Yazarlar Video anlatım sağlamak için teknik yardım ve destek, James Barton için Alexandra Opie&#39;yi kabul etmek istiyoruz ve beraberindeki video görünmesi için Ramona Flatz ve Joellen Sweeney. Bu çalışma MJ Murdock Charitable Trust (JED Hibe No 2012205) tarafından desteklenmiştir.

1. Stereo Mikroskop Sistemi Not: Bu protokol kolayca video edinme yeteneği ile dijital kameraya bağlanmış neredeyse herhangi bir stereo mikroskop sistemi adapte olmasına rağmen, detayları (Malzeme / Ekipman Tablo) laboratuarımızda kullanılan sistemde sağlanmaktadır. <ol><li> Bir ticari dijital kameraya bağlanmış bir trinoküler stereo mikroskop kullanarak dijital video edinin. </li><li> Çift stereo mikroskop trinoküler noktasına ticari dijital kamera için, stereo mikroskop phototube liman ½x C-montajı kaldırmak ve 1X C-montaj ile değiştirin. </li><li> 1X C-mount dijital fotoğraf makinesi kuplörünü (43 mm diş) monte edin. </li><li> Kamera kuplöre Dağı iki adım aşağı yüzük, 48 mm, 58 mm ve 43 mm 48 mm, dijital kamera için objektif adaptör kiti dijital kamera Kuplörün gelen bağlantıyı köprü. </li><li> Objektif adaptör kiti dijital kamera monte edin. </li><li> Yaklaşık 12X kombine büyütme (saniyede 30 kare, 640 x 480 piksel) için mikroskop büyütme ve dijital kamera setinin optik zoom ile video edinin. Not: Stereo mikroskop büyütme trinoküler limanın yeni yeniden 1X C-mount göre telafi edilmelidir. </li></ol> 2. Görüntüleme Drosophila Üçüncü Instar Larva <ol><li> Bant işaretleyici kapağın yan yaklaşık kaplayacak şekilde bir dijital kamera ile bağlanmış bir stereo mikroskop siyah aşaması plakasına kalıcı işaretleyici ⅓ kamera LCD gözlenen görüş alanının dikey ¼. Onlar renk kodu için kullanılan ve görüntülü larva genotipleri ayırt edilebilir renk bir ürün yelpazesine gelir çünkü larva görüntüleme gerçekleştirmek için aşama olarak işaretleyici üstleri kullanın. </li><li> Ince bir nokta ile işaret üst yüzeyinde dijital kamera LCD gözlenen görüş alanını ayırır;işaretleyici. </li><li> Görüntü bir Üçüncü dönem larva seçin. Üçüncü instar larvaları seçilmesi için kriter vücut uzunluğu, yaşam döngüsünün larva aşamasında, ön ve arka spiracles varlığı sırasında besin kaynağından ortaya çıkması ve ağız cihazının 11 çene kancalar yapı. Larva suda iyice yıkayarak temiz olduğundan emin olun. </li><li> Bir fiber optik aydınlatma sistemi için ışık üstten kalıcı bir kalem üst sahnenin aydınlatılmasını. Optimal aydınlatma sağlamak için ışığın açısını ayarlayın. </li><li> Kalıcı bir kalem üst kenarında Odak mikroskop. Dijital video edinme başlayın. </li><li> Görüş alanında doğru bakan larva (Şekil 1) ön ile sadece görüş alanı dışında, yaklaşık 75 ° uzaklıkta dikey eksenden markör kapağın yan tarafında larva yerleştirin. Not: işaretleyici kapağın yan tarafında bulunan larva Yerleştirme th kayıt hareketine izin verir kamerayıBir yandan görünüşünü e larvası. Onlar işaretleyici kapağın yan düşmek yok bu yüzden su ile nemli larva tutmaya yardımcı olur. Bakım bu alanın karşısındaki süründüğü gibi aşırı miktarda larva uyacaktır gibi çok fazla su kullanmak değil, ancak olunmalıdır. </li><li> Yavaşça kurcalamak ve görüş alanı üzerinde tarama için zorlamak için küçük bir fırça ile larva eşya. Larva nadiren işbirliği ve onlar düz alan üzerinde tarama önce genellikle başlangıç ​​noktasına birçok kez iade edilmesi gereken sabırlı olun. </li><li> Tutanak yaklaşık 10-15 kesintisiz dijital video görüntüleri ve mahsul dk ve dijital video düzenleme yazılımı ile tüm gereksiz görüntüleri alım sonrası kaldırın. </li></ol> 3. Görüntüleme Yetişkin Drosophila <ol><li> Bir tek 1.5 ml spektroskopik polistiren küvette bir tek yetişkin Drosophila yerleştirin. Not: yetişkin Drosophila CO 2 anestezi hemen Behav önceHastada protokol analizleri sonuçları 12 bozabilir. Yetişkin Drosophila davranış testinde 13 gerçekleştirmeden önce CO 2 Anastetize kurtarmak için bir 24 saatlik dönem verilmesi önerilir. </li><li> Küçük bir pamuk ile küvetin ucunu. Pamuk büyük kap alanı işgal etmek yeterince sıkı doludur emin olun ve küvetin hacminde bölmeye sinek hapseder. </li><li> Stereo bir mikroskop beyaz aşaması plaka küvet koyun ve dijital kamera LCD gözlenen görüş alanı ile küvetin hacminde bölmesi hizalayın. </li><li> Bir fiber optik aydınlatma sistemi için ışık üstten küvet aydınlatır. Optimal aydınlatma sağlamak için ışığın açısını ayarlayın. </li><li> Odak mikroskop ve dijital video edinme başlar. </li><li> Tutanak yaklaşık 30-45 kesintisiz dijital video görüntüleri ve mahsul dk ve tüm gereksiz kaldırmakdijital video düzenleme yazılımı ile görüntüleri alım sonrası. </li></ol>

<ol>
	<li>Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila neurobiology: a laboratory manual. , (2010).</li><li>Frank, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+approaches+for+studying+synaptic+development,+function,+and+plasticity+using+Drosophila+as+a+model+system.">New approaches for studying synaptic development, function, and plasticity using Drosophila as a model system.</a> J Neurosci. 33, 17560-17568 (2013).</li><li>Mudher, A., Newman, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila : a toolbox for the study of neurodegenerative disease. , (2008).</li><li>Bilen, J., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+human+neurodegenerative+disease.">Drosophila as a model for human neurodegenerative disease.</a> Annu Rev Genet. 39, 153-171 (2005).</li><li>Jakubowski, B. R., Longoria, R. A., Shubeita, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+throughput+and+sensitive+method+correlates+neuronal+disorder+genotypes+to+Drosophila+larvae+crawling+phenotypes.">A high throughput and sensitive method correlates neuronal disorder genotypes to Drosophila larvae crawling phenotypes.</a> Fly (Austin). 6, 303-308 (2012).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila+chordotonal+organ+mutants).">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila chordotonal organ mutants).</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 16053-16058 (2003).</li><li>Jahn, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+early+locomotor+abnormalities+in+a+Drosophila+model+of+Alzheimer's+disease.">Detection of early locomotor abnormalities in a Drosophila model of Alzheimer's disease.</a> J Neurosci Methods. 197, 186-189 (2011).</li><li>Donelson, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+positional+tracking+for+long-term+analysis+of+Drosophila+sleep+and+locomotion+using+the+&amp;#34;tracker&amp;#34;+program.">High-resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the &amp;#34;tracker&amp;#34; program.</a> PLoS ONE. 7, e37250 (2012).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotion+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster.</a> J Vis Exp. (24), (2009).</li><li>Colomb, J., Reiter, L., Blaszkiewicz, J., Wessnitzer, J., Brembs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open+source+tracking+and+analysis+of+adult+Drosophila+locomotion+in+Buridan's+paradigm+with+and+without+visual+targets.">Open source tracking and analysis of adult Drosophila locomotion in Buridan's paradigm with and without visual targets.</a> PLoS ONE. 7, e42247 (2012).</li><li>Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Drosophila. , (1965).</li><li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies.">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J Insect Physiol. 46, 439-442 (2000).</li><li>Greenspan, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fly pushing : the theory and practice of Drosophila genetics.. , (2004).</li><li>Duncan, J. E., Lytle, N. K., Zuniga, A., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Microtubule+Regulatory+Protein+Stathmin+Is+Required+to+Maintain+the+Integrity+of+Axonal+Microtubules+in+Drosophila.">The Microtubule Regulatory Protein Stathmin Is Required to Maintain the Integrity of Axonal Microtubules in Drosophila.</a> 8, e683244 (2013).</li><li>Belmont, L. D., Mitchison, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+protein+that+interacts+with+tubulin+dimers+and+increases+the+catastrophe+rate+of+microtubules.">Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules.</a> Cell. 84, 623-631 (1996).</li><li>Cassimeris, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oncoprotein+18/stathmin+family+of+microtubule+destabilizers.">The oncoprotein 18/stathmin family of microtubule destabilizers.</a> Curr Opin Cell Biol. 14, 18-24 (2002).</li></ol>

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması var olduğunu beyan etmişlerdir.

Sinir sistemi işlevini incelemek için bir model sistem olarak Drosophila melanogaster &#39;in gücü, büyük ölçüde mevcut güçlü genetik araçları yakınsama ve geliştirilen güçlü davranışsal testlerin geniş bir dizi kaynaklanmaktadır. Burada bir yanal bakış açısıyla Drosophila yetişkin ve larva lokomotif fenotipleri yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniğini sunuyoruz. Başarıyla tanımlama ve posterior felç şiddetini ölçmek için bu yaklaşımın kullanıldığı kuyruğu-flip doğrudan kuyruk tarama döngüsü 14 boyunca yatay ekseninden oluşturulması nedeniyle bu yüksek açısının ölçülmesiyle nörolojik üçüncü safha larva mutantların hepsinde gözlenen fenotipleri. Burada yer alan yaklaşımın faydası Video anormal lokomotif davranışı doğrudan gözlem ve analizler sağlayan yanal bir perspektif elde edilmektedir, yani, genellikle nörolojik larva ve gözlenenDult mutantlar, bir daha bilgilendirici &#39;yan görünümü&#39; yönelimden. Sonuç olarak, larva Drosophila&#39;da peristaltik kas kasılmaları, ve yetişkin Drosophila anormal yürüyüş fenotip görselleştirme daha kolay gözlenir ve analiz edilir. Bu tekniğin bir sınırlama, bir yüksek verimli bir yaklaşım değildir olmasıdır. Buna ek olarak, belirli bir Drosophila larva ve yetişkin davranışları nedeniyle sadece stereo bir mikroskop görüş alanının elde kısıtlayıcı izleme alanına kısa zaman süreleri için analiz edilebilir. Küvet bölmesinin hacmi stereo mikroskop görüş alanında önemli ölçüde daha büyük olduğu için, yetişkin Drosophila davranışların bir video satın Bu özellikle sorun yaratabilir. Biz küvet haznesi hacmi en aza indirmek ve yetişkin hareketi görüş alanı içinde yer alan bir boşluk uçmak kısıtlamak için pamuk ve karton ekler kullanarak bu sorunu ele alınmıştır. Ise bizim im çoğunluğuyaşlanma nörolojik larva mutantlar odaklanmıştır, biz de tekniği kolayca gibi kur, çiftleşme, ve saldırganlık gibi diğer Drosophila davranışların analizi kapsayacak şekilde genişletildi olabilir düşündüren, tımar dahil yetişkin mutant fenotipleri ve davranışlarını gözlemlemek için tekniği kullandık. Bu teknik, diğer Drosophilidae aile üyelerinin yanı sıra, benzer büyüklükteki diğer böcekler görüntülenmesi için yararlı olabileceğini mümkündür. Buna ek olarak, tekniğin daha küçük bir modifikasyonu böcek türlerine görüntülenmesine olanak sağlamak olacaktır.

Yaygın meyve sineği Drosophila Melanogaster&#39;in sinir sistemi 1-3 işlevi çalışmak için güçlü bir deneysel model sistem. Evrimsel yapısı ve insan ile sinir sistemi fonksiyonunun korunması, hem de genetik manipülasyon kolaylığı ve genetik araçlar geniş bir dizi Drosophila insan nörodejeneratif hastalıklar 4 modellemek için, ilk organizma sağlar. Sinir sistemi işlev bozukluğuna yol açan gen mutasyonu genellikle bozulmuş harekete karşı canlı mutant larva ve yetişkin Drosophila neden olur. Sinir sistemi bozuk mutantların hepsinde gözlenen fenotipleri lokomosyon, anormal koordinasyon ve erişkinlerde spastik hareketlerinin oranı yanı sıra, gövde duvarı arasında kas kasılması peristaltik eksikliği, ve larvaların kısmi felç azaltılmasıdır. Bu fenotipler yüksek verimli genetik ekranlar ve mutant larva 5 lokomosyon tahlillerinin geliştirilmesinde istismar edilmiş, Lokomosyon bozukluğu miktarının ve sinir sisteminin fonksiyonu için gerekli olan genleri tespit etmeyi amaçlayan 6 ve yetişkin 7-10 Drosophila. Bu yaklaşımlar larva ve ergin lokomotif davranışları ölçmek için son derece yararlı olmakla birlikte, her spesifik anormal davranışları hakkında nitel bilgi iletmek için başarısız. Mutant üçüncü instar larvası bir davranış tahlilinde, değiştirilmiş lokomosyon parametreleri sergileyebilir sırasında bu tarama döngüsü sırasında ritmik kasılmalar peristaltik değişimlerden koordinasyon genel eksikliği ya da arka gövde kısmi felç sonucudur, örneğin, belirsiz olabilir duvar kas. Burada bir yanal bakış açısıyla Drosophila yetişkin ve larva lokomotif fenotipleri yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniği açıklar. Lateral perspektiften alınan dijital video Locomotiv ince ayrımlar doğrudan gözlem ve analiz sağlarBir daha bilgilendirici yan görünüm oryantasyon e davranışlar.

<table><tbody><tr><td>Trinocular Stereozoom Microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ6145TR</td><td>&amp;frac12; C-mount was removed and replaced with 1X C-mount</td></tr><tr><td>1X C-mount</td><td>Leeds Precision Instruments</td><td>LSZ-1XCMT2</td><td></td></tr><tr><td>Digital Camera Coupler (43 mm thread)</td><td>Qioptiq Imaging Solutions</td><td>25-70-10-02</td><td></td></tr><tr><td>58 mm to 48 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR5848</td><td></td></tr><tr><td>48 mm to 43 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR4843</td><td></td></tr><tr><td>Lensmate Adapter Kit for Canon G10</td><td>LensMateOnline.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Canon PowerShot G10 Digital Camera</td><td>Canon U.S.A., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Spectroscopic Polysterene Cuvette</td><td>Denville Scientific</td><td>U8650-4</td><td></td></tr></tbody></table>

acquisition of high-quality digital video of drosophila larval and adult behaviors from a lateral perspective

Drosophila melanogaster sinir sistemi işlevini çalışmak için güçlü bir deneysel model sistem. Sinir sistemi işlev bozukluğuna yol açan gen mutasyonu genellikle Sadece varlığını sürdürebilmiş larvalara ve uygun bir metin ya da tamamen tarif tek bir fotoğrafik görüntü ile temsil zordur lokomosyon bozuk fenotiplere sahiptir yetişkin üretir. Bilimsel yayın mevcut modları, ancak, el yazması eşlik ek malzeme olarak dijital video medya sunulması destekler. Burada bir yanal açıdan hem Drosophila larva ve yetişkin fenotipleri yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniği açıklar. Sapkın lokomotif davranışları gözlem ve ince ayrımları ve varyasyonları analiz sağlar çünkü bir yan görünümden larva ve ergin lokomosyon Video avantajlıdır. Biz başarıyla görselleştirmek ve aberran ölçmek için tekniği kullandıkt tımar dahil yetişkin mutant fenotipleri ve davranışlar yanı sıra, üçüncü larva davranışları sürün.

Biz başarıyla kazanmak ve stathmin genin fonksiyon kaybı (Şekil 2) 14 ile ilişkili larva davranışsal fenotip ölçmek için bu tekniği kullandık. Stathmin gen çözünür tübülinin havuzlarından Tübülin dimerlerini bölmeler bir mikrotübül düzenleyici proteini kodlar ve Mikrotübülleri bağlanır ve bunların sökme 15,16 teşvik etmektedir. Stathmin periferik sinirlerin fonksiyonu 14 aksonların mikrotübül bütünlüğünün muhafaza edilmesi gereklidir. Arka gövde segmentleri emekleme döngüsü sırasında kas kasılması, her peristaltik dalga sonra yukarı çevirmek hangi bir fenotip Drosophila üçüncü dönem larva sonuçlarında stathmin aktivitesinin bozulması. Bu posterior felç ya da &#39;kuyruk-flip fenotip kusurlu aksonal taşıma bir özelliğidir. Farklı yedi üçüncü instar larvaları posterior felç fenotipinin penetrasyonun ve şiddetini miktarı &lt;em&gt; yatay kuyruk üzerinde açıyı ölçerek mutant genotipler stathmin emekleme döngüsü (Tablo 1) sırasında büyüdü. Larvalar sergilenen eğer kuyruk kuyruk yatay yukarıdaki az 40 ° büyüdü eğer, hafif bir kuyruk kapağı tarama ve hiçbir kuyruk flip-yatay yukarıdaki fazla 40 ° büyüdü eğer larvalar sağlam bir kuyruk çevirme sergilemek belirlendi normal bir tarama davranışı. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/51981/51981fig1highres.jpg" /> Dijital kamera ile bir temel stereo mikroskop sistemi Şekil stereo mikroskop kullanarak bir yanal bakış açısıyla dijital video edinimi için kalıcı bir işaretleyici kap sahnede Üçüncü dönem larva 1. pozisyonu. Side-view trinoküler limanında monte edilmiş. Içerlek büyütme mikroskop aşamasında bantlanmış kalıcı marker yönünü ve konumunu göstermekte<html> lateral açıdan anormal davranış dijital video edinimi için işaretleyici kapağı üzerindeki Üçüncü dönem larva. Görüntünün uzayın üç boyutları tayin edilir; x ekseni sürekli belirtecin uzunluğu boyunca uzanan ve mikroskop aşamasına paralel olup, y-ekseni, mikroskop aşamasının için x-eksenine paralel ve dik olan ve z-ekseni için işaretleyici kapağından dikeydir objektif lens ve mikroskop aşamasında dik. Üçüncü evre larva alanına doğru bakan ön larva ile sadece dijital kameranın görüş alanı dışında, yaklaşık 75 ° uzaklıkta y-eksenine doğru dikey z ekseni ikinci işaretleyici başlığın tarafına yerleştirilmiştir bakış. Markör kapağın yan tarafında bulunan larva yerleştirilmesi stereo mikroskop dijital kamera, bir yanal açıdan alanın karşısındaki larva hareketi kaydetmek için izin verir. ftp_upload / 51981 / 51981fig2highres.jpg &quot;/&gt; Şekil temsilcisi sonuçları 2. görüntüleri. Drosophila larva (A, B) ve yetişkin dijital video Temsilcisi görüntüleri (C, D) fenotipleri ve davranışları bir yanal bakış açısıyla satın aldı. Her resim bir video halen edinilmiş dijital video dosyaları elde karedir. (A) Yabani türde Üçüncü dönem larva sergi düz bir vücut duruşu maddesi boyunca tararken. (B) stathmin gen sergi anormal bir emekleme bir mutasyon Üçüncü evre larva homozigottur arka kaslarının bir felç göstergesidir kuyruk flip-davranış,. (C) vahşi tip yetişkin Drosophila kanatları sinek yürür gibi. (D) Yetişkin Drosophila, bilinmeyen bir mutasyon için homozigot, kanatlarını tutun vücuda göre düz tutulur normalin üzerinde yaklaşık 45 ° açıları. Anormal larva ve yetişkin fenotip hem deaçıklanan en iyi gözlenen bir yan yan görünüm açısından kazanılmış dijital video ile tebliğ vardır. Ölçek çubuğu = 1 mm Panel A ve B. Bu rakam Duncan ve arkadaşları modifiye edilmiştir., 2013. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody align="center"><tr><td></td><td></td><td colspan="3"> Arka Felç Fenotipinin Önem </td></tr><tr><td> Genotip </td><td> n </td><td> Hayır Kuyruk-Flip </td><td> Hafif Kuyruk-Flip (&lt;40 °) </td><td> Sağlam Kuyruk-Flip (&gt; 40 °) </td></tr><tr><td> Yabanitip </td><td> 150 </td><td> % 100,0 (N = 150) </td><td> 0.0% (N = 0), </td><td> 0.0% (N = 0), </td></tr><tr><td> stai B200 / + </td><td> 130 </td><td> % 100,0 (N = 130) </td><td> 0.0% (N = 0), </td><td> 0.0% (N = 0), </td></tr><tr><td> stai rdtp / + </td><td> 140 </td><td> % 100,0 (N = 140) </td><td> 0.0% (N =) </td><td> 0.0% (N = 0), </td></tr><tr><td> Df (2 L) Exel6015 / + </td><td> 120 </td><td> % 100,0 (N = 120), </td><td> 0.0% (N = 0), </td><td> 0.0% (N = 0), </td></tr><tr><td> stai B200 </td><td> 120 </td><td> % 23.3 (N = 28) </td><td> % 23.3 (N = 28) </td><td> 53.4% (N = 64) </td></tr><tr><td> stai B200 / Df (2L) Exel6015 </td><td> 101 </td><td> % 10.9 (N = 11) </td><td> % 21.8 (N = 22) </td><td> 67.3% (N = 68) </td></tr><tr><td> stai rdtp </td><td> 125 </td><td> % 16.0 (N = 20) </td><td> 32.0% (N = 40) </td><td> % 52.0 (N = 65) </td></tr><tr><td> SSKÖ rdtp / DF (2 L) Exel6015 </td><td> 140 </td><td> % 7.7 (N = 11) </td><td> % 23,7 (N = 33) </td><td> % 68.6 (N = 96) </td></tr></tbody></table> Tablo 1. Penetrans ve şiddeti(DSKÖ) mutant, Drosophila üçüncü instar larvaları stathmin görülen felç fenotip posterior. mutan, Drosophila üçüncü instar larvaları stathmin arka felç fenotipinin penetrasyonun ve ciddiyetini attı ve bir yanal açısından davranış ve dijital video elde açısının ölçülmesiyle nicelleştirilmiştir kuyruk emekleme döngüsü sırasında, yatay tarama düzlemi üzerinde büyüdü ki. Larva kuyruk en az 40 °, yatay düzlemin üzerinde yükseltilir eğer kuyruk yatay düzlemde ve hafif bir kuyruk kapak üzerinde daha büyük 40 ° yükseltilmiştir ise sağlam bir kuyruk kapağı sahip olarak skorlandı. Normal bir tarama davranışı sergileyen Larva hiç kuyruk-Flip sahip olarak değerlendirildi. En az yüz larva tarama davranışı test edilen her bir genotip için analiz edildi. Bu tablo, Duncan ve al modifiye edilmiştir., 2013.

Watch this Scientific Journal Video about Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective at JoVE.com

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Burada bir yanal bakış açısıyla Drosophila yetişkin ve larva mutant fenotip yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniği açıklar.

Yüksek-Kalite Dijital Video Edinme<em&gt; Drosophila</em&gt; Bir Yanal Perspektifinden Larva ve Yetişkin Davranışları

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

acquisition-high-quality-digital-video-drosophila-larval-adult

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

8.7K Görüntüleme.  Willamette University.  Burada bir yanal bakış açısıyla Drosophila yetişkin ve larva mutant fenotip yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniği açıklar. 

Video: Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Canlı-görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupa Göz

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Gelişim Biyolojisi

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Biyoloji

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Drosophila Yetişkinlerinin Davranışsal Çalışmaları için Ayarlanabilir Yüksek Çözünürlüklü Görüntüleme Sistemi

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Davranış

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

Pupal Evrelerinde Gelişen Drosophila Epitelinde Doku Oryantasyonu ve Büyüme Dinamiğinin Görüntülenmesi ve Analizi

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

Drosophila'da Lokomotor Aktiviteyi Test Etmek İçin Basit Bir Teknik

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

Alt hücresel Çözünürlük bozulmamış Drosophila Larva in vivo Görüntüleme

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Drosophila Pupa Bacak Morfogenezinin Puparium Olmadan Genişletilmiş Canlı Görüntülenmesi

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Drosophila Gelişimi Sırasında Dinamik Epitel Yapılarının Ortaya Çıkarılması

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding environment and initiate contacts with potential synaptic partners. Although the connection between dendritic branch dynamics and synaptogenesis is well established, how developmental and activity-dependent processes regulate dendritic branch dynamics is not well understood. This is partly due to the technical difficulties associated with the live imaging and quantitative analyses of these fine structures using an in vivo system. We established a method to study dendrite dynamics using Drosophila larval ventral lateral neurons (LNvs), which can be individually labeled using genetic approaches and are accessible for live imaging. Taking advantage of this system, we developed protocols to capture branch dynamics of the whole dendritic arbor of a single labeled LNv through time-lapse live imaging. We then performed post-processing to improve image quality through drift correction and deconvolution, followed by analyzing branch dynamics at the single-branch level by annotating spatial positions of all branch terminals. Lastly, we developed R scripts (Supplementary File) and specific parameters to quantify branch dynamics using the coordinate information generated by the terminal tracing. Collectively, this protocol allows us to achieve a detailed quantitative description of branch dynamics of the neuronal dendritic arbor with high temporal and spatial resolution. The methods we developed are generally applicable to sparsely labeled neurons in both in vitro and in vivo conditions.

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Here, we describe the method we employed to image highly motile dendritic filopodia in a live preparation of the Drosophila larval brain, and the protocol we developed to quantify time-lapse 3D imaging datasets for quantitative assessments of dendrite dynamics in developing neurons.

Drosophila Nöronlarının Geliştirilmesinde Hızlı Dendritik Dal Dinamiğinin Hızlandırılmış Canlı Görüntüleme ve Nicelleştirilmesi

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding ...

Yüksek-Kalite Dijital Video Edinme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Canlı-görüntüleme

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Drosophila Yetişkinlerinin Davranışsal Çalışmaları için Ayarlanabilir Yüksek Çözünürlüklü Görüntüleme Sistemi

Pupal Evrelerinde Gelişen Drosophila Epitelinde Doku Oryantasyonu ve Büyüme Dinamiğinin Görüntülenmesi ve Analizi

Drosophila'da Lokomotor Aktiviteyi Test Etmek İçin Basit Bir Teknik

Alt hücresel Çözünürlük bozulmamış Drosophila Larva in vivo Görüntüleme

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Drosophila Nöronlarının Geliştirilmesinde Hızlı Dendritik Dal Dinamiğinin Hızlandırılmış Canlı Görüntüleme ve Nicelleştirilmesi