Biz projeye büyük destek Sayın Enes Mehmet, Bayan Kiara Andrade, Bayan Pilar Rodriguez, Chris Kwok ve Bayan Danna Mü&#39;min kabul.

Beyin Diseksiyon ve Immunofluorescent Boyama için kullanılır 1. Çözümler <ol><li> Yetişkin yapay serebral spinal sıvı içinde beyinleri sinek teşrih (CSF): 119 mM NaCl, 26.2 mM NaHCO 3, 2.5 mM KCI, 1 mM NaH 2 PO 4, 1.3 mM MgCl2, 10 mM glükoz. Kullanmadan önce, gaz% 5 CO 2/95 10% O 2 ile aCSF - 2.5 mM CaCl2 ile 15 dakika ve başak. 0.22 um&#39;lik bir membran filtresinden süzülerek ACSF çözüm sterilize edin. Not: Mağaza aCSF 4 ° C&#39;de bakteri bulaşmasını önlemek için. parçalara beyinleri nihai görüntü kalitesi iki diseksiyon çözeltilerinin etkileri ayrıntılı karşılaştırmalar yapılmamıştır, ancak Fly beyinleri Ayrıca, fosfat tamponlu tuz (PBS) çözeltisinde kesildi edilebilir. </li><li> Normalde bölünüp -20 ° C&#39;de saklanır sabitleyici çözelti olarak 1 x PBS içinde hazırlanmış% 4 paraformaldehit (PFA) kullanın. Caution: PFA toksik ve korozif ve dikkatle ele alınmalıdır. </li><li> parçalara beyinleri immünofloresan boyama sırasında, beyinlerinden son yıkama aşamasından sonra PFA durulama 1x PBS kullanın. 10x PBS stok solüsyonu 1x PBS hazırlayın (1.37 M NaCl, 27 mM KCl, 100 mM Na 2 HPO 4, ve 18 mM KH 2 PO 4). </li><li> parçalara beyinleri immünofloresan boyama esnasında sonraki tüm yıkama adımları için 1x PBS (1 x PBT)% 0.3 Tween-20 kullanımı. </li></ol> Yetişkin Fly Başkanları 2. Mikrocerrahi Diseksiyon Not: diseksiyon işlemi, Şekil 1 &#39;de gösterilmiştir. <ol><li> CO 2 ile yetişkin sinekler uyutmak. 5 s - Forseps kullanarak, bir sinek pick up ve kısaca 3% 70 etanol içinde batırarak kendi manikür Dewax. Bu aCSF veya 1X PBS diseksiyon çözeltisi batırılır zaman hiçbir kabarcıklar sinek manikür uymasını sağlar. </li><li> Altındaeller tarafından bloke olmayacak bir açıda bir ışık kaynağı ile diseksiyon mikroskobu, sinek (1.2x büyütme) net bir görüş elde etmek objektif lens ayarlayın. Hayvan hareketsiz ve Şekil 1A gösterildiği gibi karın, yukarı bakacak şekilde soğuk diseksiyon çözüm içine sinek batırmak için dominant olmayan el ile forseps kullanabilir. </li><li> 160 forseps tutmak - anında karın üzerine küçük bir kuvvet uygularken, diseksiyon levhasına göre 170 ° bir açı (Şekil 1A oklar olarak gösterilmiştir). Bu adım sinek hareketsiz ve 15 geriye doğru başını hareket ettirmek için zorlar - 25 ° yukarı burnumun uzatırken. Bu süreçte, manikür yumuşak ve saydam bölge, burnumun altında, belirgin hale gelmelidir. Büyütme artırmak ve bu bölgede üzerine odak düzlemi ayarlayın. Not: çok sıkı forseps tutmayın, ama yeterince yerine sadece firma stabilize etmekSinek. Çok fazla kuvvet iç organlar solüsyon içine yırtılmasına neden olur. </li><li> tutma elden basınç bırakıldığında forseps açık bahar böylece, forseps ipuçları hafif dirençli kuvvet üretecek olan ipuçları kapalı böylece diseksiyon forseps, basın baskın elinizi kullanın. Şekil 1B gösterildiği gibi, sinek tutan forseps dik forseps yerleştirin. <ol><li> Pierce Şekil 1B kırmızı okla gösterildiği gibi burnumun altında manikür yumuşak ve saydam bölgeye diseksiyon forseps kapalı ipuçları. Çok derinden beyni değecek forseps nüfuz önemlidir. Doğru beyin görünür hale gelmelidir. dominant olmayan el ile sinek istikrarlı bir şekilde tutun. </li></ol></li><li> Çabuk ama sürekli t kendi kuvveti ile diseksiyon forseps ipuçları bırakın ve koparmak için bu sürümden ivme güveniyorO Exoskeleton sinek kafasını çevreleyen. Görünür hale gelmelidir uygun sağlam bir beyin (hemen Şekil 1C alt forsepsi ucu yukarıda beyaz doku) (Şekil 1C gösterilen dışa kırmızı oklar olarak gösterilmiştir) yayımlanan forcep ipuçları ivme rehberlik etmek için bir hayali çizgiyi takip edin. Bu hafifçe Exoskeleton kaldırmak ve beyin beyin ilişkili göz ve trakea en olacaktır. Doğru zamanlama ve kuvvet dış iskelet araştırmacının deneyimine bağlı olacaktır açmak için başvurdu. Not: Bu Diseksiyon sırasında en kritik adımdır. Açık beyin bırakarak vücudun geri kalanına bağlı kalırken Exoskeleton kaldırmak için açılış forseps ivme oluşturulan doğal kuvvet güvenmek önemlidir. </li><li> dikkatle, beyaz elyaf yapıları gibi görünen trakea olarak kalan aksesuar dokuları, kaldırmak için baskın el forseps kullanın remaining beyin bağlı. çekin veya uygun beyin zarar vermemek için dikkatli olun. </li></ol> Brain 3. Immunofluorescent Boyama <ol><li> 60 dakika - 40% 4 PFA yaklaşık 1 mL ilişkili gövdeleri olan parçalara beyin örnekleri saptamak. Not: Bu ve sonraki adımlar için düzgün çözelti örnekleri karıştırmak için bir nutator örnekleri ile tüpler veya plakalar tutun. </li><li> 3 kez aşağı çözümü yukarı pipetleme 1x 1 mL PBS ile durulayın. uzak beynini aspire için dikkatli olun. </li><li> 5 dakika her biri için 1x PBT ile 5 kez yıkayın. inkübasyon sırasında nutator örnekleri tutun. </li><li> 4 ° C&#39;de / uygun seyreltme O&#39;da primer antikorlar ile N inkübe edin. </li><li> Ertesi gün, birincil antikorlar kaldırmak ve 1x PBT numuneleri 5 kez yıkayın. Her yıkama arasında 1x PBT çözeltisi içinde 10 dakika - 5 için örnek bırakın. inkübasyon sırasında nutator örnekleri tutun. </li><li> yıkanmış inkübeÖnerilen seyreltme ve kuluçkalama süresi ile uygun bir ikincil antikorlar örnekler. </li><li> Her yıkama arasında 10 dakika inkübasyon ile 1x PBT numuneleri altı kez yıkayın. Bu aşama, spesifik olmayan bir örnek bağlanmış ikinci antikorun çıkarılması için kritiktir. </li><li> 30 dakika süre ile 1x PBT çözeltisi içinde 1 mg / ml 4 &#39;, 6&#39;-diamidino-2-fenilindol (DAPI) 10,000 seyreltme: 1 içinde inkübe edin. DAPI DNA&#39;nın en bölgelerine bağlanır ve beynin genel morfolojisi ortaya çıkarmak için kullanılabilir bir DNA boyadır. </li><li> 1x PBS ile üç kez yıkayın. </li><li> Transfer diseksiyon çanak örnekler ve forseps kullanarak bir diseksiyon çanak kurumlardan beyinleri ayırın. </li><li> boyama ve yıkama adımlarından sonra, ikisi arasında lamelleri içinde beyinleri montaj ve montaj slayt üstüne lamelleri yerleştirin. Beynin her iki taraf da benzer bir sinyal yoğunluğu ile görüntülenebilir böylece bu yolla, beyin numuneleri kolayca saygısız olabilir. <strong&gt; Not: yerine doğrudan montaj slayt üzerinde bir lamel beyin Montaj serbestçe numunenin yönelim çevirme sağlar. Montaj işlemi, aşağıda daha ayrıntılı bir şekilde açıklanmıştır. <ol><li> bir montaj slayt üstüne bir 18 x 18 mm&#39;lik bir örtücü cam yerleştirin. Bir bıçak ile bir pipet açılmasını genişletmek ve 18 x 18 mm lamel üzerine 1x PBS çözüm beyinleri aktarmak için kullanabilirsiniz. </li><li> anti-solmaya montaj orta 40 uL (% 0.2 (99.5 w / v) n-propil galat - Başka 20, lamel ortasında beynini koyun ince pipet ile beyinleri etrafında sıvı kaldırmak ve sonra da eklemek beyinleri üzerinde% ACS derecesi gliserol). Not: orta eklenen montaj miktarı incelendiğinde beyinleri sayısına bağlıdır. </li><li> dışa viskoz montaj orta yerinden hafifçe beynini yayıldı. Bu temas edinceye kadar ilk taraftan slayt düşürerek beyin üzerine ikinci bir 18 x 18 mm&#39;lik bir örtücü cam yerleştirinMontaj kayma yüzeyi ve sonra yavaş yavaş hava kabarcıkları ile beyin temasını en aza indirmek için diğer tarafı düşürücü. Not: montaj orta hacmi iki lamelleri arasındaki bir ara parçası kullanmak ve beyinleri, iki lamelleri ayırmak için yeterli bir alan sağlamak için hiçbir gerek yoktur. </li><li> slaytlar yerleşmek için izin verin. Bir laboratuvar doku ile makbuzları taraftan çıkıp aşırı sıvı çıkarın. </li><li> taşıma sırasında montaj slayt düşmesini monte beyinleri ile lamelleri önlemek için, montaj slayt lamelleri eklemek için bant küçük bir parça kullanın. Not: Brain monte slaytlar hemen görüntülü veya slaytları mühür herhangi bir dolgu macunu kullanmak için bir gerek olmadan, floresan sinyalinin önemli bir kayıp olmadan en fazla bir hafta boyunca 4 ° C de muhafaza edilebilir arasındadır. lekeli beyinleri uzun vadeli korunması için, iki slip yan w kapalı olabiliri tırnak içinde lehçe ve depolanan -20 ° C derin dondurucuda, lekeli beyinleri zamanla sinyallerini kaybedebilirsiniz rağmen. Bu tavsiye edilmez. </li></ol></li><li> görüntü beyinleri uygun bir bileşik floresan mikroskop veya konfokal mikroskop kullanın. <ol><li> İlk olarak, hedefe daha yakın beynin yan görüntü elde ve daha sonra dikkatlice ortasında sıkışmış örnekleri var lamelleri çevirin. Bu adım aynı beynin diğer tarafında görüntü elde kolaylaştırır. </li><li> (Örnek olarak, bir dik bir bileşik floresan mikroskobu ve görüntü 20X objektif lens tüm beyin (Şekil 2&#39;de örnekler) ve bu Eşleştirilmiş anterior medial (PAM), küme bölgesinde DA nöronlar gibi beyin görüntü küçük bölgeler, bir 40x objektif kullanarak Şekil 3&#39;te). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Wangler, M. F., Yamamoto, S., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fruit+flies+in+biomedical+research.">Fruit flies in biomedical research.</a> Genetics. 199, 639-653 (2015).</li><li>Bellen, H. J., Yamamoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morgan's+legacy:+fruit+flies+and+the+functional+annotation+of+conserved+genes.">Morgan's legacy: fruit flies and the functional annotation of conserved genes.</a> Cell. 163, 12-14 (2015).</li><li>Aso, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuronal+architecture+of+the+mushroom+body+provides+a+logic+for+associative+learning.">The neuronal architecture of the mushroom body provides a logic for associative learning.</a> Elife. 3, 04577 (2014).</li><li>Reiter, L. T., Potocki, L., Chien, S., Gribskov, M., Bier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+analysis+of+human+disease-associated+gene+sequences+in+Drosophila+melanogaster.">A systematic analysis of human disease-associated gene sequences in Drosophila melanogaster.</a> Genome Res. 11, 1114-1125 (2001).</li><li>Yamagata, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+dopamine+neurons+mediate+reward+signals+for+short-+and+long-term+memories.">Distinct dopamine neurons mediate reward signals for short- and long-term memories.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 578-583 (2015).</li><li>Nern, A., Pfeiffer, B. D., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+tools+for+multicolor+stochastic+labeling+reveal+diverse+stereotyped+cell+arrangements+in+the+fly+visual+system.">Optimized tools for multicolor stochastic labeling reveal diverse stereotyped cell arrangements in the fly visual system.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 2967-2976 (2015).</li><li>Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+Plasticity:+Dopamine+Tunes+the+Mushroom+Body+Output+Network.">Neural Plasticity: Dopamine Tunes the Mushroom Body Output Network.</a> Curr Biol. 26, 109-112 (2016).</li><li>Wolff, T., Iyer, N. A., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+and+neuroanatomy+of+the+Drosophila+central+complex:+A+GAL4-based+dissection+of+protocerebral+bridge+neurons+and+circuits.">Neuroarchitecture and neuroanatomy of the Drosophila central complex: A GAL4-based dissection of protocerebral bridge neurons and circuits.</a> J Comp Neurol. 523, 997-1037 (2015).</li><li>Sweeney, S. T., Hidalgo, A., de Belle, J. S., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+adult+Drosophila+brains.">Dissection of adult Drosophila brains.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011, 1472-1474 (2011).</li><li>Wu, J. S., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+dissecting+Drosophila+melanogaster+brains+for+live+imaging+or+immunostaining.">A protocol for dissecting Drosophila melanogaster brains for live imaging or immunostaining.</a> Nat Protoc. 1, 2110-2115 (2006).</li><li>Mao, Z., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eight+different+types+of+dopaminergic+neurons+innervate+the+Drosophila+mushroom+body+neuropil:+anatomical+and+physiological+heterogeneity.">Eight different types of dopaminergic neurons innervate the Drosophila mushroom body neuropil: anatomical and physiological heterogeneity.</a> Front Neural Circuits. 3, 5 (2009).</li><li>White, K. E., Humphrey, D. M., Hirth, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dopaminergic+system+in+the+aging+brain+of+Drosophila.">The dopaminergic system in the aging brain of Drosophila.</a> Front Neurosci. 4, 205 (2010).</li><li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+pathology+and+muscle+and+dopaminergic+neuron+degeneration+caused+by+inactivation+of+Drosophila+Pink1+is+rescued+by+Parkin.">Mitochondrial pathology and muscle and dopaminergic neuron degeneration caused by inactivation of Drosophila Pink1 is rescued by Parkin.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 10793-10798 (2006).</li><li>Greene, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+pathology+and+apoptotic+muscle+degeneration+in+Drosophila+parkin+mutants.">Mitochondrial pathology and apoptotic muscle degeneration in Drosophila parkin mutants.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 4078-4083 (2003).</li><li>Whitworth, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+glutathione+S-transferase+activity+rescues+dopaminergic+neuron+loss+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson's+disease.">Increased glutathione S-transferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 8024-8029 (2005).</li><li>Pesah, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+parkin+mutants+have+decreased+mass+and+cell+size+and+increased+sensitivity+to+oxygen+radical+stress.">Drosophila parkin mutants have decreased mass and cell size and increased sensitivity to oxygen radical stress.</a> Development. 131, 2183-2194 (2004).</li><li>Trinh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decaffeinated+coffee+and+nicotine-free+tobacco+provide+neuroprotection+in+Drosophila+models+of+Parkinson's+disease+through+an+NRF2-dependent+mechanism.">Decaffeinated coffee and nicotine-free tobacco provide neuroprotection in Drosophila models of Parkinson's disease through an NRF2-dependent mechanism.</a> J Neurosci. 30, 5525-5532 (2010).</li><li>Kim, K., Kim, S. H., Kim, J., Kim, H., Yim, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutathione+s-transferase+omega+1+activity+is+sufficient+to+suppress+neurodegeneration+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson+disease.">Glutathione s-transferase omega 1 activity is sufficient to suppress neurodegeneration in a Drosophila model of Parkinson disease.</a> J Biol Chem. 287, 6628-6641 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

İnsan beyni hastalıkları, nöronal devreleri, ve yüksek beyin fonksiyonlarını incelemek için yetişkin Drosophila beyin kullanarak artan bir ilgi ile, orta serili için özellikle önemlidir tam montaj analizleri, bozulmadan sinek beyinleri elde etmek basit ve hızlı yöntemler geliştirilmesi gerekmektedir beyin temelli ekranlar ölçek. Bizim yöntem basit ve kolay öğrenirler bir sinek kafası dışarı incelemek için bir yaklaşım (genellikle tecrübesi ile en az 10 s) iyi korunmuş morfolojisi i...

Yaygın meyve sineği olarak bilinen model organizma Drosophila, uzun zarif genetik araçlar, kısa üreme kez değerlemeye tabi tutulmuştur ve son derece moleküler ve hücresel yollar korunmuş bulunmaktadır. Meyve sineği başarıyla temel sinyal yollarını, çok hücreli organizmaların desenlendirme mekanizmaları yanı sıra nöronal gelişimi, işlevleri altında yatan mekanizmaları ve hastalıkları 1,2 teşrih istihdam edilmiştir. Hücre etiketleme ve görüntüleme teknolojilerindeki son gelişmelerle birlikte, meyve sineği beyin, nöronal devrenin ince haritalama ve öğrenme ve hafıza ve sirkadiyen ritim 1,3 gibi yüksek beyin fonksiyonları, moleküler ve hücresel temelini diseksiyon özellikle güçlü hale geldi 4,5,6,7,8. Drosophila sisteminin bir avantajı normal bir bileşik veya konfokal mikroskop kullanılarak beyin tüm montaj hazırlanması ve incelenmesini sağlayan nispeten küçük bir boyutudur. This özelliği dolayısıyla bütünün içinde bir çalışılan konu bütüncül bakış ve onun tam geometri hem sağlayarak, tüm beyin dokusunda bağlamında, hücresel ve hücre içi düzeyde nöronal devrenin detaylı anatomik ve fonksiyonel analiz, hatta tek bir nöronu mümkün kılar beyin. Ancak, beynin oldukça minyatür boyutu göz önüne alındığında, aynı zamanda verimli bir yetişkin sinek koruyucu dış iskelet kafa davanın dışında sağlam bir beyin dokusunu diseksiyon teknik bir meydan okuma sunuyor. Çeşitli etkili ve nispeten basit diseksiyon yöntemleri genellikle dikkatli içerir ve adım adım kafa durumda kaldırılmasını ve gözler dahil ilişkili dokuları, trakea ve yağ 9, 10. Bunlar mikrocerrahi diseksiyon yöntemlerinin doğru beyin, hangi detaylı bir şekilde tarif edilmiştir genellikle kolayca zarar görebilir ince iyi hizalanmış ipuçları forseps dayanarak, diseksiyon forseps kalitesi oldukça sıkı talepleri yerleştirin. Dahası, disseke beyinler genellikle separat vardırvücudun geri kalan ed, beyinleri nedeniyle kolayca, küçük boyutları ve işlem tampon maddesi içinde şeffaflığının daha sonra boyanması ve yıkama işlemleri sırasında kaybolabilir. Burada, gövde bağlı disseke beyinleri tutan yetişkin beyinlerinde için, nispeten basit ve kolay öğrenilebilen bir adım diseksiyon protokol açıklar. Diseksiyon işlemi genellikle kolay gibi göz ve trakea gibi beyin ilişkili dokuların en uzak temizler ve kaliteli diseksiyonu forseps ihtiyacını azaltır. floresan bileşik mikroskop veya konfokal mikroskop altında beyin görüntüleme, ayrıca, uzak floresan ışık kaynağından beynin yan nedeniyle genellikle tüm montaj beyin kalınlığı zayıf bir sinyal ve daha az net görüntüler üretir. Burada, biz de benzer sinyal intensi ile beynin her iki tarafın uygun görüntüleme sağlayan, beyin numunelerinin kolay saygısız sağlayan basit bir montaj yöntemi açıklarty ve kalite. Bir kanıtı-of-concept yetişkin beyin incelemek için bu yöntemin uygulanması için, biz daha 1118 sinekler w beyinlerinde DA nöronların varlığını incelendiğinde; genellikle transgenik sinekler ve birçok Drosophila çalışmalarında vahşi tipli denetimi oluşturmak için ebeveyn hattı olarak kullanılan bir genotip.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1320">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="54">
			<td height="54" style="height:54px;width:573px;">w*;&#160;park&#916;21/TM3,&#160;P{GAL4-Kr.C}DC2,&#160;P{UAS-GFP.S65T}DC10,&#160;Sb1</td>
			<td style="width:311px;">Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td style="width:151px;">51652</td>
			<td style="width:287px;">Balancer was switched to TM6B</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;">PBac{WH}parkf01950</td>
			<td>Exelixis at Harvard Medical School</td>
			<td>f01950</td>
			<td>Balancer was switched to TM6C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">NaCl</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>S640-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:573px;">Sodium Bicarbonate (NaHCO3)&#160;</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">02-003-990</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Potassium Chloride (KCl)</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>BP366-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:573px;">Sodium phosphate, monobasic monohydrate (NaHCO3)</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>02-004-198</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Magnesium Chloride (MgCl2)</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>02-003-265</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">D-Sorbitol</td>
			<td style="width:311px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>S1876-500G</td>
			<td>Replaces glucose</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:573px;">Calcium chloride dihydrate (CaCl2)</td>
			<td style="width:311px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5670-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EMD Millipore&#160;Durapore PVDF Membrane Filters: Hydrophilic: 0.22&#181; Pore Size</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>GVWP14250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Formalin Solution, 10% (Histological)</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>SF98-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Potassium Phosphate, Dibasic, Powder, Ultrapure Bioreagent</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>02-003-823</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Tween 20</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>BP337-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Excelta Precision Tweezers with Very Fine Points</td>
			<td style="width:311px;">Fisher Scientific</td>
			<td>17-456-055</td>
			<td>Protocol does not require very fine points.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody</td>
			<td>Pel-Freez Biologicals</td>
			<td style="width:151px;">P40101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Rat-Elav-7E8A10 anti-elav</td>
			<td>The Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>Clone 7E8A10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Goat anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 conjugate</td>
			<td style="width:311px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">A-21247</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 594 conjugate</td>
			<td style="width:311px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">A-11037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">DAPI Solution (1 mg/mL)</td>
			<td style="width:311px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">62248</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Propyl gallate powder</td>
			<td style="width:311px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3130-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Glycerol ACS reagent, &#8805;99.5%</td>
			<td style="width:311px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7893-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zeiss Axioimager Z1</td>
			<td style="width:311px;">Zeiss</td>
			<td style="width:151px;">Quote</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Zeiss Apotome.2</td>
			<td style="width:311px;">Zeiss</td>
			<td style="width:151px;">Quote</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:573px;">Zen lite software</td>
			<td style="width:311px;"></td>
			<td style="width:151px;">Quote</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult drosophila brains

İnsan beyni dejeneratif hastalıkların modeli yetişkin beyinlerinde nöronal devreler harita ve yüksek beyin fonksiyonlarının moleküler ve hücresel temelini incelemek için Drosophila kullanarak artan bir ilgi vardır. iyi korunmuş morfolojisi erişkin beyinlerinin bir bütün montaj hazırlığı gibi tüm beyin temelli çalışmalar için kritik, ama teknik olarak oldukça zor ve zaman alıcı olabilir. takip eden işlem aşamalarını kolaylaştırmak için vücudun geri kalan bağlı bozulmamış beyin tutarken Bu protokol, en az 10 s bir yetişkin sinek kafasının kolay öğrenmek için, tek-aşamalı bir diseksiyon yaklaşımı tarif eder. prosedür normalde daha sonra görüntüleme adımla engelleyebilir beyin ile ilişkili göz ve trakea dokuların en temizlenmesine yardımcı olur ve aynı zamanda diseksiyon forseps kalitesine daha az talep yerleştirir. Buna ek olarak, B her iki tarafına görüntüleme için önemli olan bir lamel üzerine monte edilmiş, beyin örnekleri uygun bir çevirme sağlayan basit bir yöntem tarifbenzer sinyal yoğunluğu ve kalitesi ile yağmurlar. Protokolün bir örneği olarak, biz WT yetişkin beyinlerinde dopaminerjik (DA) nöronların ilişkin bir analizi sunması (1118 w) uçar. Diseksiyon yöntemi yüksek etkinlik Drosophila büyük ölçekli yetişkin beyin temelli çalışmalar için özellikle yararlı hale getirir.

Yukarıda tarif edildiği gibi Şekil 1, yetişkin beyin diseksiyonu için ana prosedürleri gösterir 2 Şekiller ve 3 3 günlük bir WT temsilcisi görüntüler. (Genotip: 1118 w) yetişkin tirozin hidroksilaz karşı bir antikor ile costained edildi beyinleri, sinek (TH Şekil 2&#39;de, kırmızı renkli ve Şekil 3) beyaz bir belirteç, genellikle tüm farklılaşmış nöronları...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains at JoVE.com

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

Yetişkin Drosophila beyin nöronal devreleri, yüksek beyin fonksiyonları ve karmaşık bozuklukları çalışmak için değerli bir sistemdir. Etkin bir yöntem, beyin temelli çalışmalar kolaylaştıracak küçük sinek kafasından tüm beyin dokusu incelemek için. Burada iyi korunmuş morfolojisi ile yetişkin beyinlerinde basit, tek adımlı diseksiyon protokol açıklar.

Basit Bir adım Yetişkin Tüm montaj Hazırlama Diseksiyon Protokolü<em&gt; Drosophila</em&gt; Brain

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

a-simple-one-step-dissection-protocol-for-whole-mount-preparation

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

27.0K Görüntüleme.  The University of Texas Health Science Center at Houston.  Yetişkin Drosophila beyin nöronal devreleri, yüksek beyin fonksiyonları ve karmaşık bozuklukları çalışmak için değerli bir sistemdir. Etkin bir yöntem, beyin temelli çalışmalar kolaylaştıracak küçük sinek kafasından tüm beyin dokusu incelemek için. Burada iyi korunmuş morfolojisi ile yetişkin beyinlerinde basit, tek adımlı diseksiyon protokol açıklar. 

Video: A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the procedure for the visualization of Drosophila embryonic nervous system using antibodies to neuronal proteins. Since the entire embryonic peripheral nervous and central nervous systems are well characterized at the level of individual cells (Dambly-Chaudi&egrave;re et al., 1986; Bodmer et al., 1987; Bodmer et al., 1989), any aberrations to these systems can be easily identified using antibodies to different neuronal proteins. The developing embryos are collected at certain times to ensure that the embryos are in the proper developmental stages for visualization. After collection, the outer layers of the embryo, the chorion membrane and the vitelline envelope that surrounds the embryo, are removed before fixation. Embryos are then incubated with neuronal antibodies and visualized using fluorescently labeled secondary antibodies. Embryos at stages 12-17 are visualized to access the embryonic nervous system. At stage 12 the CNS germ band starts shortening and by stage 15 the definitive pattern of the commissure has been achieved. By stage 17 the CNS contracts and the PNS is fully developed (Campos-Ortega et al. 1985). Thus changes in the pattern of the PNS and CNS can be easily observed during these developmental stages.

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

We describe the procedure to prepare staged Drosophila embryos for the visualization of the embryonic nervous system during embryogenesis.

Tüm montaj Embriyonik Sinir Sistemi Görselleştirme Drosophila Embriyolar

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the ...

Nörobilim

Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium

The retinal pigment epithelium (RPE) lies at the back of the mammalian eye, just under the neural retina, which contains the photoreceptors (rods and cones). The RPE is a monolayer of pigmented cuboidal cells and associates closely with the neural retina just above it. This association makes the RPE of great interest to researchers studying retinal diseases. The RPE is also the site of an in vivo assay of homology-directed DNA repair, the pun assay. The mouse eye is particularly difficult to dissect due to its small size (about 3.5mm in diameter) and its spherical shape. This article demonstrates in detail a procedure for dissection of the eye resulting in a whole mount of the RPE. In this procedure, we show how to work with, rather than against, the spherical structure of the eye. Briefly, the connective tissue, muscle, and optic nerve are removed from the back of the eye. Then, the cornea and lens are removed. Next, strategic cuts are made that result in significant flattening of the remaining tissue. Finally, the neural retina is gently lifted off, revealing an intact RPE, which is still attached to the underlying choroid and sclera. This whole mount can be used to perform the pun assay or for immunohistochemistry or immunofluorescent assessment of the RPE tissue.

A formal demonstration of the dissection of a mouse eye, resulting in a whole mount of the retinal pigment epithelium.

Retina pigment epiteli Tüm Mount Fare Göz Diseksiyon

The retinal pigment epithelium (RPE) lies at the back of the mammalian eye, just under the neural retina, which contains the photoreceptors (rods and ...

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

Tek Drosophila Ommatidium Diseksiyon ve Görüntüleme

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Yetişkin Tüm Dağı Hazırlık Drosophila Dev Fiber Boya Enjeksiyon Ventral Sinir Kablosu

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Tüm Dağı Muscle Analizi ile tekrarlanabilir Fare Siyatik Sinir Ezilme ve Rejenerasyon daha sonraki Değerlendirme

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

DiI-Labeling of DRG Neurons to Study Axonal Branching in a Whole Mount Preparation of Mouse Embryonic Spinal Cord

Here we present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the lipophilic tracer 1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI)1. The comparison of axonal pathways of wild-type with those of mouse lines in which genes are mutated allows testing for a functional role of candidate proteins in the control of axonal branching which is an essential mechanism in the wiring of the nervous system. Axonal branching enables an individual neuron to connect with multiple targets, thereby providing the physical basis for the parallel processing of information. Ramifications at intermediate target regions of axonal growth may be distinguished from terminal arborization. Furthermore, different modes of axonal branch formation may be classified depending on whether branching results from the activities of the growth cone (splitting or delayed branching) or from the budding of collaterals from the axon shaft in a process called interstitial branching2 (Fig. 1).
The central projections of neurons from the DRG offer a useful experimental system to study both types of axonal branching: when their afferent axons reach the dorsal root entry zone (DREZ) of the spinal cord between embryonic days 10 to 13 (E10 - E13) they display a stereotyped pattern of T- or Y-shaped bifurcation. The two resulting daughter axons then proceed in rostral or caudal directions, respectively, at the dorsolateral margin of the cord and only after a waiting period collaterals sprout from these stem axons to penetrate the gray matter (interstitial branching) and project to relay neurons in specific laminae of the spinal cord where they further arborize (terminal branching)3. DiI tracings have revealed growth cones at the dorsal root entry zone of the spinal cord that appeared to be in the process of splitting suggesting that bifurcation is caused by splitting of the growth cone itself4 (Fig. 2), however, other options have been discussed as well5.
This video demonstrates first how to dissect the spinal cord of E12.5 mice leaving the DRG attached. Following fixation of the specimen tiny amounts of DiI are applied to DRG using glass needles pulled from capillary tubes. After an incubation step, the labeled spinal cord is mounted as an inverted open-book preparation to analyze individual axons using fluorescence microscopy.

The stereotyped projections of sensory afferents into the rodent spinal cord offer an easily accessible experimental system to study axonal branching through the tracing of single axons.

Fare Embriyonik Omurilik Tüm Dağı Hazırlık aksonal dallanma Eğitim DRG Nöronlar DII-Etiketleme

Here we  present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons  into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

Larva, Pupa ve Erişkin diseksiyonu ve İmmünohistokimya<em&gt; Drosophila</em&gt; Retinaları

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

Dissection of the Transversus Abdominis Muscle for Whole-mount Neuromuscular Junction Analysis

Analysis of neuromuscular junction morphology can give important insight into the physiological status of a given motor neuron. Analysis of thin flat muscles can offer significant advantage over traditionally used thicker muscles, such as those from the hind limb (e.g. gastrocnemius). Thin muscles allow for comprehensive overview of the entire innervation pattern for a given muscle, which in turn permits identification of selectively vulnerable pools of motor neurons. These muscles also allow analysis of parameters such as motor unit size, axonal branching, and terminal/nodal sprouting. A common obstacle in using such muscles is gaining the technical expertise to dissect them. In this video, we detail the protocol for dissecting the transversus abdominis (TVA) muscle from young mice and performing immunofluorescence to visualize axons and neuromuscular junctions (NMJs). We demonstrate that this technique gives a complete overview of the innervation pattern of the TVA muscle&#160;and can be used to investigate NMJ pathology in a mouse model of the childhood motor neuron disease, spinal muscular atrophy.

Dissection of the Transversus Abdominis Muscle for Whole-mount Neuromuscular Junction Analysis

In this video we demonstrate a protocol for dissection of the transversus abdominis muscle of the mouse and use immunofluorescence and microscopy to visualize neuromuscular junctions.

Tüm Montajlı Nöromüsküler Kavşak Analizi için Enine Abdominis Kasının Diseksiyonu

Analysis of neuromuscular junction morphology can give important insight into the physiological status of a given motor neuron. Analysis of thin flat ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

In Koku Reseptör Nöronlar Tüm Dağı ile immün<em&gt; Drosophila</em&gt; Anten

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Whole Mount Dissection and Immunofluorescence of the Adult Mouse Cochlea

The organ of Corti, housed in the cochlea of the inner ear, contains mechanosensory hair cells and surrounding supporting cells which are organized in a spiral shape and have a tonotopic gradient for sound detection. The mouse cochlea is approximately 6 mm long and often divided into three turns (apex, middle, and base) for analysis. To investigate cell loss, cell division, or mosaic gene expression, the whole mount or surface preparation of the cochlea is useful. This dissection method allows visualization of all cells within the organ of Corti when combined with immunostaining and confocal microscopy to image cells at different planes in the z-axis. Multiple optical cross-sections can also be obtained from these z-stack images. In addition, the whole mount dissection method can be used for scanning electron microscopy, although a different fixation method is needed. Here, we present a method to isolate the organ of Corti as three intact cochlear turns (apex, middle, and base). This method can be used for mice ranging from one week of age through adulthood and differs from the technique used for neonatal samples where calcification of the cochlea is incomplete. A slightly modified version can be used for dissection of the rat cochlea. We also demonstrate a procedure for immunostaining with fluorescently tagged antibodies.

We present a method to isolate the adult organ of Corti as three intact cochlear turns (apex, middle, and base). We also demonstrate a procedure for immunostaining with fluorescently tagged antibodies. Together these techniques allow the study of hair cells, supporting cells, and other cell types found in the cochlea.

Tüm Dağı Diseksiyon ve Yetişkin Fare Kohlea immünofloresan

The organ of Corti, housed in the cochlea of the inner ear, contains mechanosensory hair cells and surrounding supporting cells which are organized in a ...