منحنى المعايرة القياسي باستخدام تركيزات المعيار وتثبيط٪ (الشكل 10D).
    8. احسب النسبة المئوية لتثبيط مقايسة ABTS باستخدام الصيغة التالية:
      ٪ تثبيط = [(امتصاص السيطرة - امتصاص العينة) / امتصاص التحكم] × 100.
      1. عبر عن النتائج على أنها mg من سعة مضادات الأكسدة المكافئة ل Trolox لكل جم من العينة ، محسوبة باستخدام المعادلة التالية21:
        ملاحظة: ملغ من مكافئ الترولوكس (TE) لكل غرام من العينة = [((٪ تثبيط - ج) / م)) بالميكروغرام مكافئ ترولوكس × الحجم الكلي في بئر التفاعل (مل) × التخفيف × وزن العينة الجافة (1 جم) × الحجم الناتج للمستخلص (مل)] / [(حجم العينة المضافة إلى كل بئر (مل) × الوزن الفعلي للعينة الجافة (جم) عامل تحويل × من ميكروغرام إلى ملغ (1000)]
        حيث ، c = تقاطع y ، m = المنحدر
  3. فحص الطاقة المضادة للأكسدة المختزلة للحديد (FRAP)
    1. تحديد نشاط مضادات الأكسدة المختزلة للحديد لمستخلص CS وفقا للبروتوكول مع بعض التعديلات17.
    2. تحضير كاشف FRAP باستخدام محلول خلات 30 mM عند الرقم الهيدروجيني 3.6 ، وهو خليط من محلول 10 mM TPTZ في محلول 40 mM HCl و 20 mM FeCl3.6H 2O بنسبة 10: 1: 1.
    3. ضع كاشف FRAP في زجاجة كهرمانية حتى الحاجة إليها.
      ملاحظة: تأكد من أن كاشف FRAP بني. إذا كان ملوثا بأيونات المعادن أو المركبات التفاعلية الأخرى ، فسوف يتحول الكاشف إلى اللون الأرجواني ويجب التخلص منه. استخدم فقط الكواشف الطازجة.
    4. تحضير تخفيف 5 أضعاف العينات عن طريق تخفيفها بالماء المقطر.
    5. أضف 10 ميكرولتر من العينة المخففة أو 20 ميكرولتر من FeSO4.7H 2O بتركيزات قياسية مختلفة (الجدول 9 والجدول 10) إلى 180 ميكرولتر من محلول FRAP.
    6. احتضان التفاعل في درجة حرارة الغرفة لمدة 4 دقائق.
    7. قيم امتصاص الخليط عند 593 نانومتر (الشكل 9E).
    8. ارسم منحنى المعايرة القياسي باستخدام تركيزات المعيار والامتصاص عند 593 نانومتر (الشكل 10E).
    9. عبر عن النتائج على أنها mg من FeSO4 لكل جم من العينة ، محسوبة باستخدام المعادلة التالية21:
      ملاحظة: مكافئ ملغ FeSO4 (Fe (II) E) لكل عينة g = [((A593 - c) / m)) بالميكروغرام مكافئ FeSO4 × الحجم الكلي في بئر التفاعل (مل) × التخفيف × وزن العينة الجافة (1 جم) × الحجم الناتج للمستخلص (مل)] / [(حجم العينة المضافة إلى كل بئر (مل) × الوزن الفعلي للعينة الجافة (جم) عامل تحويل × من ميكروغرام إلى ملغم (1000)]
      حيث ، c = تقاطع y ، m = المنحدر
  4. قم بإجراء جميع المقايسات (TPC ، TFC ، DPPH ، ABTS ، و FRAP) لكل عينة في ثلاث نسخ. في هذه الدراسة ، تم استخدام الماء كفراغ لمعظم المقايسات ، باستثناء DPPH ، حيث كان الإيثانول بمثابة الفراغ لمعالجة امتصاص الخلفية.

5. التحليل الإحصائي

  1. استخدم برنامج SPSS لإجراء تحليل إحصائي للبيانات التجريبية.
  2. قم بإجراء اختبار الحالة الطبيعية باستخدام اختبار Shapiro-Wilk.
  3. قارن بين المواد النشطة بيولوجيا والأنشطة المضادة للأكسدة لمستخلص MAE CS القائم على البوليولات ومستخلصات MAE CS التقليدية القائمة على المذيبات باستخدام ANOVA أحادي الاتجاه مع اختبارات Duncan متعددة النطاقات.
  4. التعبير عن جميع البيانات كمتوسط ± SD (n = 3) وتحديد مستوى الدلالة عند p < 0.05.

النتائج

تأثير مذيبات البوليولات والمذيبات التقليدية على المحتوى الفينولي الكلي ، ومحتوى الفلافونويد الكلي ، وفحوصات مضادات الأكسدة DPPH ، و FRAP ، و ABTS
يجب أن تكون قطبية المذيبات متوافقة مع قطبية الجزيئات النشطة المستهدفة لتحسين كفاءة استخراج المواد النشطة بيولوجيا من النباتات22. أجريت التجارب باستخدام مذيبات مختلفة (الماء ، الإيثانول ، الجلسرين ، البروبيلين غليكول ، البوتيلين غليكول ، ميثيل بروبانديول ، إيزوبنتيلديول ، بنتيلين جليكول ، 1،2-هيكسانيديول ، وهيكسيلين جليكول) لتقييم تأثيرها على المركبات النشطة بيولوجيا والأنشطة المضادة للأكسدة لمستخلص القهوة الفضي MAE.

تأثير مذيبات البوليولات والمذيبات التقليدية على المحتوى الفينولي الكلي
تم تحليل المحتوى الفينولي الكلي لكل استخراج مع مذيبات مختلفة. تم إنتاج أعلى محتوى فينولي في عينات تحتوي على عينة مائية 1،2-هيكسانيديول (52.0 ± 3.0 مجم GAE / g عينة) ، بينما تم الكشف عن أدنى TPC في العينات التي تم استخراج المياه (31.4 ± 4.3 مجم GAE / g عينة) ، وكانت هذه القيم مختلفة بشكل كبير عن تلك الخاصة بجميع الحالات الأخرى. أسفرت العينات التي تحتوي على جلايكول البنتيلين المائي عن ثاني أعلى قيمة TPC ، تليها العينات التي تحتوي على جلايكول بوتيلين مائي وميثيل بروبانديول وأنظمة مذيبات أخرى (الشكل 11 أ). عند مقارنة العينات بالمذيبات التقليدية (نظام الماء والإيثانول المائي) والعينات ذات المذيبات القائمة على البوليولات ، يمكن ملاحظة اختلافات كبيرة في قيم TPC (p < 0.05).

تأثير مذيبات البوليولات والمذيبات التقليدية على محتوى الفلافونويد الكلي
تم تحليل محتوى الفلافونويد الكلي لكل استخراج مع مذيبات مختلفة. تم إنتاج أعلى محتوى من الفلافونويد في العينات التي تحتوي على عينة مائية -1،2-هيكسانيديول (20.0 ± 1.7 مجم من التيسير الكمي / جرام) ، مما يدل على اختلاف كبير عن جميع المستخلصات الأخرى. كشفت العينات التي تحتوي على إيزوبنتيديول مائي عن أدنى قيمة TFC (8.8 ± 0.7 مجم QE / g عينة) ، والتي لم تكن مختلفة بشكل كبير عن بروبانديول ميثيل المائي ، ومستخلصات الإيثانول المائي. علاوة على ذلك ، تم العثور على ثاني أعلى قيمة TFC في العينة مع غليكول البنتيلين المائي ، يليه جلايكول هيكسيلين المائي ، والبروبيلين المائي ، والجلايكول المائي بوتيلين ، والجلسرين المائي (الشكل 11 ب).

تأثير مذيبات البوليولات والمذيبات التقليدية على مقايسات مضادات الأكسدة
تم تقييم الأنشطة المضادة للأكسدة للمستخلصات مع البوليولات والمذيبات التقليدية باستخدام فحوصات DPPH و ABTS و FRAP. تم قياس أعلى قيمة لمقايسة DPPH في العينات التي تحتوي على جلايكول مائي هيكسيلين (13.6 ± 0.3 مجم TE / g عينة) وأدنى قيمة في العينات التي تحتوي على الإيثانول المائي (4.5 ± 0.2 مجم GAE / g عينة) ، وكانت هذه القيم مختلفة بشكل كبير عن المستخلصات الأخرى (p < 0.05). لوحظت ثاني أعلى قيم DPPH في العينات التي تحتوي على مائي -1،2-هيكسانيديول ، يليه جلايكول بنتيلين مائي ، بروبانديول ميثيل مائي ، وأنظمة مذيب أخرى (الشكل 11C).

تم قياس أعلى قيمة ABTS في العينات التي تحتوي على جلايكول البنتيلين المائي (8.2 ± 0.1 مجم TE / g عينة) وأدنى قيمة في العينات التي تحتوي على الماء (5.6 ± 0.04 مجم GAE / g عينة) ، وكانت هذه القيم مختلفة بشكل كبير عن المستخلصات الأخرى (p < 0.05). تم الكشف عن ثاني أعلى قيم ABTS في جلايكول البيوتيلين المائي والمائي 1،2-هيكسانيديول ، تليها عينات تحتوي على الجلسرين المائي ، بروبانديول ميثيل المائي ، وأنظمة المذيبات الأخرى (الشكل 11 د).

لوحظت أعلى قيم FRAP في العينات التي تحتوي على عينة مائي هيكسيلين جليكول (21.1 ± 1.3 مجم Fe (II) E / g وأدنى مستوى في استخراج المياه (11.5 ± 0.2 Fe (II) E / g عينة) ، مع اختلاف هذه القيم بشكل كبير (p < 0.05) للمذيبات المتبقية. علاوة على ذلك ، تم العثور على ثاني أعلى قيم FRAP في العينات التي تحتوي على جلايكول مائي بنتيلين ، يليه جلايكول البيوتيلين المائي ، والجلسرين المائي ، وأنظمة المذيبات الأخرى (الشكل 11E).

عند مقارنة الأنشطة المضادة للأكسدة للعينات مع المذيبات التقليدية (الماء والإيثانول المائي) ، أظهرت تلك التي تحتوي على البوليولات أنشطة مضادة للأكسدة أعلى بكثير في جميع فحوصات مضادات الأكسدة (DPPH و ABTS و FRAP) (ص < 0.05).

figure-results-4240
الشكل 1: التفاعل في الحاويات التجريبية وغرفة MAE. (أ) تضاف العينة والمذيب إلى الوعاء الأبيض بين الطبقات لحاوية تفلون قبل الاستخراج. (ب) توضع كل حاوية داخل حجرة الميكروويف قبل بدء الاستخراج. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4805
الشكل 2: أدوات خاصة لإغلاق أوعية التفاعل. بعد إضافة العينة والمذيب إلى حاوية تفلون ، يتم تطبيق الأغطية على الجزء العلوي من الحاوية ، وتوضع في حامل الوعاء ، ويتم تثبيتها بإحكام باستخدام الأدوات. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5340
الشكل 3: طريقة الاستخراج. (أ) طريقة الاستخراج ، التي تم إنشاؤها عن طريق إدخال قسم الطريقة. (ب) يتم تطبيق ملحق SK eT لعملية MAE. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5843
الشكل 4: معدل التحريك وإعداد وظيفة قفل الباب. (أ) يمكن تنشيط قضبان التحريك المغناطيسية داخل كل وعاء عن طريق اختيار معدل التقليب. (ب) تعمل وظيفة قفل الباب على الحد من درجة الحرارة ، مما يسمح بفتح الحجرة بعد الاستخراج. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6435
الشكل 5: ضبط شروط الاستخراج. ( أ) الدخول إلى أيقونة الجدول وضبط شروط الاستخراج مثل الوقت ودرجة الحرارة وطاقة الميكروويف. ( ب) فتح زر التقليب واختيار سرعة المنفاخ. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6973
الشكل 6: ضبط وقت التبريد. تطبيق وقت التبريد لتقليل درجة الحرارة الداخلية في غرفة MAE. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7400
الشكل 7: بدء عملية الاستخراج. (أ) حفظ الطريقة التي تم إنشاؤها للاستخراج. ( ب) النقر فوق رمز التشغيل لبدء عملية الاستخراج. ج: اختيار عدد الأوعية لبدء الاستخراج. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7952
الشكل 8: صورة للمستخلص النهائي بعد الاستخراج باستخدام MAE. الحصول على طاف بعد الطرد المركزي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-8386
الشكل 9: 96 لوحة بئر لتحديد نشاط كسح TPC و TFC و DPPH ونشاط كسح ABTS ومقايسة FRAP للمستخلصات. (أ) تحديد TPC للوحة القياسية لحمض الغال من تركيز 2.5-75 ميكروغرام / مل ومستخلصات العينة. (ب) تحديد TFC للوحة القياسية كيرسيتين من تركيزات 2.5-50 ميكروغرام / مل ومقايسة TFC لقياس مستخلصات العينة. (ج) تحديد نشاط كسح DPPH للوحة Trolox القياسية من تركيزات 0.25-12.5 ميكروغرام / مل ولوحة الكشف عن نشاط الكسح DPPH لمستخلصات العينات. (د) تحديد نشاط كسح ABTS للوحة Trolox القياسية من تركيزات 0.25-5 ميكروغرام / مل ولوحة الكشف عن نشاط الكسح ABTS لمستخلصات العينة. (ه) تحديد مقايسة FRAP للوحة القياسية FeSO4 من تركيزات 0.25-10 ميكروغرام / مل ولوحة الكشف عن مقايسة FRAP لمستخلصات العينات. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-9495
الشكل 10: منحنيات المعايرة القياسية لنشاط كسح TPC و TFC و DPPH ونشاط كسح ABTS ومقايسة FRAP. (أ) المنحنى القياسي لتحديد TPC ، مرسوما بتركيزات معيار حمض الغال والامتصاص عند A765. (ب) المنحنى القياسي لتحديد TFC ، مرسوما بتركيزات معيار الكيرسيتين والامتصاص عند A510. (ج) المنحنى القياسي لتحديد نشاط كسح DPPH ، مرسوما بتركيزات معيار Trolox وتثبيط٪. (د) المنحنى القياسي لتحديد نشاط كسح ABTS ، مرسوما بتركيزات معيار Trolox وتثبيط٪. (ه) المنحنى القياسي لقياس مقايسة FRAP ، مرسوما بتركيزات معيار كبريتات الحديدوز والامتصاص عند A593. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-10479
الشكل 11: تأثير أنواع المذيبات على نشاط كسح TPC و TFC و DPPH ونشاط كسح ABTS ومقايسة FRAP في MAE للجلد الفضي للقهوة. أ: تأثير أنواع المذيبات على المحتوى الفينولي الكلي. ب: تأثير أنواع المذيبات على محتوى الفلافونويد الكلي. (ج) تأثير أنواع المذيبات على نشاط كسح DPPH. (د) تأثير أنواع المذيبات على نشاط كسح ABTS. (ه) تأثير أنواع المذيبات على مقايسة FRAP. يشار إلى القيم على أنها متوسط ± SD (n = 3). تعبر القيم ذات الأحرف المرتفعة المختلفة عن فرق ذي دلالة إحصائية (p < 0.05). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الجدول 1: إعداد منحنى حمض الغال القياسي. تحضير نطاق التركيز القياسي من 2.5-75 ميكروغرام / مل في لوحة 96 بئر. B = فارغ ، 1-7 = عدد الآبار على لوحة 96 بئرا. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 2: حساب التركيز النهائي لمعايير حمض الغال. تحضير نطاق التركيز القياسي من 2.5-75 ميكروغرام / مل. يتم حساب التركيزات النهائية (ميكروغرام / مل) من حمض الغال وفقا لذلك. التركيز النهائي (ميكروغرام / مل) = (التركيز الأولي (ملغم / مل) × الحجم الأولي (ميكرولتر) / الحجم النهائي (ميكرولتر)) × (1000 ميكروغرام / 1 ملغ). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 3: تحضير منحنى الكيرسيتين القياسي. تحضير نطاق التركيز القياسي من 2.5-50 ميكروغرام / مل في لوحة 96 بئر. B = فارغ ، 1-7 = عدد الآبار على لوحة 96 بئرا. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 4: جدول حساب التركيز النهائي لمعايير الكيرستين. تحضير نطاق التركيز القياسي من 2.5-50 ميكروغرام / مل. يتم حساب التركيزات النهائية (ميكروغرام / مل) من كيرسيتين وفقا لذلك. التركيز النهائي (ميكروغرام / مل) = (التركيز الأولي (ملغم / مل) × الحجم الأولي (ميكرولتر) / الحجم النهائي (ميكرولتر)) × (1000 ميكروغرام / 1 ملغ). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 5: إعداد منحنى ترولوكس القياسي في نطاق تركيز 0.25-12.5 ميكروغرام / مل. تحضير نطاق التركيز القياسي من 0.25-12.5 ميكروغرام / مل في لوحة 96 بئر. B = فارغ ، C = التحكم ، 1-7 = عدد الآبار على لوحة 96 بئرا. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 6: حساب التركيز النهائي لمعايير ترولوكس لمقايسة DPPH. تحضير نطاق التركيز القياسي من 0.25-12.5 ميكروغرام / مل بما في ذلك التركيزات النهائية (ميكروغرام / مل) من ترولوكس. التركيز النهائي (ميكروغرام / مل) = (التركيز الأولي (ملغم / مل) × الحجم الأولي (ميكرولتر) / الحجم النهائي (ميكرولتر)) × (1000 ميكروغرام / 1 ملغ). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 7: تحضير منحنى ترولوكس القياسي في نطاق تركيز 0.25-5 ميكروغرام / مل. إعداد نطاق التركيز القياسي للمخزون من 0.25-5 ميكروغرام / مل في لوحة 96 بئر. B = فارغ ، C = التحكم ، 1-7 = عدد الآبار على لوحة 96 بئرا. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 8: حساب التركيز النهائي لمعايير ترولوكس لمقايسة كلية اللاهوت المعمدانية العربية. تحضير نطاق التركيز القياسي من 0.25-5 ميكروغرام / مل ، بما في ذلك التركيزات النهائية (ميكروغرام / مل) من ترولوكس. التركيز النهائي (ميكروغرام / مل) = (التركيز الأولي (ملغم / مل) × الحجم الأولي (ميكرولتر) / الحجم النهائي (ميكرولتر)) × (1000 ميكروغرام / 1 ملغ). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 9: جدول حساب التركيز النهائي لمعايير FeSO4 . إعداد إعداد نطاق التركيز القياسي من 2.5-100 ميكروغرام / مل ، بما في ذلك التركيزات النهائية (ميكروغرام / مل) من FeSO4. التركيز النهائي (ميكروغرام / مل) = (التركيز الأولي (ملغم / مل) × الحجم الأولي (ميكرولتر) / الحجم النهائي (ميكرولتر)) × (1000 ميكروغرام / 1 ملغ). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

الجدول 10: إعداد المنحنى القياسي FeSO4 . تحضير نطاق التركيز القياسي من 0.25-10 ميكروغرام / مل في لوحة 96 بئرا. ب = فارغة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الجدول.

Discussion

تلعب عوامل مختلفة دورا حاسما في التنفيذ الناجح ل MAE ، مثل المحتوى الكيميائي النباتي للمكونات النباتية ، ومدة الاستخراج ، ودرجة الحرارة ، وطاقة الميكروويف ، ونسبة السائل الصلب ، وتركيز المذيبات13. تظهر النباتات عادة ملامح مختلفة من المواد الكيميائية النباتية. وبالتالي ، فإن اختيار النباتات الطبيعية الغنية بمضادات الأكسدة والمركبات الفينولية أمر ضروري23. علاوة على ذلك ، تعرض المكونات النشطة بيولوجيا المتميزة مجموعة متنوعة من الأقطاب اعتمادا على المذيب المستخدم. وبالمثل ، تظهر المذيبات أقطاب مختلفة. بالنظر إلى أن قطبية المذيبات تلعب دورا حاسما في تحديد فعالية استخراج المركبات النشطة بيولوجيا من المواد الخام ، فمن الضروري أن تتوافق قطبية المذيب مع قطبية الجزيئات النشطة بيولوجيا المستهدفة24.

في هذه الدراسة ، تم استخدام العديد من البوليولات لاستخراج البوليفينول ومضادات الأكسدة من جلد القهوة الفضي باستخدام MAE. البوليفينول قطبي في الغالب ، والمذيبات ذات القطبية العالية عادة ما تعزز إنتاجية المركبات الفينولية25. بالمقارنة مع العينات التي تحتوي على الماء والإيثانول ، أظهر أولئك الذين يستخدمون بوليولات مختلفة كفاءة أعلى في جميع الاستجابات المقاسة ، بما في ذلك TPC و TFC ومقايسات مضادات الأكسدة مثل DPPH و ABTS و FRAP. تدعم الدراسات السابقة النتائج التي تفيد بأن مخاليط البوليول المائية يمكن أن تعزز إنتاجية استخراج المركبات النشطة بيولوجيا مقارنة بمخاليط الإيثانولالمائية 9،10،11. عند مقارنة البوليولات المختلفة ، فشلت العينات ذات نظام البوليول المائي المحدد في الحصول على أعلى قيمة. ومع ذلك ، من المثير للاهتمام ملاحظة أن العينات التي تحتوي على 1،2-hexanediol المائي أسفرت عن أعلى القيم في مقايسات TPC و TFC. وفي الوقت نفسه ، أنتج أولئك الذين لديهم جلايكول مائي هيكسيلين أعلى القيم في فحوصات DPPH و FRAP ، وأظهر مستخلص جلايكول البنتيلين المائي أعلى القيم في مقايسة ABTS. يمكن أن يعزى التباين في القيم التي تم الحصول عليها من مقايسات مختلفة مثل TPC و TFC و DPPH و ABTS و FRAP داخل أنظمة البوليولات المائية إلى عدة عوامل ، بما في ذلك الخصائص المميزة للبوليولات المستخدمة. تظهر البوليولات اختلافات في اللزوجة والقطبية ونقاط الغليان ، مما يؤثر بشكل مباشر على فعاليتها في استخراج المركبات النشطة بيولوجيا من المواد النباتية26. ويمكن أن يعزى أحد التفسيرات المحتملة إلى مبدأ "مثل يذوب مثل"، حيث يكون نظام المذيبات المعين هو الأنسب لتيسير النقل الشامل لمركبات نشطة بيولوجيا معينة27. وهذا يؤكد أهمية اختيار مذيب ذو قطبية تضاهي قطبية المركب النشط بيولوجيا المستهدف.

قد يكون السبب المحتمل الآخر هو حقيقة أن الاختلاف في عدد مجموعات الهيدروكسيل (-OH) الموجودة في المذيب يؤثر بشكل كبير على عائد المركبات الفينولية28. من بين هذه البوليولات ، يحتوي الجليسرين فقط على ثلاث مجموعات -OH ، بينما تحتوي البوليولات المتبقية في هذه الدراسة على مجموعتين -OH. تميل المذيبات التي تحتوي على عدد أكبر من مجموعات -OH إلى إظهار لزوجة أعلى مقارنة بتلك التي تحتوي على أقلمن 29. يمكن أن تعيق اللزوجة المرتفعة النقل الفعال للمركبات النشطة أثناء عملية الاستخراج ، وبالتالي تقليل العائد الكلي. علاوة على ذلك، يلعب ثابت العزل الكهربائي للمذيب، المرتبط ارتباطا وثيقا بقطبية، دورا حاسما في تحديد قدرته على إذابة المواد المذابة القطبية أو غير القطبية. المذيبات ذات الثوابت العازلة الأعلى أكثر مهارة في إذابة المواد المذابة القطبية، والمذيبات ذات الثوابت الأقل ملاءمة للمواد المذابة غير القطبية30. من بين البوليولات ، يظهر الجليسرين ثابتا عازلا مرتفعا نسبيا يبلغ 41.14 ، بينما يظهر هيكسيلين جليكول وبنتيلين جليكول و 1،2-هيكسانيديول ثوابت عازلة أقل تبلغ 25.86 و 17.31 و 15.45 على التوالي31,32. تشير نتائج هذه الدراسة إلى أن المركبات النشطة بيولوجيا داخل العينة قد تشمل مكونات منخفضة القطبية.

يمكن تعزيز كفاءة الاستخراج عن طريق تحسين اختيار المذيبات وتكوينها ، وقد تكون هناك حاجة إلى مزيد من التجارب لتحديد أنسب نظام للمذيبات. على الرغم من أن التحقيق يظهر إمكانات ، إلا أنه محدود بسبب تركيزه الوحيد على الاستخراج بمساعدة الميكروويف باستخدام البوليولات وتقييمه المقيد للمتغيرات الأخرى ، بما في ذلك مدة الاستخراج ودرجة الحرارة وتركيز المذيب ونسبة السائل الصلب وقوة الاستخراج. بالإضافة إلى ذلك ، من الضروري إجراء دراسة ميكانيكية لفهم كيفية عمل البوليولات بسبب ثوابتها العازلة المتنوعة ، مما يؤثر بشكل مباشر على قابليتها للذوبان في المواد المذابة القطبية أو غير القطبية. تبرز الاختلافات في ثوابت العزل الكهربائي بين البوليولات أهمية التحقيق في آلياتها المحددة في استخراج المركبات النشطة بيولوجيا. ومن شأن هذه البحوث أن تقدم رؤى قيمة حول التفاعلات بين المذيبات والمذاب، مما يساعد على تحسين واختيار أنظمة المذيبات لعمليات الاستخراج الفعالة.

فيما يتعلق بعملية MAE ، هناك بعض القيود. بينما يمكن أن توفر MAE تسخينا سريعا ، قد يكون التحكم الدقيق في درجة الحرارة أمرا صعبا ، مما قد يؤدي إلى ارتفاع درجة الحرارة وتدهور المركبات الحساسة حراريا33. ومع ذلك ، يمكن ضبط إعداد طاقة الميكروويف لدرجة حرارة التدرج والاستخراج على نفس طاقة الميكروويف لتجنب إحباط درجة الحرارة أثناء الاستخراج. بالإضافة إلى ذلك ، لدى MAE قيود على مكونات النبات الحساسة للحرارة. ومع ذلك ، يمكن لتقنية Ethos X MAE المتقدمة تقليل مخاطر التدهور من خلال دعم التسخين الفعال في مدة أقصر باستخدام التسخين العازل34. كل وعاء من غرفة MAE له طاقته الصلبة والسائلة القصوى المحدودة. يمكن أن تؤثر نسبة المواد الصلبة والسائلة على هذا القيد بشكل كبير على تركيز المستخلصات11. يمكن تعزيز الذوبان بين المذيب والمذاب باستخدام قضبان التقليب ، مما قد يؤدي إلى استخلاص فعال وإنتاجية أعلى35. علاوة على ذلك ، يمكن التحقق من المركبات الفينولية والفلافونويد المستخرجة داخل المستخلصات من خلال تحليل إضافي ، مثل قياس الطيف الكتلي الرباعي الثلاثي الكروماتوغرافي السائل (LC-QQQ) وقياس الطيف الكتلي لوقت الطيران الرباعي للكروماتوغرافيا السائلة (LC-QTOF) ، لإثبات وجود مركبات نشطة بيولوجيا محددة وكميات كل منها36.

أظهر استخراج البوليفينول ومضادات الأكسدة من جلد القهوة الفضي باستخدام البوليولات المائية من خلال MAE كفاءة أعلى مقارنة بمستخلصات الماء والإيثانول المائي. استنادا إلى النتائج المستمدة من MAE القائم على البوليولات لمستخلصات CS ، لوحظ أن استخدام أنظمة جلايكول الهيكسيلين المائي ، والمائي -1،2-هيكسانيديول ، ومائي بنتيلين جليكول أدى إلى غلة استخراج أعلى بكثير من المركبات النشطة بيولوجيا والقدرات المضادة للأكسدة. وعلاوة على ذلك، تؤكد هذه النتائج إمكانية استخدام هذه المركبات المستخرجة في التحليلات الاستقصائية اللاحقة. يعد استخدام البوليولات كمذيبات خضراء لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيا من المواد النباتية من خلال MAE بفوائد بيئية وإنتاجية مركبة نشطة بيولوجيا معززة ، مما يوفر نهجا مستداما مع إمكانية استخدامه في تطبيقات مستحضرات التجميل.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذه الدراسة من قبل جامعة ماي فاه لوانغ. يود المؤلفون أن يشكروا معهد الشاي والقهوة بجامعة ماي فاه لوانغ لتسهيل الاتصال بين الباحثين والمزارعين المحليين فيما يتعلق بالحصول على عينات من الجلد الفضي للبن.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1,2-HexanediolChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)SigmaA1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)Sigma93285
2-Digital balanceOhausPioneer
4-Digital balanceDenverSI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)Sigma238813
96-well plateSPL Life Science
Absolute ethanolRCI Labscan64175
Acetic acidRCI Labscan64197
Aluminum chlorideLoba Chemie898
Automatic pipetteLabnetBiopett
Butylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extractionMilestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfateAjex Finechem3850
Folin-Ciocalteu's reagentLoba Chemie3870
Freezer SFSanyoC697(GYN)
Gallic acidSigma398225
GrinderOu Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)RCI LabscanAR1107
Iron (III) chlorideLoba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MethanolRCI Labscan67561
Methylpropanediol Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfateLoba Chemie5420
Propylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
QuercetinSigmaQ4951
Refrigerated centrifugeHettich
Sodium acetateLoba Chemie5758
Sodium carbonateLoba Chemie5810
Sodium hydroxideRCI LabscanAR1325
Sodium nitriteLoba Chemie5954
SPECTROstar Nano microplate readerBMG- LABTECH
SPSS softwareIBM SPSS Statistics 20
Tray dryerFrance EtuvesXUE343

References

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

210

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved