Bu çalışmada hemşirelik araştırma (K99/R00NR014369) için Ulusal Enstitüsü tarafından desteklenen bir durumdu.

Tüm yöntemleri açıklanan Chicago Illinois Üniversitesi'nde kurumsal hayvan bakımı Komitesi tarafından kabul edildi.
1. iki kutuplu RSNA elektrotlar oluşturun
<ol><li>Elektrot oluşturmak için yaklaşık 18 mm uzun paslanmaz çelik tel her iki parçalar kesin. Yaklaşık 15 mm uzun Boru polietilen (PE-50) bir parça kesti. Tel tel her iki tarafın çıkıntılı bırakarak borulama, içine iki adet yem.</li>
	<li>Yalıtım tellerin uçları kaldır; 2-3 mm maruz tel bırakarak teller kırpın. Bir ucunda, Erkek pim maruz tel üzerinden sarılmış. Tel için güvenli bir şekilde pins lehim, pins bir bağlayıcı şerit içinde güvenli ve epoksi ile bağlantı kapsar. Not: lehimleme önler alternatif bir yaklaşım hızlı bağlanmak/release timsah klipleri kullanmaktır.</li>
	<li>Elektrot ters ucunda yalıtım 2-3 mm maruz tel bırakarak tellerin uçları kaldırın. "Küçük V yalıtılmamış dikkat edin, kanca şeklinde" oluşturmak için tel'in bu bölümünü viraj. Not: Bu böbrek sempatik sinir ile temas halinde olacak elektrot bölümüdür. Sıvı tüp girmesini önlemek için bu amaçla mühürlemek önemlidir. Silikon veya epoksi etkin bir şekilde kullanılabilir.</li>
</ol>2. yönetmek anestezi ve cerrahi siteler hazırlamak
<ol><li>Anestezi bir erkek Sprague Dawley rat (yaş 9-11 hafta, 150-400 g ağırlığında) için yönetmek. Fentobarbital sodyum yönetmek 50 mg/kg mayi (IP) enjeksiyonu ile. Ameliyat sırasında anestezi istikrarlı bir uçak değerlendirmek için her 15 dk ve gerektiği gibi yeniden doz anestezi ayak-çimdik refleks denetleyin. Not: Fentobarbital sodyum (Nembutal) önceki çalışmalarda RSNA4,5,6modülasyonla engel olmadan sürekli uçağa anestezi elde etmek için kullanılmıştır. Bu nedenle bu protokolü hayatta kalma sigara için hiçbir kurtarma/post-izleme süresi operative cerrahidir.</li>
	<li>Hayvan Kurulusları esaslarına göre cerrahi site hazırlamak (i.e., sıçan karın, sırt ve kafa tıraş; % 10 povidone-iyot solüsyonu ile cilt temizlemek; göz kayganlaßtırıcı; uygulamak ve fareyi bir ısıtma yastığı yer). Vücut ısısı 37 ° C'de deneyler sırasında korumak.</li>
</ol>3. cannulate Femoral ven (intravenöz erişimi için)
<ol><li>Heparin (20 adet/mL ulaşmak için) % 0,9 steril serum fizyolojik için ekleyin. 1 mL şırınga heparinized serum fizyolojik ile 22 G iğne ile doldurun. PE-50 boru 15 cm iğne ve dolgu boru çözüm ile bağlayın.</li>
	<li>Sırtüstü yatan fare ile 2 cm yatay kesi kasık bölgesi ile oluşturun. Pamuk uçlu uygulayıcıları kullanarak, femoral ven ve arter duyurmak bağ dokusu incelemek. Belgili tanımlık kesme açık tutmak için ya tek kanca elastik bant ve küçük hemostats kullanmak için ipek ile cerrahi alan güvenli cerrahi konaklamalar geçerli.</li>
	<li>Hemostats bir kateter uygulayıcıya10olarak hizmet için 90 ° açıyla 22 G iğne ucu eğmek için kullanın.</li>
	<li>Mikroskop altında gemiler görselleştirin. Hafifçe eğimli forseps kullanarak arter ve ven ayırın. Yer iki 12 cm uzunluğunda 5-0 ipek dikiş altında ven (bir distal ve proksimal); dikişi arter altında aynı şekilde yerleştirin.<ol>
<li>Ven doldurmak için distal (alt) dikiş kravat; ipek teyp veya küçük hemostats kullanarak cerrahi alan için bu dikiş kenarlarını güvenli. Yavaşça ven gergin çekin ama kuvvet ile değil çok gemi giyecekler. Cerrahın dominant el için dikey ven getirin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gevşek bir overhand yarım düğüm proksimal dikiş kısaca ven doldurmak için kullanın. Hassas kan durdurucu sargı forseps ile hafifçe kan akımı doldurmak için bu dikiş kelepçe. 22 G iğne ile bükülmüş ucunu dominant olmayan elinde tutmak; Tüp dominant el kullanarak forseps ile kucaklayışını.</li>
	<li>Ven kateteri uygulayıcıya (adım 3.3) ile küçük bir delik delik ve PE-50 boru (heparinized serum önceden doldurulmuş) geminin yerleştirin; bükülmüş iğne açılış gemi açık tutmak için ve kateter ucu gemi10konumlandırma yardımcı olmak için kullanın.<ol>
<li>Proksimal dikiş serbest bırak ve yavaşça damar içine heparinized serum 0.2 mL sifonu; kateter ilerlemek. Uygun yerleşim sağlamak için damardan kan geri kontrol edin. Proksimal düğüm tamamlamak ve tüp distal dikiş kravatla güvenli ven içinde.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Venöz erişim deneyler sırasında kan toplama ve tamamlayıcı anestezi veya ilaçlar yönetmek için kullanın. Eğer gerekli olacak düzenli intravenöz infüzyon ve kan örnekleme bir 3-yönlü bağlantı dahil. Zararlı toe-çimdik refleks her 15dk anestezi titre denetleyin.</li>
</ol>4. Ortalama arter basıncının izlenmesi için Femoral arter cannulate
<ol><li>Mikroskop altında arter görselleştirin. Benzer yöntem venöz cannulation için kullanılan, distal dikiş (adım arter; doldurmak için 3,4) bağla ipek bant ile cerrahi alan için bu dikiş kenarlarını güvenli ve arter cerrahın dominant el için dikey pozisyon.</li>
	<li>Bir basınç dönüştürücü/infüzyon sistemi kullanıyorsanız arteryel erişim<ol>
<li>Basınç dönüştürücü/boru 500 mL % 0,9 serum fizyolojik çanta için bağlayın. Boru ile serum, tüm kabarcıklar, kaldırma Temizleme ve çanta sistem baskı yapmak için basınç uyarıcı çantanın içine yerleştirin.</li>
		<li>Adım 3. 1'de açıklandığı gibi 1 mL şırınga heparinized serum fizyolojik ile 22 G iğne ile doldurun ve PE-50 15 cm iğne (floş heparinized serum boru) bağlanın.</li>
		<li>Gevşek bir yarım düğüm proksimal dikiş kısaca arter doldurmak için kullanın. Kateter uygulayıcıya (adım 3.3) Sigara dominant elinde tutmak; Gemi cannulation forseps dominant el ile PE-50 distal ucu tut. Bir delik arter ile bükülmüş 22 G iğne ponksiyon ve kanül geminin yerleştirin.</li>
		<li>Proksimal dikişi, yavaşça floş heparinized serum 0.2 mL arter ve önceden kateter mümkün olduğunca serbest bırakın. Arteryel kan uygun yerleşim sağlamak için dönüş için kontrol edin. Proksimal düğüm tamamlamak ve tüp distal dikiş kravatla güvenli arter içinde. Arter hattı basınç dönüştürücü/boru için bağlayın. Not: Tüp distal kısmını arteryel yolun güvenliğini sağlamak için sıçan hindlimb kaydetmiş. Gemi cannulation için alternatif bir yaklaşım Jespersen ve arktarafından anlatılan.; dikiş için güvenli daha tüp ve yaklaşım kesi, tutkal-daha doğrusu yaymak için ekartör kullanarak onların iletişim kuralı farklıdır 11 bükülmüş iğne uygulayıcıya içermez.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Telemetri kullanıyorsanız arteryel erişim<ol>
