Bu çalışma SFB 604, DFG MO 1421/2-1 ve Krebshilfe 107089 (HM) tarafından desteklenmiştir. Çocuk Tümörü Vakfı (New York, ABD) Genç Araştırmacı Ödülü alıcı AS.

Bu çalışma Almanya Federal Cumhuriyeti (Tierschutzgesetz der Bundesrepublik Deutschland) Hayvanlar Yasası Korunmasına göre yapıldı ve Gıda Güvenliği ve Tüketiciyi Koruma (Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz) için Thüringen Eyalet Dairesi tarafından onaylandı. 1.. Ölçümleri Kurma <ol><li> Izofluran / O 2 inhalasyon yoluyla fareler anestezi - anestezi% 3 başlatılması için,% 100 oksijen bakım izofluran% 2 (Şekil 1). Böyle hareket refleksleri ve düşük-dereceli ağrı duyarlılık testleri gibi basit reflekslerinin testi ile yeterli anestezi onaylayın. Prosedür genellikle toplam sadece 30 dakika / hayvan sürer, çünkü anestezi sırasında kuruluğunu önlemek için gözleri merhem kullanılması önerilir, ancak vazgeçilmez değil. Sağkalım deneylerde durumunda, ameliyat sonrası ağrı yönetmek için zamanında uzun etkili analjezikler yönetmek. </li><li> Elektrikli ustura ile arka bacaklarda kaplayan kürk tıraş ve hayvanlar analjezi altında zaten ise piyasada mevcut saç dökücü krem ​​ile epilasyon gerçekleştirin. Prosedür boyunca patojen-serbest statülerini korumak için, aseptik eldiven giyin ve her zaman dikkatli bir şekilde% 70 etanol ile temizlenmiş araçlarını kullanın. </li><li> Bir geri besleme kontrollü ısıtma plakası ve rektal ısı probu (Şekil 2) ile kontrol vücut ısısı kararlılığı. Eğer gerekli ise, steril bir deney ortamı tutmak için hayvanlar arasında, ısıtma plakası karşılamak için steril bir örtü kullanın. Ayrıca, elektronik olarak doku hasarını önlemek için 40 ° C ≤ için ısıtma sıcaklığı sınırlamak için entegre bir sensör ile kontrol edilir, bir ısıtma levhası, kullanımı tavsiye edilir. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Şekil 1. Exptıraşlı arka uzuvları ile bir anestezi fare gösteren erimental kurulum. </li><li> (EKG) kayıtları hayati bir parametre olarak kalp atışlarının izlenmesi için elektrokardiyografi çekmek. Boyun bölgesinde deri altında, her ön ayakları ve bir elektrot deri altında bir elektrot aşağıdaki gibidir: ECG kayıtları için üç elektrotlar yükleyin. </li><li> Optimum iletkenlik / transfer direnci için iletişim jel kullanarak Sıra halka elektrotlar. (Siyah etiketli) algılama elektrodu gastrokinemius kası maksimum çapa sahip pozisyonda yerleştirilir. (Kırmızı ile gösterilen) referans elektrot sadece algılama elektrodu altındaki yerleştirilir. Not: donanım detayları için &#39;Material tablo&#39; bakınız. </li><li> Proksimal ve distal siyatik sinir uyarımı ve kurşun elektrot arasında önceden tespit edilmiş bir mesafe ile tutarlı fakat ölçüm doğru pozisyonları işaretleyin. Deneysel öneri: algılama elektrottan 4 mm&#39;lik bir mesafede, uzak uyarım gerçekleştirilecektir.Algılama elektroda 16 mm&#39;lik bir mesafede, proksimal stimülasyonu (Şekil 2) yürütülecektir. </li></ol><img alt="Şekil 2," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> Şekil 2.. Hemen önce ölçümlerin başına deneysel durumu gösteren Temsilcisi resim. Beyaz ok algılama (siyah) ve referans (kırmızı), sol arka bacak gastrocnemius kasında elektrot konumunu gösterir. İğne elektrotlar tarafından uyarım siyah algılama elektrodu için tanımlandığı konumlarda gerçekleştirilir. Distal stimülasyon noktası (sol arka bacakta &quot;DS&quot; ile siyah işareti) algılama elektrottan 4 mm&#39;lik bir mesafe vardır; proksimal stimülasyon (&quot;ps&quot; ile siyah marka) yer uzaklıkta 16 mm&#39;dir. Sağ arka bacak üzerinde kırmızı çizgi yakl gösterir<html> siyatik sinirin anatomik ders Imate. Ayrıca, ilgili arka bacak kaslarının kaba pozisyonları işareti olarak gösterilmiştir. Yıldız işareti rektal ısı sondasını göstermektedir. 2. Ölçüm <ol><li> İlke: monopolar atılabilir 28 G iğne elektrotlar 0.1 msn süresince tekrar tekrar üretilen tek kare dalga darbeleri ile sinir uyarılarının bir dizi yapın (tekrarlama hızı 200 ms; bkz. Şekil 3A). Off-line veri analizi için, aynı anda nedeniyle sinir stimülasyonu için nöromüsküler işlev yanıt eğrisinde (Şekil 3B) ile birlikte uyarma sinyalleri elde etmek için tavsiye edilir. Sonraki veri analizi için maksimal yanıtları bir dizi (&quot;temsilci nöromüsküler fonksiyonu yanıtı&quot;) ortalama. Güvenilir veri, kayıt ve stimülasyon site ve hayvan başına daha sonra ortalama en az 3 bağımsız, optimum tepki eğrileri üretmek için. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Veri toplama ve analizi (şematik sunum) Şekil 3. Prosedür. Tekrar tekrar oluşturulan darbe iğne elektrot (Şekil 3A&#39;da üst sıra) ile siyatik sinir uygulanır. Aynı zamanda, karşılık gelen çok sayıda nöromüsküler yanıt eğrileri (Şekil 3A&#39;da alt satır) kaydedilir. Sinyal yanıtın Gecikme hem de süresi ve sinyalin genliği gösterilir ve can edilir: Ortalama ve büyütülmüş zaman nedeniyle uyarım darbeleri (Şekil 3B&#39;de üst satır) nöromüsküler yanıt eğrileri, aşağıdaki karakteristik özellikleri (Şekil 3B&#39;de alt sıra) göster sonraki hesaplamalar ve istatistik elde edilebilir. Düzensiz sinyal iletim ve / veya idare kayıtları genellikle sadece tek bir pozitif ve bir negatif sapma veya sinyal deformasyon daha fazla olan çeşitli sinyal deformasyonlar sonucuDüşük genlikli (Şekil 3C) ile (Bimodal şekli). </li><li> Belirlenmiş bir pozisyonda bir iğne elektrot (Şekil 2&#39;de &quot;PS&quot;) ile yakın stimülasyon yapın. <ol><li> Azami amplitüd ile en iyi kayıt koşulları elde etmek için, uyarım işlemine aynı anda fiili tepki eğrileri görselleştirmek. Böyle yaparak, deneyci hemen tepki eğrilerinin şekli hem de genlik boyutunu değerlendirmek edebilmektedir. </li><li> Gerekirse, hafif ve dikkatli bir şekilde konumunu ve / veya siyatik sinir ile ilgili olarak uyarım iğne açısını işlemek. Uyarım koşulları bu nazik optimizasyon olası en büyük değeri ve tipik bifazik şekil bir yanıt eğrisi (Şekil 4) ile sürekli genlikleri ulaşılmasını sağlar. </li></ol></li><li> Belirlenmiş bir pozisyonda (Şekil 2&#39;de &quot;DS&quot;), bir iğne elektrot ile distal stimülasyon yapın. </li><li> Completio sonraBu sternal yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar n ölçümü, ayrı bir kafese test fare aktarmak. Tam anestezi kurtarıldı kadar sahipsiz diğer hayvanların şirket bir hayvan bırakmayın. Ameliyat sonrası ağrı yönetmek için zamanında artık oyunculuk analjezikler yönetmek. Steroidal olmayan anti-enflamatuar ilaçlar (NSAID) ve opioid sistemik uygulama 1-3 gün için tavsiye edilir. </li><li> Alternatif olarak, boyun çıkığı örneğin hayvan için herhangi bir başka ağrı olmadan hızlı ve insancıl bir şekilde hala anestezi fare kurban. </li></ol><img alt="Şekil 4," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Şekil 4. Maksimum genlikli CMAP kayıtları belirlemek için İllüstrasyon. Eksiksiz bir kaydı serisi sunulmaktadır. (A </stminimal CMAP yanıt ile Rong&gt;) Araya nokta. Maksimum genlikli CMAP kayıtları (b) hafif stimülasyon iğne hareketi sonuçları. (C) iğne yerleştirme ek değişiklikler yakın maksimum genliklerinin dahil olmak üzere farklı genlikli CMAP kayıtları üretmek. Yakın-maksimum genliklerinin seri CMAP kayıtları ile (d) Uyarım iğne değiştirme. Not: CMAP amplitudes Tipik eksiltme stimülasyon sitesinde 12, 13, mükerrer uyarılma sırasında oluşabilir. Yıldız ortalama için gösterilen azami amplitüd ile CMAP kayıtlarını gösterir. 3. Analizi <ol><li> Uygun bir yazılım paketi (örneğin AtisaPro) kullanarak temsilcisi nöromüsküler fonksiyon tepki veri setine dayalı sinir iletim parametrelerini ayıklayın. Not: özel bakım ile zamanla ilişkili verileri kararlılık idare edin çünkü bileşik motor aksiyon pot bükülme noktası tayiniential (CMAP) başlangıçlı ve sonlandırma zor olabilir. Doğrulanmış tekrarlanabildiğini bir prosedür başlangıcından sonra ve sona ermeden önce sinyal deplasmanlar üzerinde teğetlerinin kullanılan Şekil 3B, verilmiştir. </li><li> &#39;Sinyal gecikmesini&#39; ve &#39;CMAP değerlerini hesaplayın. <ol><li> CMAP süresi &#39;Gecikme&#39; ilk negatif sapma CAMP başlangıcı arasındaki zaman aralığı baz denir için dönüşünü alınmalarını ise, uyarılması ve CMAP başlangıcı arasındaki zaman gecikmesini temsil &#39;. Uzak ve yakın stimülasyon siteler arasındaki mesafe ile birlikte iletim hızını hesaplamak için uzak ve yakın gecikmeleri arasındaki farkı kullanın. stimülasyon siteler arasında iletim hızı = gecikme / mesafe </li><li> CMAP &#39;(bileşik motor aksiyon potansiyeli) genlik (mV verilen) CMAP sinyalinin maksimum pozitif ve negatif dönüş noktası arasındaki büyüklüğünü temsil eder. CMAP = değer &#39;olumlu bir dönüş noktası&#39; - değerin &#39;negatif dönüş point &#39; </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Kimura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3rd+ed.">3rd ed.</a> Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle. , (2001).</li><li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+temperature+on+neuromuscular+electrophysiology.">Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology.</a> Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).</li><li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice:+technical+aspects+and+normative+data.">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).</li><li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations.">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).</li><li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies:+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles.">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).</li><li>Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+and+electrophysiological+aspects+of+Charcot-Marie-Tooth+disease.">Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease.</a> Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).</li><li>Schulz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Merlin+isoform+2+in+neurofibromatosis+type+2-associated+polyneuropathy.">Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy.</a> Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).</li><li>Lamontagne, A., Buchthal, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+studies+in+diabetic+neuropathy.">Electrophysiological studies in diabetic neuropathy.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).</li><li>Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inability+of+insulin+to+maintain+normal+nerve+function+during+high-frequency+stimulation+in+diabetic+rat+tail+nerves.">Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves.</a> Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).</li><li>Magda, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+electrodiagnostic+abnormalities+and+criteria+in+a+cohort+of+patients+with+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).</li><li>Lindberg, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuropathy+in+porphobilinogen+deaminase-deficient+mice+imitates+the+peripheral+neuropathy+of+human+acute+porphyria.">Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria.</a> J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).</li><li>Massey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromyography+in+disorders+of+neuromuscular+transmission.">Electromyography in disorders of neuromuscular transmission.</a> Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).</li><li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+electromyography+in+neurology.">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li><li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice:+reliability+and+normative+data.">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li><li>Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+anesthesia+on+measures+of+nerve+conduction+velocity+in+male+C57Bl6/J+mice.">The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice.</a> Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).</li><li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk.">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li><li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve.">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Açıklanan protokol, ilgi konusu siniri ortaya çıkarmak için gerek kalmadan, anestezi uygulanmış farelerde ilgili siyatik sinir iletim özelliklerini belirlemek için kolay ve güvenilir bir yöntem sağlar. Bununla birlikte, bu deneysel prosedür İğne doku hasarına neden olur. Bu nedenle kayıtları bittikten sonra hayvanları kurban etmek makul bir seçenektir. Ancak önceki kayıtları sinirin pozlama gerektiren diğer invaziv işlemler karşılaştırıldığında, doku hasarı 3,14 nispeten küçük. Bu nedenle, tekrarlanan ölçümler yapmak mümkündür ve ilgili çalışma tasarımına bağlıdır. Ancak, bazı noktalar tutarlı sonuçlar temin etmek için dikkate alınması gerekir. Optimum kayıt koşullarını gerçekleştirmek için, onu tam epilasyon, yaygın cilt temizliği ile ve mea sırasında uygun bir şekilde düşük gürültü seviyesi / kirlenmesini izin tüm bunların temas jel kullanılarak deri direncini azaltmak için önemlidirsurements. Şekil 3B&#39;de gösterildiği gibi, bundan başka, bu tespit edilen sinyallerin uygun, iki fazlı eğri şekiller aramak için önemlidir. Bazen, biz de yayılması antidrome sinyal veya bazı sinir dalları tarafından açıkça düzensiz sinyal iletim bir ürünüdür eğrileri algılar. Bu senaryo, tek bir pozitif daha fazla ve bir negatif sapma ya da bölünmüş bir sinyal şekli, düşük genlik ve / veya genişletilmesi sinyali (Şekil 3C), farklı şekil sinyal ile sonuçlanır. Kas stimülasyon noktasından klasik orthodrome sinyal yayılma sağlamak amacıyla, sadece o kayıtları Şekil 3B&#39;de gösterildiği gibi, açık bir şekil arzeden quantifications için kullanılmalıdır. Bu anestezi periferik sinirlerin elektrofizyolojik kayıtları etkileyebileceğini dikkate alınmalıdır. Önceki raporlar belirtilen bir için izofluran kullanımınesthesia nonanesthetized koşullar altında 14 CMAP ölçümü ile karşılaştırıldığında, belirgin CMAP değerlerini azaltır. Bununla birlikte, burada kullanılan prosedür, NCV üzerinde minimal etkisi vardır deneysel performans boyunca tekrarlanabilir verileri sunar ve farelerde 15 periferik sinir fonksiyonlarını değerlendirmek için anestezi en güvenli, en etkili yöntemdir. Son olarak, bir siyatik sinir motorik ve duyusal hem de lif yolları içerdiğini dikkate sahiptir. Motor veya duyusal bileşenlerin ya ayrı bir analiz çünkü dış supra-maksimal sinir uyarımı ve isteyerek orthodrome sinyal yayılmasını kullanılan burada kullanım mümkün değildir. Bu sorunu gidermek için, biz de sural sinir 16, fare arka bacak yan ayak bileğinde teşvik edilebilir saf bir duyusal sinir elektrofizyolojik kayıtları yapılır. Bununla birlikte, sural sinirin küçük boyutu, aşağıdaki sorunlara yol açar: İlk olarak, tipik olarak, oldukça smakayıtları sırasında ll potansiyel büyüklüğü gelişmiş veri analizi gerekli elde edilebilmektedir. Kayıtları gerçekleştirmek için çalışırken, ikinci nedeniyle delinme çalışma kapsamında sural sinirin kaza yaralanma belli bir sayıda kaçınılması mümkün değildir. Bizim durumumuzda siyatik sinir - - önce ölçümleri için başka protokoller 17 aksine, bu ilgi sinir çıkarmak için gerekli değildir. Korunmuş bir organizmadan kayıtları alarak, dokunulmamış sinir ortamının fizyolojik koşulları korunur. Ayrıca, farelere doku hasarı invaziv işlemler ile karşılaştırıldığında küçüktür. Siyatik sinir göre uygun elektrot yerleştirme görünür teyit mümkün değildir, çünkü, diğer yandan, bu teknik kullanılarak sinir maruz eksikliği stimülasyondan tutarlı üretimi daha zor hale getirir. Bununla birlikte, recor sırasında yanıt eğrileri aynı anda izlenmesidings güvenilir uygun stimülasyon iğne konumlandırma tanımlamak için kolay bir yoldur. Bu yöntemi kullanarak, nöromüsküler hastalıkların, var olan ve yeni fare modelleri uygun şekilde sinir iletim özellikleri açısından karakterize edilebilir: demiyelinizan fenotipler açıkça tarif edilen önceki bir çalışmada gösterildiği gibi, örneğin, esas olarak kas veya aksonal hastalıkların hayvan modellerinde ayırt edilebilir 7 yöntem gerçekleştirilmiştir.

Elektrofizyolojik ölçümler klinik ve laboratuvar ortamında hem de periferik sinirlerin fonksiyonel bütünlüğünü araştırmak için vazgeçilmez bir araç bulunmaktadır. İnsanlarda, nöromüsküler bozukluklar ve nöropatilerin, çok sayıda teşhis elektrofizyolojik ölçümlere dayanmaktadır. Iletim hızı ya da sinyal amplitüdleri potansiyel olarak sinir özellikleri ölçerek, periferik sinir hastalıkları kaba kökenini karakterize etmek mümkündür. Sinir iletim hızı miyelinasyonda tarafından etkin, hızlı sinyal yayılması son derece bağlıdır. Bu nedenle, demiyelinizan süreçleri genellikle iletim hızları 4 azalma göstermektedir. Bileşik motor aksiyon potansiyeli (CMAP) - fonksiyonel akson sayısı ile ilişkilendirilmesi - anlamlı 5 azaltılmış aksonal hasar için bir göstergedir. Bu nedenle, elektrofizyolojik yöntemler vasıtasıyla periferik sinir hasarı etyolojisiörneğin kalıtsal nöropatiler 6,7, diyabetik nöropati 8,9, kronik enflamatuvar demiyelinizan polinöropatiler (CIDP) 10 ya da metabolik nöropatiler 11 için olduğu gibi, ayırt edilebilir. Normalde, insan uygulamasında sural veya ulnar sinire invaziv kayıtları tercih edilir. Ve motorik ve duyu sisteminin küçük kalibreli aksonlar - Farelerde, siyatik sinirlerin sinir özellikleri, büyük hem de içeren periferal sinir sisteminin (PNS) en büyük sinir analiz basittir. Burada gösterildiği gibi prosedür sağlam fare periferik sinirler elektrofizyoloji hakkında tüm standart değerlerini ölçmek için hızlı, kolay ve güvenilir bir yöntemdir. Korunmuş bir organizmadan kayıtları alarak, sinir ortamının fizyolojik koşulları garanti edilir.

<table><tbody><tr><td>Concentric Needle Electrodes (Stimulation)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Digital Ring Electrodes (Recording)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Tower of Measurement (A/D converter)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, data acquisition and analysis software</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HSE-Stimulator T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Germany</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves

Elektrofizyolojik çalışmalar patofizyoloji 1 anlayış, birlikte nöropatolojik teknikleri ile çeşitli nöromüsküler hastalıklar rasyonel bir sınıflandırma izin ve yardım vardır. Burada in vivo fare siyatik sinirlerin elektrofizyolojik çalışmalar gerçekleştirmek için bir yöntem açıklanmaktadır. Hayvanlar, test edilen fareler için analjezi sağlamak amacıyla izofluran ile anestezi uygulandı ve yaklaşık 30 dakika / hayvan almak ölçümler sırasında çalışma ortamı engellenmez. 37 ° C&#39;lik bir sabit vücut sıcaklığı bir ısıtma plakası ile tutulur ve bir termo rektal sonda 2 ile ölçülür. Buna ek olarak, bir elektrokardiyogram (EKG) rutin olarak sürekli olarak incelenen hayvanların fizyolojik durumunu izlemek amacıyla, ölçümler sırasında kaydedilir. Elektrofizyolojik kayıtlar siyatik sinir th en büyük sinir yapılmaktadırmotorik ve duyusal hem de elyaf yolları ile fare arka uzuv temin e periferik sinir sistemi (PNS),. Protokolde, siyatik sinirler yerinde kalır ve bu nedenle ekstre veya maruz zorunda değilsiniz, gerçek kayıtları ile birlikte herhangi bir olumsuz sinir tahriş olmadan ölçümler sağlar. Uygun iğne elektrotlar 3 kullanma biz gastrokinemius kaslara algılama elektrotlar ile iletilen potansiyelleri kayıt, yakın ve uzak sinir uyaranları hem de gerçekleştirin. Veri işleme, güvenilir ve sinir iletim hızı (NCV) ve bileşik motor aksiyon potansiyeli (CMAP) için son derece tutarlı değerler, brüt periferik sinir işleyişi ölçümü için anahtar parametreler, elde edilebilir sonra.

<html> Her bir cinsiyet 6 hayvan: Bu çalışma için toplam 12 fareden oluşan siyatik sinirler üzerinde in vivo elektrofizyolojik ölçümler bir dizi yapılmıştır. Ölçümler sunulan protokol ile gerçekleştirilmiştir ve aşağıdaki sonuçlar elde edildi: Hem erkek hem dişi farenin yaklaşık 20 m / sn &#39;lik bir ortalama siyatik sinir iletim hızı (Şekil 5) gösterir. Bu, literatürde diğer ölçümler ile tutarlıdır. Ayrıca, kadınlar ve erkekler arasındaki sinir iletim hızı hiç bir önemli farklılık bizim verilerine göre olduğunu gösteriyor. <img alt="Şekil 5," fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig5.jpg" /> In vivo olarak, erkek ve dişi farelere için ölçülen siyatik sinirinin Şekil 5,. Sinir iletim hızları. çadır &quot;&gt; Ayrıca, proksimal ve siyatik sinirin (Şekil 6) distal uyarıldıktan sonra bileşik motor aksiyon potansiyellerinin (CMAP) genliği belirlenir. Yine, cinsiyetler arasında belirgin sapmalara bulamadık. cevaben Ancak, CMAP genlikleri proksimal uyarılması potansiyel aşağıdaki uzak uyarılmasına göre daha büyük olma eğilimindedir proksimal siyatik sinir stimülasyonu distal stimülasyonu ile karşılaştırıldığında geliştirilmiş bir motor ünitesi alımı için genellikle açar beri. Bu beklenen bir bulgudur. <img alt="Şekil 6," fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig6.jpg" /> In vivo olarak siyatik sinirinin Şekil 6,. CMAP amplitüdleri proksimal sonra (mor) ve distal (kırmızı) uyarılması.

Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves at JoVE.com

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

In vivo sinir iletim özelliklerinin ölçümleri nöromüsküler hastalıkların çeşitli hayvan modelleri karakterize etmek için güçlü bir araç örneklemektedir. Burada, biz anestezi farelerin siyatik sinirlerin elektrofizyolojik analizi yapılabilir hangi ile kolay ve güvenilir bir protokol mevcut.

Fare Siyatik Sinir Vivo elektrofizyolojik ölçümlerde

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

33.1K Görüntüleme.  Fritz Lipmann Institute.  In vivo sinir iletim özelliklerinin ölçümleri nöromüsküler hastalıkların çeşitli hayvan modelleri karakterize etmek için güçlü bir araç örneklemektedir. Burada, biz anestezi farelerin siyatik sinirlerin elektrofizyolojik analizi yapılabilir hangi ile kolay ve güvenilir bir protokol mevcut. 

Video: In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of primary afferent fibers mediated by GABAergic axo-axonal synapses (primary afferent depolarization). The strength of primary afferent depolarization can be measured by recording of volume-conducted potentials at the dorsal root (dorsal root potentials, DRP). Pathological changes of presynaptic inhibition are crucial in the abnormal central processing of certain pain conditions and in some disorders of motor hyperexcitability. Here, we describe a method of recording DRP in vivo in mice. The preparation of spinal cord dorsal roots in the anesthetized animal and the recording procedure using suction electrodes are explained. This method allows measuring GABAergic DRP and thereby estimating spinal presynaptic inhibition in the living mouse. In combination with transgenic mouse models, DRP recording may serve as a powerful tool to investigate disease-associated spinal pathophysiology. In vivo recording has several advantages compared to ex vivo isolated spinal cord preparations, e.g. the possibility of simultaneous recording or manipulation of supraspinal networks and induction of DRP by stimulation of peripheral nerves.

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAergic presynaptic inhibition is a powerful inhibitory mechanism in the spinal cord important for motor and sensory signal integration in spinal cord networks. Underlying primary afferent depolarization can be measured by recording of dorsal root potentials (DRP). Here we demonstrate a method of in vivo recording of DRP in mice.

Dorsal Kök Potansiyel Kayıt By Farelerde Spinal Presinaptik Engellenme Ölçme<em&gt; In Vivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

Nörobilim

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

Elektroporasyon tarafından Kemirgen Siyatik Sinir Schwann Hücreleri için Vivo Gen Transferi

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the different organ systems from the periphery towards the central nervous system. As such, the increased activity or &#39;sensitization&#39; of mesenteric afferent nerves has been allocated an important role in the pathophysiology of visceral hypersensitivity and abdominal pain syndromes.
Mesenteric afferent nerve activity can be measured in vitro in an isolated intestinal segment that is mounted in a purpose-built organ bath and from which the splanchnic nerve is isolated, allowing researchers to directly assess nerve activity adjacent to the gastrointestinal segment. Activity can be recorded at baseline in standardized conditions, during distension of the segment or following the addition of pharmacological compounds delivered intraluminally or serosally. This technique allows the researcher to easily study the effect of drugs targeting the peripheral nervous system in control specimens; besides, it provides crucial information on how neuronal activity is altered during disease. It should be noted however that measuring afferent neuronal firing activity only constitutes one relay station in the complex neuronal signaling cascade, and researchers should bear in mind not to overlook neuronal activity at other levels (e.g., dorsal root ganglia, spinal cord or central nervous system) in order to fully elucidate the complex neuronal physiology in health and disease.
Commonly used applications include the study of neuronal activity in response to the administration of lipopolysaccharide, and the study of afferent nerve activity in animal models of irritable bowel syndrome. In a more translational approach, the isolated mouse intestinal segment can be exposed to colonic supernatants from IBS patients. Furthermore, a modification of this technique has been recently shown to be applicable in human colonic specimens.

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Mesenteric afferent nerves convey information from the gastrointestinal tract towards the brain regarding normal homeostasis as well as pathophysiology. Gastrointestinal afferent nerve activity can be assessed by mounting isolated intestinal segments with attached afferent nerves into an organ bath, isolating the nerve, and assessing basal as well as stimulated activity.

Fare jejunal ve Kolon Segmentlerde Mezenterik Afferent Sinir Faaliyet Vitro kaydedilmesi

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and latency detect chronic axon loss and demyelination, respectively. Axonal excitability techniques &#34;by threshold tracking&#34; expand upon these measures by providing information regarding the activity of ion channels, pumps and exchangers that relate to acute function and may precede degenerative events. As such, the use of axonal excitability in animal models of neurological disorders may provide a useful in vivo measure to assess novel therapeutic interventions. Here we describe an experimental setup for multiple measures of motor axonal excitability techniques in the rat ulnar nerve.
The animals are anesthetized with isoflurane and carefully monitored to ensure constant and adequate depth of anesthesia. Body temperature, respiration rate, heart rate and saturation of oxygen in the blood are continuously monitored. Axonal excitability studies are performed using percutaneous stimulation of the ulnar nerve and recording from the hypothenar muscles of the forelimb paw. With correct electrode placement, a clear compound muscle action potential that increases in amplitude with increasing stimulus intensity is recorded. An automated program is then utilized to deliver a series of electrical pulses which generate 5 specific excitability measures in the following sequence: stimulus response behavior, strength duration time constant, threshold electrotonus, current-threshold relationship and the recovery cycle.
Data presented here indicate that these measures are repeatable and show similarity between left and right ulnar nerves when assessed on the same day. A limitation of these techniques in this setting is the effect of dose and time under anesthesia. Careful monitoring and recording of these variables should be undertaken for consideration at the time of analysis.

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Axonal excitability techniques provide a powerful tool to examine pathophysiology and biophysical changes that precede irreversible degenerative events. This manuscript demonstrates the use of these techniques on the ulnar nerve of anesthetized rats.

Vivo Aksonal uyarılabilirlik test ile sıçan Ulnar sinirin Elektrofizyolojik ölçüm

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

Vivo Bileşik kas aksiyon potansiyeli Motor nöron hastalığı, fare modellerinde ön ayakları üzerinden elektrofizyolojik ölçümü

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

Soruşturma memeli Axon rejenerasyon: Vivo Elektroporasyon yetişkin fare Dorsal kök gangliyon

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

İletim Yetmezliği Mekanizmasını İncelemek Için Bağlı Siyatik Sinir ile In Vivo Tek Lifli Kayıt ve Bozulmamış Dorsal Kök Ganglion Kullanımı

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

<meta charset="utf8"></head><body>Kardiyopulmoner Duyusal Nöronlar için Torasik Segment T1 DRG'nin Kalsiyum Görüntülemesi

In Vivo Thoracic Dorsal Root Ganglia (DRG) Calcium Imaging and ECG Recording for Studying Peripheral Nerve Stimulation

The dorsal root ganglia (DRG), housing primary sensory neurons, transmit somatosensory and visceral afferent inputs to the dorsal horn of the spinal cord. They play a pivotal role in both physiological and pathological states, including neuropathic and visceral pain. In vivo calcium imaging of DRG enables real-time observation of calcium transients in single units or neuron ensembles. Accumulating evidence indicates that DRG neuronal activities induced by somatic stimulation significantly affect autonomic and visceral functions. While lumbar DRG calcium imaging has been extensively studied, thoracic segment DRG calcium imaging has been less explored due to surgical exposure and stereotaxic fixation challenges. Here, we utilized in vivo calcium imaging at the thoracic1 dorsal root ganglion (T1-DRG) to investigate changes in neuronal activity resulting from somatic stimulations of the forelimb. This approach is crucial for understanding the somato-cardiac reflex triggered by peripheral nerve stimulations (PENS), such as acupuncture. Notably, synchronization of cardiac function was observed and measured by electrocardiogram (ECG), with T-DRG neuronal activities, potentially establishing a novel paradigm for somato-visceral reflex in the thoracic segments.

<meta charset="utf8"></head><body>Periferik Sinir Stimülasyonunu İncelemek için İn Vivo Torasik Dorsal Kök Gangliyonları (DRG) Kalsiyum Görüntüleme ve EKG Kaydı

This study presents a surgical manipulation to expose the T-DRG in anesthetized mice for in vivo calcium imaging, along with synchronous ECG recordings. This method represents a cutting-edge tool for studying peripheral electric nerve stimulation and thoracic visceral organ inputs, as well as their interactions at the primary sensory level.

Periferik Sinir Stimülasyonunu İncelemek için İn Vivo Torasik Dorsal Kök Gangliyonları (DRG) Kalsiyum Görüntüleme ve EKG Kaydı

The dorsal root ganglia (DRG), housing primary sensory neurons, transmit somatosensory and visceral afferent inputs to the dorsal horn of the spinal cord. ...

Fare Siyatik Sinir Vivo elektrofizyolojik ölçümlerde

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Dorsal Kök Potansiyel Kayıt By Farelerde Spinal Presinaptik Engellenme Ölçme

Elektroporasyon tarafından Kemirgen Siyatik Sinir Schwann Hücreleri için Vivo Gen Transferi

Fare jejunal ve Kolon Segmentlerde Mezenterik Afferent Sinir Faaliyet Vitro kaydedilmesi

Vivo Aksonal uyarılabilirlik test ile sıçan Ulnar sinirin Elektrofizyolojik ölçüm

Vivo Bileşik kas aksiyon potansiyeli Motor nöron hastalığı, fare modellerinde ön ayakları üzerinden elektrofizyolojik ölçümü

Soruşturma memeli Axon rejenerasyon: Vivo Elektroporasyon yetişkin fare Dorsal kök gangliyon

İletim Yetmezliği Mekanizmasını İncelemek Için Bağlı Siyatik Sinir ile In Vivo Tek Lifli Kayıt ve Bozulmamış Dorsal Kök Ganglion Kullanımı

Periferik Sinir Stimülasyonunu İncelemek için İn Vivo Torasik Dorsal Kök Gangliyonları (DRG) Kalsiyum Görüntüleme ve EKG Kaydı

Periferik Sinir Stimülasyonunu İncelemek için İn Vivo Torasik Dorsal Kök Gangliyonları (DRG) Kalsiyum Görüntüleme ve EKG Kaydı

Periferik Sinir Stimülasyonunu İncelemek için İn Vivo Torasik Dorsal Kök Gangliyonları (DRG) Kalsiyum Görüntüleme ve EKG Kaydı