Laboratuarda çalışmalar RMM için Nederlandse Organisatie voor Wetenschappelijk Onderzoek (NWO) (917.10.372) tarafından desteklenmektedir. JD AB 7.ÇP BrainTrain programı (bağlı <a href="http://www.brain-train.nl">www.brain-train.nl</a> ). Pieter Laurens-Baljon ve Sabine Schmitz (her ikisi de CNCR, Amsterdam VU Üniversitesi) Biz FP multielectrode dizi video sekansında kullanılan dalga şekilleri ve nöronal kültürlerin görüntüler için teşekkür ederiz.

1. Yatay entorinal hipokampal beyin dilimleri yapma Entorinal-hipokampal beyin dilimleri Canto, Wouterlood &amp; Witter Sinir Plastisite kimliği 381.243 9 (2008) göre, bölgenin 3 boyutlu bir bakış ayrıntılı anatomik kılavuzları, kullanılarak yapılır . <ol><li> Carbogen gaz (% 95 oksijen,% 5 karbon dioksit) ile en az 20 dakika süreyle oksijen, dilim çözüm 500ml olun ve sonra buzlu kadar 250ml dondurma. Dilimleme önce Dakika, ezmek ve diseksiyonu ve dilimleme odasında kesmek için kullanılacak kalan 250ml köpüren dilim çözüm dilim buz karışımı. </li><li> R-ACSF 200ml (kurtarma ACSF) ve e-ACSF (deneysel ACSF) çözümü en az 500ml olun. Carbogen gaz (% 95 oksijen,% 5 karbon dioksit) ile en az 20 dakika önce doku hazırlanması için sürekli oksijen hem de çözümler. </li><li> Bu protokol, 3 hafta eski bir maksimum 0 doğum sonrası günden itibaren fareler için geçerlidir. Anima başını kesmekl, yerel etik kurul prosedürlere göre, yukarıdaki Adım 1 hazırlanan buz dilim çözüm içeren bir Petri kabındaki hızlı bir şekilde beyin teşrih (çözümleri ve reaktifler için bkz. Tablo 1 ). </li><li> Dilim çözümü ile ıslatılmış bir filtre kağıdı üzerine beyin transferi ve keskin bir jilet ile iki yarımküresinin ayrı. Bir yarımkürede buz dilim çözüm içine aktarın. </li><li> Diğer yarımkürenin beyincik çıkarın. Beyin, orta hat üzerine Flip ve rostral sonuna doğru hafif bir açı ile beynin üst kesilir. </li><li> Ters dilimleyiciyi doku tutucu üzerine kesme (dorsal) yüzey ve yapıştırıcı bu pamuklu bir çubukla hafifçe iterek üzerine beyin çevirin. </li><li> Adım 1 kalan buz soğuk dilim çözüm düşük bir frekans ve hızı kullanarak Dilim 300 mikron kalınlığında beyin dilimleri. Koşullar altında, 0.05 mm / s ve 36Hz ayarlarını az bir Thermo Fisher Scientific vibratome (Microm, HM 650V) kullanın. </li><li> Gibioda sıcaklığında, en kısa sürede bir dilim, oksijenli Yapay Cerebro Omurilik Sıvısı (ACSF) (bkz. Tablo 2 2.5mm Mg 2 +, 1,6 Ca 2 +) içeren bir dilim tutucu (batık) transfer R-ACSF yüksek magnezyum konsantrasyonu dilimleme ve deneyimlerimiz aşağıdaki NMDA reseptörleri üzerinden nöronların içine kalsiyum akışı azaltır, deneyler için daha kaliteli bir dilim açar. Gerekirse, daha sonra ikinci serebral hemisferin kesti. </li><li> Kurtarmak için bir saat dilimleri bırakın. </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Dilim çözeltisi (mM) - 10 </td></tr><tr><td> 110 </td><td> kolin klorür </td></tr><tr><td> 25 </td><td> NaHCO 3 </td></tr><tr><td> 11,6 </td><td> 11,6 </td></tr><tr><td> 10 </td><td> D-glukoz </td></tr><tr><td> 7 </td><td> MgCl 2 </td></tr><tr><td> 3,1 </td><td> sodiumpyruvate </td></tr><tr><td> 2,5 </td><td> KCl </td></tr><tr><td> 1,25 </td><td> NaH 2 PO 4 </td></tr><tr><td> 0,5 </td><td> CaCl 2 </td></tr></tbody></table> Tablo 1 dilim çözümü için Reçete. <table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> ACSF (mM) </td></tr><tr><td> 125 </td><td> NaCl </td></tr><tr><td> 26 </td><td> NaHCO 3 </td></tr><tr><td> 10 </td><td> D-glukoz </td></tr><tr><td> 3 </td><td> KCl </td></tr><tr><td> 2.5/1.5 </td><td> MgCl 2 (kurtarma / deney) </td></tr><tr><td> 1,6 </td><td> CaCl 2 </td></tr><tr><td> 1,25 </td><td> NaH 2 PO 4 </td></tr></tbody></table> Tablo 2: Tarif için hem de kurtarma (r-ACSF) ve deneysel (e-ACSF) çözümü. 2. Boyama ch hazırlanmasıkehribar Hücrelerin kalsiyum-bağımlı bir göstergesi ya da hücre-spesifik bir işaretleyici ile yüklemek için, dilimler, boyama işlemi için bir oda transfer edilmesi gerekir. Ticari odaları mevcut olsa da, bir çok az maliyet için kolayca standart laboratuar ekipmanları monte edilebilir. Böyle bir odasının temel özellikleri dilim 30 ve 35 arasında kaynaştı olduğunu ° C, sürekli oksijenli bir ortamda inkübe ve odanın ışık korumalıdır. <ol><li> Isıtılmış bir çubuk kullanarak, sadece silikon hortumun bir bölümü (çapı yaklaşık 1.5mm) geçmesine izin için yeterince büyük iki tek polistiren petri kutularının yan duvar (35 ve 100 mm çaplı) küçük bir delik olun. </li><li> Konu silikon küçük petri delikten borular ve küçük bir çanak iç duvarına içinde bir döngü oluşturur. </li><li> Hortumun açık ucunu mühür ve petri iç duvara geri kalanı boru sopa superglue kullanın. </li&gt; <li> Ince bir iğne kullanarak, iç petri içinde tüp eşit aralıklı aralıklarla delikler. </li><li> Yapıştırıcı hizalanmış iki delikli büyük içinde küçük petri,. Büyük petri duvardaki delikten silikon hortumun diğer ucunu geçirin. </li><li> Arayüz çanak için, hücre kültürü, yarı geçirgen bir zar ile de eklemek alabilir ve ısıtılmış bir neşter kullanılarak, inkübasyon sırasında dilim tutmak için sığ bir çanak terk üst 1cm uzakta kesti. </li><li> Büyük petri kapağı, bir delik yaklaşık olun. 0.5-1cm çaplı carbogen (% 95 O 2,% 5 CO 2) odasına akışına izin vermek için. </li><li> 5 veya 10 ml&#39;lik plastik şırınga alın. Isıtılmış bir neşter kullanarak, şırınga sonuna kaldırmak ve şırınga tüpün ucu ile birkaç cm uzunluğunda tutmak için açılı kesim yapmak. Superglue kullanarak, 0.5-1 cm çapında delik üzerine, petri kapağını şırınga tüp kesme yüzeyi eklemek. </li><li> Silikon tüp ve takınşırınga ucu bağlantısı ubing. Petri kutularının temel giren silikon tüp için bir başka boru konnektörü takın. </li><li> Carbogen (% 95 O 2,% 5 CO 2) tedariki için bir regülatör hem de tüpleri bağlayın. Inkübasyon 30-35 arasında sıcak bir plaka boyama odasına ° C yerleştirin Odanın tüm kuluçka işlemi sırasında ışıktan korumalı olabilir emin olun. Boyama odasına şimdi montaj ve dilim de kuluçka alanı olarak kullanmak için hazır. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3550/3550methodologyfig1.jpg" alt="Metodoloji Şekil 1" /> Metodoloji Şekil 1 dilim inkübasyon (üstte) ve kalsiyum hassas göstergesi (aşağıya yeşil boya, pipetle) uygulaması gösteren boyama odasının kesiti. 3. Dilimleri boyanması Floresan boyalar içeren herhangi bir taşıma boyunca, az ışık ile çalışma photobleaching önlemek ve boya ve t tutmaktaşıma arasındaki karanlık doku boyandı. <ol><li> Boyama odası, bir ısı plakası (35 ° C) koyun, bir carbogen gaz tedarik bağlamak ve dilim sahibinden yaklaşık 1.5ml r-ACSF ile doldurun. </li><li> Boyama odasında arayüz tabağına yerleştirin ve 1 ml ACSF ile doldurun. </li><li> ACSF köpüren yumuşak, sabit bir hızda tutmak için boyama odasında iyi bir carbogen layın. </li><li> Bir şişe içine 50 mg Fura 2-AM 9 ul DMSO ve 1 ul pluronic asit (% 20 DMSO stok solüsyonu, Invitrogen) ekleyin. Vortex 15 dakika boyunca boya karışımı. </li><li> Dilimleri arayüzü çanak içine aktarın ve 50mm nihai boya konsantrasyonu elde Metodoloji Şekil 1 (yukarıda) belirtildiği gibi ilgi, hipokampus ve entorhinal korteks bölgesi üzerinde, doğrudan r-ACSF içine boya pipetle. </li><li> Boyama odanın kapağını kapatın ve 20 dakika boyunca boya hayvanın yaşına göre (bkz. Tablo 3) 40 dakika inkübe edin. </li><li> Transiçine dilim dilim sahibinin ferin. </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Yaş (doğum sonrası gün) </td><td> İnkübasyon süresi (dk) </td></tr><tr><td> &lt;P8 </td><td> 20 </td></tr><tr><td> p8-p9 </td><td> 25 </td></tr><tr><td> p10-p11 </td><td> 30 </td></tr><tr><td> p12-13 </td><td> 35 </td></tr><tr><td> &gt; P13 </td><td> 40 </td></tr></tbody></table> Tablo 3 farklı yaş grubu için Kuluçka süreleri, laboratuvarda deneysel olarak belirlenir. 4. Diğer boyalar ve eski doku Belki de beyin dokusunda artan miyelinasyonun nedeniyle, büyük kemirgenler dilimleri Fura sürebilir yok o kadar kolay ester 2-AM. Cremophor EL (Sigma) kullanarak preinkübasyon adım P13 ve 11 yaşlı farelerin beyinleri için kullanılan bu boya alımını kolaylaştırmak için. Cremophor birçok ecza bir yardımcı madde olarak kullanılan bir non-iyonik yüzeyal uygulamaları. Bu adım olmadan, hücre spesifik etiketleme kortikal dilim boyunca son derece kötü ve tutarsız olduğunu bulabilirsiniz. <ol><li> 3ml r-ACSF ve 8, 35 ° C&#39;de 3 dakika ısıtılmış ul% 0.5 cremophor (Sigma) ile dolu sığ bir preinkübasyon çanak eski dilim aktarın. </li><li> Dilim arayüzü çanak içine aktarın ve normal boyama prosedürünü takip (4-7 Adımlar, yukarıya bakınız). </li></ol> Kalsiyum boyalar dilim hazırlık nöronlar ve olmayan nöronlar hem de yük. Belirlemek ve ağ içinde bu hücre tipleri arasında ayrım sulforhodamine 101 (SR101) dilim içinde etiket astrositler kullanılan olabilir. Sulforhodamine 101 dilim boyanması (Bölüm 3) daha önce olduğu gibi, 1-3 arasındaki adımları izleyin. 1 ul sulforhodamine (Sigma) -20 ° C&#39;de depolama 10mM stok solüsyonu ve 10 mcM bir çözüm sağlamak için 999 ul r-ACSF çözülür. Mor boya ov Pipeter dilim daha önce olduğu gibi (5-7), 15 dakikalık bir süre için kuluçka dilim bırakarak. Mikroglia ve endotel hücreleri FITC domates lektin boya etiketli. Daha önce olduğu gibi, 1-3 arasındaki adımları izleyin. 25 ul 2mg/ml Lycopersicon esculentum (domates) lektin FITC konjuge (L0401, Sigma) stok solüsyonu 20 mg / ml konsantrasyonu vermek için 2.5ml r-ACSF içine atın. (Adım 5-7) daha önce olduğu gibi dilimleri üzerinde boya Pipet bırakarak, 45 dakikalık bir süre için kuluçka dilim. Not: Bu boya Fura 2-AM veya Oregon Yeşil BAPTA-1 hem de boyalar fotonlar beri spektrumun yeşil alanda floresan (ÖGB-1) yayılan olacak gibi kalsiyum duyarlı bir göstergesi ile kombine etmek mümkün değildir çakışan dalga boylarında. Ancak, wit birleştirmek için, uygun filtreler veya Texas-Kırmızı lektin konjugatları ile birlikte kullanılmış olabilir, Kalsiyum, turuncu, Fura Kırmızı gibi diğer kalsiyum göstergesi boyalar vardıryeşil spektrum h kalsiyum göstergesi boyalar. 5. Kayıt odasına dilim takılması Sırasında görüntüleme dilim mikroskop altında kararlı olması gerekir. Genellikle bir metal arp doku basılı tutun yerleştirilir ama dengesiz odak görüntüleme için görüş alanında sadece bir bölümünü vererek, dilim yüzeyi bozabilir. Bunu önlemek için, dilim Polyethylenimine (PEI) kullanarak kayıt odasına sıkışmış. <ol><li> PEI solüsyonu (250ml borik tampon (Tablo 4) 1ml polietilenimin çözüm) hazırlayın. PEI (bir gecede heyecan), tamamen eriyene emin olun. </li><li> PEI çözüm dilim uygulamak istiyorsanız önce en az bir saat altındaki sıvı ile kaplıdır, böylece kayıt odaları doldurun </li><li> Distile su ile ve sonra holding odasından r-ACSF ile kayıt odalarına yıkayın. </li><li> Bir kayıt odasının içine bir dilim aktarın. </li><li> R-ACSF bir pipet ve pozisyon sl kaldırınBir fırça yardımıyla ortasında buz. </li><li> Filterpaper parçaları kullanarak dilim etrafında r-ACSF çıkarın. Istikrar ve bağlılık için, artık dilim etrafında hiçbir ACSF olduğunu önemlidir. </li><li> Pipet yaklaşık 0.5-1ml ACSF, dilim üzerine, kayıt odasının boyutuna bağlı. ACSF sadece dilim yüzeyini kaplayan gerekir. </li><li> Carbogen ile perfüze büyük nemlendirilmiş bir arayüz konteyner, dilim ile kayıt odasına koyun ve en az bir saat dilimleri kurtarmanızı sağlar. </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> PEI çözümü </td></tr><tr><td> 1ml </td><td> Poli (ethyleneimine) çözümü </td></tr><tr><td> 250ml borik tampon </td><td></td></tr><tr><td> 40mm </td><td> asit borik </td></tr><tr><td> 10mM </td><td> sodyum tetraborat dekahidrat </td></tr></tbody></table> Tablo 4: Reçete PEI çözüm. 6. Imyaşlanma Kalsiyum bağımlı göstergesi boyalar tek veya iki foton mikroskopi kullanılarak görüntülenebilir. Iki foton görüntüleme kullanın böylece dokuda ışık saçılımı miktarını azaltarak, faiz bölgenin odak hacmi içinde sadece gösterge boya harekete geçirir. Ayrıca, bu dilim içine ışık daha derinlemesine nüfuz sağlar. Fonksiyonel kalsiyum görüntüleme için 20x objektif (NA 0.95) ve LaVision Biotec bir Trimscope sistemi, bir mikroskop Tutarlı birleştiğinde tarafından sağlanan bir Titanyum safir lazer kullanır. Trimscope sistemi aynı anda 64 küçük ışın tarama çerçeve sağlar ve bir kare hızlı tarama oranları için Hamamatsu C9100 EM-CCD kamera ile birleştirilmiştir. <ol><li> Mikroskop altında kayıt odasına yerleştirin ve daha fizyolojik bir sıcaklık minimum 30 ° C&#39;ye kadar ısıtılır görüntüleme, e-ACSF (1.6 Ca 2 + / 1.5 Mg 2 + oranı (tablo 2)) ile istikrarlı bir perfüzyon kurmak </li><li> Focbizi bölgeye beyaz ışık aydınlatması ile faiz getirisi (ROI). Dilim gerekli olandan daha uzun süre ışığa maruz bırakmayın. </li><li> Dalga boyu, görüş görüntüleme alanında, tarama frekansı, piksel yoğunluğu ölçmek için istediğiniz doku ve biyolojik sinyaller için ek yazılım seçenekleri seçin. Fura ile kalsiyum ağ görüntüleme için 2-AM biz genellikle 820nm dalga boyu, 250x250 mikron görüntüleme alanında bir görüş, bir linescanning 1200Hz sıklığı ve 2-by-2 binning seçin. Bu sonuç bir frametime dolayısıyla yaklaşık 100ms ve 10Hz ile ilgili bir görüntüleme frekansı. </li><li> YG&#39;nizi sürekli bir tarama modu ve laserlight seçilen dalga boyu kullanarak odak olup olmadığını kontrol edin. Görüntünün piksel doygunluk ve ağartma önlemek için odak ve lazer yoğunluğunu ayarlayın. </li><li> YG&#39;nizi bir timelapse film yapın. Biz tipik olarak 2000 kare her iki timelapse filmleri kazanır. </li><li> Hücre algılama ve tanımlama için, 1 mikron stepSize ile görüntüleme z-yığını<html> e + / 20, odak görüntülü düzlemi etrafında mikron. </li></ol> 7. Temsilcisi sonuçları Başarılı yükleme, kalsiyum göstergeler Fura 2-AM multiphoton görüntüleme kullanarak neokortikal ve entorhinal korteks ağları geliştirmek Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Bazı boya doku değil hücre soma ve bazı durumlarda arka plan boyama olarak hala mevcut, proksimal dendritler açıkça görünür ve neuropil çevreleyen ayrı. Yükleme başarılı olmamışsa, çok az hücre spesifik boyanması gözlenen ve boya lekeleri küçük kümeleri genellikle ölü membran enkaz dilim yüzeyinde görülebilir. Bu ekran, hücre ağı, eş zamanlı olarak hücre görüntüleme için odak tek bir düzlemde açıkça görülebilir. Metal bir arp veya kayıt odasına dilim eksik yapışmasını kullanımı görüntülü, pürüzlü bir dilim yüzeye neden olabilir. 550fig1.jpg &quot;alt =&quot; Şekil 1 &quot;/&gt; Şekil 1. Fura 2-AM ester yüklenmiş neokortikal gelişmekte olan (A, sol) ve (B, sağ) entorinal ağları Ölçek bar 100 mikron. Astrositler gelen nöronlar ayırmak için, sulforhodamine 101 Fura ile ortak uygulama 2-AM ester ağ içindeki hücre tiplerinin ayrımı sağlar. <img src="/files/ftp_upload/3550/3550fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2. Sulforhodamine 101 ile astrosit etiketleme. Fura 2-AM ester ve sulforhodamine 101 Co-etiketleme. Dalgaboyu 820nm. Bir nöron (üstte) ve astrosit (aşağıda) dalga boyu ayrılması için 560/70nm dikroik ayna ile Proje Yönetim Ekipleri Görüntü toplama B Temsilcisi floresan izleri. Ölçek bar 60 sn, mesafe kadar taşınmış 10 (au fluo). <img src="/files/ftp_upload/3550/3550fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3. FITC-konjuge Lycopersicon esculentum (domates) lektin boyama<html> Fare hipokampus (A) ve yüzeysel entorhinal korteks (B) gelişmekte olan mikroglia ve endotel hücreleri Etiketleme. Kalsiyum göstergesi boyalar, gelişmekte olan kortikal ve hipokampal ağlar aynı anda birden fazla hücrelerden faaliyet okumak için kullanılır. Şekil 4. Hipokampal ve kortikal ağları Dinamik kalsiyum transientler. Film 1: Fura 2-ikinci postnatal haftasında fare entorhinal korteks ester yükleme. <a href="/files/ftp_upload/3550/3550movie1.avi">Film 1 görmek için buraya tıklayın.</a> Movie 2: Fura 2-doğum sonrası ilk haftasında fare hipokampus ester yükleme. <a href="/files/ftp_upload/3550/3550movie2.avi">Film 2 görmek için buraya tıklayın.</a> Film 3: doğum sonrası ilk haftasında fare korteksin Fluo-4 yükleme. 50movie3.avi &quot;&gt; 3 film izlemek için buraya tıklayın. Fura durumunda 2-AM, kalsiyum depolarizasyon indüklenen akını içeren ester, hücre aktivasyonu, boya floresan azalır. Fluo-4 gibi boyalar için, bunun tam tersi doğrudur ve hücre depolarizasyon foton emisyon artış olarak görülmektedir. Somatik kalsiyum transientler ağırlıklı olarak ölçülür ama daha çok proksimal dendritler faaliyet Movie 2 gösterildiği gibi, bazı hazırlıklar olabilir. Salt ağ etkinliği, ticari ya da in-house yazılım komut dosyalarını kullanarak belirlenebilir. Laboratuarı, hücre tanımlama ve ağ etkinliği ölçülür ve Matlab (Mathworks) in-house kodu kullanarak yarı otomatik bir şekilde analiz edilmiştir. <img src="/files/ftp_upload/3550/3550fig5.jpg" alt="Rakam" /> Şekil 5. Tek bir nöronun 3D gösterimi (gelişmekte olan kortikal ağ senkronize kalsiyum transientler Temsilcisi analizi . <strong&gt; A), (B) z-yığını otomatik nöron tespiti için bir nöron maske otomatik olarak oluşturmak için kullanılmaktadır. Kalsiyum transientler ölçümleri, tek bir nöron veri (C) okunabilir aktif hücrelerinin genlik, frekans ve # içerir . Farklı izleri arasında senkronize bir raster arsa (D) kullanılarak görüntülenebilir.

<ol>
	<li>Katz, L. C., Shatz, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+activity+and+the+construction+of+cortical+circuits.">Synaptic activity and the construction of cortical circuits.</a> Science. 274, 1133-1138 (1996).</li><li>Khazipov, R., Luhmann, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+patterns+of+electrical+activity+in+the+developing+cerebral+cortex+of+humans+and+rodents.">Early patterns of electrical activity in the developing cerebral cortex of humans and rodents.</a> Trends in Neurosciences. 29, 414-418 (2006).</li><li>Spitzer, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+activity+in+early+neuronal+development.">Electrical activity in early neuronal development.</a> Nature. 444, 707-712 (2006).</li><li>Adelsberger, H., Garaschuk, O., Konnerth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+calcium+waves+in+resting+newborn+mice.">Cortical calcium waves in resting newborn mice.</a> Nat. Neurosci. 8, 988-990 (2005).</li><li>Garaschuk, O., Linn, J., Eilers, J., Konnerth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+oscillatory+calcium+waves+in+the+immature+cortex.">Large-scale oscillatory calcium waves in the immature cortex.</a> Nat. Neurosci. 3, 452-459 (2000).</li><li>Lamblin, . <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroencephalography+of+the+premature+and+term+newborn.+Maturational+aspects+and+glossary.">Electroencephalography of the premature and term newborn. Maturational aspects and glossary.</a> Neurophysiol. Clin. 29, 123-219 (1999).</li><li>Rakic, P., Komuro, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+receptor/channel+activity+in+neuronal+cell+migration.">The role of receptor/channel activity in neuronal cell migration.</a> J. Neurobiol. 26, 299-315 (1995).</li><li>Spitzer, N. C., Root, C. M., Borodinsky, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orchestrating+neuronal+differentiation:+patterns+of+Ca2++spikes+specify+transmitter+choice.">Orchestrating neuronal differentiation: patterns of Ca2+ spikes specify transmitter choice.</a> Trends. Neurosci. 27, 415-421 (2004).</li><li>Canto, C. B., Wouterlood, F. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+does+the+anatomical+organization+of+the+entorhinal+cortex+tell+us.">What does the anatomical organization of the entorhinal cortex tell us.</a> Neural. Plast. , 381243-381243 (2008).</li><li>Bureau, I., Shepherd, G. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+development+of+functional+and+anatomical+columns+in+the+neocortex.">Precise development of functional and anatomical columns in the neocortex.</a> Neuron. 42, 789-801 (2004).</li><li>Ikegaya, Y., Le Bon-Jego, M., Yuste, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+imaging+of+cortical+network+activity+with+calcium+indicators.">Large-scale imaging of cortical network activity with calcium indicators.</a> Neuroscience research. 52, 132-138 (2005).</li></ol>

LaVision Biotec GmBH (Bielefeld, Almanya) Bu yazının makale gönderme ücreti sponsor oldu.

Fare ve sıçan beyin kortikal ve hipokampal ağların geliştirilmesi içinde tanımlanabilir hücreler ağ dinamikleri kalsiyum görüntüleme için uygun protokoller burada göstermek yöntemleri. Bu yöntemler aynı zamanda hücre somas suprathreshold aktivitesi ölçümü için bir yerel ağ görselleştirmek için en iyi uzaysal çözünürlüğü sağlar. Gürültü ölçümleri, genellikle gelişmekte olan sinir sistemi uzun süre suprathreshold olaylar, ağ etkinliği Zamansal çözünürlük çerçeve satın alma CCD kamera ayarları bağlı olarak, sinyal optimize etmek için, çeşitli olabilir. Bu protokoller, gelişmekte olan sinir sistemi boyunca hipokampal ve kortikal ağları değil, aynı zamanda etiket hücreleri sınırlı değildir. Bu yöntemin sınırlama sadece suprathreshold faaliyet kaydedilebilir.

functional calcium imaging in developing cortical networks

Sinir sistemleri gelişmekte olan faaliyet damgasını deseni kendiliğinden, senkronize ağ etkinliği. Senkronize aktivite, sağlam, spinal kord, beyin, retina, korteks ve ayrışmış nöronal kültür hazırlıkları görülmüştür. Spontan aktivite dönemlerinde, birçok iyon kanallarını aktive eden, tek ya da aksiyon potansiyelleri patlamaları yangın nöronlar depolarize. Depolarizasyon kalsiyum girişini arabuluculuk dendritler ve dikenler voltaj kapılı kalsiyum kanalları harekete geçirir. Yüksek senkronize elektriksel aktivite alanında elektrotlar kullanarak yerel nöronal ağlardan ölçülmüştür. Bu teknik bir elektrot okuma birden fazla nöron entegre nedeniyle yüksek zamansal örnekleme oranları ancak daha düşük uzaysal çözünürlüğü sağlar. Tek hücre çözünürlük nöronal aktivitenin faaliyet ateş ölçmek için tek nöron patch-kelepçe elektrofizyoloji kullanarak mümkündür. Ancak, ölçmek için bir ağ yeteneği, nöron yamalı s sayısı ile sınırlıdırimultaneously ve tipik olarak sadece bir ya da iki nöron. Kalsiyum-bağımlı floresan gösterge boyaların kullanımı hücrelerden oluşan bir ağ üzerinden senkronize aktivitesi ölçümü sağladı. Bu teknik, gelişmekte olan ağ spontan aktivite kayıt için yüksek uzaysal çözünürlüğü ve yeterli zamansal örnekleme verir. Öncesi ve erken doğum sonrası gelişimi sırasında yeni oluşum kortikal ve hipokampal ağları önemli bir özelliği de, nöronal aktivitenin senkronize (Khaziphov &amp; Luhmann&#39;ın, 2006 Katz &amp; Shatz, 1996), spontan. Bu korelasyon ağ aktivite, fonksiyonel devreleri nesil (Spitzer, 2006) gelişmekte olan sinir sistemi için gerekli olduğuna inanılmaktadır. Primat ve kemirgen beyin hem de, erken, elektrik ve kalsiyum ağ dalgaları gözlenir pre-ve postnatal in vivo ve in vitro (Adelsberger ve ark, 2005; Garaschuk ve ark, 2000;. Lamblin ve ark, 1999). Birkaç kontrol etmek için bilinen bu ilk çalışma, desen,nöronal farklılaşma, sinaptogenez ve plastisite (Rakic ​​&amp; Komuro, 1995, Spitzer ve ark, 2004) de dahil olmak üzere gelişimsel süreçleri kortikal devre doğru gelişmesi ve olgunlaşması için kritik öneme sahiptir. Bu jove video, kortikal ağları geliştirmek görüntü spontan aktivite için kullanılan yöntemler göstermektedir. Intrasellüler esteraz aktivitesi parçalayarak hücre zarından gibi Fura Kalsiyum duyarlı göstergeler, 2-AM ester diffüz gösterge boya hücre geçirgenliği olmayan formu terk esterleri AM. Göstergesi laktobionat formu sonra algılar ve intraselüler kalsiyum iyonları bağlamak mümkün karboksilik asit grupları .. Kalsiyum duyarlı boya floresan geçici kalsiyum bağlayıcı üzerine değişir. Tek veya çoklu foton görüntüleme teknikleri boya yayılan fotonlar değişimi ölçmek için kullanılır ve böylece hücre içi kalsiyum bir değişiklik gösterir. Ayrıca, bu kalsiyum-dependent göstergeleri aktif ağ içindeki hücre türlerini araştırmak için diğer floresan işaretleri ile kombine edilebilir.

Watch this Scientific Journal Video about Functional Calcium Imaging in Developing Cortical Networks at JoVE.com

Functional Calcium Imaging in Developing Cortical Networks

Nöron ağları geliştirme spontan aktivite, kalsiyum duyarlı göstergesi boyalar AM ester formları kullanarak ölçülebilir. Nöronal aktivasyon gösteren hücre içi kalsiyum değişiklikler, bir veya iki foton görüntüleme göstergesi floresan geçici değişiklikler olarak algılanır. Bu protokol, gelişimsel bağımlı nöron ağları bir dizi için adapte edilebilir<em&gt; In vitro</em&gt;.

Kortikal Ağları Geliştirme Fonksiyonel Kalsiyum Görüntüleme

A hallmark pattern of activity in developing nervous systems is spontaneous, synchronized network activity. Synchronized activity has been observed in ...

functional-calcium-imaging-in-developing-cortical-networks

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.8K Görüntüleme.  VU University, Amsterdam. Nöron ağları geliştirme spontan aktivite, kalsiyum duyarlı göstergesi boyalar AM ester formları kullanarak ölçülebilir. Nöronal aktivasyon gösteren hücre içi kalsiyum değişiklikler, bir veya iki foton görüntüleme göstergesi floresan geçici değişiklikler olarak algılanır. Bu protokol, gelişimsel bağımlı nöron ağları bir dizi için adapte edilebilir In vitro.

Video: Functional Calcium Imaging in Developing Cortical Networks

Functional Mapping with Simultaneous MEG and EEG

We use magnetoencephalography (MEG) and electroencephalography (EEG) to locate and determine the temporal evolution in brain areas involved in the processing of simple sensory stimuli. We will use somatosensory stimuli to locate the hand somatosensory areas, auditory stimuli to locate the auditory cortices, visual stimuli in four quadrants of the visual field to locate the early visual areas. These type of experiments are used for functional mapping in epileptic and brain tumor patients to locate eloquent cortices. In basic neuroscience similar experimental protocols are used to study the orchestration of cortical activity. The acquisition protocol includes quality assurance procedures, subject preparation for the combined MEG/EEG study, and acquisition of evoked-response data with somatosensory, auditory, and visual stimuli. We also demonstrate analysis of the data using the equivalent current dipole model and cortically-constrained minimum-norm estimates. Anatomical MRI data are employed in the analysis for visualization and for deriving boundaries of tissue boundaries for forward modeling and cortical location and orientation constraints for the minimum-norm estimates.

We use magnetoencephalography (MEG) and electroencephalography (EEG) to map brain areas involved in the processing of simple sensory stimuli.

Eşzamanlı MEG ve EEG Fonksiyonel Haritalama

We use magnetoencephalography (MEG) and electroencephalography (EEG) to locate and determine the temporal evolution in brain areas involved in the ...

Nörobilim

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To understand the behavior of neural progenitor cells in the complex in vivo environment, time-lapse live imaging of neural progenitor cells in an intact brain is critically required. In this video, we exploit the unique features of zebrafish embryos to visualize the development of forebrain neural progenitor cells in vivo. We use electroporation to genetically and sparsely label individual neural progenitor cells. Briefly, DNA constructs coding for fluorescent markers were injected into the forebrain ventricle of 22 hours post fertilization (hpf) zebrafish embryos and electric pulses were delivered immediately. Six hours later, the electroporated zebrafish embryos were mounted with low melting point agarose in glass bottom culture dishes. Fluorescently labeled neural progenitor cells were then imaged for 36hours with fixed intervals under a confocal microscope using water dipping objective lens. The present method provides a way to gain insights into the in vivo development of forebrain neural progenitor cells and can be applied to other parts of the central nervous system of the zebrafish embryo.

The present video demonstrates a method which takes advantage of the combination of electroporation and confocal microscopy to perform live imaging on individual neural progenitor cells in the developing zebrafish forebrain. In vivo analysis of the development of forebrain neural progenitor cells at a clonal level can be achieved in this way.

Gelişmekte olan Zebra balığı önbeyin klonal olarak ilişkilidir Sinir Progenitör Hücreler Zaman atlamalı Canlı Görüntüleme

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

Gelişmekte Neuroepithelium Hücre Davranış Yüksek çözünürlüklü Canlı Görüntüleme

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

C. vivo Nöronal Kalsiyum Imaging&#39;de elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Glutamat ve GABA hızlı Micro-iyontoforez: Synaptic Entegrasyon Araştırma yararlı bir araç

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

Gelişmekte Fare Embriyonik Cortex mitoz Canlı Görüntüleme

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new method of Ca2+-imaging using the bioluminescent reporter GFP-aequorin (GA) has been developed. This new technique relies on the fusion of the GFP and aequorin genes, producing a molecule capable of binding calcium and&#160;&#8212; with the addition of its cofactor coelenterazine &#8212; emitting bright light that can be monitored through a photon collector. Transgenic lines carrying the GFP-aequorin gene have been generated for both mice and Drosophila. In Drosophila, the GFP-aequorin gene has been placed under the control of the GAL4/UAS binary expression system allowing for targeted expression and imaging within the brain. This method has subsequently been shown to be capable of detecting both inward Ca2+-transients and Ca2+-released from inner stores. Most importantly it allows for a greater duration in continuous recording, imaging at greater depths within the brain, and recording at high temporal resolutions (up to 8.3 msec). Here we present the basic method for using bioluminescent imaging to record and analyze Ca2+-activity within the mushroom bodies, a structure central to learning and memory in the fly brain.

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Here we present a novel Ca2+-imaging approach using a bioluminescent reporter. This approach uses a fused construct GFP-aequorin which binds to Ca2+ and emits light, eliminating the need for light excitation. Significantly this method permits long continuous imaging, access to deep brain structures and high temporal resolution.

Bioluminescent Kalsiyum Göstergesi GFP-aequorin dayanarak Vivo Fonksiyonel Beyin Görüntüleme Yaklaşım

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Kortikal yerel alan potansiyelleri, Elektrokardiyogram, Electromyogram ve ritim serbestçe hareket bir sıçan gelen nefes eşzamanlı kayıt

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Fare Kalitesiz Zeytinde Kalsiyum Görüntüleme

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Reliable Acquisition of Electroencephalography Data during Simultaneous Electroencephalography and Functional MRI

Simultaneous electroencephalography (EEG) and functional magnetic resonance imaging (fMRI), EEG-fMRI, combines the complementary properties of scalp EEG (good temporal resolution) and fMRI (good spatial resolution) to measure neuronal activity during an electrographic event, through hemodynamic responses known as blood-oxygen-level-dependent (BOLD) changes. It is a non-invasive research tool that is utilized in neuroscience research and is highly beneficial to the clinical community, especially for the management of neurological diseases, provided that proper equipment and protocols are administered during data acquisition. Although recording EEG-fMRI is apparently straightforward, the correct preparation, especially in placing and securing the electrodes, is not only important for safety but is also critical in ensuring the reliability and analyzability of the EEG data obtained. This is also the most experience-demanding part of the preparation. To address these issues, a straightforward protocol that ensures data quality was developed. This article provides a step-by-step guide for acquiring reliable EEG data during EEG-fMRI using this protocol that utilizes readily available medical products. The presented protocol can be adapted to different applications of EEG-fMRI in research and clinical settings, and may be beneficial to both inexperienced and expert operators.

This article provides a straightforward protocol for acquiring good quality electroencephalography (EEG) data during simultaneous EEG and functional magnetic resonance imaging by utilizing readily available medical products.

Eşzamanlı Elektroensefalografi ve Fonksiyonel MRI Sırasında Elektroensefalografi Verilerinin Güvenilir Bir Şekilde Eldeılması

Simultaneous electroencephalography (EEG) and functional magnetic resonance imaging (fMRI), EEG-fMRI, combines the complementary properties of scalp EEG ...