Yazarlar aşağıdaki kuruluşlar teşekkür etmek istiyorum: Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı Çin (31171018, 31171355), bilim ve teknoloji bölümü, Guangdong (2013KJCX0054), Guangdong Eyaleti, Doğa Bilimleri Vakfı ( 2014A030313418, 2014A030313440) ve Guangzhou bilim ve teknoloji Bürosu (201607010320).

Hayvan barınma ve tüm hayvan deneyleri Etik Komitesi tarafından Ulusal Enstitüsü kurulan hayvan bakımı için yönergelere göre Güney Çin Normal Üniversitesi'nde hayvan araştırma tarafından onaylanmış prosedürler uyarınca yapılmıştır Sağlık.
 1. hazırlık çözümler <ol><li>hazırlamak 500 mL standart yapay serebrospinal Tablo 1 ' de listelenen gibi bizim eseri 7 ' açıklanan bileşenleri içeren sıvı (ACSF).
	Taze bir ACSF çözüm hazırlamak için deiyonize su ile <ol><li>kullanımı temiz cam şişeler. NaCl, KCl, NaH eklemek için kullanmadan önce kuru ve temiz spatula deiyonize su ile 2 PO 4, NaHCO 3, MgSO 4, D-glikoz ve çözüm / % 5 ile % 95'i O 2 bubbled sonra CaCl 2 ekleyin CO 2 ~ 20 dk (olarak ayrıntılı olarak açıklandığı tablo 1) 500 mL deiyonize su karışımı. Tamamen eriyene kadar karıştırın.</li>
		<li>Tamamen ACSF olduğunu emin olun herhangi bir yağış temizleyin. Sonra pH 7.2 7.4 için ayarlayın. Kabarcık % 95'i O 2 ve %5 CO 2 ~ 20 dakika süreyle oluşan bir gaz karışımı ile</li>
	</ol></li> <li>250 mL içeren Tablo 2 ' de açıklanan kimyasallar 7 dilim kesme çözeltisi hazırlamak.
	<ol><li>KCl, MgCl 2, NaH 2 PO 4, NaHCO 3, choline·Cl, D-glikoz Ekle ve CaCl 2 son 1.1.1, 250 ml deiyonize su gösterildiği gibi ekleyin ve 1.1.1 ve 1.1.2 anlatılan geçiyoruz.</li>
		Köpüren sonra % 95'i O 2 / %5 <li>CO 2, kesme çözüm olur, böylece çözüm için 15-20 dk bir dondurucu buz gibi ve kısmen donmuş yerleştirin. 
		Not: Biz ne zaman dilimleri 1-2 ay yapım bu kesme çözüm kullanın-eski fareler; formül 2 aydan daha büyük fareler için farklı olabilir.</li>
		<li>Steril endotoksin-Alerjik izotonik salin eriterek tarafından hazırlamak LPS çözüm (% 0.9 NaCl). LPS intraperitoneally yönetilen (0.5 mg/kg) ve 2 h sonra kaydını başlatmak.</li>
	</ol></li></ol> 2. Prefrontal korteks dilim hazırlanması <ol><li>kesme çözüm dondurucudan almak ve bir rüşvet almak için lunaparkçı. Çözüm buz koyun ve sürekli kabarcık / % 5 ile % 95'i O 2 CO 2.</li>
	<li>Büyük, keskin makas kullanarak, hızlı bir fare olarak açıklanan 9 başını kesmek ve hemen kafa ile dolu bir ölçek buz gibi koymak içine (0-4 ° C) kesme çözüm.</li>
	<li>Orta çizgi boyunca kafatası tepesine bir burun Kaudal yönde iyi makasla kesme ve yanal kafatası kısımları kaldırmak. Buz gibi soğuk kesme çözüm bir güzel spatula ve damla ile beyin kaldırın. 
	Not: Adım 2.2 2.3 hızla yapılmalıdır (ideal olarak &#60; 1dk).</li>
	<li>Beyin buz dolu bir 9 cm Petri kapağını yerleştirin. Buz gibi soğuk kesme çözüm beyinle durulayın. Serebellum ve olfaktör ampul bir tıraş bıçağı ile kesti.</li>
	<li>Uygula cyanoacrylate tutkal numune için sahibi bir vibratome. Dikkatle tutkal, rostral tarafı yukarı, damla üzerinde beyin blok yer ve hemen buz gibi kesme çözümde bırakın.</li>
	<li>Vibratome 15 ° yatay düzlemde referansla açısı için bıçak sahibi ayarlamak ve koronal beyin dilimleri 350 µm hazırlamak (bıçak titreşim frekansı 85 Hz, hız = 0.1 mm/s =).</li>
	<li>Bir pipet kullanarak, kurtarma odası dilimlere dolu ACSF ile transfer kuluçkaya 1 sürekli köpüren % 95'i O 2 / %5 ile h (RT) için CO 2.</li>
</ol> 3. Bütün hücre yama kayıt <ol><li>yapmak cam borosilikat MİKROPİPETLER için elektrotlar kayıt olarak kullanın veya çektirme işlemi el kitabında MİKROPİPETLER belirli esaslarına göre puf. Elektrotlar kayıt için ipucu Dirençleri aralığında 4-6 M olan &#8486;, puf MİKROPİPETLER aralığında 2-5 µm uç çapı varken.</li>
	<li>Blok hızlı Na + kanal ve böylece aksiyon potansiyelleri, ACSF Na + kanal engelleyici (TTX, 1 µM), ekleme ve Peristaltik Pompa Odası ile 2-3 mL/dk kayıt odasında bu çözümün bir sabit akış hızı sürdürmek ve bunun dışında aspirasyon. ACSF % 95'i O 2 / %5 kabarcık sürekli ve yaşayabilirliği dilimleri sağlamak için CO 2.</li>
	<li>Bir beyin dilim kimin iyi ipucu dilim boyutuna sığacak şekilde kesildi değiştirilmiş bir Pasteur pipet kullanarak kayıt odasına aktar. Dilim bir platin dilim çapa ile aralıklı paralel naylon konu ile kapak &#8805; dilimi platform üzerinde tutmak için 2 mm ayrı.</li>
	<li>Kayıt micropipette iç çözüm 7 ile (Tablo 3) doldurun ve puf MİKROPİPETLER 10 µM, 50 µM ve 100 µM (ACSF içinde çözünmüş) veya araç kontrol olarak ACSF GABA ile doldurmak.</li>
	Enkaz ile tıkanma önlemek için <li>ACSF kayıt elektrot çeker önce 1 mL şırınga kullanarak ışık pozitif basınç uygulayın. Bir micromanipulator (4 x objektif lens), mikroskop altında kullanarak kayıt elektrot ve puf micropipette ipuçları monitör ( şekil 1 A) video görüntüsündeki ortasına görünmesini sağlayacak şekilde getirin.</li>
	<li>Yavaş yavaş puf micropipette düşürürken mikroskop odak (40 x objektif lens) ayarlamak ve 45 ° açılı kayıt nöron yukarıda yerleştirin. Puf micropipette ucu ve 20-40 µm ( şekil 1 B) arasında kaydedilen nöron arasındaki mesafe tutun. Yavaş yavaş ve dikkatli bir şekilde kayıt elektrot ile nöron yaklaşım ve pozitif basınç düğmesini bırakın. Zayıf ve kısa emme giga-ohm mühür oluşturmak için elektrot tutucu bağlı boru aracılığıyla uygulamak.</li>
	<li>Koru gerilim 0, mV. Giga-ohm mühür oluşumu sonra hızlı için telafi etmek ve kapasite el ile veya otomatik olarak yavaş. Yukarıda belirtilen bütün hücreli moduna almak için boru aracılığıyla kısa ve güçlü bir emici uygulamak.</li>
	<li>Kayıt eIPSC gerilim tipi kelepçe içinde modu. Düşük gaz basıncı (azot, 4-6 PSI) tek veya eşleştirilmiş GABA puffs ( Şekil 2) sunmak için bir Master 8 gerilim adım jeneratör tarafından kontrollü bir Picospritzer kullanarak puf micropipette uygulamak.</li>
	<li>En iyi eIPSC sonuçları ( şekil 3) elde etmek ve LPS kaynaklı depresyon modeli ( şekil 4) eIPSC ölçmek için puf süresini değiştirmek.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Neher, E., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-channel+currents+recorded+from+membrane+of+denervated+frog+muscle+fibres.">Single-channel currents recorded from membrane of denervated frog muscle fibres.</a> Nature. 260 (5554), 799-802 (1976).</li><li>Sakmann, B., Edwards, F., Konnerth, A., Takahashi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+techniques+used+for+studying+synaptic+transmission+in+slices+of+mammalian+brain.">Patch clamp techniques used for studying synaptic transmission in slices of mammalian brain.</a> Q J Exp Physiol. 74 (7), 1107-1118 (1989).</li><li>Eyo, U. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+hyperactivity+recruits+microglial+processes+via+neuronal+NMDA+receptors+and+microglial+P2Y12+receptors+after+status+epilepticus.">Neuronal hyperactivity recruits microglial processes via neuronal NMDA receptors and microglial P2Y12 receptors after status epilepticus.</a> J Neurosci. 34 (32), 10528-10540 (2014).</li><li>Dickinson, G. D., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+determining+the+recruitment+of+inositol+trisphosphate+receptor+channels+during+calcium+puffs.">Factors determining the recruitment of inositol trisphosphate receptor channels during calcium puffs.</a> Biophys J. 105 (11), 2474-2484 (2013).</li><li>Lee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Columnar+distribution+of+activity+dependent+gabaergic+depolarization+in+sensorimotor+cortical+neurons.">Columnar distribution of activity dependent gabaergic depolarization in sensorimotor cortical neurons.</a> Mol Brain. 5, 33 (2012).</li><li>Glykys, J., Mody, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+main+source+of+ambient+GABA+responsible+for+tonic+inhibition+in+the+mouse+hippocampus.">The main source of ambient GABA responsible for tonic inhibition in the mouse hippocampus.</a> J Physiol. 582, 1163-1178 (2007).</li><li>Chen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=APP+modulates+KCC2+expression+and+function+in+hippocampal+GABAergic+inhibition.">APP modulates KCC2 expression and function in hippocampal GABAergic inhibition.</a> Elife. 6, (2017).</li><li>Dunn, A. J., Swiergiel, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+interleukin-1+and+endotoxin+in+the+forced+swim+and+tail+suspension+tests+in+mice.">Effects of interleukin-1 and endotoxin in the forced swim and tail suspension tests in mice.</a> Pharmacol Biochem Behav. 81 (3), 688-693 (2005).</li><li>Engel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcellular+Patch-clamp+Recordings+from+the+Somatodendritic+Domain+of+Nigral+Dopamine+Neurons.">Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons.</a> J Vis Exp. (117), (2016).</li><li>Wondolowski, J., Frerking, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subunit-dependent+postsynaptic+expression+of+kainate+receptors+on+hippocampal+interneurons+in+area+CA1.">Subunit-dependent postsynaptic expression of kainate receptors on hippocampal interneurons in area CA1.</a> J Neurosci. 29 (2), 563-574 (2009).</li><li>Yang, L., Wang, Z., Wang, B., Justice, N. J., Zheng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+precursor+protein+regulates+Cav1.2+L-type+calcium+channel+levels+and+function+to+influence+GABAergic+short-term+plasticity.">Amyloid precursor protein regulates Cav1.2 L-type calcium channel levels and function to influence GABAergic short-term plasticity.</a> J Neurosci. 29 (50), 15660-15668 (2009).</li><li>Huo, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prefrontal+Cortical+GABAergic+Dysfunction+Contributes+to+Aberrant+UP-State+Duration+in+APP+Knockout+Mice.">Prefrontal Cortical GABAergic Dysfunction Contributes to Aberrant UP-State Duration in APP Knockout Mice.</a> Cereb Cortex. , (2016).</li><li>Zhou, W. L., Gao, X. B., Picciotto, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acetylcholine+Acts+through+Nicotinic+Receptors+to+Enhance+the+Firing+Rate+of+a+Subset+of+Hypocretin+Neurons+in+the+Mouse+Hypothalamus+through+Distinct+Presynaptic+and+Postsynaptic+Mechanisms.">Acetylcholine Acts through Nicotinic Receptors to Enhance the Firing Rate of a Subset of Hypocretin Neurons in the Mouse Hypothalamus through Distinct Presynaptic and Postsynaptic Mechanisms.</a> eNeuro. 2 (1), (2015).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Puf uygulama postsinaptik reseptör işlevi3,4,7değerlendirmek için yaygın olarak kullanılır, ancak her deney da hassas doğrulukta denetim gerektirir. Biz burada GABA-puf prefrontal kortikal beyin dilimler halinde IPSCs (yani eIPSCs) indüklenen gösteren bütün hücreli yama sıkma, içeren bir açıklayınız. Kayıt elektrot dayanıklılığını yaklaşık 5 MΩ, puf MİKROPİPETLER uç çapı hakkında ise 2-5 µm. Puff arasında 4-6 psi basınçtır: daha düşük bir basınç neden olabilir daha yüksek bir basınç nöronal hasar, neden bu Aralık, önemlidir postsinaptik GABA reseptörleri yetersiz aktivasyonu. Kaydedilen nöron puf micropipette ucundan yatay uzaklık hakkında ise 20-40 µm (1-2 nöronlar çapı) ve puf micropipette ve dilim yüzey arasındaki açı olduğunu yaklaşık 45°. Puf micropipette dikey olarak 20-40 µm dilim (z ekseni) yukarıda yolgösterendir. Puff süresi 10-150 Bayan yukarıdaki koşullarda, 10-50 µM GABA puffs neden uygun bir nöronal yanıt ve eIPSC genlik ve Kinetik parametrelerin elde tekrarlanabilir olmalı. Protokol burada bir dilim yama puf başvuru üzerine odaklanır açıklanan, aynı zamanda bizim eseri7' de gösterildiği gibi nöronal kültürde kayıtları için uygun olsa da.
Biz de GABA eşleştirilmiş-puf uygulamadan kaynaklanan eIPSCs gösteriyor. Eşleştirilmiş-pulse protokollerinin yaygın olarak presynaptic özellikleri7,11ama etkileyen nörotransmitter-reseptör bağlama oranı ve bağlama benzeşme, değişiklikler gibi olası postsinaptik etkileri değerlendirmek için kullanılan çifte darbe oranları, presynaptic çifte darbe stimülasyon tarafından belirlenemiyor. Bu makalede açıklanan protokol eşleştirilmiş ve hatta darbe-tren bizi canlı tutan postsinaptik değişiklikler aydınlatmak için bir yol sağlar. Prefrontal korteks eIPSC genlik azalma LPS-Injected farelerin değişmiş düzeyleri veya etkinlik GABA reseptörlerinin davranış değişiklikleri LPS kaynaklı altında yatan göstermektedir.
Olarak çoğu uyuşturucu teslim teknikleri ile bu hedef hücre ulaşan tam GABA konsantrasyon bilmek zor olmasına rağmen, GABA, belirli düzeyde doku konsantrasyonu, türü ile tutarlı olmak tarafından korumak hala mümkün olduğunu MİKROPİPETLER kullanılan ve parametreler ile böyle gibi sürücü basınç ve mesafe puf. Bizim durumumuzda, kabarık çözüm hacmi 100 ms süre sonunda yaklaşık 1.1 µL var. Böylece, şişirme gerçekleştirilen7,12olduğu nicel çalışmalar sağlar.
Sağlıklı beyin dilimleri akut prefrontal korteks üzerinden hazırlanması için yordam kayıt puf biz tanımlamak ve aşağıdaki noktaları akılda önemlidir. İlk olarak, beynini incelememize ve prefrontal korteks hızlı bir şekilde ayrı (&#60; 1 dk) ve sonra beyin blok buz gibi kesme çözüm en fazla 1 dakika tutun. Daha sonra sıkıca vibratome beyin bloğunu numune tutucu üzerine yapıştırın veya aksi takdirde beyin blok kesit sırasında savrulabilir. Hız ve vibratome sıklığını bile, sağlıklı dilimler oluşturmak için ayarlamanız gerekir. Tüm yordamlar 0-4 yukarıda yapmak için çaba yapılmalıdır nöronal uyarılabilirlik en aza indirmek için ° C.
Biz bu makalede tarif kesme çözüm 1-2 ay için kullanılması gereken dikkati çekiyor-eski fareler. Büyük fareler için (yani &#62; 3 ay), kesme çözüm açıklanan13değiştirilmelidir. Puff teknik farmakolojik tedavi içeren yama-kelepçe deneyler bir dizi için geçerlidir ve uyuşturucu etkisi herhangi bir nöronların elektriksel aktivitesinin sınamak için de kullanılabilir.