<li>Arteryel cannulation önce yüksek büyütme altında basınç algılamalı kateter bakarak kontrol edin. Kateter kabarcıklar/enkaz serbest olduğundan ve sağlam bir menisküs (proksimal) arasında sıvı dolu olduğundan emin olun ve (distal) bileşenleri jel dolu. Her implantasyon öncesinde kateterin distal uç jel dolum. Bir mıknatıs kullanarak verici açmak; Mükemmel yerleşim katlanmak için ameliyat sırasında kan basıncı İzleyicisi.</li>
		<li>Gevşek bir overhand yarım düğüm proksimal dikiş kısaca femoral arter doldurmak için kullanın. Kateter uygulayıcıya (adım 3.3) Sigara dominant elinde tutmak. Jel ucundan yerinden önlemek için gemi cannulation forseps ile telemetri birim kanül ucu tut.</li>
		<li>Bir delik arter ile bükülmüş 22 G iğne ponksiyon ve jel ucundan yerinden önlemek için gemi cannulation forseps kullanarak arter kanül yerleştirin. Kanül mümkün olduğu kadar ilerlemek. Proksimal ve distal dikiş bağları kullanarak, basınç kateter güvenli.</li>
		<li>Vücut içinde belgili tanımlık kesme için bitişik kanadını telemetri implantın sokmak ve 4-0 naylon sütür kesici iğne üzerinde kullanarak bu kesi kapatın. Pil ömrü tasarruf etmek için kayıt sürelerin mıknatıs tarafından telemetri aygıtlar kapanır.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. pozisyon sıçan beyin erişmek için stereotaksik cerrahi çerçeve
<ol><li>Yavaşça fare stereotaksik cerrahi çerçeve yüzükoyun sígara içine taşıyın.</li>
	<li>Sıçan kulak barlar arasında konumlandırın ve lambda ve bregma yüksekliği eşitlemek için kesici bar ayarlayın. Konumlandırma sıçan zorlanma, ağırlık ve mekanlar CNS hedeflerin üzerinde bağlı olabilir.</li>
	<li>Orta çizgi üzerinden kesme 2 cm rostrocaudal neşter kafa derisi olun. Pamuk uçlu uygulayıcıları, sıkıca bağ dokusu kafatası yüzeyinden çıkarmak istimal. Hidrojen peroksit bregma, lambda ve orta hat dikiş görselleştirme yardımcı olmak için kafatasını uygulanır.</li>
	<li>Bir sıçan beyin atlas kullanarak hedefleme12Kılavuzu, burr deliği osteotomi ulaşmak için kafatasını üzerinden elektrot erişim için ölçekli.</li>
</ol>6. böbrek sempatik sinirler yalıtma
<ol><li>Tel RSNA elektrot (adım 1.1-1.3) 10 X öncesi amplifikatör ve elektrot amplifikatör bağlamak.</li>
	<li>Önce Retroperitonal bir kesi yoluyla renal sinirler yalıtmak veya sonra fare stereotaksik çerçevede sabitlenir. Fareyi stereotaksik çerçevede olduğunda RSNA elektrotlar getirin. Bir neşter kesi 4-5 cm kaudal yönde omurga için biraz yan kaburga altında uzanan olun. Blunt paraspinal kas görselleştirmek için belgili tanımlık kesme parçalara.</li>
	<li>Makas yağ kas buluştuğu bir çok yüzeysel 1-2 cm rostrocaudal giriş yapmak için kullanın. Pamuk uçlu uygulayıcıları kullanarak, uzak böbrek görselleştirmek için kas yağ yayıldı. Peritonal boşluk değil önemlidir.</li>
	<li>Çok yavaşça böbrek renal arter ve abdominal aort görselleştirmek için paraspinal kas ayırmak için kullanın. Aşırı renal sinirler zarar görmesini önlemek için gemiler germeyin. Salin batırılmış bir 2 "x 2" pamuk gazlı bez takımını böbrek yaralanmalara karşı korumak için kullanın.</li>
	<li>Yüksek büyütme altında kesi cebinde renal sinirler tanımlayın. Sinir demetleri en kolay aorta ve renal arter oluşturduğu dik açı görünür. Renal sinirler, böbrekler aort renal arter yakından takip.</li>
	<li>Kayıt elektrot yerleştirilir sinir demeti bir parçasını seçin. Yavaşça sinir lifleri gemisinden çevreleyen doku/mikro-anatomi Cımbız kullanarak incelemek.</li>
	<li>Tel RSNA elektrot bir tutucu güvenli (Örn., bir timsah klip bağlı bir destek stand). Elektrot sinir segment düzeye indirin. Bir sinir kanca yavaşça sinir germe olmadan elektrot üzerine böbrek sinir parçası kaldırmak için kullanın. Not: Sinir içinde "kanca yalıtılmamış tel, sinir için paralel şeklinde her iki V" dinlenmelisin. Elektrot tel diğer doku, kan veya lenf sıvısı dokunma gerekir.</li>
	<li>Belgili tanımlık kesme maruz böbrek sempatik sinir kuru olmasını önlemek için mineral yağ ile doldurun. İle belgili tanımlık kesme ve diğer Faraday kafesi bağlı deri bir ucunda bir topraklama klibi kullanın.</li>
	<li>Yüksek ve düşük (10 Hz ve 3 kHz) filtreleme geçiş kullanarak amplifikatörler sinyali doğrudan. 10 K. Ekle RSNA patlama desen değerlendirmek için bir ses monitör kadar kazanç ayarlayın. 2.000-10,000 Hz4,5,6,7,8arasında değişen örneklendirme oranı kullanın. CNS manipülasyon hızlı/kısa sempatik yanıt neden olan bir yüksek örnekleme oranı kullanın.</li>
</ol>7. kayıt verileri
<ol><li>İntravenöz bolus enjeksiyon 1 mL serum fizyolojik veya 10 µg/mL phenylephrine (içinde 0.1 mL) ile baroreflex çağrıştıran tarafından RSNA kayıt kalitesini değerlendirmek. Şekil 1' de gösterildiği gibi infüzyon kan basıncı artırmak ve RSNA inhibe. 60-80 mmHg ortalama arteriyel basınç artışı böbrek sympathoinhibition4,13,14için yeterlidir.</li>
	<li>Gerekirse sinyallerinin geliştirilmesi için elektrotlar konumunu ayarlamak. Yeniden konumlandırma sinir her iki elektrot kanca ile temas halinde değilse veya herhangi bir doku, kan veya lenf sıvısı ile temas teller ise gerekli değildir. Not: yeniden konumlandırma gereğini sinir deşarj işitsel özelliklerine bağlıdır.<ol>
<li>Eğer RSNA patlamaları deliği kalp döngüsü ile gerçekleşmiyor ve kayıt, herhangi bir müdahale eğer elektrot dikkatli bir şekilde konumlandırma.</li>
		<li>Solunum hareketleri de RSNA kayıt kalitesini etkileyebilir, sinyal yavaşça elektrot nerede kas hareketleri elektrot sırasında nefes bozmak değil bir konuma taşıyarak geliştirmek.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Net bir sinyal alındığında, mineral yağ çekilmesi ve sinir/elektrot bağlantı kesik cebinde kapsayacak bir Silis jeli uygulayarak RSNA elektrot yerde güvenli. Önce jel tamamen belirledi fareyi hareket ettirmeyin.</li>
	<li>CNS manipülasyon protokolleri sürekli RSNA kaydederken gerçekleştirmek ve arteriyel basınç demek. Microinjector/nabız beyin sapı manipülasyonlar için kullanılıyorsa, bu cihaz bir mantık sinyal CNS manipülasyonlar zamanlaması belgelemek için RSNA/BP kayıtlar tanıttı olabilir.</li>
	<li>Deneme tamamlandığında gürültü seviyesi sinir proksimal silika jel ve spinal kas arasında kayıt elektrotları için kırma tarafından belirler. Bu "sıfır" değer RSNA4,5,6için kayıt en az 30 s. Sayısal ses için alternatif bir yaklaşım atropin, hexamethonium, chlorisondamine veya pentolinium tartarat8,15,16, gibi bir kısa etkili ganglionic pencere engelleyicisi yönetmek 17.</li>
	<li>Dikkatle RSNA elektrot kaldırmak ve herhangi bir iz silika jel tel elektrot kaldırın. Elektrot yeniden kullanmak için kaydedin. Telemetri vericisi ve, kateter ucu zarar vermemeye dikkat çekici çıkarın.</li>
</ol>8. ötenazi (Transcardiac perfüzyon)
<ol><li>CNS manipülasyonlar konumları boya veya fluorochromes, elektrolitik lezyonlar, oluşturma enjekte veya c-fos ifade algılama belirleyin.</li>
	<li>Beyin analizleri fiksasyon gerektiriyorsa, fare transcardiac perfüzyon için hazır olun. Fareyi derinden imzalat kalmasını sağlamak için ayak-çimdik refleks değerlendirmek. Tamamlayıcı anestezi gerekirse sağlayın. Transcardiac perfüzyon paraformaldehyde sabitleştirici, duman mahallede gerçekleştirin. Dikkat: Hevesli cilt/göz tahriş eder.</li>
	<li>Perfüzyon pompa ve Başbakan % 0,9 normal salin ile tüp takın.</li>
	<li>5-6 cm yanal kesi cilt ve hemen altında göğüs kafesi karın duvarı üzerinden yapmak ve göğüs boşluğu açın. Dikkatli bir şekilde karaciğer diyaframdan ayırın. Küçük bir insizyon attım eğri künt makas kullanarak diyafram olun. 0.1 mL heparin doğrudan sol ventrikül enjekte.</li>
	<li>Ya bunu kalbine delinme tarafından bir perfüzyon iğne (Paslanmaz çelik sonda ile besleme iğne eser de bu adım için) sol ventrikül içine geçmek veya ucu ile görünür olacak şekilde küçük bir insizyon attım keserek keskin makas kullanarak ve gavaj geçen aracılığıyla iğne aort duvarında (ama aort ulaşmak gerekir). Bir cerrahi ya da elektrik klibi yer iğnede güvenliğini sağlamak için kullanın.</li>
	<li>Bir infüzyon pompa kullanarak, % 0,9 normal salin (Oda sıcaklığında) yönetme. Hemen bir 2-3 mm kesi tuzlu durulama için bir çıkış oluşturmak için sağ atrium oluşturun. Azalan aort kesmeyin. Kırmızı/kahverengi soluk sarı, yaklaşık 400 mL bir infüzyon karaciğer değişiklikleri renge kadar tuzlu durulama devam üzerinde 2-3 dk.</li>
	<li>Pompa kes. Perfusate için sabitleştirici geçiş (Örn., % 10 formalin veya %4 paraformaldehyde); 400 mL demlemek üzerinde 2-3 dk. beyin kaldırmak ve doku % 30 sukroz (30 mL 100 mL 0.1 M fosfat tamponlu tuz çözünmüş sükroz) için en az 3 gün veya beyin lavabo kadar aktarmadan önce numune sabitleştirici çözüm gecede 4 ° C'de depolayın , daha önce18kesit cryogenetic cryoprotection için.</li>
</ol>9. veri analiz
<ol><li>Tam dalga doğrultucu mutlak değerler elde etmek için ham RSNA. Tam dalga doğrultucu 10 s kesimini de ham ses sinyali. Düşük sinyal-gürültü oranı tarafından etkilenen herhangi bir çalışmaları dışlamak önemlidir. RSNA miktarının çalışmalarda, müfettişler gibi 2:1 6:117,19,20aşmak için sinyal noise oranları için gerektiren bir temanın ölçütleri uygulanan.</li>
	<li>Ortalama RSNA üst üste kesimleri (µV) düzeltilmesi ve gürültü Tahmini (µV) çıkarmak hesaplamak. Denemenin amacı bağlı olarak, 10 gibi aralıklarla müfettişler seçebilirsiniz s (Şekil 1) veya 1 s. Calculate anlamına gelir fizyolojik yazılımında dalga çözümleme seçeneğini kullanarak veya elektronik tablo veri verme ortalama için hesaplamak için Seçili zaman aralıkları.</li>
	<li>Farklı hayvanlar arasında normalize etmek yüzde satır taban çizgisinden değiştirmek gibi değerler daha ayrıntılı bir çözümleme için hızlı. Parametrik istatistik grup karşılaştırmaları yapmak için kullanın.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mancia, G., Grassi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+autonomic+nervous+system+and+hypertension.">The autonomic nervous system and hypertension.</a> Circulation Research. 114 (11), 1804-1814 (2014).</li><li>Kannan, A., Medina, R. I., Nagajothi, N., Balamuthusamy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Renal+sympathetic+nervous+system+and+the+effects+of+denervation+on+renal+arteries.">Renal sympathetic nervous system and the effects of denervation on renal arteries.</a> World Journal of Cardiology. 6 (8), 814-823 (2014).</li><li>Johns, E. J., Kopp, U. C., DiBona, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+control+of+renal+function.">Neural control of renal function.</a> Comprehensive Physiology. 1 (2), 767 (2011).</li><li>Fink, A. M., Dean, C., Piano, M. R., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pedunculopontine+tegmentum+controls+renal+sympathetic+nerve+activity+and+cardiorespiratory+activities+in+Nembutal-anesthetized+rats.">The pedunculopontine tegmentum controls renal sympathetic nerve activity and cardiorespiratory activities in Nembutal-anesthetized rats.</a> PLoS One. 12 (11), e0187956 (2017).</li><li>Dean, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endocannabinoid+modulation+of+sympathetic+and+cardiovascular+responses+to+acute+stress+in+the+periaqueductal+gray+of+the+rat.">Endocannabinoid modulation of sympathetic and cardiovascular responses to acute stress in the periaqueductal gray of the rat.</a> American Journal of Physiology, Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 300 (3), R771-R779 (2011).</li><li>Seagard, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anandamide+content+and+interaction+of+endocannabinoid/GABA+modulatory+effects+in+the+NTS+on+baroreflex-evoked+sympathoinhibition.">Anandamide content and interaction of endocannabinoid/GABA modulatory effects in the NTS on baroreflex-evoked sympathoinhibition.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), H992-H1000 (2004).</li><li>Ferreira, C. B., Cravo, S. L., Stocker, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+obstruction+produces+widespread+sympathoexcitation:+Role+of+hypoxia,+carotid+chemoreceptors,+and+NTS+neurotransmission.">Airway obstruction produces widespread sympathoexcitation: Role of hypoxia, carotid chemoreceptors, and NTS neurotransmission.</a> Physiological Reports. 6 (3), (2018).</li><li>Stocker, S. D., Muntzel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+sympathetic+nerve+activity+chronically+in+rats:+Surgery+techniques,+assessment+of+nerve+activity,+and+quantification.">Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: Surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (10), H1407-H1416 (2013).</li><li>Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+continuous+measurements+of+renal+sympathetic+nerve+activity+and+cardiovascular+function+during+exercise+in+rats.">Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats.</a> Experimental Physiology. 87 (1), 33-39 (2002).</li><li>Huetteman, D. A., Bogie, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+blood+pressure+monitoring+in+laboratory+rodents+via+implantable+radio+telemetry.">Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry.</a> Methods in Molecular Biology. 573, 57-73 (2009).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling,+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements.">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> Journal of Visualized Experiments. (59), 3496 (2012).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2014).</li><li>Scislo, T. J., Augustyniak, R. A., O'Leary, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+arterial+baroreflex+regulation+of+renal,+lumbar,+and+adrenal+sympathetic+nerve+activity+in+the+rat.">Differential arterial baroreflex regulation of renal, lumbar, and adrenal sympathetic nerve activity in the rat.</a> American Journal of Physiology. 275, R995-R1002 (1998).</li><li>Kopp, U. C., Jones, S. Y., DiBona, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Afferent+renal+denervation+impairs+baroreflex+control+of+efferent+renal+sympathetic+nerve+activity.">Afferent renal denervation impairs baroreflex control of efferent renal sympathetic nerve activity.</a> American Journal of Physiology, Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (6), R1882-R1890 (2008).</li><li>Guild, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+sympathetic+nerve+activity:+problems,+pitfalls+and+the+need+for+standardization.">Quantifying sympathetic nerve activity: problems, pitfalls and the need for standardization.</a> Experimental Physiology. 95 (1), 41-50 (2010).</li><li>Stocker, S. D., Hunwick, K. J., Toney, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothalamic+paraventricular+nucleus+differentially+supports+lumbar+and+renal+sympathetic+outflow+in+water-deprived+rats.">Hypothalamic paraventricular nucleus differentially supports lumbar and renal sympathetic outflow in water-deprived rats.</a> Journal of Physiology. 15 (563 Pt 1), 249-263 (2005).</li><li>Stocker, S. D., Gordon, K. W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutamate+receptors+in+the+hypothalamic+paraventricular+nucleus+contribute+to+insulin-induced+sympathoexcitation.">Glutamate receptors in the hypothalamic paraventricular nucleus contribute to insulin-induced sympathoexcitation.</a> Neurophysiology. 113 (5), 1302-1309 (2015).</li><li>Saponjic, J., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injection+of+glutamate+into+the+pedunculopontine+tegmental+nuclei+of+anesthetized+rat+causes+respiratory+dysrhythmia+and+alters+EEG+and+EMG+power.">Injection of glutamate into the pedunculopontine tegmental nuclei of anesthetized rat causes respiratory dysrhythmia and alters EEG and EMG power.</a> Sleep and Breathing. 9 (2), 82-91 (2005).</li><li>DiBona, G. F., Jones, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+renal+nerve+activity+responses+to+baroreceptor+denervation+in+hypertensive+rats.">Dynamic analysis of renal nerve activity responses to baroreceptor denervation in hypertensive rats.</a> Hypertension. 37 (4), 1153-1163 (2001).</li><li>Kunitake, T., Kannan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discharge+pattern+of+renal+sympathetic+nerve+activity+in+the+conscious+rat:+spectral+analysis+of+integrated+activity.">Discharge pattern of renal sympathetic nerve activity in the conscious rat: spectral analysis of integrated activity.</a> Journal of Neurophysiology. 84 (6), 2859-2867 (2000).</li><li>Machado, B. H., Bonagamba, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+L-glutamate+into+the+nucleus+tractus+solitarii+increases+arterial+pressure+in+conscious+rats.">Microinjection of L-glutamate into the nucleus tractus solitarii increases arterial pressure in conscious rats.</a> Brain Research. 576 (1), 131-138 (1992).</li><li>Murakami, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhalation+anesthesia+is+preferable+for+recording+rat+cardiac+function+using+an+electrocardiogram.">Inhalation anesthesia is preferable for recording rat cardiac function using an electrocardiogram.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 37 (5), 834-839 (2014).</li><li>Nakamura, T., Tanida, M., Niijima, A., Hibino, H., Shen, J., Nagai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+stimulation+affects+renal+sympathetic+nerve+activity+and+blood+pressure+in+rats.">Auditory stimulation affects renal sympathetic nerve activity and blood pressure in rats.</a> Neuroscience Letters. 416 (2), 107-112 (2007).</li><li>Bardgett, M. E., McCarthy, J. J., Stocker, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutamatergic+receptor+activation+in+the+rostral+ventrolateral+medulla+mediates+the+sympathoexcitatory+response+to+hyperinsulinemia.">Glutamatergic receptor activation in the rostral ventrolateral medulla mediates the sympathoexcitatory response to hyperinsulinemia.</a> Hypertension. 55 (2), 284-290 (2010).</li><li>Brozoski, D. T., Dean, C., Hopp, F. A., Seagard, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+blockade+of+endocannabinoids+in+the+NTS+modulates+baroreflex-evoked+sympathoinhibition.">Uptake blockade of endocannabinoids in the NTS modulates baroreflex-evoked sympathoinhibition.</a> Brain Research. 1059 (2), 197-202 (2005).</li><li>Barman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+can+we+learn+about+neural+control+of+the+cardiovascular+system+by+studying+rhythms+in+sympathetic+nerve+activity?.">What can we learn about neural control of the cardiovascular system by studying rhythms in sympathetic nerve activity?.</a> International Journal of Psychophysiology. 103, 69-78 (2016).</li><li>Charkoudian, N., Wallin, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+neural+activity+to+the+cardiovascular+system:+integrator+of+systemic+physiology+and+interindividual+characteristics.">Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics.</a> Comprehensive Physiology. 4 (2), 825-850 (2014).</li><li>Malpas, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+nervous+system+overactivity+and+its+role+in+the+development+of+cardiovascular+disease.">Sympathetic nervous system overactivity and its role in the development of cardiovascular disease.</a> Physiological Reviews. 90 (2), 513-557 (2010).</li><li>Chen, W. W., Xiong, X. Q., Chen, Q., Li, Y. H., Kang, Y. M., Zhu, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+sympathetic+afferent+reflex+and+its+implications+for+sympathetic+activation+in+chronic+heart+failure+and+hypertension.">Cardiac sympathetic afferent reflex and its implications for sympathetic activation in chronic heart failure and hypertension.</a> Acta Physiologica. 213 (4), 778-794 (2015).</li><li>Linz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+renal+sympathetic+innervation:+Recent+insights+beyond+blood+pressure+control.">Modulation of renal sympathetic innervation: Recent insights beyond blood pressure control.</a> Clinical Autonomic Research. , (2018).</li></ol>

Anne M. Fink veri Bilimler International için Müşteri Danışma Kurulu üyesidir.

RSNA ölçmek için önemli adımlar şunlardır: (1) kaçınarak renal arter ve sinirler, böbrek paraspinal kas ayıran zaman germe ve sinir segment üzerinde kayıt elektrotları yerleştirirken, böbrek sinir lifleri (2) dikkatle anatomi çevreleyen doku/gemi, doku, kan veya lenf sıvısı ve (4) önlenmesi sinir böbrek sinir ve silika jel sinir-elektrot birimine madeni yağ uygulayarak kurutma üzerinden ücretsiz (3) sağlanması bu elektrot teller var. Sorun giderme için kayıt sistemi yeterince topraklı olduğ...

Kalp-damar sisteminin otonom kontrolü hakkında önceden klinik keşifler hipertansiyon, kalp yetmezliği ve kronik böbrek hastalığı gibi hastalıkları yönetme stratejileri bilgilendirmek. Sempatik sinir sistemi ve düşük kardiyak vagus aşırı aktivite yüksek kan basıncı (tansiyon)1olarak katkıda bulunur. Kronik olarak yükseltilmiş böbrek sempatik çıkış katekoiamin salgılanmasını artırır ve kalp-damar/böbrek sistemleri2,3zararlı sonuçları ile renal kan akımı azalır. Otonomik disfonksiyon için önde gelen nörobiyolojik yolları tanımlamak için çalışmalar Rodents nasıl düzenleyen merkezi sinir sistemi (MSS) nöronlar sempatik parametreleri belirlemek için önemlidir. Böbrek sempatik sinir etkinliği (RSNA) ölçme hakkında teknik bilgiler sağlamak için bu protokolü amacı olduğunu ve BP ve yanıt CNS manipülasyonlar imzalat sıçanlarda akut sempatik değişiklikleri miktarının teknikleri anahat.
Akut (hayatta kalma olmayan) RSNA ölçümleri (h kalıcı min) bilim adamları MSS araştıracağını farmakolojik, elektrikle, ya da optogenetically içinde belirli çekirdek işlevlerini belirlemek için fareler anestezi olduğunda yararlıdır. Bu yöntemler, yalnız çekirdek, periaqueductal gri, gibi yapıları kullanarak pedunculopontine tegmentum ve rostral ventrolateral medulla nörobiyolojik yolları sempatik parametreleri4düzenleyen tanımlamak için araştırdık, 5,6,7. Bu yaklaşım araştırılması için CNS hedefler belirlemek için önemlidir otonomik disfonksiyon8,9kronik modellerinde daha fazla. Bu deneyler tamamlamak için havya, cerrahi mikroskop, stereotaksik çerçeve, elektrot amplifikatör ve ses monitör laboratuvar gerektirir. Elektriksel gürültü için katkıda bulunan etkenleri bağlı olarak laboratuvarda mevcut, cerrahi/kayıt alan RSNA kayıt elektriksel gürültü azaltmak kafes/kayış topraklama bir Faraday gerektirebilir. Beyin analizleri doku fiksasyon gerektiriyorsa, perfüzyon pompa ve duman hood gereklidir. Veriler sayısallaştırılmış ve farklı analiz seçenekleri ve telemetric sinyalleri dahil etmek için uyumlulukları ile birden çok fizyolojik yazılım/veri toplama (analog-dijital çevirici) adet4,5, kullanarak kaydedilen .

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stainless steel wire</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>791000</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene (PE-50) tubing</td>
			<td>VWR; Radnor, PA</td>
			<td>63019-048</td>
			<td>RSNA electrode; vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miniature pin connector</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>520200</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crimping tool</td>
			<td>Daniels Manufacturing Corp.; Orlando, FL</td>
			<td>M22520</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector strip</td>
			<td>Amphenol; Clinton Township, MI</td>
			<td>221-2653</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>J-B Kwik Epoxy</td>
			<td>J-B Weld, Sulphur Springs, TX</td>
			<td>8270</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone</td>
			<td>Permatex; Hartford, CT</td>
			<td>2222</td>
			<td>RSNA electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium; Injectable (10 mL vial, 1000 U/mL)</td>
			<td>KV Veterinary Supply; David City, NE</td>
			<td>P03466</td>
			<td>Venous line patency</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenylephrine HCl; Injectable (1 mL vial; 10 mg/mL)</td>
			<td>ACE Surgical Supply; Brockton, MA</td>
			<td>950-6312</td>
			<td>Testing renal sympathoinhibition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-hook elastic surgical stays</td>
			<td>Harvard Apparatus; Holliston, MA</td>
			<td>72-2595</td>
			<td>Incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk surgical tape</td>
			<td>3M, Minneapolis, MN</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>Secure surgical stays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles, 20 G</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>Z192554-100EA</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 curved forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>11274-20</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 silk suture ties</td>
			<td>Braintree Scientific; Braintree, MA</td>
			<td>SUT-S 106</td>
			<td>Vessel cannulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delicate hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-7117</td>
			<td>Vessel cannulation and RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crile Hemostatic forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>13004-14</td>
			<td>Needle bending</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telemetry transmitter</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>PA-10</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-gel syringe</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>276-0038-001</td>
			<td>Transmitter reuse (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable pressure transducer</td>
			<td>Transpac; San Clemente, CA</td>
			<td>MI-1224</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear-Cuff pressure infuser</td>
			<td>MILA International Inc.; Florence, KY</td>
			<td>2281339</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel cannulation forceps</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>00574-11</td>
			<td>Catheter insertion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black monofilament nylon 4-0 suture on reverse cutting needle</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical; San Francisco, CA</td>
			<td>S661GX</td>
			<td>Secure telemetry transmitter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telemetry receiver</td>
			<td>Data Sciences International; Minneapolis, MN</td>
			<td>RPC-1</td>
			<td>Mean arterial pressure monitoring (telemetry)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro (software), PowerLab (acquisition hardware)</td>
			<td>AD Instruments; Colorado Springs, CO</td>
			<td>ML846, MX2 matrix 2.0 (Compatible with Data Science International telemetry)</td>
			<td>3 options for software/acquisition hardware</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SciWorks (software), DataWave (acquisition hardware)</td>
			<td>DataWave Technologies, Loveland, CO</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spike 2 (software), Micro1401-3</td>
			<td>Cambridge Electronic Design Ltd., London UK</td>
			<td>1401-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-drill</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-6300</td>
			<td>CNS surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic surgery frame</td>
			<td>Stoelting; Wood Dale, IL</td>
			<td>51600</td>
			<td>CNS surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode amplifier with 10X pre-amplifier</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>1800-2</td>
			<td>RSNA recording</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>17009-07</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting tweezers</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-hook</td>
			<td>Fine Science Tools; Foster City, CA</td>
			<td>10064-14</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil</td>
			<td>Fisher Scientific; Waltham, MA</td>
			<td>8042-47-5</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Audio monitor</td>
			<td>A-M Systems; Sequim, WA</td>
			<td>3300</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td>Wacker, Munchen; Germany</td>
			<td>RT601A-B</td>
			<td>RSNA surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical clips</td>
			<td>Tyco Electronics; Schaffhausen, Switzerland</td>
			<td>EB0283-000</td>
			<td>Grounding or securing perfusion needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn scissors, straight/sharp points</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co; Gaithersburg, MD</td>
			<td>RS-5840</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gavage needle</td>
			<td>Harvard Apparatus; Holliston, MA</td>
			<td>75-0286</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex perfusion pump</td>
			<td>Cole-Parmer; Vernon Hills, IL</td>
			<td>7524-10</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex platinum-cured silicone tubing</td>
			<td>Cole-Parmer; Vernon Hills, IL</td>
			<td>96410-15</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formalin (10% buffered solution; 4 L)</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>Perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich; St. Louis, MO</td>
			<td>S0389</td>
			<td>Cryoprotection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantifying acute changes in renal sympathetic nerve activity in response to central nervous system manipulations in anesthetized rats

Böbrek sempatik sinir etkinliği (RSNA) ve ortalama arteriyel basınç kardiyovasküler ve otonomik araştırmada önemli parametreler şunlardır; Ancak, sınırlı kaynakları bilim adamları ölçme ve bu değişkenlerin analiz teknikleri yönetmenlik vardır. Bu iletişim kuralı RSNA ve imzalat sıçanlarda ortalama arter basıncı ölçüm yöntemlerini açıklar. Protokolü de merkezi sinir sistemi (MSS) manipülasyon için RSNA kayıtlar sırasında beyin erişmek için yaklaşımları içerir. RSNA kayıt tekniği ile uyumludur farmakolojik, optogenetic, veya MSS elektrik stimülasyon. Bir dedektif kısa vadeli (min h) otonomik yanıt anatomik olarak CNS çekirdeği ile ilişkilendirmek için hayatta kalma sigara deneylerde ölçtüğünüzde yararlı bir yaklaşımdır. Yaklaşım içinde rats RSNA kronik (hayatta kalma) kayıtları elde etmek için kullanılmak üzere tasarlanmamıştır. RSNA, ortalama deşarj RSNA doğrultucu ve ortalama arteriyel basınç olabilir sayılabilir ve daha fazla parametrik istatistik testleri kullanılarak analiz. Venöz erişim, ortalama arteriyel basınç telemetrically kayıt ve beyin fiksasyon gelecekteki histolojik analizler için edinme yöntemleri de makalesinde açıklanmıştır.

Şekil 1 bir örnek RSNA ve BP kaydından tedavisiydi anestezi sıçan göstermektedir. Phenylephrine bir İntravenöz enjeksiyon ortalama arteriyel basınç artışı teşvik ve baroreflex ve geçici sympathoinhibition4,6uyandırmak için kullanıldı. RSNA ölçmek için ham RSNA doğrultucu ve üst üste 10 s segmentler için Ortalama olarak; gürültü tahmin her kesiminden düşülen.
<p clas...

Watch this Scientific Journal Video about Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats at JoVE.com

Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

Yanıt Merkezi sinir sistemi manipülasyonlar imzalat Sıçanlarda Böbrek sempatik sinir faaliyette akut değişiklikler miktarının

Sempatik ve kardiyovasküler Yanıt Merkezi sinir sistemi (MSS) manipülasyonlar ölçme yöntemleri ilerleyen nörolojik için önemlidir. Bu iletişim kuralı ile ölçme ve böbrek sempatik sinir etkinliği (RSNA) (hayatta kalma olmayan) imzalat sıçanlarda akut değişiklikler miktarının bilim adamları yardımcı olmak için geliştirilmiştir.

Renal sympathetic nerve activity (RSNA) and mean arterial pressure are important parameters in cardiovascular and autonomic research; however, there are ...

quantifying-acute-changes-renal-sympathetic-nerve-activity-response

Research

JoVE Journal

Neuroscience

7.7K Görüntüleme.  University of Illinois at Chicago. Sempatik ve kardiyovasküler Yanıt Merkezi sinir sistemi (MSS) manipülasyonlar ölçme yöntemleri ilerleyen nörolojik için önemlidir. Bu iletişim kuralı ile ölçme ve böbrek sempatik sinir etkinliği (RSNA) (hayatta kalma olmayan) imzalat sıçanlarda akut değişiklikler miktarının bilim adamları yardımcı olmak için geliştirilmiştir.

Video: Quantifying Acute Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Central Nervous System Manipulations in Anesthetized Rats

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve 
transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous
 chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals 
through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying short interfering RNAs 
(siRNAs), plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 5-7 or injecting vectors into their target, the superior colliculus 8. 
This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the desired neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. 
An additional benefit is the ease and accuracy with which cell survival can be quantified after injury. The retina is a flat, layered tissue and RGCs are localized in 
the innermost layer, the ganglion cell layer. The survival of RGCs can be tracked over time by applying a fluorescent tracer (3% Fluorogold) to the cut end of the 
optic nerve at the time of axotomy, or by injecting the tracer into the superior colliculus (RGC target) one week prior to axotomy. The tracer is retrogradely transported, labeling 
the entire RGC population. Because the ganglion cell layer is a monolayer (one cell thick), RGC densities can be quantified in flat-mounted tissue, without the need 
for stereology. Optic nerve transection leads to the apoptotic death of 90% of injured RGCs within 14 days postaxotomy 9-11. RGC apoptosis has a 
characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a time window for 
experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. Ninety percent of retinal ganglion cells (RGCs) whose axons are completely transected (axotomy) die within 14 days after axotomy. This model is easily amenable to experimental manipulations and highly reproducible.

Optik Sinir transeksiyonu: Santral Sinir Sistemi Yetişkin Nöron Apoptoz Bir Model

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be ...

Nörobilim

Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

Fareler ve Merkezi Sinir Sisteminde Kök Hücre İmplantasyonu Multimodal Görüntüleme

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Merkez Sinir Sistemi Tek Hücreler Etiketleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. Understanding repair and regeneration in animals is a key question in biology. The damaged human CNS does not regenerate, and understanding how to promote the regeneration is one of main goals of medical neuroscience. The powerful genetic toolkit of Drosophila can be used to tackle the problem of CNS regeneration.
A lesion to the CNS ventral nerve cord (VNC, equivalent to the vertebrate spinal cord) is applied manually with a tungsten needle. The VNC can subsequently be filmed in time-lapse using laser scanning confocal microscopy for up to 24 hr to follow the development of the lesion over time. Alternatively, it can be cultured, then fixed and stained using immunofluorescence to visualize neuron and glial cells with confocal microscopy. Using appropriate markers, changes in cell morphology and cell state as a result of injury can be visualized. With ImageJ and purposely developed plug-ins, quantitative and statistical analyses can be carried out to measure changes in wound size over time and the effects of injury in cell proliferation and cell death. These methods allow the analysis of large sample sizes. They can be combined with the powerful genetics of Drosophila to investigate the molecular mechanisms underlying CNS regeneration and repair.

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An injury paradigm using the Drosophila larval ventral nerve cord to investigate central nervous system regeneration and repair is described. Stabbing followed by laser scanning confocal microscopy in time-lapse and fixed specimens, combined with quantitative analysis with purposefully developed software and genetics, are used to investigate the molecular mechanisms of CNS regeneration and repair.

Santral Sinir Sistemi Onarım İnceleyecek Bir Sakatlık Paradigma<em&gt; Drosophila</em

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Kemirgen Merkezi Sinir Sistemi İlaçların doğrudan Intraventriküler teslim

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are tightly regulated, affecting the final dynamics of protein abundance. Various regulatory mechanisms exist at the translation step, rendering mRNA levels alone an unreliable indicator of gene expression. In addition, local regulation of mRNA translation has been particularly implicated in neuronal functions, shifting &#39;translatomics&#39; to the focus of attention in neurobiology. The presented method can be used to bridge transcriptomics and proteomics.
Here we describe essential modifications to the technique of polyribosome fractionation, which interrogates the translatome based on the association of actively translated mRNAs to multiple ribosomes and their differential sedimentation in sucrose gradients. Traditionally, working with in vivo samples, particularly of the central nervous system (CNS), has proven challenging due to the restricted amounts of material and the presence of fatty tissue components. In order to address this, the described protocol is specifically optimized for use with minimal amount of CNS material, as demonstrated by the use of single mouse spinal cord and brain. Briefly, CNS tissues are extracted and translating ribosomes are immobilized on mRNAs with cycloheximide. Myelin flotation is then performed to remove lipid rich components. Fractionation is performed on a sucrose gradient where mRNAs are separated according to their ribosomal loading. Isolated fractions are suitable for a range of downstream assays, including new genome wide assay technologies.

In vivo Interrogation of Central Nervous System Translatome by Polyribosome Fractionation

This protocol illustrates essential modifications of polyribosome fractionation in order to study the translatome of in vivo CNS samples. It allows global assessment of translation and transcription regulation through the isolation and comparison of total RNA to ribosome bound RNA fractions.

Polyribosome Fraksiyonu tarafından Santral Sinir Sistemi Translatome in vivo sorguluyor

Multiple processes are involved in gene expression including transcription, translation and stability of mRNAs and proteins. Each of these steps are ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

Kemirgen Santral Sinir Sistemi vivo optogenetic Stimülasyon içinde

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<emIn vivo</em&gt; Anestezi Uygulanan Sıçanlarda Hiperdirect Pathway&#39;den Lokal Alan Potansiyellerinin Elektrofizyolojik Kayıtları ve Çoklu Ünite Aktivitesi

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

Üçüncü-biçim Drosophila Melanogaster merkezi sinir sisteminin etkinliğinin elektrofizyolojik kayıt

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Yanıt Merkezi sinir sistemi manipülasyonlar imzalat Sıçanlarda Böbrek sempatik sinir faaliyette akut değişiklikler miktarının

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler