The authors are very thankful to the Federal Ministry of Education and Research (BMBF) of Germany for the funding of their work. Also, the authors thank Ines Lemser, Sylke Stahlberg, Ingolf R&#252;cknagel and all the other colleagues working in the team of the animal house (FLI, Germany) for their technical assistance with the bronchoscopies. They are very thankful to Maria-Christina Haase (FLI, Germany) for her help in providing literature. Furthermore, the authors wish to express their gratitude to Dr. Angela Berndt (FLI, Germany) and Nicolette Bestul (University of Wisconsin-River Falls) for critical reading of the manuscript.

Etik Bildirimi Bu çalışma Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Avrupa ve Ulusal Kanun ile sıkı göre yürütülmüştür. Protokol Thüringen Eyaleti, Almanya (: 04-004/11 İzni Sayısı) Hayvan Deneyleri Etik ve Hayvanları Koruma Komitesi tarafından onaylandı. Tüm deneyler Hayvan Koruma yetkili kurumsal Temsilcisi gözetiminde yapıldı. Bronkoskopi kesinlikle genel anestezi altında yapıldı. Çalışma süresince, her türlü çaba rahatsızlık veya acı en aza indirmek için yapıldı. Genel notlar Tarif edilen teknikler yaklaşık 60-80 kg ağırlığında, yaşı, yaklaşık 6-8 hafta buzağılar için geliştirilmiştir. Diğer büyük hayvan türleri, yaş ve vücut ağırlığı farklıdır buzağıların kullanım için, teknik boyutunu ve ağırlığını uygun ve dikkate belirli bir hayvan türünün akciğer anatomisini almak için adapte edilmelidir. Tümkullanılan ekipman steril olması gerekmektedir. Chlamydia psittaci, insanlarda solunum ve genel hastalığa neden olabilir zoonotik bir bakteridir. Non-kuş C. Mevcut protokolde kullanılan psittasi gerginlik DC15 biyogüvenlik düzeyi 2 altında ele alınmalıdır. patojen ile enfekte hayvanlarla Tüm iş böyle bir solunum cihazı, bir sıçrama, su geçirmez tulum, lastik çizme ve eldiven gibi kişisel koruyucu ekipman giymiş yapılmalıdır. Uygun bir solunum cihazı giymek, büyük önem taşımaktadır C için enfeksiyonun doğal yol tarihi psittaci Aerogen olduğunu. Ambalajlama ve örnekleri etiketleme her şeyin hayvan konut birimini ayrılmadan önce üreticinin talimatlarına göre klamidya karşı bir dezenfektan etkili tedavi edilmelidir beri dezenfektan dayanıklı olmalıdır. 1.. Bronkoskopi için Animal hazırlanması <ol><li> Anestezik doz için buzağı ağırlığını belirler. </li><li> Bir intravenöz (IV) erişim i yerleştirinn Sol boyun damarı. </li><li> İlk olarak, yavaş yavaş sedasyon oluştuktan sonra, (2.0 mg / kg vücut ağırlığı) enjekte ketamin, daha sonra yaklaşık olarak 30 saniye boyunca (0.2 mg / kg vücut ağırlığı) enjekte ksilazin. </li><li> Masanın üzerine hayvan kaldırın ve sağ lateral pozisyonda yerleştirin. Hayvan yeterince masaya yerleştirildikten sonra IV erişim hala yerinde olup olmadığını kontrol edin ve gerekirse yeniden ayarlayın. Anestezi sırasında, düzenli olarak anestezi derinliğini belirlemek için göz kapağı refleksi kontrol edin. </li><li> Hayvan giderek nefes sonra, birisi dilini dışarı çekin ve boyun germek var. Hafif dönen hareketlerini kullanarak, hayvanın ağzında bir metal tüp spekulum yerleştirin. Gırtlak görünür oluncaya kadar, bir el feneri kullanarak, görme kontrol altında ileri spekulum itin. </li><li> Gerektiğinde 7 mg ksilazin ve ketamin 70 mg bir bolus enjekte edilerek bütün endoskopik işlem boyunca anestezi koruyun. </li></ol> . 2. Aşılama (Aşılama Siteler: Şekil 1) </p&gt; <ol><li> 1, 2, 3 inokulum ihtiva eden şırıngalar, ve 5 ml inokulum hazırlayın. </li><li> Endoskop çalışma kanalı içine bir teflon tüp yerleştirin. Tüp Endoskop ucundan çıkmamalıdır. </li><li> Metal spekulum aracılığıyla endoskop yerleştirin. Spekulum hafif readjustments gırtlak geçişini sağlamak için gerekli olabilir. Sağ tarafında kapalı dalları, monitörde resim hizalamak için yardımcı olur Bronş soluk borusu,. </li><li> Teflon tüpün sonuna kadar 5 ml inokulum ile şırınga takın. Inokulum tevdi edilecektir dalları içine tüp gidin ve istenilen miktarda (Sağ akciğer geçerli: Lobus medius: 0.5 ml, Lobus accessorius: 0.5 ml, Lobus caudalise: 0.5 ml ve 1.0 ml; Sol akciğer: Lobus kraniyalise, kraniyalise Pars : 0.5 mi, pars caudalis: 0.5 ml, Lobus caudalis: 1.5 mi). 1 ile şırınga takın ve# 160; tüp ml inokulum, sonra Bronş soluk borusu gidin ve inokulum mevduat (: 1.0 ml Lobus kraniyalise, caudalise Pars). Her zaman aynı sırayla bölgeselleştirmelerini yaklaşım yararlıdır. </li><li> Endoskop ve spekulum çıkarın. </li><li> Bir aktüatör her burun deliğine 1 ml inokulum püskürtün. </li><li> Geri ahıra hayvan getirmek ve uyanma için yüzükoyun pozisyonda yerleştirin. Bu sternal yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar sahipsiz veya diğer hayvanların şirket hayvan bırakmayın. Termoregülasyonda hayvanın yeteneği, genel anestezi altında azalmış olduğundan kurtarma kararlı, klimalı olmalıdır. Not: İlk klinik işaretler kullanılır patojene bağlı olarak, aşılamadan sonra yaklaşık 24-36 saat gerçekleşmelidir. </li></ol> . 3 Örnekleme Yöntemleri (Örnekleme Siteler: Şekil 2) <ol><li> 1,1-1,6 adımları tarif edildiği gibi hayvan hazırlayın. </li><li> Bronkoalveoler lavaj <ol><li> Bir su banyosunda her bir steril izotonik tuzlu su içinde 20 ml ihtiva eden 5 şırıngalar, koyun ve bunları, yaklaşık 38 ° C&#39;ye kadar ısınmasına izin </li><li> Endoskop çalışma kanalı içine bir lavaj kateteri takın, sonra metal spekulum içine endoskop yerleştirin ve endoskop daha öncesinde herhangi itti olamaz nerede &quot;kama pozisyonu&quot; ne ulaşana kadar sol akciğer ana bronş içine ileriye gidin. </li><li> Birbiri ardına, lavaj kateteri ile sıcak NaCl çözeltisi ile şırınga takmak, sıvıyı aşılamak ve doğrudan aspire. Bronkoalveoler lavaj sıvısı silikonlu cam şişelerde saklanır ve cam yüzeyine tutunmasını alveol makrofajlar önlemek için derhal kurtarma sonra buz koymak gerekir. Telkin tuzlu su miktarı ve geri kazanılan sıvı miktarını hem de not edin. </li><li> Çalışma kanalından lavaj kateteri çıkarın. </li></ol></li><li> Bronşiyal fırçalama<ol><li> Açıklanan protokol, bu Bifurcatio trakea olan, arzu edilen örnekleme konuma endoskop gidin. </li><li> Fırça ucu monitörde görünene kadar Endoskop çalışma kanalına takmadan önce tüp ile fırça örtün. </li><li> Ileri plastik tüp ile yaklaşık 5 cm fırça itin ve kolu iterek plastik tüp onu ortaya çıkarmak, daha sonra fırça edilecek konuma gidin. </li><li> Fırça ve bronş duvarı arasında temas sağlamak için endoskop gezinirken hafifçe ileri geri fırça iterek ve çekerek epitel aramaları dökülmek. Kanama oluşur ovuşturarak durdurun. Çalışma kanalı çekerek önce tüp ile fırça örtün. </li><li> Hafifçe slayt üzerinde fırça yuvarlayarak mikroskop slaytlar beş smear kadar hazırlayın. -20 ° C&#39;de 10 dakika, kuru hava ve saklamak için, soğuk metanol smear sabitleştirmek </li><li> Fırça olarak durulanabilirörneklenen hücrelerin amacına bağlı olarak çeşitli medya. Aynı fırça ile birden manşonlarla alarak, yalnızca mukoza zarını tahriş yok medyada durulayın emin olun. </li></ol></li><li> Transbronşial akciğer biyopsisi <ol><li> Açıklanan protokol, bu Lobus kraniyalise pars caudalis olan, arzu edilen örnekleme konuma endoskop gidin. Açık çalışma kanalı içine biyopsi forseps ekleme ve sorunsuz çalıştığından emin olmak için onu birkaç kez kapatmadan önce. </li><li> Hafif bir direnç oluşana kadar soluk borusu bronş kaudal şube içine biyopsi forseps itin. Geri 2-3 cm çekin forseps açık, ileriye yaklaşık 2 cm itmek, forseps kapatın, geri çekin ve çalışma kanalından forseps çıkarın. Bu biraz pratik gerektirir. </li><li> Dikkatli bir iğne veya küçük forseps kullanarak, biyopsi forseps doku kaldırmak. Dokunun bir başka kullanımına bağlı olarak, sıvı Nitr saklayınojen veya uygun bir sabitleme aracı. Bu otolitik işlemleri önlemek için kaldırılmasından sonra doğru gerçekleşmesi gerekir. </li></ol></li><li> Post-prosedürel tedavi <ol><li> Geri ahıra hayvan getirmek ve uyanma için yüzükoyun pozisyonda yerleştirin. Bu sternal yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar sahipsiz veya diğer hayvanların şirket hayvan bırakmayın. Termoregülasyonda hayvanın yeteneği, genel anestezi altında azalmış olduğundan kurtarma kararlı, klimalı olmalıdır. </li><li> Sonraki 24 saat pnömotoraks belirtileri için yakından hayvan izleyin. Hayvan tam kendine geldi zaman yem ve taze su sağlayın. </li></ol></li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Aşılamadan bir bronkoskopik yöntem geliştirilmiştir ve çeşitli bronkoskopik örnekleme yöntemi deney koşulları altında büyük hayvanlarda kullanılmak üzere adapte edilmiştir. Açıklanan teknikler bile endoskopi deneyimi az olan sınav için, öğrenmesi kolay. Bronkoskopi işlemi minimal invaziv ve aşılama yöntemleri yanı sıra, açıklanan örnekleme yöntemleri (BAL, transbronşiyal akciğer biyopsisi, bronşiyal fırçalama) ile ilişkili herhangi bir yan etkisi hiç hayvanların herhangi görüldü. İnsanlarda Transbronşial akciğer biyopsisi ile ilişkili komplikasyonlar kanama ve pnömotoraks 48, bunların hiçbiri bu prosedür uygulandı buzağılarda görüldü. Transbronşiyal akciğer biyopsisi daha zaman alıcı ve transkütan yöntemine göre daha ekipman gerektirir, ama daha az invaziv ve yara enfeksiyonu riski taşımıyor. Inoculat ve görsel olarak kontrol, endoskopik yöntemiyon akciğerin belirli bölgelerde patojenin bir tanımlanmış miktarının birikmesine izin verir. Bu nedenle, her aşılanmış hayvanlarda 32-34 çok tutarlı klinik ve patolojik bulgular elde edilir. Ancak, buzağılarda doğal enfeksiyon tüm özelliklerini benzemez. Solunum C&#39;lik bir modelinde doğal enfeksiyonları buzağıların genellikle apikal lob pnömoni gelişir, oysa psittaci enfeksiyon, aşılama açıklanan teknik patojen yerleştirme 34 siteleri ile ilişkili akciğer lezyonlarına yol açtı. Bu durum, büyük baş hayvanlar, doğal edinilmiş akciğer enfeksiyonu bağlamında deneysel bulguların ile yorumlayarak dikkate alınmalıdır. Videoendoskopik BAL akciğerin tanımlanmış bir örnekleme alanı sağlar. Deney amacıyla, bu kör koşullar altında bir burun kateter kullanımı ile karşılaştırıldığında daha avantajlıdır. Nedeniyle sığır akciğer anatomisi, körü körüne takılan kateter itmek olacaktırÇoğu durumda 53,54 doğru diyafram lob ed ve muayene yıkanır olduğu akciğer alanı üzerinde bir etkisi vardır. Yan yatma anestezi uygulanmış buzağıların endoskopik BAL bir başka avantajı,% 80&#39;den fazla bir telkin akışkanın yüksek ortalama iyileşme oranıdır. Diğer çalışmalar ile karşılaştırılması ayakta, sedasyon buzağılar, 133.3 ± 1.6 ml 46 bir iyileşme ve 127.13 ± 3.53 ml 45 kaudal lob içine sıvı 240 ml damlatılması sonra rapor edilir, ortaya koymaktadır. Sedasyon buzağılarda sternal yatma telkin sıvının% 51 kuyruk lob 43 kranial lobda ve% 62 geri olabilir. Bu, aşılanan sıvının yaklaşık yarısı dana dik olarak elde edilebilir anlamına gelir. Daha fazla numune hazırlama için gerekli BAL&#39;da miktarına bağlı olarak, bu istenen tüm deneyler yürütmek için yeterli malzeme bırakmayın olabilir. Sığırlarda BAL birçok araştırma grupları tarafından kullanılan ve birçok olmuşturfarklı parametreler çeşitli koşullar altında incelenmiştir. Birçok yazar bazal lob 43,45,46 arasında lavaj uygulandı, ancak lavaj için kullanılan sıvı miktarı araştırma grupları arasında farklılık gösterir. Bu zor, farklı yayınlardan bulguları karşılaştırmak için yapım, kazanılan hücre, protein ve diğer maddelerin seyreltme tutarsızlık yol açar. Bu nedenle, sığırlarda kullanım için hemen uygulamasından sonra elde edilir, 20 ml sıcak gövde, izotonik tuzlu su (toplamda 100 mi), beş fraksiyonları ile yıkanması tavsiye edilir. Büyük bir çap (örneğin,&gt; 2 mm) ile lavaj bir kateter kullanılarak, her fraksiyonun hacmi biraz kateterin kalır sıvının miktarına bağlı olarak, artan gerekmektedir. Sığır akciğer yüksek segmente anatomi metodik bir sınırlama yol açar; Akciğerin bir kısmından elde edilen sonuçlar, akciğer geri kalanı için doğru olmayabilir. Orada hiçbir yanabronş biyopsisi ve lavaj tarafından soruşturulduklarını tüm akciğer alan görüş kontrolü, muayene örneklenmiş alanlar sağlıklı veya hastalıklı olup olmadığını bilemeyiz. Bu nedenle, bu patojen patojenin daha yüksek bir geri kazanım oranına sahip ve hastalıklı akciğer alanlarının numune daha yüksek bir olasılık olması amacıyla daha önce aşılanmıştır yerleri örnek için çok önemlidir. Başka bir sınırlama kötü klinik durumun hayvanlarda artmış anestezi riski olduğunu. Tarif edilen yöntemler, ancak mümkün olduğu kadar düşük hayvanlar için yük tutmak için hastalık hafif ve orta şiddette modelleri kullanılmalıdır. Rumende gaz geliştirme bu türlerde anestezi riski artar gibi geviş getiren hayvanlarda genel anestezi, her zaman mümkün olduğunca kısa olmalıdır. Hayvanlar bronkoskopi geliştirilen gaz efflux izin hemen sonra yüzükoyun pozisyonda yerleştirilmesi gerekir ve tamamen anestezi kurtarıldı kadar yakından izlenmesi gerekir. Ayrıca, tarif edilen teknikler suita değildiraz 24 saat aralıklarla örnekleme için ble. Açıklanan protokol, diğer enfeksiyöz ajanlar adapte edilebilir. Çeşitli patojenlerin endoskopik aşılama C gibi tarif edilmiştir psittaci 32-34, Pasteurella haemolytica 38-40,42, Haemophilus somni 55 ve sığır viral ishal virüsü 44. Ayrıca, akciğer patojeni yatırma siteleri istenen modele uyarlanabilir. (I) Örnekleme siteleri aşılama yerle ilgili ve beklenen patolojik bulgulara dayanarak seçilmelidir: örnekleme siteleri seçerken, bazı önemli gerçekler dikkate alınmalıdır. Otopsi bakımı yapılacak olduğunda, (ii) ex vivo numune için yeterli Örneklenmemiş akciğer alanları bırakmak için özen gösterilmelidir. Onlar ekipman ile ulaşılabilir böylece (iii) Örnekleme sitesi yerleri seçilmelidir. Özellikle Transbronşial akciğer biyopsisi için, biyopsi forseps uzunluğu nedeniyle sınırlamalar vardır. (Iv) To örneklemenin sırası önemlidir, bronşiyal fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi Balf kontamine hangi, küçük kanamalara yol açabilir olduğunu. Bu nedenle, BAL zaman ilk elde edilmelidir. Diğer türlerde protokolünü kullanırken, türe özel akciğer anatomisi dikkate alınmalıdır.

Biyomedikal Araştırma Büyük Hayvan Modellerinin Değerleri Modern disiplinlerarası biyomedikal araştırmalarda, hayvan modelleri hala karmaşık etkileşimler aydınlatmak için vazgeçilmez - sağlık ya da bir hastalık durumu ile ilgili - memeli organizmalar içinde. Çalışmaların% 1&#39;den daha az evcil hayvanlar ile çalışırken biyomedikal araştırma 1 için model olarak sığır, at, koyun, kümes hayvanları ya da okudu bilim adamlarına layık olan 17 Nobel ödülü rağmen, hayvan deneyleri günümüzde büyük çoğunluğu, kemirgenler ile yapılmaktadır ya da hayvancılık. Küçük hayvanlar birçok pratik avantaj (yani düşük maliyetli, genetik yumuşaklık, yüksek verimlilik, çok sayıda genetik durumu, ve immünolojik aletleri ve kitleri) sunmak, ve genetiği değiştirilmiş fare modelleri genellikle belirli moleküler yollar keşfetmek mekanik çalışmalar gerçekleştirmek için kabul edilir. Kompleks sistemler, t biyomedikal araştırmaO biyolojik alaka ve fareler modellerinin klinik faydası daha şüpheli hale gelmektedir. Onlar yanıltıcı ve biyolojik karmaşıklık 2-9 tefrit riskini dayanamaz. Nedeniyle türler arası özelliklerine, tek bir hayvan türü tamamen insani durumu ayna olacak ve birden fazla model kullanımı disiplinlerarası bir biyomedikal araştırma yaklaşımı yararlı gibi görünüyor. Öteleme tıp bağlamında, büyük hayvanlar insan hem de hayvan sağlığı için 1 çift kullanımlı yüksek biyolojik alaka ile sonuç sağlama gibi karşılaştırmalı modelleri sunmak için fırsat sunuyoruz. Dikkate değer, insan genomu daha yakından laboratuvar kemirgen genom tarafından daha sığır genom tarafından benzetilen. Ayrıca diğer takson kıyasla, farelerin genom daha 10-12 yeniden düzenlenmiş olan, son zamanlarda teyit edilmiştir. Karmaşık bir araştırma tasarımı, hayvancılık kullanımı uniq sunuyorhayvan ödün vermeden tek-ve--aynı Individuum in vivo örneklerinin çeşitli tekrarlanan toplama intra-birey, uzun vadeli çalışmaların ue fırsattır. Bu nedenle, fonksiyonel inflamatuar ve morfolojik değişimler zaman 13 belli bir süre içinde aynı konuda izlenebilir. Bir Uygun Solunum Modeli Olarak Sığır Akciğer Nedeniyle akciğer anatomisi, solunum fizyolojisi ve pulmoner immünoloji önemli farklılıklar yüksek sayıda, fareler insan akciğer hastalığı birçok önemli patofizyolojik açıdan yeniden yoktur. Solunum hastalığı 2,9,14-16 hayvan modellerinde olarak kullanılırken bu dikkate alınmalıdır. Anatomi ve yapının özelikleri her memeli akciğer için mevcut olmakla beraber, fonksiyonel özellikleri (örn. akciğer hacimleri, hava akımları ve solunum mekaniği) nedeniyle benzer vücut ağırlıkları yetişkin insanlar ve buzağılar arasında daha iyi karşılaştırılabilir(50-100 kg). Aşağıdaki gibi sığır akciğer türe özgü özellikleri özetlenmiştir: sol akciğer (iki parçaya bölünmüş ve lobus caudalis olan lobus kraniyalise,) iki lob oluşur, sağ akciğer dört lob oluşur (lobus kraniyalise, lobus medius, lobus caudalis ve lobus accessorius). Çoğu diğer memelilerin akciğer anatomisi aksine, trakea sağ yan tarafında doğrudan sağ kranial lob dalları bronş. Anatomi subgros ile ilgili olarak, sığır akciğer Lobülasyonlu yüksek derecede ve nispeten düşük özgül akciğer uyum yol interstisyel doku 17,18 yüksek bir yüzdesi ve daha yüksek bir akciğer doku direncini 19 sunulur. Bu nedenle, gerekli olan nefes alma aktivitesi diğer türler 20,21 kıyasla oldukça yüksektir. Lobülasyonlu yüksek derecede bölümlerinin güçlü bağımsızlığı yol açar. Bu nedenle, inflammatory süreçler bağ dokusu septa ile sınırlı olup, hastalıklı ve sağlıklı kesimleri genellikle aynı lobda içinde yalan. Nedeniyle teminat hava yollarının eksikliği, sığır akciğer özellikle obstrüktif akciğer bozuklukları 13 ayna uygundur. Sığır akciğerde damar ile ilgili olarak, küçük bir pulmoner arter çok önemli bir düz kas tabakaları göstermektedir. Bu nedenle, dana da 22-24 yeniden pulmoner hipertansiyon veya vasküler köklü bir hayvan modeli olarak hizmet edebilir. Solunum yolu enfeksiyonları ile ilgili olarak, doğal olarak meydana gelen hastalıkların insanda karşılaştırılabilir hastalığına yakalanmış olan birçok benzerlik bu hayvan bulunmaktadır. Tipik örnekler, tüberküloz ile 25, respiratuvar sinsityal virüs buzağı 26-28 (RSV) enfeksiyonu ya da doğal olarak kazanılmış enfeksiyonları Chlamydia 29 bulunmaktadır. Bu nedenle, büyük bir hayvan modelleri doğal ev sahibi yakın durumu benzemektedir. Bu nedenle, en çok usef vardırul konukçu-patojen etkileşimlerine ve insan 30,31 karşılık gelen hastalığın patofizyolojisi karmaşık incelemek için. Solunum Chlamydia psittaci enfeksiyonu biyolojik ilgili model olarak, buzağı sığırlar bu patojenin 32-35 doğal konakları temsil beri seçildi. Hayvanlar ve insanlar arasında hastalık ya da olası bulaşma yolları patogenezi ile ilgili, bu modelden elde edilen bilgiler, sığır ve insan hem de etkisi ile bilgimizi genişletmek için yardımcı olacaktır. Modeli aynı zamanda akciğer C ortadan kaldırılması için genel kabul görmüş ve alternatif tedavi seçenekleri doğrulamak için yardımcı olabilir hem veteriner ve insan tıbbında ilgi yine, psittaci enfeksiyonlar,. Sığır Solunum Sistemi ve örnekler elde Uygulanan Teknikler Bu kağıt açıklar ve teknikleri ve tanı yöntemlerini göstermektedir applicablsığır akciğeri e ve memeli akciğer ve terapötik müdahale etkinliği üzerinde patojenin hem etkisini değerlendirmek için bir model olarak kullanılır. Bronkoskopi 1960&#39;lardan beri insan tıp yapılmıştır ve güvenli bir işlemdir 36 olarak kabul edilir. Buzağılarda deneysel bronkoskopi ilk kez 37 için 1968 yılında tarif edilmiştir. Patojenlerin intrabronşiyal uygulama Potgieter ve arkadaşları tarafından ileri sürülmüştür. Güvenilir bir yöntem buzağıların 38 alt solunum yolu hastalığı üretmek ve şimdi sığır araştırma 34,39,40 yaygın bir yöntemdir gibi. Videoendoskopik kontrol altında patojenin bir tanımlanmış miktarının intrabronşiyal aşılama akciğerde, enfeksiyöz ajanın seçici yerleştirme sağlar. Bu, tüm hayvanlarda 34 tutarlı klinik ve patolojik bulgulara yol açar nedeniyle patojen maruz kalma değişmiş olması beklenen akciğer bölgelerinde hedeflenen örnekleme sağlar. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; bronkoalveoler lavaj sıvısı (BAL) akciğer inflamasyon varlığı ve şiddeti için iyi tanımlanmış bir göstergedir. Bronkoalveoler lavaj (BAL), solunum hastalıkları 41 çeşitli teşhisinde insan tıbbında standart bir prosedürdür. Canlı sığır, BAL geçen yüzyılın 42 geç yetmişli Wilkie ve Markham tarafından tanıtıldı. Bu sığır alt solunum yollarını incelemek için güvenli ve tekrarlanabilir bir teknik olarak kabul edildi. Nedeniyle esnek fiberoptik bronkoskop ile sağlıklı buzağılar 1988 Pringle vd. Yapılan BAL&#39;da sağlıklı hayvanlarda BALS parametrelerle ilgili yeterli verilerin eksikliği. Yazarlar ayrıca karşılaştırılabilir sonuçlar elde etmek için 43 deneysel koşullar altında BAL protokolleri standardize etmek gereğine işaret etti. BAL hala buzağılarda 44-46 in vivo bir örnekleme yöntemi olarak kullanılmaktadır. Bronş fırçalama yaygın olarak bir insan tıbbında kullanılanneoplastik lezyonlar veya mikrobiyolojik analizler 36 için örnek bir tanı aracıdır. Araştırma amacıyla, sitolojik fırçalama ile hasat epitel hücrelerinin birincil hücre kültürleri 47 elde edilebilir. Sığır olarak, mikrobiyolojik analizler için bronş manşonlarla kullanımının akciğer 43 mikrobiyal çevre karakterize etmek için tarif edilmiştir. Transbronşial akciğer biyopsisi akciğer doku örnekleri sağlar ve insanlarda akciğer hastalıkları yaygın için değerli bir tanı aracıdır. Iatrojenik pnömotoraks ve prosedür ile ilgili kanama, bu teknik ile ilişkili komplikasyonlar vardır. Bunların sıklığı insan hastalara 48&#39;deki yüzde birden az olduğu bildirilmektedir. TBAB gereken ekipmanın yüksek maliyet ve biyopsileri elde etmek için gerekli olan zamana bağlı olarak sığır kullanımı için yaygın bir yöntem değildir. Bunun yerine, deri, akciğer biyopsileri tarla koşullarında 49-51 altında daha uygundur.

<table><tbody><tr><td>Veterinary Video Endoscope</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td>PV-SG 22&amp;ndash;140</td><td>diameter: 9 mm, working channel: 2.2 mm, working length 140 cm</td></tr><tr><td>Lavage catheter</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td></td><td>diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter</td></tr><tr><td>Actuator</td><td>WEPA Apothekenbedarf GmbH &amp;amp; Co KG, Hillscheid, Germany</td><td>32660</td><td>length: 60 mm</td></tr><tr><td>Biopsy forceps</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td>REF 60180LT</td><td>1.8 mm, serrated, oval</td></tr><tr><td>Omnifix 20 ml, Luer-Lock</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4617207V</td><td></td></tr><tr><td>Cytology brush</td><td>mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany</td><td>110240-10</td><td>working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm</td></tr><tr><td>iv acess</td><td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td><td>370-211</td><td>diameter: 1.2 mm; length: 43 mm</td></tr><tr><td>Rompun 2% (xylazin)</td><td>Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany</td><td></td><td>0.2 mg/kg bodyweight</td></tr><tr><td>Ketamin 10% (ketamine)</td><td>bela-pharm GmbH &amp;amp; Co. KG, Vechta, Germany</td><td></td><td>2.0 mg/kg bodyweight</td></tr><tr><td>Isotonic saline solution</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>3200950</td><td></td></tr><tr><td>SUB 6 waterbath</td><td>CLF analytische Laborger&amp;auml;te GmbH, Emersacker, Germany</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Metal tube speculum</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>diameter: 3.5 cm; length: 35 cm</td></tr><tr><td>Flashlight</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Siliconized glass bottles</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC)</td></tr><tr><td>Omnifix Luer 3 ml</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4616025V</td><td></td></tr><tr><td>Omnifix Luer 5 ml</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4616057V</td><td></td></tr><tr><td>Sealing plugs</td><td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td><td>900-3057</td><td></td></tr><tr><td>Inoculum</td><td></td><td>n/a</td><td>dilute pathogen in 8 ml buffer</td></tr></tbody></table>

the bovine lung in biomedical research: visually guided bronchoscopy, intrabronchial inoculation and in vivo sampling techniques

Solunum tıp araştırmalarında alternatif hayvan modelleri için devam eden bir arama var. Araştırmanın amacı bağlı olarak, akciğer hastalığı modeli olarak büyük hayvanlar genellikle farenin yapmak çok daha iyi, insan akciğer durum benzer. Büyük hayvanlarla çalışan hayvanlar da ödün vermeden uzun vadeli çalışmalar sağlar zaman, belli bir dersin tekrar tekrar aynı hayvanı örnek bir fırsat sunuyor. Amaç, solunum Chlamydia psittaci enfeksiyonu bir sığır modelinde in vivo kullanım için örnekleme yöntemlerini ortaya koymaktır. Numune alma çalışma sırasında, her bir hayvanda, çeşitli zaman noktalarında yapılmalıdır, ve numuneler, deney koşulları altında konakçı tepkisi, hem de patojen incelemek için uygun olmalıdır. Bronkoskopi, insan ve veteriner hekimliğinde değerli bir tanı aracıdır. Bu güvenli ve minimal invaziv bir işlemdir. Bu Kutuple intrabronşiyal buzağıların aşı hem de alt solunum yolu için örnekleme yöntem açıklanır. Videoendoskopik, intrabronşiyal aşılama tüm aşılanmış hayvanlarda çok tutarlı klinik ve patolojik neden olur ve, bu nedenle, bulaşıcı akciğer hastalığı modellerinde kullanılmak için çok uygundur. Açıklanan örnekleme yöntemleri, bronkoalveoler lavaj, bronş fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi. Tüm bu insan tıp değerli tanı araçlarıdır ve 6-8 hafta arası buzağılar için deneysel amaçlar için adapte olabilir. Elde edilmiş olan numuneler konukçuda akciğer iltihabı şiddetinin patojen saptanması ve tanımlanması için uygundur edildi.

Hastalık Kursu Hayvanların sağlığı üzerinde patojenin etkisi klinik muayene ile değerlendirilebilmektedir. Bizim solunum enfeksiyon modellerinde, hayvanlar günde iki kez incelenmiş ve klinik gözlemler, bir puanlama sistemi kullanılarak kaydedildi. Ek bilgiler örneğin başka in vivo örnekleme yöntemleri, kan toplama ve bezlerden veya akciğer fonksiyon ölçümü yapılarak yakalandı. Aşılama enfeksiyon 32-34 ilerlemesini tanımlamak için patolojik muayene sonra farklı zaman noktalarında gerçekleştirilmiştir. BALS Kurtarma Oranı Telkin sıvısının iyileşme oranı 83.05 ± 4.58% idi (ortalama ± SD). Patojen Algılama Patojenin rekültivasyon bronşiyal manşonlarla de yapılabilir. Ayrıca, çeşitli örneklerin PCR tarama patojeni tespit etmek mümkündür, örneğin, tissue biyopsi, sitoloji fırçası örnek BAL-hücreleri 52 veya faringeal sürüntü. Patojenin Görselleştirme akciğer biyopsisi ve BAL-hücrelerinin sedimantasyon preparatların dondurulmuş imüno (Şekil 3) gerçekleştirmek de mümkündür. Önceki deneylerde, kan örnekleri ve çubuklar (konjonktiva, dışkı, burun) ve PCR yayılması ve patojenin 32 dökülme karakterize etmek için yapıldı. Akciğer dokusunda lokal inflamasyon belirteçleri BAL sıvısında olarak, akciğer iltihabı, çeşitli parametreler incelenebilir. Akciğer iltihabı mevcut olduğunda, toplam hücre sayımı ve nötrofillerin oranı genellikle artar. Hücre farklılaşması için BAL-hücrelerinin sedimantasyon preparatları Giemsa göre boyanan ve immersiyon yağı (Şekil 4) kullanılarak ayırt edilebilir. BAL sıvısında hücresel ve oranlar sıvı santrifüj (, 20 dakika 300 x g) ile ayrılır. BALS-Süpernatan Akciğerde enflamatuar işlemler sırasında değiştirmek ve deney koşulları altında incelenebilir çeşitli işaretçileri içerir. Örnekler toplam protein ve eikosanoidlerin 29,34 vardır. Tarif edilen numunelerin olası başka bir kullanım şematik bir genel görünüşü Şekil 5&#39;te gösterilmektedir. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig1highres.jpg" width="500" /> Aşılama siteleri (sarı) sığır akciğer Şekil 1.. Plan. Numaraları inokulum farklı bronşlara tatbik edildiği sırasını göstermektedir. R: sağ; L: Sol. Sağ akciğer: 1 Lobus medius: 0.5 ml, 2 Lobus accessorius: 0.5 mi, 3 Lobus caudalis: 0.5 ml ve 1.0 ml 4; Sol akciğer: Lobus kraniyalise, <strong&gt; 5 pars kraniyalise: 0.5 ml, 6 pars caudalis: 0.5 ml, 7 Lobus caudalis: 1.5 ml, 8 Lobus kraniyalise, pars caudalis: 1.0 ml. <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig2highres.jpg" width="500" /> . Şekil 2. aşılama siteleri (sarı) ve örnekleme siteleri ile sığır akciğer şeması:. Bronkoalveoler lavaj (mavi), bronşiyal fırçalama (yeşil) ve akciğer biyopsisi (turuncu) Tüm numuneler patojen tevdi edilmiştir bölgelerden elde edilir unutmayın önce. R: sağ, L: Sol. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig3highres.jpg" width="500" /> Chl ile aşılanmış bir buzağı Şekil 3 a.) Akciğer biyopsisi<html> amydia psittaci aşılamadan 4 gün sonra (dpi), b) bir dana BAL sıvısında hücresel tortu C ile aşılandı psittaci 9 dpi. Klamidya için immünohistokimyasal etiketleme. Chlamydial inklüzyonlar (oklar) akciğerde (a) ve alveolar makrofajlar (b) yer almaktadır. Hematoksilen counterstain. <img alt="Şekil 4," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig4highres.jpg" width="500" /> Şekil 4. C. ile aşılanmış bir buzağı BAL&#39;da Hücresel sediment psittaci 9 dpi. alveol makrofajlarının, (+) BAL sıvısında baskın hücre türüdür. Enflamatuar süreçler mevcut olduğunda nötrofil granülositler miktarı (*) artar. Modifiye Pappenheim boyama. es.jpg &quot;width =&quot; 600 &quot;/&gt; Şekil 5. Numune hazırlama için olası yöntemler. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51557/51557fig5highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques at JoVE.com

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

Bu makalede deneysel koşullar altında sığır bronkoskopik teknikler, yani bronkoskopik güdümlü aşılama, bronkoalveoler lavaj, bronş fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi açıklanır.

Biyomedikal Araştırma Sığır Akciğer: Görme Kılavuzlu Bronkoskopi, intrabronşiyal Aşılama ve<em&gt; In Vivo</em&gt; Örnekleme Teknikleri

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

the-bovine-lung-biomedical-research-visually-guided-bronchoscopy

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

23.1K Görüntüleme.  Friedrich-Loeffler-Institut.  Bu makalede deneysel koşullar altında sığır bronkoskopik teknikler, yani bronkoskopik güdümlü aşılama, bronkoalveoler lavaj, bronş fırçalama ve transbronşiyal akciğer biyopsisi açıklanır. 

Video: The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Akış Sitometri Akciğerler ve Akciğer Boşaltma lenf düğümleri Analizi fareler cerrahi olmayan intratrakeal damlatma

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Bronchoalveolar Lavage (BAL) for Research; Obtaining Adequate Sample Yield

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy with bronchoalveolar lavage (BAL) using manual hand held suction in order to remove nonadherent cells and lung lining fluid from the mucosal surface. In research environments, BAL allows sampling of innate (lung macrophage), cellular (B- and T- cells), and humoral (immunoglobulin) responses within the lung.
BAL is internationally accepted for research purposes and since 1999 the technique has been performed in &#62; 1,000 subjects in the UK and Malawi by our group.
Our technique uses gentle hand-held suction of instilled fluid; this is designed to maximize BAL volume returned and apply minimum shear force on ciliated epithelia in order to preserve the structure and function of cells within the BAL fluid and to preserve viability to facilitate the growth of cells in ex vivo culture. The research technique therefore uses a larger volume instillate (typically in the order of 200 ml) and employs manual suction to reduce cell damage.
Patients are given local anesthetic, offered conscious sedation (midazolam), and tolerate the procedure well with minimal side effects. Verbal and written subject information improves tolerance and written informed consent is mandatory. Safety of the subject is paramount. Subjects are carefully selected using clear inclusion and exclusion criteria.
This protocol includes a description of the potential risks, and the steps taken to mitigate them, a list of contraindications, pre- and post-procedure checks, as well as precise bronchoscopy and laboratory techniques.

Bronchoalveolar Lavage BAL for Research; Obtaining Adequate Sample Yield

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy and bronchoalveolar lavage using low pressure suction. The technique is used to harvest immune cells from the lung bronchoalveolar surfaces. Local anesthetic and mild conscious sedation (midazolam) is used. Subjects tolerate the procedure well and experience minimal side effects.

Araştırma Bronkoalveoler Lavaj (BAL); Yeterli Örnek Verim Alma

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy with bronchoalveolar lavage (BAL) using manual hand held suction in order to remove ...

Tıp

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

Noninvaziv Entübasyon Fare Akciğer Patolojisi ve Fizyolojisi Eğitim için

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of the host depends on the involvement of an adapted immune response against the pathogen1. Immune response is complex and results from interaction of the pathogens and several immune or non-immune cellular types2. In vitro studies cannot characterise these interactions and focus on cell-pathogen interactions. Moreover, in the airway3, particularly in patients with suppurative chronic lung disease or in mechanically ventilated patients, polymicrobial communities are present and complicate host-pathogen interaction. Pseudomonas aeruginosa and Candida albicans are both problem pathogens4, frequently isolated from tracheobronchial samples, and associated to severe infections, especially in intensive care unit5. Microbial interactions have been reported between these pathogens in vitro but the clinical impact of these interactions remains unclear6. To study the interactions between C. albicans and P. aeruginosa, a murine model of C. albicans airways colonization, followed by a P. aeruginosa-mediated acute lung infection was performed.

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

While in vitro study of host-pathogen interactions allow the characterization of specific immune responses, in vivo models are required to observe the effects of complex responses. Using Candida albicans exposure followed by Pseudomonas aeruginosa-mediated lung infection, we established a murine model of microbial interactions involved in ventilator-associated pneumonia pathogenicity.

Mikrobiyal Toplulukları incelenmesi<em&gt; İn Vivo</em&gt;: Arası Ana aracılı Etkileşim Modeli<em&gt; Candida albicans</em&gt; Ve<em&gt; Pseudomonas aeruginosa</em&gt; Airways

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of ...

Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration

Bronchoalveolar Lavage (BAL) is an experimental procedure that is used to examine the cellular and acellular content of the lung lumen ex vivo to gain insight into an ongoing disease state.
Here, a simple and efficient method is described to perform BAL on murine lungs without the need of special tools or equipment. BAL fluid is isolated by inserting a catheter in the trachea of terminally anesthetized mice, through which a saline solution is instilled into the bronchioles. The instilled fluid is gently retracted to maximize BAL fluid retrieval and to minimize shearing forces. This technique allows the viability, function, and structure of cells within the airways and BAL fluid to be preserved.
Numerous techniques may be applied to gain further understanding of the disease state of the lung. Here, a commonly used technique for the identification and enumeration of different types of immune cells is described, where&#160;flow cytometry is combined with a select panel of fluorescently labeled cell surface-specific markers. The BAL procedure presented here can also be used to analyze infectious agents, fluid constituents, or inhaled particles within murine lungs.

The health status of the lung is reflected by the type and number of immune cells that are present in the bronchioles of the lung. We describe a bronchoalveolar lavage technique that allows the isolation and study of nonadherent cells and soluble factors from the lower respiratory tract of mice.

İnflamatuvar Hücre İnfiltrasyonunu İncelemek İçin Murin Akciğerlerin Bronkoalveoler Lavajı

Bronchoalveolar Lavage (BAL) is an experimental procedure that is used to examine the cellular and acellular content of the lung lumen ex vivo to gain ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Fare akciğer Içinde seçici Ajan biriktirme geliştirmek için doğrudan Intrabronchial yönetim

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Intrabronchial Delivery: A Technique to Administer an Experimental Agent Selectively Into a Mouse Lung

Source: Liao, S. et. al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/59450/direct-intrabronchial-administration-to-improve-selective-agent">Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes an intrabronchial approach to administer an experimental agent selectively into distal right and left lung. In the featured protocol, we will administer bleomycin intrabronchially into a mouse to obtain a better model for pulmonary fibrosis.

İntrabronşiyal Doğum: Deneysel bir ajanı seçici olarak bir fare akciğerine uygulamak için bir teknik

Source: Liao, S. et. al. Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung. J. Vis. Exp. (2019).
This ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Kanser Araştırmaları

Akciğer Kanseri

İn vivo çalışma

Pig Bronchiolar Tissue Extraction: A Procedure to Dissect Bronchiolar Tissue Sections From Porcine Lungs

Source: Harrington, N. E. et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/62187">Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the Cystic Fibrosis Lung.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe a surgical procedure to extract bronchiolar tissues from harvested pig lung. The ex vivo bronchiolar tissue could be used to develop infection models for studying chronic lung infections.

Domuz bronşiolar doku ekstraksiyonu: Domuz akciğerlerinden bronşiolar doku kesitlerini incelemek için bir prosedür

Source: Harrington, N. E. et al. Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the ...

Biyoloji

Büyük Hayvan Modelleri

Domuz

Ex vivo Pig Lung Model of Biofilm: A Technique to Develop Lung Model to Study Bacterial Biofilms on Pig Bronchiolar Tissue

Source: Harrington, N.E. et al., <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/62187">Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the Cystic Fibrosis Lung.</a> J. Vis. Exp. (2021).&#160;
This video describes the protocol for developing an ex vivo pig lung model of bacterial biofilm on infected bronchiolar tissue. Biofilms are bacterial aggregates embedded in a matrix adherent to a surface. This model is used to study the antibiotic susceptibility of bacteria at different stages of biofilm formation.

Ex vivo Domuz Akciğer Biyofilm Modeli: Domuz Bronşiolar Dokusu Üzerinde Bakteriyel Biyofilmleri İncelemek İçin Akciğer Modeli Geliştirme Tekniği

Source: Harrington, N.E. et al., Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the ...

Intrabronchial Instillation of Streptococcus pneumoniae in Immunocompetent Rodent Models

Source: Hoover, J. L., et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/55068">A Robust Pneumonia Model in Immunocompetent Rodents to Evaluate Antibacterial Efficacy against S. pneumoniae, H. influenzae, K. pneumoniae, P. aeruginosa or A. baumannii.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of lung infection in an immunocompetent rodent model via intubation and installation of bacterial suspensions into lung lobes. This model enables antibacterial efficacy studies in immunocompetent animals.

İmmünkompetan Kemirgen Modellerinde Streptococcus pneumoniae'nin İntrabronşiyal Damlatılması

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Biyomedikal Araştırma Sığır Akciğer: Görme Kılavuzlu Bronkoskopi, intrabronşiyal Aşılama ve

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler