Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri [Grant no tarafından desteklenmiştir. R01NS069726] ve Yardımlaşma Grant Amerikan Kalp Derneği Grant [Hibe no. 13GRNT17020004] SD.

Not: Fareler (C57BL / 6J, erkek) yaşlı 10-12 haftalık, bu çalışmada kullanılmıştır. Tüm işlemler Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanımı için NIH Kılavuzu&#39;na uygun olarak yapılmış ve Missouri Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu Üniversitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır. 1. Ön Cerrahi <ol><li> ve cerrahi otoklav gün önce tüm cerrahi aletler sterilize edin. (121 o C, 15 psi, 30/30 çevrimi) kurutma 30 dakika, ardından 30 dakika boyunca 15 psi 121 o C&#39;de aletleri ve otoklav sarın. Daha sonra kullanmak kadar temiz ve steril bir ortamda aletleri yerleştirin. </li><li> Taze Rose Bengal (RB) solüsyonu (steril tuzlu su içinde 20 mg / ml) ameliyat öncesi her hazırlayın. Daha sur kullanılan tamamen kaybolana kadar RB, girdap daha sonra 19 W. Wrap alüminyum folyo ile boru ve ışıktan korumak için çıkış gücü ile 50/60 Hz, 5 dakika süreyle sese tabi tutularak ve ardından tüp çözünmesi içingery. </li><li> Steril tuzlu su içinde, ketamin / ksilazin bir karışım hazırlayın. Anestezik karışımın 1 ml&#39;lik bir son hacim sağlamak ve steril tuzlu su içinde 550 ul; ve ketmaine 325 ul (100 mg / ml stok konsantrasyonu): ksilazin 125 ul (20 mg / ml stok konsantrasyonu) ekleyin. </li><li> Homeothermic ısıtma yastığı ön ısıtmak. </li><li> Lamba gücünü dengelemek için 30 dakika süreyle metal halide lamba (FN1 epi-floresan mikroskop ışık kaynağını) Pre-sıcak. </li><li> 10X objektif ve dik FN1 epi-floresan mikroskop alan diyafram ayarlayarak bir retikülü kullanılarak 1 mm&#39;lik bir çapa ışıklı bölgenin boyutunu ayarlayın. </li></ol> 2. Cerrahi Prosedür <ol><li> Ketamin (130 mg / kg B. ağ.) Ve xylazine bir dozu ile fare anestezi (10 mg / kg B. ağ.). 1.3 kokteyl dayanarak, fare B. ağırlıkça gramı başına 4 ul. ihtiyaç vardır. Alkollü bir bezle enjeksiyon siteyi sterilize ve içi ile anestezi yönetmek-peritoneal (IP) rota. Hayvan indüksiyon ve kurtarma gecikme olacağını bu kadar kan damarları veya kas içine anestezik enjekte özen gösterin. </li><li> Kurumasını önlemek ve hipotermi önlemek için ısıtma pedi üzerinde hayvan yerleştirmek için fare hem gözlere suni gözyaşı merhemi sürün. </li><li> Hayvanın Hazırlanması <ol><li> Ayak tutam yanıtı kullanarak uygun cerrahi seviye anestezi hayvan kontrol edin. </li><li> Hayvan anestezi cerrahi düzeyine ulaştığında, bir elektrikli saç düzeltici kullanarak hayvanın orta hat çevresinde dorsal yüzeyi saç klibi. Betadin çözeltisi üç kez, ardından% 70 etanol ile cerrahi alan fýrçalayýn. Bir sonraki adıma kadar steril cerrahi örtü ile site örtün. </li></ol></li><li> İnce kemik cerrahi prosedür omurilik maruz <ol><li> Cerrahi platformu (Şekil 1A) üzerine homeothermic ısıtma yastığı üzerinde yüzükoyun pozisyonda fare yerleştirin. Düzgün fareyi sabitleyinBir burun kelepçe kullanarak duruş uzatılmış boyun bölgesini (Şekil 1A, B) korumak için. </li><li> T12 için göğüs omurları T9 uzanan dorsal orta hat boyunca cerrahi makas kullanarak (yaklaşık 1 cm uzunluğunda) bir kesi yapmak. Cerrahi alan maruz cilt ayırınız. </li><li> Bir neşter kullanılarak, dikkatli bir şekilde T9 dorsal dikenleri ortaya çıkarmak için kas temizlemek - T12 vertebra. Steril bir pamuklu çubukla hafif basınç uygulayarak her adımda kanamayı durdurmak. Ayrı T10 - Çevre kas T12 vertebra ve stabilize ve herhangi bir hareketi önlemek için omurga kelepçe kullanarak sabitleyin (Şekil 1A, B). </li><li> Dikkatlice ve yavaşça ince, T10 veya T11 vertebra dorsal yüzeyini kemik parlatma matkap ile yüksek devirli kullanma SC (Şekil 1C) dorsal yüzeyinde posterior spinal ven ve diğer küçük gemiler görselleştirmek için. </li><li> Nedeniyle inceltme işlemi sırasında oluşan ısı termal hasar görmesini önlemek için,artığın ayrılması için sürekli emme ile birlikte, normal tuzlu su, bir yumuşak ve sürekli bir akım uygulanır. </li><li> Ana damar açıkça görünür oluncaya kadar bir neşter kullanılarak dikkatle kemik yüzeyini pürüzsüz. Bu süreçte omurilik zarar vermemeye özen gösterin. </li><li> Kan damarı görüntülenmiştir sonra, bir insülin şırıngası kullanılarak retro-orbital sinüs yoldan 30 mg / kg (vücut ağırlığı) arasında bir dozda tatbik RB. </li><li> RB enjeksiyonu takiben 3 dakika sonra bir lazer Doppler debimetre kullanılarak kan akışını ölçmek gerekirse (Şekil 2A, B). Bütün işlem sırasında asepsi koruyun. </li></ol></li></ol> PT 3. İndüksiyon <ol><li> Yüksekliğini ayarlayabileceğiniz bir Lab-Jack üzerinde XY pozisyonu ayarlanabilir sahnede hayvan yerleştirin. T11 omuriliğin açıkta kalan bölge FN1 epi-floresan mikroskop (Şekil 3A) 10x objektif altında doğrudan böylece fare konumunu ayarlayın. </li><li> Li gücünü ayarlama% 12 GHT, kaynak ve inceltilmiş omurilik ortasında 0.75 mm bir çapa sahip bir bölge ışınlanmış T11: - 580 nm, yeşil ışık (dalga boyu 540 (Not: Bu bölge, posterior spinal damar ve kılcal damarları içeren) 2 dakika süreyle 10X objektif ile mikroskop filtre küp) tarafından elde etti. Başında ve ışınlama sonunda (Şekil 3B, C) ​​görüntüleri almak ve bu noktada deney zamanı kaydedin. </li><li> 2.4.8 gibi omurilik üzerinde aynı pozisyona lazer Doppler probu yerleştirilerek 10 dakika gerektiğinde tekrar kan akışını ölçmek (Şekil 2A, B). </li><li> Herhangi bir kanama ve eğer ışınlama kontrolünden sonra hiçbiri bulundu hayvan sütür devam edin. Emilebilen sütür veya 4-0 boyut ipek sütür kullanılarak omurilik iki tarafında kasların birlikte yüzeysel fasya dikin. Maruz SC zarar vermemeye özen gösterin. 4-0 ipek sütür ile cilt dikin. Betadine ya da iyot uygulanırsütür sonrası cildin kenarlarına. </li></ol> 4. Post-cerrahi Bakımı <ol><li> Sütür sonra, kurtarma için ısıtma pedi üzerinde hayvan yerleştirin. Kurtarma sonra her iki arka-bacaklarda hareket gözlemleyerek nörolojik defisit belirtileri hayvanları kontrol ediniz. Bu sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar sahipsiz hayvan bırakmayın. </li><li> Evde kafes hayvanları aktarın. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete ameliyat geçirmiş hayvan iade etmeyin. </li><li> Düzenli aralıklarla hayvanların kontrol edin. Ciddi nörolojik defisit durumunda, mesane boşaltılması, analjezik idaresi (- 0.1 mg / kg buprenorfin, 0.05) gibi uygun bakım sağlamak. Dehidrasyon için kontrol edin ve ağır durumda normal tuzlu su subkutan yönetmek. Genellikle, buprenorfın (0.1 mg / kg), cerrahi sitedeki ağrı gidermek için dikiş sonra tatbik edilecektir. </li><li> Hayvanlar hemen değilsenizhayvanların kolayca yiyecek ulaşabilir, böylece ameliyat sonrası ötenazi, biz kafes katta yüksek su içeriği diyet koyacağız. </li></ol> 5. Transcardial Perfüzyonu, Nissl boyama ve immün <ol><li> Daha önce tarif edildiği gibi 17-20 transkardiyal hayvan serpmek. <ol><li> Protokol daha önce tarif edilen ve transkardiyal buz soğukluğunda% 4 paraformaldehid, PBS içinde (PFA), ardından fosfat tamponlu salin (PBS, pH 7.4), serpmek hayvan anestezisi. </li><li> Perfüzyon sonra, omurilik (SC) çıkarın ve 4 ° CO / N PBS içinde% 4 PFA bunu post-düzeltin. % 30 sakaroz ile PBS içine sabit SC aktarın ve 2 için saklayın - bu tüpün dibine batar kadar 3 gün. </li><li> Bir kriyostat kullanarak 30 mikron kalınlığında bölümler halinde omurilik kesilmiş ve jelatin kaplı cam lam üzerine ya da 0.01 M PBS ile bir 48-çukurlu plaka içinde seri yerleştirin. </li></ol></li><li> Nissl boyama: Bir Nissl staini gerçekleştirmek PT kaynaklanan zararı incelemek içinspinal kord kesitlerinde ng daha önce tarif edildiği 17-20. <ol><li> Kısaca,% 0.25 cresyl menekşe ile her beşinci omurilik cam slaytlar dilim ve leke toplamak. Boyanan kesitler (Şekil 4) görüntülerini çekin. </li></ol></li><li> Immün: Daha önce bir yüzer bölüm yöntemi 17,18,20 kullanılarak açıklandığı gibi. <ol><li> , Tavşan anti-NeuN antikoru (1: 300), ve tavşan anti-: Kısaca, tavşan anti-glia fibriler asidik protein (GFAP) poliklonal antikor (300 1) ile 4 ° C &#39;de, O / N inkübe edilerek omurilik bölümleri leke Iba1 antikoru (1: 500) eşek anti tavşan Alexa 568-konjuge IgG (1: 400), ardından oda sıcaklığında 4 saat süre ile sekonder antikor. Floresan mikroskop (Şekil 5) ile görüntüleri çekin. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury:+a+systematic+review+of+current+treatment+options.">Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options.</a> Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).</li><li>Cheriyan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury+models:+a+review.">Spinal cord injury models: a review.</a> Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).</li><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+acute+spinal+cord+injury.">Secondary injury mechanisms in acute spinal cord injury.</a> J Emerg Med. 11, 13-22 (1993).</li><li>Crowe, M. J., Bresnahan, J. C., Shuman, S. L., Masters, J. N., Beattie, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoptosis+and+delayed+degeneration+after+spinal+cord+injury+in+rats+and+monkeys.">Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys.</a> Nat Med. 3 (1), 73-76 (1997).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+norepinephrine+on+spinal+cord+blood+flow+and+parenchymal+hemorrhage+size+in+acute-phase+experimental+spinal+cord+injury.">Effect of norepinephrine on spinal cord blood flow and parenchymal hemorrhage size in acute-phase experimental spinal cord injury.</a> Eur Spine J. 23 (3), 658-665 (2014).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+and+spatial+quantification+using+contrast-enhanced+ultrasonography+of+spinal+cord+perfusion+during+experimental+spinal+cord+injury.">Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (2012).</li><li>Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+events+after+spinal+cord+injury:+contribution+to+secondary+pathogenesis).">Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis).</a> Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).</li><li>Liu, X. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+and+glial+apoptosis+after+traumatic+spinal+cord+injury.">Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury.</a> J Neurosci. 17 (14), 5395-5406 (1997).</li><li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+study+of+cell+apoptosis+and+correlative+gene+expression+after+tractive+spinal+cord+injury+in+rats.">An experimental study of cell apoptosis and correlative gene expression after tractive spinal cord injury in rats.</a> Zhonghua Wai Ke Za Zhi. 42 (23), 1434-1437 (2004).</li><li>Hirose, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+reduces+the+ischemia/reperfusion-induced+spinal+cord+injury+in+rats+by+inhibiting+neutrophil+activation.">Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion-induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation.</a> Ann Surg. 232 (2), 272-280 (2000).</li><li>Oyinbo, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+traumatic+spinal+cord+injury:+a+nugget+of+this+multiply+cascade.">Secondary injury mechanisms in traumatic spinal cord injury: a nugget of this multiply cascade.</a> Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (2), 281-299 (2011).</li><li>Guerit, J. M., Dion, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-of-the-art+of+neuromonitoring+for+prevention+of+immediate+and+delayed+paraplegia+in+thoracic+and+thoracoabdominal+aorta+surgery).">State-of-the-art of neuromonitoring for prevention of immediate and delayed paraplegia in thoracic and thoracoabdominal aorta surgery).</a> Ann Thorac Surg. 74 (5), S1867-S1869 (2002).</li><li>Schepens, M. A., Heijmen, R. H., Ranschaert, W., Sonker, U., Morshuis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thoracoabdominal+aortic+aneurysm+repair:+results+of+conventional+open+surgery.">Thoracoabdominal aortic aneurysm repair: results of conventional open surgery.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 37 (6), 640-645 (2009).</li><li>Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+cerebral+ischemia:+procedural+pitfalls+and+translational+problems.">Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems.</a> Exp Transl Stroke Med. 1, 8 (2009).</li><li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+stroke:+size,+mechanism,+and+purpose.">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li><li>Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Busto, R., Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cortical+infarction+in+the+rat.+1.+Time+course+of+hemodynamic+consequences.">Photochemically induced cortical infarction in the rat. 1. Time course of hemodynamic consequences.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 6 (2), 184-194 (1986).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+protective+role+of+PBEF+in+a+mouse+model+of+cerebral+ischemia.">Neuronal protective role of PBEF in a mouse model of cerebral ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (12), 1962-1971 (2010).</li><li>Li, H., Zhang, N., Sun, G., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+the+group+I+mGluRs+reduces+acute+brain+damage+and+improves+long-term+histological+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischaemia.">Inhibition of the group I mGluRs reduces acute brain damage and improves long-term histological outcomes after photothrombosis-induced ischaemia.</a> ASN Neuro. 5 (3), 195-207 (2013).</li><li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological,+cellular+and+behavioral+assessments+of+stroke+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischemia+in+adult+mice.">Histological, cellular and behavioral assessments of stroke outcomes after photothrombosis-induced ischemia in adult mice.</a> BMC Neurosci. 15, 58 (2014).</li><li>Wang, T., Cui, W., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Volume+of+the+Focal+Cerebral+Ischemic+Lesion+through+Photothrombosis.">Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis.</a> American Journal of Biomedical Sciences. 2 (1), 33-42 (2010).</li><li>Schroeter, M., Jander, S., Stoll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+induction+of+focal+cerebral+ischemia+in+mice+by+photothrombosis+of+cortical+microvessels:+characterization+of+inflammatory+responses.">Non-invasive induction of focal cerebral ischemia in mice by photothrombosis of cortical microvessels: characterization of inflammatory responses.</a> J Neurosci Methods. 117 (1), 43-49 (2002).</li><li>Boquillon, M., Boquillon, J. P., Bralet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced,+graded+cerebral+infarction+in+the+mouse+by+laser+irradiation+evolution+of+brain+edema.">Photochemically induced, graded cerebral infarction in the mouse by laser irradiation evolution of brain edema.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 27 (1), 1-6 (1992).</li><li>Kim, G. W., Lewen, A., Copin, J., Watson, B. D., Chan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytosolic+antioxidant,+copper/zinc+superoxide+dismutase,+attenuates+blood-brain+barrier+disruption+and+oxidative+cellular+injury+after+photothrombotic+cortical+ischemia+in+mice.">The cytosolic antioxidant, copper/zinc superoxide dismutase, attenuates blood-brain barrier disruption and oxidative cellular injury after photothrombotic cortical ischemia in mice.</a> Neuroscience. 105 (4), 1007-1018 (2001).</li><li>Schmidt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+ischemic+stroke+in+rats.">Photochemically induced ischemic stroke in rats.</a> Exp Transl Stroke Med. 4 (1), 13 (2012).</li><li>Lang-Lazdunski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+ischemia.+Development+of+a+model+in+the+mouse.">Spinal cord ischemia. Development of a model in the mouse.</a> Stroke. 31 (1), 208-213 (2000).</li><li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+simplified+spinal+cord+ischemia+model+in+mice.">Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice.</a> J Neurosci Methods. 189 (2), 246-251 (2010).</li><li>Labat-gest, V., Tomasi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photothrombotic+ischemia:+a+minimally+invasive+and+reproducible+photochemical+cortical+lesion+model+for+mouse+stroke+studies.">Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies.</a> J Vis Exp. (76), (2013).</li><li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+and+imaging+of+photothrombotic+stroke+in+conscious+and+freely+moving+rats.">Induction and imaging of photothrombotic stroke in conscious and freely moving rats.</a> J Biomed Opt. 19 (9), 96013 (2014).</li><li>Seto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+ischemic+stroke+in+awake+freely+moving+mice+reveals+that+isoflurane+anesthesia+can+mask+the+benefits+of+a+neuroprotection+therapy.">Induction of ischemic stroke in awake freely moving mice reveals that isoflurane anesthesia can mask the benefits of a neuroprotection therapy.</a> Front Neuroenergetics. 6 (1), (2014).</li><li>Bell, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-like+receptor+4-dependent+microglial+activation+mediates+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury.">Toll-like receptor 4-dependent microglial activation mediates spinal cord ischemia-reperfusion injury.</a> Circulation. 128 (11 Suppl 1), S152-S156 (2013).</li><li>Smith, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+chemokine+release+supports+a+bimodal+mechanism+of+spinal+cord+ischemia+and+reperfusion+injury.">The evolution of chemokine release supports a bimodal mechanism of spinal cord ischemia and reperfusion injury.</a> Circulation. 126 (11 Suppl 1), S110-S117 (2012).</li><li>Jia, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidative+stress+in+spinal+cord+injury+and+antioxidant-based+intervention.">Oxidative stress in spinal cord injury and antioxidant-based intervention.</a> Spinal Cord. 50 (4), 264-274 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bu çalışmada, biz SC iskemi bir Fototrombotik modelini tarif. Nedeniyle gelişmelere genetik mühendisliğinde mümkün SC iskemik patofizyolojisinde rol oynayan spesifik genlerin etkilerini incelemek için yapmıştır piyasada mevcut transgenik farelerin bir dalgalanma olmuştur. Bu çalışmanın amacı, omurilik iskemisi tekrarlanabilir bir fare modeli geliştirmek olmuştur. Burada farelerde SCI ikna etmek için bir kortikal PT modeli uyarladı. Cerrahisi T11 torakal vertebra seviyesinde farelerin dorsal posterior spinal ven ve kılcal ardından maruz bırakıldı. Rb, bir ticari olarak temin edilebilir foto boya, arzu edilen vasküler dağılımını elde etmek için, retro-orbital sinüs yoldan enjekte edildi. maruz kan damarı sonra trombüs ve daha sonra bir infarkt üzerine oluşumunu uyarmak için yeşil ışık tarafından ışınlandı. Histolojik ve immün yöntemlerden Bizim sonuçlarımız PT omurilik ve Reacti bir enfarktüs kaynaklı olduğunu gösterdiperi-infarkt bölgesinde gliozis ve. Arka bacak felç gibi nörolojik defisit de gözlenmiştir. Bu veriler PT omurilik yaralanması sonrasında patofizyolojisi ve hücre ölümü mekanizmaları çalışmak için uygun bir model olduğunu düşündürmektedir. protokol dahilinde kritik safha SC dorsal yüzeyi üzerinde kan damarı görselleştirilmesi için omur ince yüzeyine yüksek devirli kullanılmasıdır. Bu adım dikkatle matkap spinal boşluğuna girip SC zarar neden olabilir aşırı basınç uygulaması olarak yapılmalıdır. Öte yandan, düzensiz incelme uygunsuz yanmasına neden olabilir ve düzensiz infarkt üretebilir. Bu sorunu çözmek için, sondaj, her kısa aşamasından sonra mikroskop altında kemik yüzeyinin sık muayene kemik kalınlığını değerlendirmek ve daha fazla matkap kullanımını değerlendirmek için tavsiye edilir. steril tuzlu su kullanımı ortaya yüzeyinin daha iyi görüntülenmesi için de enkaz boşaltılmasında tavsiye edilir. Eksilerini bakımıtüm cerrahi prosedür sırasında tant asepsi, hayvanın uygun ameliyat sonrası bakım hayvan beka artırmak ve deneylerin başarı oranını artırabilir. PT Bizim mevcut modeli olabilir (örneğin cıva lambası, metal halide lamba veya 488 nm dalga boyunun lazer gibi) bir ışık kaynağı olan bir epi-floresan mikroskop ile donatılmış herhangi bir laboratuvar olarak herhangi bir pahalı araçların alımını gerektirmez Bu yordamı gerçekleştirmek. Buna ek olarak, bu teknik karmaşık ve olan aort kombine tıkanıklığı, sol subklavian ve iç meme arteri 25 ve modifiye aort kros klemp yöntemiyle 26 gibi diğer SC iskemi modelleri ile karşılaştırıldığında diyafram boyutunu ayarlayarak enfarktüs boyutu üzerinde kontrol sağlar Son derece invaziv. Bizim modelde görselleştirme için vertebra ince dorsal yüzeyine yüksek hızlı matkap SCI ikna etmek pek laboratuvarlar tarafından bir Laminektomi alternatif seçim yöntemi olarak seçildi.Laminektomi nedeniyle vertebral kan damarlarının transection aşırı kanama neden olabilir ve bu görüntüleme için alanı belirsiz olabilir omurların kesilmesini gerektirir. Bazı protokoller bu sıkıştırma neden olabilir laminektomi sırasında aşırı kanama temizlemek için pamuklu kullanılmasını tavsiye olsa hangi SC ek yaralanmasına neden olabilir. Daha fazla omurilik maruz yüzey kan ve kan bileşenleri ile doğrudan temas yanı sıra deney gereksiz değişkenlik ekleyebilirsiniz kesilmiş kemiklerin keskin kenarları gelebilir. Mevcut PT modeli kullanarak, farklı boyut ve derinlik ile enfarktüsü ışık kaynağına maruz yüzey maruz kalma ve alan süresi yoğunluğunun basit manipulasyonlar sonucunda oluşturulabilir. Bu çalışma, SC T11 merkezi bölgeye iskemi oluşturulan, ancak, bu yöntem aynı zamanda rostral-to-kaudal boyunca farklı konumlarda infarkt yanı sıra omurilik, MIG yanal yönü üretebilirht parapleji iskemi bölgeye özgü etkisini anlamak yarar. Aydınlatma omuriliğin yüzeyindeki olmasına rağmen, diğer yandan, ışık doku içinde belli bir derinliğe kadar nüfuz edebilir ve yaralanma gri konuda indüklenebilir. Rose Bengal tüm dolaşım sisteminde dağıtılır gibi hayvan türleri aynıdır, yaş ve ağırlık benzer, eğer biz tutarlı lezyon PT tarafından uyarılan kortikal iskemi gibi oluşturulur bekliyoruz. PT-kaynaklı iskemi diğer önemli avantajı hayvanların çok düşük mortalite olduğunu. Düşük mortalite uzun süreli sağkalım çalışmaları sağkalım ve motor fonksiyon kurtarma iskemik yaralanma zamansal etkisini çözülüyor yararlı olabilir yapılabilir anlamına gelir. Bu model aynı zamanda, genellikle yaralanma 14,19,27-29 kronik fazında geç ortaya hücresel onarım mekanizmalarını anlamak için yardımcı olabilir. Bu model aynı zamanda olabilir b önemli motor fonksiyon açıkları üretiyore fonksiyonel iyileşme üzerinde nöroprotektif ajanların etkinliğini değerlendirmek için kullanılan. Buna ek olarak, bu model aynı zamanda aksonal dejenerasyon ve rejenerasyon, nöronal ve astrositik Ca 2 + sinyalizasyon ve iki foton mikroskopi kullanılarak canlı farelerde aşırı yükleme olarak SKY sonrası patolojik değişikliklerin çalışmayı sağlayacaktır. Diğer tüm SCI modellerinde olduğu gibi, PT mahsursuz değildir. Bu tekniğin dezavantajları, kortikal PT görülenlere benzerdir. Eksiklikleri birkaç birçok nöro-koruyucu ilaç hedefi olan bir anatomik açık penumbra, eksikliği ve reperfüzyon yokluğunu içerir. İyi reperfüzyon iskemi artmış reaktif oksijen türlerinin üretimi, inflamatuar hücre infiltrasyonu ve sitokin üretimi artışına 30-32 gibi değişiklikler ile karakterize edildiği bilinmektedir. PT reperfüzyon eksikliği SC reperfüzyon hasarı ile ilişkili değişiklikler bu modeli kullanarak incelemek için zor kalacak demektir.Ancak, PT kaynaklı iskemi kullanmanın avantajları dezavantajları daha ağır ve bu teknik bir gerçekleştirmek kolay ve farelerde SCI üretme yüksek tekrarlanabilir modeli ile araştırmacılar sağlar.

Travmatik omurilik yaralanması (SKY) SC sensörimotor ve otonomik fonksiyonları etkileyen yıkıcı bir klinik durumdur. SCI kalan hastalar sıklıkla önemli ölçüde günlük aktivitelerini ve yaşam kalitesini etkiler 1 parapleji zayıflatıcı ile bırakılır. Deneysel SCI modelleri SCI patofizyoloji ve ilgili nöral tamir süreçlerini anlamak için bilimsel araştırmaların vazgeçilmez bir araç olmuştur. Bu modeller aynı zamanda fonksiyonel iyileşme amaçlayan çeşitli deneysel nöroprotektif müdahalelerin klinik öncesi etkinliğini test etmek için kullanılmıştır. Şu anda uygulamada SCI modellerinin çoğunluğu mekanik bozabilir ve SC zarar fiziksel künt kuvvet kullanımını istihdam. Bu yöntemler SC 2 kontüzyon, sıkıştırma, çıkık ve transekte bulunmaktadır. Bu önerilmiştir birincil mekanik hasara yaralı SC iskemi setleri formunda ikinci bir yaralanma sonrası<html> 3,4. İkincil iskemi etyolojisi doku ödemi 5-7 kan damarlarının tıkanması bazen geniş doku dejenerasyonu, parankimal kanama ve kapsar. SC bütünlüğü daha da etkilenir sekonder yaralanmanın bir sonucu olarak, nöron ve glial hücreler ciddi fonksiyonu ve canlılığı bozulmaktadır ve iskemik penumbra, aşağıdaki inme büyüme benzer yaralanma, kronik evrede büyüme infarkt yol açar, apoptozi altına 8,9. Eksitotoksisite, serbest kök üretimi ve enflamasyon gibi çeşitli mekanizmalar SCI 10,11, aşağıdaki iskemik hücre ölümünden sorumlu olduğu bildirilmiştir. Buna ek olarak, SC iskemi sıklıkla hastalar 12,13 parapleji yol torako-abdominal aort anevrizma tamiri ameliyatları ciddi bir komplikasyonudur. Böyle yüksek klinik etkilerine rağmen yüksek tekrarlanabilirlik ile spinal kord iskemi çok az sayıda modelleri mevcut. nt &quot;&gt; Fototromboz (PT) tekniği yüksek oranda çoğaltılabilir oldukça non-invazif. beyinde 14-20 fokal iskemi indüksiyonu için yaygın olarak kullanılan bir yöntem olup, beyin 17 açıktaki alanına kesin bir fokal iskemi lezyon üretir -21. Bu Rose Bengal (RB) 16-20,22 ya eritrosin B gibi fotoaktif boyaların sistemli uygulanması ile elde edilir, uygun bir ışık kaynağı ile birlikte, kan damarlarının lokal ışınlama ve ardından 23. boyanın Foto-aktifleştirme serbest radikallerin üretilmesini neden olur pürüzsüz vasküler endotel bütünlüğünü bozabilir ve trombositler daha sonra geminin 24 tarafından sağlanan bölgede infarkt trombüs sonuçları. kan akışının tıkanıklık trombüs oluşturan, birikmesine neden olur. ötürü kontrolden kolaylığı yoğunluğu ve ışınlama süresi bu işlem oldukça düzgün ve çoğaltılabilir bir enfarktüs verir. Bundan başka, bu yöntem, bir infarktüsü uyarılması için kullanılabilecektiriskemi etkisi uzaysal (örneğin, vs beyaz cevher gri madde) aydınlatılmasını sağlayan çeşitli anatomik yerlerinde t. Bu çalışmanın amacı, farelerde SC iskemi kolay ve yüksek tekrarlanabilir bir model geliştirmektir. Biz farelerde SC iskemi PT modeli prosedürü tarif. Histoloji ve immün sonuçları PT etkili bir SC enfarktüs, nöron kaybı ve reaktif gliozis uyarabilir gösterdi.

<table><tbody><tr><td>Rose Bengal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330000</td><td>20 mg/ml in sterile saline</td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Jackson lab</td><td>664</td><td>22 - 25 g</td></tr><tr><td>Ketamine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-996-06</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-234-11</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Betadine solution</td><td>Purdue</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% povidone iodine topical solution</td></tr><tr><td>Normal saline</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying</td></tr><tr><td>Artificial tears ointment&amp;nbsp;</td><td>Rugby</td><td>NDC-0536-6550-91</td><td>83% white petrolatum</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon labs.Inc</td><td>2716</td><td>70% ethanol for disinfection</td></tr><tr><td>Metal halide lamp</td><td>EXFO, Canada</td><td>X-Cite 120 PC&amp;nbsp;</td><td>Set power at 12%</td></tr><tr><td>Spring scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>for minor dissection</td></tr><tr><td>Scissors (angled to side)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>No. 3 handle</td></tr><tr><td>Standard scalpel</td><td>Fine Science Tool</td><td>10003-12</td><td>for removing muscle</td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Feather</td><td>2976</td><td>No. 10</td></tr><tr><td>Forceps (curved)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Forceps (straight)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>for suturing</td></tr><tr><td>Tissue adhesive glue</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>to adhere to edges of the cut skin</td></tr><tr><td>Monofilament polypropylene&amp;nbsp;</td><td>USSC Sutures</td><td>VP-521</td><td>Size = 4-0 (for fascia)</td></tr><tr><td>Perma-hand silk</td><td>Ethicon</td><td>683G</td><td>Size = 4-0 (for skin)</td></tr><tr><td>Micro drill</td><td>Roboz Surgical Instrument Co. Inc.</td><td>RS-6300</td><td>with bone polishing drill bit</td></tr><tr><td>Laser doppler flowmeter</td><td>Moor Instruments</td><td>moorVMS-LDF1</td><td>for monitoring change in blood flow</td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Fine Science Tool</td><td>21052-00</td><td>to prevent hypothermia</td></tr><tr><td>Lab-Jack</td><td>Fisher scientific&amp;nbsp;</td><td>14-673-50</td><td>4 x 4 in plate to adjust the height of the animal</td></tr><tr><td>X-Y gliding stage&amp;nbsp;</td><td>Amscope</td><td>GT100</td><td>for positioning the animal under microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Bu çalışmanın amacı, PT modeli kullanılarak farelerde omurilik iskemisi üretmekti. Spinal kord (T10 - T12) Yukarıdaki kemik arzu edilen bölgeye sonra inceltilmiş, Rose Bengal, retro-orbital sinüs yoldan enjekte edildi ve iskemi PT indüklenen Şekil 1A, B yer alan fare göstermektedir ısmarlama bir cerrahi. Ameliyat sırasında platformu. Fare burun kelepçe ile yerinde düzenlenen ve iki ayarlanabilir omurgalı omuriliği stabilize kelepçeleri Şekil 1C T10 omurilik üzerinde incelmiş penceresini görüntülemek -. T12. Ana damar ve dalları açıkça görülebilir. Iskemi indüksiyonunu teyit etmek için, kan akışında değişimler önce ve PT sonrasında bir lazer doppler akış ölçer kullanılarak ölçülmüştür (Şekil 2A, B). Analizi için, kan akışının% azalma fototromboz önce bazal kan akışı kullanılarak hesaplandı. W karşılaştırıldığında kan akımı ışık aydınlatması hemen sonra% 20 ~ düştüönce aydınlatma bazal seviyeye i. Şekil 3B, C başı ve PT sonunda spinal kord kan damarlarının floresan görüntüleri gösterir. Lazer Doppler akış ölçümleri ile uyumludur iskemi indüksiyonu, öne kan damarları (Şekil 3C) &#39;de 2 dakika ile indüklenen kan pıhtısı için aydınlatma. PT ve Nissl boyama yapıldı sonra PT kaynaklanan zararı incelemek için, fareler 3 gün kurban edildi. Nissl boyama sonrasında alınan görüntüleri PT sonrası omurilik dokusu hasarına ve hücre ölümüne gösteren çevresindeki bölge sınırları çizilmiş olabilir infark bölgesini (Şekil 4). Immün Neun, GFAP ve Iba1 için yapıldı. GFAP ifadesi (ayrıca kutulu bölgenin görmek, Şekil 5B) iskemik çekirdek sınırında artış ise Neun + nöronlar, iskemik çekirdek (Şekil 5A) gri cevherde kaybedildi. Iba1 + mikroglia bir globoid mor sergiledimorfolojisi artan Iba1 ekspresyonu (Şekil 5C) ile birlikte (yani., daha kısa ve daha az süreçleri ile bir büyütülmüş hücre gövdesi, kutulu bölge bakınız). Nedeniyle yüzer kısmı boyama iskemik çekirdek bölgesinde, bir doku kaybı olmasına rağmen, tüm peri-infarkt bölgesinde GFAP ve Iba1 ekspresyonunda bir artış açıkça görülmektedir. Bu sonuçlar SC iskemi sonrasında penumbra nöronal ölüm ve reaktif gliozis gösterir. Öte yandan, önemli fonksiyonel açıkları arka-bacaklarda felç (Film bakınız) belirten PT sonra, yani özürlü arka ekstremite hareketi bir gün, yaralı farelerde gözlendi. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/53161/53161fig1.jpg" /> Omurilik Şekil 1. PT-iskemi modeli. (A) omurilik PT için ameliyat platformu Fotoğrafları. Ankastre: vertebra kelepçeler büyütülmüş.(B) fare burun kelepçe ile ve sahnede iki ısmarlama vertebra kelepçeler tarafından gerçekleştirildi. Kemik T10 de inceltilmiş olduğunu fark -. T12 bölgeye ve iki metal kelepçeler omur omurilik stabilize etmek için kullanıldı (C) yakınlaştırma-görüntü için T10-11 omurilik üzerinde inceltilerek-kemik ile bölgeyi gösteren PT indüksiyon. Ana kan damarları ve dalları dikkat edin. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/53161fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/53161/53161fig2.jpg" /> Şekil 2. Omurilik kan akımı ölçümü. (A) prob yerleştirmek için bir lazer Doppler akış ölçer ve stereotaksik cihaz kullanarak omurilik yüzey kan akımı ölçüm kurulumu. (B)PT öncesi ve sonrası omurilik kan akımı ölçüldü. Bu deneyde, PT% 12 güç çıkışı ile 2 dakika süreyle bir ışık kaynağı ile aydınlatılarak indüklenmiştir. Işınlanmış yüzeyinin çapı 0.75 mm idi ve omurilik ortasında oldu. Kan akımı PT önce stabilize sinyali elde etmek 5 dakikaya kadar ve PT takip eden 10 dakikaya kadar kaydedildi. Her fare verileri öncesinde ışık aydınlatması için değerine normalize edildi. Grafik 3 farelerden alınan verilerin ortalama değerini göstermektedir. ok PT başlangıcını gösterir. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/53161fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/53161/53161fig3.jpg" /> Bir Şekil 3. omurilik iskemisi PT-kaynaklı (A). Fotoğraffare omurilik indüksiyon PT mikroskop üzerine yerleştirilir. Farenin konumu boyutlu XY kayma sahne ve Lab-Jack kullanarak üç ayarlanabilir. 10X objektif Işık omurilik yüzeyine odaklanmıştır. (BC) enjeksiyonu takip (C) aydınlatma (B) öncesi ve sonrasında omurilik kan damarlarının Floresan görüntüleri Bengal yükseldi. Işınlama (C) 2 dakika (oklara bakınız) sonra kan pıhtısı dikkat edin. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/53161fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/53161/53161fig4.jpg" /> Omurilik Şekil 4. Nissl-Boyaması. Normal (bölümleri içermektedir rostral-to-kaudal omurilik enine kesitler bir dizi Nissl-Boyaması görüntüleri1 ve 6) ile PT-kaynaklı üssü (bölümler 2-5). farenin 3 gün PT sonra kurban edilmiştir. Her omurilik bölüm 30 mikron kalınlığındadır. İki bölümden arasındaki aralık 750 mm. 3. Resimde kesikli çizgi infarkt bölgesini özetliyor. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/53161fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/53161/53161fig5.jpg" /> Neun, GFAP ve Iba1 Şekil 5. immün. Neun (A) &#39;nın Floresan görsel GFAP, normal (üst panel), (B) ve Iba1 (C) boyanması ve (alt panel), omurilik bölümleri PT-yaralandı. yaralı fare 3 gün PT sonra kurban edildi. kesikli çizgiler normal dokulardan gelen enfarktüs bölgeleri ayırmak. kutulu bölgeler 50 ölçek çubuğu ile GFAP ve Iba1 ifade yüksek çözünürlüklü görüntüler göstermekum. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/53161fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Film 1" src="/files/ftp_upload/53161/53161figMovie.jpg" /> <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53161/Movie_JOVE.MP4">Film</a> . Omurilikteki PT davranışsal açıkları uyarılan. Film normal ve bir kafes içinde bir PT-yaralı fare hareketini gösterir. Arka-bacaklarda (parapleji) felç belirten inured omurilik ile fare her iki arka-bacaklarda sürükleyerek dikkat edin. Film yaralı fare PT 24 saat sonra çekildi.

Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Farelerde Omurilik Yaralanma Modeli Olarak Odak iskemisi Fototromboz kaynaklı

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

photothrombosis-induced-focal-ischemia-as-model-spinal-cord-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

13.3K Görüntüleme.  University of Missouri. Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice. 

Video: Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombotic Ischemia: A Minimally Invasive and Reproducible Photochemical Cortical Lesion Model for Mouse Stroke Studies

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected light-sensitive dye. Following illumination, the dye is activated and produces singlet oxygen that damages components of endothelial cell membranes, with subsequent platelet aggregation and thrombi formation, which eventually determines the interruption of local blood flow. This approach, initially proposed by Rosenblum and El-Sabban in 1977, was later improved by Watson in 1985 in rat brain and set the basis of the current model. Also, the increased availability of transgenic mouse lines further contributed to raise the interest on the photothrombosis model. Briefly, a photosensitive dye (Rose Bengal) is injected intraperitoneally and enters the blood stream. When illuminated by a cold light source, the dye becomes activated and induces endothelial damage with platelet activation and thrombosis, resulting in local blood flow interruption. The light source can be applied on the intact skull with no need of craniotomy, which allows targeting of any cortical area of interest in a reproducible and non-invasive way. The mouse is then sutured and allowed to wake up. The evaluation of ischemic damage can be quickly accomplished by triphenyl-tetrazolium chloride or cresyl violet staining. This technique produces infarction of small size and well-delimited boundaries, which is highly advantageous for precise cell characterization or functional studies. Furthermore, it is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

Photothrombosis is a quick, minimally-invasive technique for inducing small and well-delimited infarction in areas of interest in highly reproducible manner. It is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

Photothrombotic İskemi: Fare İnme Araştırmalar bir Minimal İnvaziv ve tekrarlanabilir fotokimyasal Kortikal Lezyon Model

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected ...

Tıp

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Spinal Kord İskemi-reperfüzyon bir Mürin Modelinde Torasik Aort Tıkanıklığı tarafından tekrarlanabilir Parapleji

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Farelerde Tam Traneksiyon Tipi Spinal Kord Yaralanması İndüksiyonu

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Nörobilim

Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, there remain limited therapeutic options for stroke patients. Therefore, more research is needed for pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity, and regeneration. Given the inability of in vitro models to reproduce the complexity of the brain, experimental stroke models are essential for the analysis and subsequent evaluation of novel drug targets for these mechanisms. In addition, detailed standardized models for all procedures are urgently needed to overcome the so-called replication crisis. As an effort within the ImmunoStroke research consortium, a standardized photothrombotic mouse model using an intraperitoneal injection of Rose Bengal and the illumination of the intact skull with a 561 nm laser is described. This model allows the performance of stroke in mice with allocation to any cortical region of the brain without invasive surgery; thus, enabling the study of stroke in various areas of the brain. In this video, the surgical methods of stroke induction in the photothrombotic model along with&#160;histological analysis are demonstrated.

Described here is the photothrombotic stroke model, where a stroke is produced through the intact skull by inducing permanent microvascular occlusion using laser illumination after administration of a photosensitive dye.

Farelerde Modelleme İnme: Fototomboz ile Fokal Kortikal Lezyonlar

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, ...

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Minimal İnvaziv Bir Tekniğe Dayalı Bir Fare Kontüzyonu Omurilik Yaralanması Modelinin Oluşturulması

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

C57BL/6J Farede Santral Kord Sendromu Modelinin Kurulması

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Modeling Photothrombotic Stroke in Mouse Model: A Laser Illumination Technique Through Mouse Skull Following Photosensitive Dye Administration to Induce Photothrombosis

Source: Llovera, G. et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/62536">Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis.</a> J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure to generate photothrombotic stroke in a mouse model by laser illumination of an intact skull following administration of photosensitive dye.

Fare Modelinde Fototrombotik İnmenin Modellenmesi: Fototrombozu İndüklemek İçin Işığa Duyarlı Boya Uygulamasını Takiben Fare Kafatasından Bir Lazer Aydınlatma Tekniği

Source: Llovera, G. et al. Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis. J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biyoloji

Kemirgen Modelleri

Yetişkin

Inducing a Spinal Cord Contusion in a Mouse Model Using a Spinal Cord Injury Coaxial Platform

<a href='https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/64538/establishing-mouse-contusion-spinal-cord-injury-model-based-on'>Source: Elzat, E. Y. Y., et al.,&#160;Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique. J. Vis. Exp.&#160;(2022).</a>This video demonstrates the method for inducing a contusion injury at the T9 level spinal cord in a mouse model, using a spinal cord injury coaxial platform. A weight is dropped on the T9 level spinal cord that creates a contusion that immediately causes tissue discoloration and swelling.