Yama-klemp tekniği, nöronlar, elektrik sinyalleri soruşturma için birincil araç 1970'lerde1,2geliştirilmiştir. O nasıl spesifik tedaviler üzerinde bilgi sağlamak bu tekniği önemli bir avantajı olduğunu (örneğin, farmakolojik) nöronal işlevleri veya gerçek zamanlı3kanalları değiştirebilir. Nöronal fonksiyon farmakolojik değerlendirme bütün hücreli bir beyin dilimi kayıt sırasında kaydedilen nöronlar agonistler veya belirli reseptörlerinin antagonistleri gibi ilaçlar uygulamaya gerektirir. Bu yöntem uygulama böylece daha iyi nöronlar4fizyolojik ve patolojik özelliklerini anlamak için önde gelen özel bir ilaç takip meydana gelen nöronal değişiklikler tanımlamasını sağlar. Farmakolojik yönetim ya da perfüzyon5 veya puf6yapılabilir rağmen ikinci üstün bir tekniktir. Özellikle: (i) uygulama hızla puf artar ilaç konsantrasyonu bir seviyeye kaydedilen nöron etrafında öyle ki membran reseptörleri duyarsızlaştırma engellenir; (II) böylece bu nedenle yönetilen kimyasallar beyin dilimleri üzerinde herhangi bir istenmeyen etkileri azaltır banyo çözüm üzerinde küçük etkisi şişirilmiş uyuşturucu hacmi son derece düşüktür; (iii) puf Protokolü olabilir ayarlamak ve kaydedilmiş, deneme çok hassas tekrarlanabilir; yapma (iv) puf uygulama agonistler/antagonistleri, özellikle bu tür reaktifler pahalı veya elde etmek zor olduğu ekonomik kullanımını gösterir.
Burada, Bütün hücreli akımları GABA akut hazırlanan beyin dilimleri, nispeten iyi korunmuş beyin devreleri avantajına sahip bir hazırlık şişirme tarafından indüklenen kayıt üzerinde durulacak. Bu makalede nasıl inhibitör akımları puf kaynaklı7 kuralları açıklanacaktır. Sezyum (Cs+) kullanarak-tabanlı iç çözümler ve nöronlar 0 tutan mV, GABA-puf uyarılmış tanıtacak inhibitör postsinaptik akımları (eIPSCs) uygun teknik ayrıntılarla. Biz gösteriyor ki eIPSC lipopolysaccharide (LPS) enjeksiyon8tarafından indüklenen depresyon bir fare modeli kullanarak GABA puff tarafından uyarılmış genlik, LPS-Injected fareler araç kontrollere göre dilim içinde önemli ölçüde azalır. Bu makalede nasıl nefes tekniği yaygın olarak uygulanabilir herhangi bir kimyasal madde, bileşikleri veya uyuşturucu beyin dilimleri nöronal faaliyetleri üzerindeki etkisini değerlendirmek yönelik çalışmalar için göstermelidir bizim niyeti olduğunu.

<table style="border-collapse:collapse;width:665pt" width="887">
	<colgroup>
		<col style="width:161pt" width="214" />
		<col style="width:140pt" width="187" />
		<col style="width:155pt" width="206" />
		<col style="width:210pt" width="280" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Glass Borosilicate micropipettes</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Shutter Instruments</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">BF150-86-10</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280">1.50 mm outer diameter; 0.86 mm inner diameter</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Micropipette Puller</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Shutter Instruments</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">MODEL P-97&#160;</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280">Flaming/Brow Micropipette Puller</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Micromanipulators</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Shutter Instruments</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">MP-285</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Computer controlled Amplifier&#160;&#160;&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Molecular Devices</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">Multiclamp 700B</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Digital Acquisition system&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Molecular Devices</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">Digidata 1440A</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Imaging Camera</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Nikon&#160;</td>
			<td class="xl18" style="width:155pt" width="206">2115001</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280">Inspection equipment</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Microscopy&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Nikon&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">Eclipse FN1&#160;</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Master 8</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">A.M.P.I.</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">Master-8 Pulse stimulator</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Vibratome Slicer</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Leica</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">VT 1000S</td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Picospritzer &#8546;</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Parker Hannifin</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206"></td>
			<td class="xl18" style="width:210pt" width="280">Pressure Systems for Ejection of 
			Picoliter Volumes in Cell Research</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Razor blade</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Gillette</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">74-S</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280">FLYING EAGLE</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Video monitor</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Panasonic</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">WV-BM 1410</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl18" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">502 Glue</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Deli</td>
			<td class="xl18" style="width:155pt" width="206">7146</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280">Cyanoacrylate Glue</td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Peristaltic pump</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Shanghai JIA PENG Corporation</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">BT100-1F</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl20" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Video Camera</td>
			<td class="xl20" style="width:140pt" width="187">Olympus America Medical</td>
			<td class="xl20" style="width:155pt" width="206">OLY-150</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
		<tr height="40" style="height:30.0pt">
			<td class="xl18" height="40" style="width:161pt;height:30.0pt" width="214">Transfer Pipets</td>
			<td class="xl18" style="width:140pt" width="187">Biologix</td>
			<td class="xl18" style="width:155pt" width="206">30-0138A1</td>
			<td class="xl20" style="width:210pt" width="280"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

whole-cell currents induced by puff application of gaba in brain slices

Farmakolojik yönetim yaygın olarak bütün hücreli yama-kelepçe beyin dilimler halinde kayıt yürütmek için kullanılır. Elektrofizyolojik kayıt sırasında uyuşturucu uygulamasının en iyi yöntemlerden birini farmakolojik reaktifler beyin dilimleri nöronal faaliyetleri üzerindeki etkisini incelemek için kullanılan puf tekniğidir. Puff uygulama en büyük avantajı ilaç konsantrasyonu kayıt site çevresinde hızlı, böylece membran reseptörleri duyarsızlaştırma engelleyen artırır olmasıdır. Puff uygulama başarılı kullanımı dikkat için aşağıdaki öğeleri içerir: ilaç konsantrasyonu, puf micropipette, puf micropipette ve kaydedilen nöron ucu ve süresi arasındaki mesafe parametreleri ve puf sürüş basınç (inç kare başına pounds PSI). Bu makalede gama - aminobütirikasit (GABA) bir nöron prefrontal kortikal dilimin üzerine şişirme tarafından indüklenen bütün hücreli akımları kaydetmek için adım adım bir yordam açıklanır. Özellikle, aynı yordamı küçük değişiklikler oluşur ve striatum gibi diğer beyin bölgeleri ve hücre kültürleri gibi farklı ürünleri ile uygulanabilir.

Puff tekniği araştırmacılar uyuşturucu etkisi belirli bir neuron yüzeyinde belirli reseptörleri üzerinde çalışmaya izin verir. Bu makalede, GABA reseptörleri tarafından aracılı akımları odaklanmak. Şekil 1 üfle ve kayıt MİKROPİPETLER gösterir. Fiziksel baskı kaydedilen nöronlar üzerinde herhangi bir etkisi ortadan kaldırmak için puf, ACSF tarafından üretilen ve sukroz puffs (Şekil 2A) denetimleri kullanılır. Şekil 2' deBgösterildiği gibi temel koşulu ACSF wash-out tarafından (mavi), elde edilebilir iken GABA puf (siyah) tarafından indüklenen yanıt olarak bildirilen10, picrotoxin gibi bir GABA reseptör inhibitörü tarafından bloke edilebilir. Özellikle, ne bir ACSF ne de bir Sükroz puf bir yanıt, GABA puffs tarafından indüklenen yanıtları fizyolojik ve kaydedilen hücre yüzeyinde bulunan GABA reseptörleri tarafından aracılı düşündüren neden olmaktadır. Doz ve puf-süre yanıt eğrileri şekil 3' te gösterilmektedir.
LPS nöronal aktivite ve hayvan davranışları değiştirmek için gösterilen, ama GABA reseptör aracılı yanıt üzerindeki etkisi bilinen değildi. GABA puffs LPS-Injected beyin dilimleri içinde ve araç kontrol fareler tarafından indüklenen akımları karşılaştırdığımızda, biz önemli ölçüde azaltılmış IPSC genlikleri LPS tedavi (şekil 4) nedeniyle görmekteyiz.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56387/56387fig1.jpg"> 
Resim 1 . Diyagram puf micropipette ve kayıt elektrot.  
(A) puf kayıt MİKROPİPETLER arasındaki uzaklık. (B) (sol) puf micropipette ve kayıt elektrot yüzeyinde oluşan bir beyin dilim (sağda). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56387/56387fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56387/56387fig2.jpg"> 
Resim 2 . GABA puff tarafından indüklenen IPSC picrotoxin abluka.  
(A) ACSF şişirme ve sukroz (50 µM) yanıt neden olmaktadır. (B) şişirme 50 µM GABA bir IPSC (siyah) neden olmaktadır (puf süresi = 200 ms, 4-6 PSI) TTX içeren ACSF içinde (1 µM), CNQX (20 µM) ve AP5 (Aksiyon potansiyelleri ve eksitatör akım engellemek için 50 µM) tarafından AMPA ve NMDA reseptör aracılı. GABA kaynaklı IPSC GABA reseptör inhibitörü, 100 µM picrotoxin (kırmızı) banyo uygulama tarafından engellenir. IPSC wash-out picrotoxin sonra kurtarır. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56387/56387fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56387/56387fig3.jpg"> 
Şekil 3 . Doz ve puf-süre yanıt eğrileri.  
(A) örnek IPSCs 10, 50 ve 100 µM GABA tarafından indüklenen (puf süresi 50 ms, 4-6 psi =). (B) Puff-süre yanıt eğrileri. Siyah, n = 11; kırmızı, n = 8; Mavi, n = 10; Polinom uygun. Veri birden çok deneyler (8 ≤ n ≤11); aracı olarak gösterilir hata Çubuklarõn SEM (C) tekrarlayan akımları GABA (50 µM) puffs 1, 2 veya 3 s arası puf aralıklarla tarafından uyarılmış (puf süresi 100 ms, 4-6 psi =). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56387/56387fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56387/56387fig4.jpg"> 
Şekil 4 . eIPSC genlik farelerde LPS enjeksiyonlu araç kontrollere göre azalır. GABA şişirme indükler bir önemli ölçüde azaltılmış IPSC genlik LPS enjeksiyonlu vs kontrol nöronlar (serum, 19.74 ± 1.93 pA/pF; LPS, 14,10 ± 1,30 pA/pF; p = 0.02). <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56387/56387fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<table fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Madde</td>
			<td>g/mol</td>
			<td>Konsantrasyonu (mM)</td>
			<td>Ağırlık (g/L)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>58.443</td>
			<td>119</td>
			<td>6.9547</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>74.551</td>
			<td>2.5</td>
			<td>0.1864</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>137,99</td>
			<td>1</td>
			<td>0.1380</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>84.007</td>
			<td>26,2</td>
			<td>2,2010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>120.366</td>
			<td>1.3</td>
			<td>0.1565</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-glikoz</td>
			<td>198.17</td>
			<td>11</td>
			<td>2.1799</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>110.98</td>
			<td>2.5</td>
			<td>0.2775</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tablo 1. Kayıt ACSF.
<table fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Madde</td>
			<td>g/mol</td>
			<td>Konsantrasyonu (mM)</td>
			<td>Ağırlık (g/L)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>74.551</td>
			<td>2.5</td>
			<td>0.1864</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>95.211</td>
			<td>7</td>
			<td>0.6665</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>137,99</td>
			<td>1,25</td>
			<td>0.1725</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>84.007</td>
			<td>25</td>
			<td>2.1002</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choline· CL</td>
			<td>139.63</td>
			<td>115</td>
			<td>16.0575</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-glikoz</td>
			<td>198.17</td>
			<td>7</td>
			<td>1.3872</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>110.98</td>
			<td>0,5</td>
			<td>0.0555</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tablo 2. Dilim kesme çözüm.
<table fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Madde</td>
			<td>g/mol</td>
			<td>Konsantrasyonu (mM)</td>
			<td>Ağırlık (g/L)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CS glukonat</td>
			<td>328.052</td>
			<td>100</td>
			<td>32.8052</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CsCl</td>
			<td>168.36</td>
			<td>5</td>
			<td>0.8418</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>238.301</td>
			<td>10</td>
			<td>2.3830</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>95.211</td>
			<td>2</td>
			<td>0.1904</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>110.98</td>
			<td>1</td>
			<td>0.1110</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BAPTA</td>
			<td>476.43</td></tr></tbody></table>3
			<td>11</td>
			<td>5.2408</td>
		
		<tr>
			<td>Na2ATP</td>
			<td>551.1</td>
			<td>4</td>
			<td>2.2044</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2GTP</td>
			<td>523.2</td>
			<td>0,4</td>
			<td>0.2093</td>
		</tr>
	

Tablo 3. Bütün hücre yama kayıtları için iç çözüm.

Watch this Scientific Journal Video about Whole-cell Currents Induced by Puff Application of GABA in Brain Slices at JoVE.com

Whole-cell Currents Induced by Puff Application of GABA in Brain Slices

GABA beyin dilimleri içinde uygulanması Puff tarafından indüklenen bütün hücreli akımları

Biz hangi tarafından farmakolojik reaktifler bütün hücreli yama-kelepçe kayıt sırasında yönetilemez duruma gelir ve başarısı için çok önemli özellikleri çeşitli yönlerini vurgulamak puf tekniğini tanımlamak.

Pharmacological administration is commonly used when conducting whole-cell patch-clamp recording in brain slices. One of the best methods of drug ...

whole-cell-currents-induced-puff-application-gaba-brain

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.3K Görüntüleme.  South China Normal University. Biz hangi tarafından farmakolojik reaktifler bütün hücreli yama-kelepçe kayıt sırasında yönetilemez duruma gelir ve başarısı için çok önemli özellikleri çeşitli yönlerini vurgulamak puf tekniğini tanımlamak.

Video: Whole-cell Currents Induced by Puff Application of GABA in Brain Slices

GABA-activated Single-channel and Tonic Currents in Rat Brain Slices

The GABAA channels are present in all neurons and are located both at synapses and outside of synapses where they generate phasic and tonic currents, respectively 4,5,6,7 The GABAA channel is a pentameric GABA-gated chloride channel. The channel subunits are grouped into 8 families (&alpha;1-6, &beta;1-3, &gamma;1-3, &delta;, &#949;, &theta;, &pi; and &rho;). Two alphas, two betas and one 3rd subunit form the functional channel 8. By combining studies of sub-type specific GABA-activated single-channel molecules with studies including all populations of GABAA channels in the neuron it becomes possible to understand the basic mechanism of neuronal inhibition and how it is modulated by pharmacological agents.
We use the patch-clamp technique 9,10 to study the functional properties of the GABAA channels in alive neurons in hippocampal brain slices and record the single-channel and whole-cell currents. We further examine how the channels are affected by different GABA concentrations, other drugs and intra and extracellular factors. For detailed theoretical and practical description of the patch-clamp method please see The Single-Channel Recordings edited by B Sakman and E Neher 10.

We use the patch-clamp technique to measure GABA-activated single-channel currents (GABAA channels, GABAA receptors) and the synaptic and tonic currents they generate in neurons. Activation of the channels decreases neuronal excitability in health and disease 1,2,3,4.

Rat Beyin Dilimleri GABA-aktive Tek kanallı ve Tonik Akımlar

The GABAA channels are present in all neurons and are located both at synapses and outside of synapses where they generate phasic and tonic currents, ...

Nörobilim

Local Application of Drugs to Study Nicotinic Acetylcholine Receptor Function in Mouse Brain Slices

Tobacco use leads to numerous health problems, including cancer, heart disease, emphysema, and stroke. Addiction to cigarette smoking is a prevalent neuropsychiatric disorder that stems from the biophysical and cellular actions of nicotine on nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) throughout the central nervous system. Understanding the various nAChR subtypes that exist in brain areas relevant to nicotine addiction is a major priority.
Experiments that employ electrophysiology techniques such as whole-cell patch clamp or two-electrode voltage clamp recordings are useful for pharmacological characterization of nAChRs of interest. Cells expressing nAChRs, such as mammalian tissue culture cells or Xenopus laevis oocytes, are physically isolated and are therefore easily studied using the tools of modern pharmacology. Much progress has been made using these techniques, particularly when the target receptor was already known and ectopic expression was easily achieved. Often, however, it is necessary to study nAChRs in their native environment: in neurons within brain slices acutely harvested from laboratory mice or rats. For example, mice expressing "hypersensitive" nAChR subunits such as &alpha;4 L9&prime;A mice 1 and &alpha;6 L9&prime;S mice 2, allow for unambiguous identification of neurons based on their functional expression of a specific nAChR subunit. Although whole-cell patch clamp recordings from neurons in brain slices is routinely done by the skilled electrophysiologist, it is challenging to locally apply drugs such as acetylcholine or nicotine to the recorded cell within a brain slice. Dilution of drugs into the superfusate (bath application) is not rapidly reversible, and U-tube systems are not easily adapted to work with brain slices.
In this paper, we describe a method for rapidly applying nAChR-activating drugs to neurons recorded in adult mouse brain slices. Standard whole-cell recordings are made from neurons in slices, and a second micropipette filled with a drug of interest is maneuvered into position near the recorded cell. An injection of pressurized air or inert nitrogen into the drug-filled pipette causes a small amount of drug solution to be ejected from the pipette onto the recorded cell. Using this method, nAChR-mediated currents are able to be resolved with millisecond accuracy. Drug application times can easily be varied, and the drug-filled pipette can be retracted and replaced with a new pipette, allowing for concentration-response curves to be created for a single neuron. Although described in the context of nAChR neurobiology, this technique should be useful for studying many types of ligand-gated ion channels or receptors in neurons from brain slices.

In this paper, we describe a useful method to study ligand-gated ion channel function in neurons of acutely isolated brain slices. This method involves the use of a drug-filled micropipette for local application of drugs to neurons recorded using standard patch clamp techniques.

Fare Beyin dilimleri içinde Nikotinik Asetilkolin Reseptör Fonksiyon Okumak Uyuşturucu Yerel Uygulama

Tobacco use leads to numerous health problems, including cancer, heart disease, emphysema, and stroke. Addiction to cigarette smoking is a prevalent ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Glutamat ve GABA hızlı Micro-iyontoforez: Synaptic Entegrasyon Araştırma yararlı bir araç

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Organotipik Hipokampal Dilimleri eşleştirilmiş Tüm Hücre Kayıtlar

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

Beyin Dilimleri Korku Devre Ex Vivo optogenetic Diseksiyon

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Beyin Dilimleri tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Application of Automated Image-guided Patch Clamp for the Study of Neurons in Brain Slices

Whole-cell patch clamp is the gold-standard method to measure the electrical properties of single cells. However, the in vitro patch clamp remains a challenging and low-throughput technique due to its complexity and high reliance on user operation and control. This manuscript demonstrates an image-guided automatic patch clamp system for in vitro whole-cell patch clamp experiments in acute brain slices. Our system implements a computer vision-based algorithm to detect fluorescently labeled cells and to target them for fully automatic patching using a micromanipulator and internal pipette pressure control. The entire process is highly automated, with minimal requirements for human intervention. Real-time experimental information, including electrical resistance and internal pipette pressure, are documented electronically for future analysis and for optimization to different cell types. Although our system is described in the context of acute brain slice recordings, it can also be applied to the automated image-guided patch clamp of dissociated neurons, organotypic slice cultures, and other non-neuronal cell types.

This protocol describes how to conduct automatic image-guided patch-clamp experiments using a system recently developed for standard in vitro electrophysiology equipment.

Beyin dilimlerinde nöronların çalışması için otomatik görüntü yönlendirmeli Yama Kelepçesi Uygulaması

Whole-cell patch clamp is the gold-standard method to measure the electrical properties of single cells. However, the in vitro patch clamp remains a ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is tightly regulated during development and neuronal maturation. Importantly, deficits in synapse number can lead to cognitive dysfunction. Therefore, the evaluation of synapse number is an integral part of neurobiology. However, as synapses are small and highly compact in the intact brain, the assessment of absolute number is challenging. This protocol describes a method to easily identify and evaluate synapses in hippocampal rodent slices using immunofluorescence microscopy. It includes a three-step procedure to evaluate synapses in high-quality confocal microscopy images by analyzing the co-localization of pre- and postsynaptic proteins in hippocampal slices. It also explains how the analysis is performed and gives representative examples from both excitatory and inhibitory synapses. This protocol provides a solid foundation for the analysis of synapses and can be applied to any research investigating the structure and function of the brain.

A protocol for accurately identifying and analyzing synapses in hippocampal slices using immunofluorescence is outlined in this article.

Hipokampal kemirgen beyin dilimleri dansitesi Synapse değerlendirilmesi

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Ürünleri ve tüm hücre yama kelepçe kayıt Xenopus laevis Tectal nöronlar için iletişim kuralları

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Preparation of Acute Spinal Cord Slices for Whole-cell Patch-clamp Recording in Substantia Gelatinosa Neurons

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms underlying sensory transmission, nociceptive regulation, and chronic pain or itch development. Implementations of electrophysiological recordings together with morphological studies based on the utility of acute spinal cord slices have further improved our understanding of neuronal properties and the composition of local circuitry in SG. Here, we present a detailed and practical guide for the preparation of spinal cord slices and show representative whole-cell recording and morphological results. This protocol permits ideal neuronal preservation and can mimic in vivo conditions to a certain extent. In summary, the ability to obtain an in vitro preparation of spinal cord slices enables stable current- and voltage-clamp recordings and could thus facilitate detailed investigations into the intrinsic membrane properties, local circuitry and neuronal structure using diverse experimental approaches.

Here, we describe the essential steps for whole-cell patch-clamp recordings made from substantia gelatinosa (SG) neurons in the in vitro spinal cord slice. This method allows the intrinsic membrane properties, synaptic transmission and morphological characterization of SG neurons to be studied.

Akut omurilik dilimleri hazırlanması gözlemliyorum Gelatinosa nöronlar bütün hücreli yama-kelepçe kayıt için

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms ...