Bu araştırma mikro ayna cihazı, N. Boustany, Whitaker Vakfı Hibe RG-02-0682 tarafından finanse edildi. Devam eden işler N. Boustany NSF DBI-0852857 hibe tarafından finanse edilmektedir. RM Pasternack kısmen Rutgers Cumhurbaşkanlığı Yüksek Lisans Bursu ile desteklenmiştir. Biz de yararlı bir tartışma için optik filtreleme stratejileri ile ilgili çalışmalar ve Dr. DN Metaxas kullanılan iBMK hücreler için Dr. E. Beyaz teşekkür etmek istiyorum.

1. Hücrelerin hazırlanıyor <ol><li> Gerekir önce mitokondri floresan görüntüleme için Mitotracker yeşil etiketli olmak için gün kaplanmış hücre. </li><li> 100 mcM stok solüsyonu Mitotracker DMSO yeşil önceden yapılmış, 4 ° C derin dondurucu ve el ile oda sıcaklığına çıkarın. Ayrıca, sığır aort endotel hücreleri (BAEC) ° C benchtop su banyosunda 37 de önceden hazırlanmış ve sıcak hücre kültür ortamı çıkarın. </li><li> Mitotracker ve kültür ortamı ısındı sonra, eldivenli elleri ve% 70 etanol çözeltisi ile konteyner tüm dış yüzeyleri sterilize etmek için emin olun kaputu bu yerde. Floresan etiket ışığa karşı hassastır ve hızlı bir şekilde ortam ışığında photobleach, kaput ışığı açmayın. </li><li> Mitokondriyal etiketlenmesi için doğru konsantrasyon çok önemlidir. Çok Mitotracker toksik etkileri olabilir, çok az mitokondri etkili bir etiket değil. Hücreleri ile 45 dakika inkübe Mitotracker 100 nM bir konsantrasyon iyi çalışır. 15 mL tüp içinde 10 ml kültür ortamı Mitotracker stokunun 100 mcL ekleyerek bu konsantrasyon hazırlayın. Bu deney için en az bir bol yapacak. </li><li> Vakum hattına bağlı bir Pasteur pipeti ile eski orta emerek etiketli orta mevcut orta değiştirin. 6 plaka Sonra hemen her işgal altındaki kültür etiketli orta 2 mL ekleyin. </li><li> Floresan etiket ışığa duyarlı olduğundan, doğrudan oda ışığına maruz kalmadan hızlı bir şekilde inkübatör hücrelerin yerine. Kapsayan elleri ile 6 plaka, bunun için iyi çalışır. Hücreleri için 45 dakika inkübatör kalacak. </li></ol> 2. Optik kurulum hazırlanıyor <ol><li> Hücrelerin inkübatör beklerken, biz optik kurulum çevirmek zorunda. Optik oda, ilk olarak, bilgisayar, mikroskop, kameralar ve lazer, civa ark lambası açmak. Sonra dijital micromirror cihazı (DMD) ve iplik difüzör takın. </li><li> Optik lansman görüş alanında parlak bir lazer ışığı ile aydınlatılmış olmasını sağlamak için mikroskop mercek aracılığıyla bakarak uyumlu olduğundan emin olmak için kontrol edin. </li><li> Tek parça sıkı bir kare içine lens kağıt katlama hedefi temizleyin ve bir hemostat sıkıca kavramak. Mercek kağıdı, kağıt içine küçük bir miktar absorbe amonyak içermeyen cam temizleme solüsyonu içine batırın. Rap ücretsiz birkaç kez el hemostat fazlalıkları kaldırın. Sıkıca ortasında lensin üzerinden, diğer bir ucundan objektif karşısında temiz, sürekli tokatlamak uygulayarak amacı silin. Yeniden tokatlamak ya da fırçalayın. Kullanılan kağıt atın. </li><li> Örnek yüklemek için, 63x immersiyon yağı hedefi üzerinde graticule hedefi aşağı tüm yol ise amaç üzerinde 1-2 küçük bir damla immersiyon yağı bırakarak yerleştirin. Ardından sahne graticule yerleştirin. Sonra yağ örnek &quot;kapmak&quot; böylece hedefi yükseltmek. Mercekten örnek odaklanın. </li><li> Kondenser hizalamak için, kondenser alanının stop altıgen kenar odaklanarak, merkezi Kohler aydınlatma hizalanacak şekilde kondenser yükseklik ayarı. Merkezi kondenser alan kondansatör merkezleme düğmeleri çevirerek gerektiğinde görüş alanın üzerine durdurun. Kondansatör diyafram durağı kapatılmış olmalıdır. </li><li> RoperScientific Cascade 512 fotoğraf makinesini çalıştırmak için IPlab program ve giriş ayarları başlayın. Kamera transfer modu kare için ayarlanmış olduğundan emin olun. &quot;Focus Edinme&quot; komutunu çalıştırarak canlı önizleme başlayın. Dizin önek ve dosya konumu olan görüntüleri kaydedilir ayarlayın. </li><li> CoolSnap programı çalıştırmak için RSImage programı ve giriş ayarları başlayın. Clocking modu normal olarak ayarlanmış olmalıdır. </li><li> DMD yazılımını başlatın ve komut menüsünden takip karanlık alan iris, yer, &quot;Yük ve Reset&quot; komutu ve komut dosyasını çalıştırın. </li><li> DMD ve Cascade 512 kamera LSM mikroskop optovar ve viewport ayarlayarak ışık gönder. Bu DF görüntü CCD üzerine projelendirme, DMD ve hizalı optik üzerinden göndermek. Karanlık alan (DF) görüntü IPlab zaten devam canlı önizleme görünmelidir. Gerekli olan canlı önizleme görüntü odak mikroskop ince odağı ayarlayın. </li><li> &quot;Tek elde&quot; komutunu kullanarak görünümü alanında bir anlık görüntü alabilir. Maruz kalma süresi en az 10000 sayar görüntü sinyal sağlamak için yeterince yüksek ayarlayın. Satın alınmasından sonra, diske görüntü kaydetmek için &quot;endeksli kaydet&quot; komutunu kullanabilirsiniz. Graticule Bu görüntü view (FOV) alanın boyutu ölçer. </li><li> Şimdi, sadece arka plan görünür graticule FOV ötesinde böylece graticule örnek hareket ettirin. Alan bir arka plan görüntü elde.5000 sayıları en az sinyal elde olduğundan emin olmak için yeterince uzun bir pozlama süresi. Bu görüntü, filtrelenmemiş görüntülerin arka plan çıkartılması konusunda yardımcı olacaktır. </li></ol> 3. Süzgeç Yükleme ve kurulum süzülmüş-arka plan görüntüleri elde etmek için kullanarak <ol><li> Şimdi, arka plan Gabor filtreden görüntüler elde etmek gerekir. Gabor filtre bankası script DMD kontrol yazılımı yükleyin. DMD dahili bellek için filtreleri arabellek tüm komut dosyasını çalıştırın; bu birkaç dakika sürebilir. </li><li> Tüm betik tamponlu sonra, şimdi arka plan filtrelenmiş görüntü elde edebilirsiniz. Başlangıç ​​kullanın ve bir defada bir Gabor gibi filtre ile ilgili filtreler sadece bir set yüklemek için DMD talimat DMD yazılım içinde belirteçleri durdurmak ve komut dosyasını çalıştırın. O filtre için filtrelenmiş bir görüntü canlı görüntü önizlemesi karanlık alan değiştirmek gerekir. </li><li> Diskten IPlab satın komut dosyası açın. 2000 sayıları en az sinyal elde ediliyor sağlamak için maruz kalma süresi ayarlayın. DMD komut dosyası çalıştırarak, IPlab canlı önizleme iptal ve satın komut dosyasını çalıştırın. Bu otomatik olarak algılamak, indeks ve filtrelenmiş bir görüntü diske kaydetmek. </li><li> Sonra ilk görüntü elde edilir, DMD yazılımı çalıştıran komut dosyası durdurmak ve komut dosyası kullanılmış komutları silin. Sonraki filtre seti başında ve sonunda başlangıç ​​ve bitiş belirteçlerinin değiştirin. IPlab satın tekrarlayın. </li><li> Tüm Süzgeç kullanılan ve tüm filtre görüntüleri elde kaydedildi kadar 3.4 adımı tekrarlayın. </li></ol> 4. Hücreleri Kaplama <ol><li> Artık, hücreler, yakında deney için plaka hazır olacak. Laboratuar benchtop havyanızla takın. 37 ° C&#39;ye kadar L15 inceleyen orta ve ısı çıkarın Bir kağıt havlu ile bir iş istasyonu ve bir Kimwipe olun. Yırtılma ve twirling Kimwipes çeşitli fitiller olun. Fitiller ve hücre tabak sıvı transferi yardımcı olacaktır. </li><li> Bundan sonra, biz örnek plaka gerekir. Biz, metal plaka arasına bir &quot;lamel sandviç&quot; hücreleri plaka işlenmiş metal örnek tutucuları kullanın. Her tarafta oluk uçlarında yaklaşık yarım uzanan metal plaka deliğin üst çevre etrafında bir şırınga ince bir boncuk vakum gres yağı uygulayın. Nazik bir şekilde temiz bir basın. 1 yağ üzerine lamel. Plakayı ters çevirin ve deliğin etrafındaki gres sürün. Odanın lambalarını kapatın. </li><li> Şimdi inkübatör içeriği% 70 etanol ile sterilize nitril sınav eldiven ile işleme, inkübatör hücreleri olsun. Nefesinizi tutarak inkübatör kapı açıkken, inkübatör hücre plaka çıkarın. Oda ışığına maruz kalma en aza indirmek için dikkatli olun. </li><li> Iyi yüzü yukarı hücreleri bağlı yan tarafında olduğunu belirterek, altı plaka deney için kullanılacak olan lamel çıkarın. Lamel yan hücreleri parça hangi tutarken, neredeyse tamamen kuruyana kadar her iki tarafta lamel dikkatlice kurutun. Daha sonra herhangi bir yağ tabakası içinde hava boşlukları kalması emin olmak için, görüntüleme delik üzerine yağlanmış metal plaka, aşağı lamel, hücre yan basın. Yağ, su geçirmez bir mühür formu bize L15 orta hücrelerin yüklemek için izin gerekir. Bu belli, plaka üzerinden geri çevirin. </li><li> Üst lamel ve metal plaka arasındaki oluk yoluyla sıvı zorlayarak kaplı hücrelerin içine L15 orta Pipet. Bir seferde 200 mcL Pipetleme iyi çalışır. Ilk hacmi pipet sıvı ile diğer tarafta oluk neredeyse uzanan lamelleri arasında sıkışmış boşluğu doldurmak gerekir. </li><li> Kaplama hücrelerin içine orta bir başka 200 mcL Pipet, ama bu sefer, bir orta, bir taraftan diğerine doğru akar ve böylece karşı koru fitil tutun. Bu hücreler yıkar ve eski orta izlerini kaldırır. Bu adım sırasında sıvı içinde oluşan herhangi bir kabarcıklarını engellemek için dikkatli olun. Bu sürecin her durulama için yeni bir fitil kullanılarak 2-3 kez tekrarlayın. </li><li> Biz takılı havyanızla hatırlıyor musun? Şimdi kullanılan alır. Bu sıvı, hücre rezervuar içinde sıkışıp ve damlayabilir olamaz kenarlarından plaka destekleyen bir kez daha ters plaka çevirin. Havyanızla valap beher içine batırın. Bu hızla, sonra havyanızla ucu tutunacaktır valap bazı eriyecek. Havyanızla ucu bir aplikatör kullanarak alt lamel (şimdi yukarı bakacak şekilde) kenarlarında erimiş valap dikkatlice uygulayın. Lamel metal plaka sızdırmazlık, lamel çevresinde bir gidene kadar tüm yol daldırma ve uygulayarak devam edin. </li><li> Hücrelerin alt lamel üzerinde büyüyen, ve maruz kalan tarafta kurutulmuş kadar orta kalıntı olabilir. Kimwipe ve dezenfeksiyon kadar balling lamel yüzeyinden herhangi bir kalıntı temizleying çok objektif temizleme gibi tek bir kayan hareket lamel. Bu lamel görülecektir merkezinde temiz olmasını sağlar. </li><li> Havyanızla çıkarın ve aynı çevreleme ve sterilite prosedürleri gözlemleyerek inkübatör 6 plaka dönüş. Adımları 2.4 ve 2.5 &#39;de açıklandığı gibi objektif optik laboratuar ve montajı kaplı hücreler alın. </li></ol> 5. Deney yaparak <ol><li> Sağlıklı görünümlü hücreler güzel bir alanını bulun. </li><li> Görüş alanında karanlık bir alan görüntü elde. Diferansiyel girişim kontrast (DIC) mikroskop hizalayın ve DIC bir görüntü elde. Pozlama süreleri, bu sinyali yeterli olduğundan emin olmak için yeterince uzun olduğundan emin olun. </li><li> Şimdi, diğer kamera floresan görüntüleri elde etmek için var. CoolSnap DIC görüntüleri almak için, mavi bir yerine ve gerektiğinde çıkarmadan, kondansatör bağlı LED kullanır. Mikroskop hala DIC uyumlu iken,% 100 dürbün 1.0x ve viewport mikroskop optovar ayarı CoolSnap ışık gönder. Mercek kamera görüntü aktar. LED alanında aydınlatmak ve RSimage FOV önizleme ve gerekirse ince odak ayarlamak için kondansatör üzerinde yerleştirin. DIC bir görüntü elde etme ve diskinize kaydedin. FOV Cascade kameradan elde edilen farklı nasıl unutmayın. Bu görüntüler deney sonucunda analiz aşamasında kayıtlı olması. </li><li> Floresein filtercube filtre küp ayarlayarak bir floresan görüntü elde edin. Kısaca mikroskop kullanılarak floresans uyarma çevirerek bir görüntü elde etme ve satın alma tamamlandıktan sonra en kısa sürede kapatmak. DIC odaklı örnek beri, floresan görüntü yine iyi odaklanmış. Bu böylece photobleaching yavaşlatmadan, floresan maruz kalma süresi kaydeder. Diske floresan görüntü kaydetme. </li><li> Şimdi filtrelenmiş görüntüler elde etmek için var. Karanlık alan mikroskobu sıfırlayın ve 2.9 olarak LSM bağlantı noktası üzerinden ışığında yeniden gönderin. </li><li> 3,3-3,5 gibi tüm Gabor Süzgeç komut dosyasını çalıştırın. Biz şimdi bir zaman noktası için veri toplama tamamladık. </li></ol> 6. Staurosporine (STS) hücreleri ortaya çıkarmak için orta açma ve deney boyunca orta korumak <ol><li> Hücreleri hala sahnede ve görüş alanı bozmadan, aynı DMSO STS 4 mM stok çözüm yapılan STS 1 mcM çözüm içeren düzenli L-15 orta geçin. Medya geçiş adımları 4.6 açıklanan esneklik yöntemi kullanın. </li><li> Şimdi, daha sonraki zaman noktalarında adımları 5,2-5,6 tekrarlayın. Deney tamamlanana kadar bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Deney sırasında, daha fazla orta örnek birbirinden ayrılacak şekilde eklenmesi gerekmektedir. Bu hücre plaka koru aşamasından çıkarmadan ve FOV bozmadan orta pipetleme tarafından gerçekleştirilir. </li></ol> 7. Temsilcisi Sonuçlar Deney bitiminde, toplanan veriler, çok sayıda hücre içi yapısal veri ayıklamak için işlenmesi gereken süzülmüş görüntüleri yer alacak. İki örnek filtre dönemde S = 0.95μm, Gauss zarf standart sapma s = S / 2 = 0.45μm ve yönelimleri Φ = 0 ° &#39;ye kadar Φ = 160 ° 20 9 Gabor gibi filtreler oluşan bir optik filtre banka için gösterilir ° &#39;lik artışlarla. ([1] Daha fazla ayrıntı için bakınız). Örnek 1: Deniz Diyatom Önce karanlık alan (DF) görüntüleme (Şekil 1) açıkça görülüyordu odaklı özelliklere sahip bir deniz diatom örneği (Carolina Biyolojik Supply Company) yönlendirme hassas filtre banka uygulanır. Optik süzülmüş görüntüleri filtrelenmemiş görüntünün yanında, karşılaştırma için örnek gösterilmiştir. <img src="/files/ftp_upload/1915/1915fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1: Koyu alan (DF) ve deniz diatom optik filtrelenmiş bir görüntü çıkar. Biz görüntü (en sol panelinde beyaz ok) sağ alt diatom analiz edecektir. Diatom dokuz Gabor filtreden görüntüleri seti, nesne yönelimi ve yuvarlaklık için piksel-piksel işlendi. İşleme (1), böylece yanıt önemi kodlama sinyal yanıt genel büyüklüğünü belirlemek için her pikselin Gabor filtreden dokuz görüntüleri ölçülen tepkiler toplayarak, ve (2) Gabor filtresi yönünü bulma oluşuyordu, Φ, hangi yanıtı maksimize eden ve böylece her pikselin nesneleri tercih edilen bir yönelim var ölçüde kodlama tüm açılardan bu maksimal yanıt oranı ortalama yanıt alınması. Oryantasyon derecesi parçacık geometrik boy oranına yakından ilişkilidir. Şekil. 2B, incie filtre banka (parametre 1) ve yönelim ya da en-boy oranı (parametre 2) derecesi piksel genel yanıt sırasıyla, renk doygunluğu ve renk tonu olarak kodlanmış. Büyük değerler (kırmızı) daha yüksek bir tercih açısı yanıt mevcut olduğu alanlarda gösterir yakın bir boy oranı 1 (mavi), tercih edilen hiçbir yanıt açısı var olduğu alanlarda mevcut. Altyapı parçacık yönü her satırı yakından filtrelenmemiş karanlık alan (Şekil 2A) görünür altta yatan bir yerel nesne yönelimi ile mutabık kalınan bir sadak arsa (Şekil 2C), kodlanır. <img src="/files/ftp_upload/1915/1915fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2: A: diatom Karanlık saha görüntüsü. B: Nesne yönelim görüntü. Parlaklık toplam Gabor filtre yanıt önemi kodlar çalışırken renk skalası oryantasyon derecesi (en boy oranı) gösterir. C: yanıt yoğunluk ≥% 10 maksimum nesneleri Yönlendirme. Çizgi segment ilgili yapının uzun ekseni gösterir. Örnek 2: Apoptotik hücreleri İşte biz, diatom olarak aynı şekilde işlendi staurosporine (STS) ile tedavi edilen sığır endotel hücreleri filtre görüntüleri göstermek. Şekil 3 T anında dokuz süzülmüş görüntüleri =- 180 dakika ile birlikte hücrelerin filtrelenmemiş bir karanlık alan (DF) görüntü gösterir. STS tedavi öncesinde. <img src="/files/ftp_upload/1915/1915fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3: birkaç yaşam endotel hücreleri içeren bir alanın Karanlık saha (DF) ve optik süzülmüş görüntüleri. Süzülmüş görüntüleri sonradan STS tedavi sonrası üç saatlik bir süre boyunca her 20 dakikada elde edildi. Şekil 4a, zamanın bir fonksiyonu olarak hücrelerin bir boy oranı haritasını gösterir. Bu durumda, renk tonu, renk tonu için Şekil olarak oryantasyon derecesi (etiketli odaklığı) temsil eder. Yukarıda 2b. Ancak, en-boy oranı parlaklığı ortalama filtre cevabı ağırlıklı değildi. (Şekil 4b) etiketli bu hücrelerde mitokondri floresan görüntüleri ile boy oranı haritaları kayıt olarak, ölçülen boy oranı düşüşü mitokondri içeren hücresel bölgelerde sınırlı olduğunu belirledi ve doğrudan görülebiliyor mitokondriyal parçalanma ile eş zamanlı aynı hücrelerin floresans görüntüler. Şekil 5 tasvir zaman araziler hücrelerde apoptozis geçiren zamanın bir fonksiyonu olarak en-boy oranı değişiklik gösterir. = 60-100 floresan mitokondri kayıt bölgelerde dakika değil, loş bir arka plan floresan alanları ile kayıt bölgelerde her bir hücrenin içinde, T-boy oranı bir düşüş var. <img src="/files/ftp_upload/1915/1915fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4: En-boy oranı (a) ve floresan (b) endotel hücreleri apopitoz indükleyen staurosporine ile tedavi edilen görüntüler . <img src="/files/ftp_upload/1915/1915fig5.jpg" alt="Şekil 5" /> Şekil 5: staurosporine ile tedavi edilen endotel hücreleri parçacık boy oranı (odaklığı) azalma karşılaştırarak Zaman araziler. Bireysel izleri tek hücre zaman içinde araziler temsil eder. Odaklığı içinde damla floresan mitokondri (sol panel) hücreleri ile kayıt bölgeleri ile sınırlı kalan eşiğe bölgede (sağ panel) yoktur. Şimdi en-boy oranı düşüşü mitokondriyal parçalanma karşılık geldiğini tespit ettik, biz, bu hücrelerin apoptoz neden hücreleri etiket kalmadan optik dağılım yöntemi kullanılarak parçalanma ölçmek ve bu farklı genetik ve deneysel koşullar etkisinin araştırılması dinamik.

<ol>
	<li>Pasternack, R. M., Qian, Z., Zheng, J. -. Y., Metaxas, D. N., White, E., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+Subcellular+Texture+by+Optical+Gabor-Like+Filtering+with+a+Digitial+Micromirror+Device.">Measurement of Subcellular Texture by Optical Gabor-Like Filtering with a Digitial Micromirror Device.</a> Optics Letters. 33 (19), 2209-2211 (2008).</li><li>Pasternack, R. M., Qian, Z., Zheng, J. -. Y., Metaxas, D. N., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+sensitive+size+discrimination+of+submicron+objects+using+optical+Fourier+filtering+based+on+two-dimensional+Gabor+filters.">Highly sensitive size discrimination of submicron objects using optical Fourier filtering based on two-dimensional Gabor filters.</a> Optics Express. 17 (14), 12001-12012 (2009).</li><li>Zheng, J. -. Y., Pasternack, R. M., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+scatter+imaging+with+a+digital+micromirror+device.">Optical scatter imaging with a digital micromirror device.</a> Optics Express. 17 (22), 20401-20414 (2009).</li></ol>

Yöntemleri bazı yönlerini ve buluş açıklama, Rutgers Üniversitesi Hulasa # 09-049 dahil edilmiştir.

Bu yöntem, örneğin parçacık boyutunu veya yönünü kodlamak nesnenin verim morfometrik haritalar yukarıda açıklanan. Bu yapısal bilgiler çeşitli şekillerde kullanılabilir: <ol><li> Bu, belirli bir tedavisi sırasında değiştirilmiş ve daha sonra bu bölgelerde spesifik moleküler ve biyokimyasal testlerin analiz doku veya hücre bölgeleri belirlemek için bir başlangıç ​​ekranı olarak kullanılabilir. </li><li> Bu hücrelerin hücre içi yapısı (bu yöntemle) kantitatif karakterizasyonu ile moleküler aktivitenin eş zamanlı anlayış (floresan) bir araya multimodal analiz verim floresan ile birlikte kullanılabilir. </li><li> Bir zamanlar belirli bir yapısal yanıt, belirli bir biyolojik süreç (örneğin apoptosis), belirli bir organel aktivite ile ilişkili olduğu, bu yapısal yanıt etkileyen farklı genetik ve deneysel koşulları için ekranın herhangi bir floresan etiketler yöntemi olarak kullanılabilir. </li></ol> Bugüne kadar biz yöntemi 30-50 nm [2] sırasına partikül boyutu farklılıklar duyarlı olduğunu göstermiştir. Biz yöntemi parçacık yönelim ve en boy oranı değişikliklerine duyarlı olduğunu göstermiştir [3] ve apoptozisi indüklediği mitokondriyal parçalanma (yukarıda Şekil 4-5) ile tutarlı bir parçacık-boy oranı azaltmak için. Örneğin 2 sonuç bizim yöntemi, belirli bir organel fonksiyonu açısından yorumlanabilir ve floresan etiket veya eksojen boyalar olmadan toplanan olabilir hücresel fonksiyonları dinamik ölçümler izin verdiğini göstermektedir. Ancak, özellikle etiketli organeller karşı ölçülen tepkiler ilk doğrulama gerekli oldu. Bu ilk doğrulama tamamlandıktan sonra, organel dinamikleri etiket yöntemi ile doğrudan probed olabilir. Yöntemi uygularken, birden fazla hücre koşulları ve mitokondri ile yaptı, farklı hücre içindeki organellerin konumu ile dinamik bir yapısal ölçüm ilişkilendirerek dinamik yapısal davranışları, benzersiz (spesifik hücresel devletler karakterize bir kütüphane, sonuçta yol açabilir örneğin, apoptozis, oksidatif ve metabolik stres, inflamatuar yanıt, vb.) .. Bu bilgi, daha fazla klinik hücre analizi ilaç keşfi de dahil olmak üzere çeşitli uygulamalarda kullanılan bir &quot;hücre devlet analizörü&quot; içine dahil olabilir. Burada özetlenen yöntem mikroskopik görüntüleme sistemi ile elde edilen optik dağılım verileri belirli Subselüler dinamiklerini ayıklamak için kullanılabilecek genel bir yaklaşımı temsil ettiğini not etmek önemlidir. Bununla birlikte, kullanılan özel enstrümantasyon önemli ölçüde geliştirilmiş olabilir. Özellikle, mekansal filtreleme için mekansal ışık modülatör mevcut seçimi, veri toplama verimliliği, uzamsal frekans çözünürlüğü ve optik sinyal verim en üst düzeye çıkarmak için en uygun olmayabilir. [3] Burada kullanılan dijital mikro ayna cihazı ile ilişkili Kromatik ve geometrik sapmaları tartışılmıştır. Biz şu anda bu sorunları azaltmak için DMD yerde bir state-of-the-art likit kristal cihazın potansiyel avantajları ve dezavantajları araştırıyoruz. Buna ek olarak, veri toplama cihaz, mekansal filtreleme ve mikroskop kontrolü ayrı ayrı insan kullanıcı tarafından harekete geçirilir. Bu süzülmüş çok sayıda görüntü işlemeden önce toplanması gerekir alma süresi büyük ölçüde sınırlar. Böylece, kurulum otomasyonu alma süresi 10 filtrelenmiş bir görüntü başına milisaniye gürültü sinyal yeterli ulaşması bekleniyor CCD pozlama, süresi ile orantılı olmak şarttır. Temporal çözünürlük Bu artış aynı zamanda daha doğrusu bizi canlı hücre içindeki organellerin yapısal dinamikleri karakterize etmek için izin verecektir. Bu nedenle, etkin bir donanım kontrolü birleştirmek mikroskop kontrolü, CCD görüntü elde etme ve mekansal ışık modülatör optik filtreleme de dahil olmak üzere bileşenleri, harekete geçirme ve düzene özelleştirilmiş bir grafik kullanıcı arayüzü geliştirme üzerinde çalışıyoruz.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>DMEM</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Low glucose DMEM</td>
</tr>
<tr>
<td>Liebowitz L15 medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Without phenol red</td>
</tr>
<tr>
<td>L-glutamine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mitotracker Green</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Bovine Brain Extract</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Clonetics</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fetal Bovine Serum</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gemini Biosciences</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heparin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Staurosporine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dymethylsulfoxide</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Carl Zeiss</td>
<td>Axiovert 200M</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DMD</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Texas Instruments</td>
<td>TI 0.7 XGA DMD 1100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>CCD</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roper Scientific</td>
<td>Cascase 512B</td>
<td>High (16 bit) dynamic range CCD</td>
</tr>
<tr>
<td>CCD</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roped Scientific </td>
<td>Coolsnap cf</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

optical scatter microscopy based on two-dimensional gabor filters

Biz lekesiz canlı hücrelerin içinde organel morfolojisi ve organizasyon kaynaklanan hücre içi doku ölçebilirsiniz mikroskopik bir enstrüman ortaya koymaktadır. Önerilen araç organel boyut ve şekil nanoölçekli değişiklikleri, etiket optik mikroskopi hassasiyet uzanır ve programlanmış hücre ölümü ya da hücresel organel dinamikleri altında yatan temel biyolojik süreçlere ilişkin yapı-işlev ilişkisi çalışmada, hızlandırmak için kullanılabilir farklılaşması. Mikroskop kolayca mevcut mikroskopi platformlarda uygulanacak ve bu nedenle, bilim adamları, uygulamak ve sınırsız erişim ile önerilen yöntemler kullanabilirsiniz bireysel laboratuarlar, dissemine olabilir. Önerilen tekniği iki boyutlu optik Gabor filtreleri yoluyla hücre gözlemleyerek ve hücre içi yapısını karakterize etmek mümkün. Bu filtreler anlamda nano ölçekli (10 nm) hassasiyet, boyutu ve yönü olmayan küresel hücre içi organelleri ile ilgili spesifik morfolojik özellikleri ile ayarlanmış olabilir. Elastik saçılma tarafından oluşturulan kontrast dayalı, teknik, detaylı bir ters saçılma modeli veya Mie teorisi üzerine morfometrik ölçümler ayıklamak için güvenmeye gelmez. Bu teknik, bu yüzden kesin bir teorik dağılım açıklamasına kolayca verilmez için küresel olmayan organelleri ve fonksiyonunu değerlendirmek için lekesiz canlı hücrelerin içinde elde edilebilir ayırt edici morfometrik parametreler sağlar. Discretized nesnenin yoğunluğu yerine dönüşümü doğrudan nesne alanında faaliyet gösterdiği dijital görüntü işleme tekniği göre avantajlıdır. Yüksek görüntü örnekleme oranları dayalı değildir ve bu nedenle oldukça büyütülmüş dijital görüntüler floresan konfokal mikroskopi tek tek organel segmentasyon ve yeniden yapılanma ötesine böylece büyük ölçüde organel yapısı çalışmanın kolaylaştırılması, hızla bir seferde yüzlerce hücre içinde morfolojik aktivite ekranı için kullanılabilir sınırlı görüş alanları. Bu gösteriye metodoloji göstermek için bir deniz diatom veri göstermektedir. Biz de ilgili bir biyolojik bağlamda yöntem nasıl uygulanabilir bir fikir vermek için canlı hücreler alınan ön veriler göstermektedir.

Watch this Scientific Journal Video about Optical Scatter Microscopy Based on Two-Dimensional Gabor Filters at JoVE.com

Optical Scatter Microscopy Based on Two-Dimensional Gabor Filters

Biz Gabor gibi tek bir canlı hücre içinde hücre içi dinamiklerini ölçmek için filtreleme dayalı bir karanlık alan mikroskobu yöntemi göstermektedir. Teknik mitokondriyal parçalanma gibi organellerin yapısında değişiklikler, duyarlı.

İki Boyutlu Gabor Filtreler dayanarak Optik Scatter Mikroskopi

We demonstrate a microscopic instrument that can measure subcellular texture arising from organelle morphology and organization within unstained living ...

optical-scatter-microscopy-based-on-two-dimensional-gabor-filters

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

9.5K Görüntüleme.  Rutgers University. Biz Gabor gibi tek bir canlı hücre içinde hücre içi dinamiklerini ölçmek için filtreleme dayalı bir karanlık alan mikroskobu yöntemi göstermektedir. Teknik mitokondriyal parçalanma gibi organellerin yapısında değişiklikler, duyarlı.

Video: Optical Scatter Microscopy Based on Two-Dimensional Gabor Filters

Proper Care and Cleaning of the Microscope

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

Mikroskop Uygun Bakım ve Temizlik

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a ...

Biyoloji

Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by Zernike, in 1942, who received the Nobel prize for his achievement. DIC microscopy, introduced in the late 1960s, has been popular in biomedical research because it highlights edges of specimen structural detail, provides high-resolution optical sections of thick specimens including tissue cells, eggs, and embryos and does not suffer from the  phase halos  typical of phase-contrast images. This protocol highlights the principles and practical applications of these microscopy techniques.

Phase Contrast and Differential Interference Contrast DIC Microscopy

This protocol highlights the principles and practical applications of Phase and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Faz Kontrast ve Diferansiyel Girişim Kontrast (DIC) Mikroskopi

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by ...

Assessing Two-dimensional Crystallization Trials of Small Membrane Proteins for Structural Biology Studies by Electron Crystallography

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray crystallography to study structure-function questions of membrane proteins, as well as soluble proteins. Screening for two-dimensional (2D) crystals by transmission electron microscopy (EM) is the critical step in finding, optimizing, and selecting samples for high-resolution data collection by cryo-EM. Here we describe the fundamental steps in identifying both large and ordered, as well as small 2D arrays, that can potentially supply critical information for optimization of crystallization conditions.
By working with different magnifications at the EM, data on a range of critical parameters is obtained. Lower magnification supplies valuable data on the morphology and membrane size. At higher magnifications, possible order and 2D crystal dimensions are determined. In this context, it is described how CCD cameras and online-Fourier Transforms are used at higher magnifications to assess proteoliposomes for order and size.
While 2D crystals of membrane proteins are most commonly grown by reconstitution by dialysis, the screening technique is equally applicable for crystals produced with the help of monolayers, native 2D crystals, and ordered arrays of soluble proteins. In addition, the methods described here are applicable to the screening for 2D crystals of even smaller as well as larger membrane proteins, where smaller proteins require the same amount of care in identification as our examples and the lattice of larger proteins might be more easily identifiable at earlier stages of the screening.

Evaluating two-dimensional (2D) crystallization trials for the formation of ordered membrane protein arrays is a highly critical and difficult task in electron crystallography. Here we describe our approach in screening for and identifying 2D crystals of predominantly small membrane proteins in the range of 15 &#x2013; 90kDa.

Elektron Kristalografi Yapısal Biyoloji Araştırmaları Küçük Membran Proteinleri İki boyutlu Kristalizasyon Denemeler değerlendirilmesi

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray ...

Xenotransplantation of Human Stem Cells into the Chicken Embryo

The chicken embryo is a classical animal model for studying normal embryonic and fetal development and for xenotransplantation experiments to study the behavior of cells in a standardized in vivo environment. The main advantages of the chicken embryo include low cost, high accessibility, ease of surgical manipulation and lack of a fully developed immune system. Xenotransplantation into chicken embryos can provide valuable information about cell proliferation, differentiation and behavior, the responses of cells to signals in defined embryonic tissue niches, and tumorigenic potential. Transplanting cells into chicken embryos can also be a step towards transplantation experiments in other animal models. Recently the chicken embryo has been used to evaluate the neurogenic potential of human stem and progenitor cells following implantation into neural anlage1-6. In this video we document the entire procedure for transplanting human stem cells into the developing central nervous system of the chicken embryo. The procedure starts with incubation of fertilized eggs until embryos of the desired age have developed. The eggshell is then opened, and the embryo contrasted by injecting dye between the embryo and the yolk. Small lesions are made in the neural tube using microsurgery, creating a regenerative site for cell deposition that promotes subsequent integration into the host tissue. We demonstrate injections of human stem cells into such lesions made in the part of the neural tube that forms the hindbrain and the spinal cord, and into the lumen of the part of the neural tube that forms the brain. Systemic injections into extraembryonic veins and arteries are also demonstrated as an alternative way to deliver cells to vascularized tissues including the central nervous system. Finally we show how to remove the embryo from the egg after several days of further development and how to dissect the spinal cord free for subsequent physiological, histological or biochemical analyses.

In this paper we present a method for transplanting human stem cells into various regions of the central nervous system of the chicken embryo. This provides an in vivo model for assessing the proliferation and differentiation of various types of human stem cells in embryonic tissue environments.

Tavuk embriyo haline İnsan Kök Hücre Xenotransplantation

The chicken embryo is a classical animal model for studying normal embryonic and fetal development and for xenotransplantation experiments to study the ...

Live Cell Response to Mechanical Stimulation Studied by Integrated Optical and Atomic Force Microscopy

To understand the mechanism by which living cells sense mechanical forces, and how they respond and adapt to their environment, a new technology able to investigate cells behavior at sub-cellular level with high spatial and temporal resolution was developed. Thus, an atomic force microscope (AFM) was integrated with total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy and fast-spinning disk (FSD) confocal microscopy. The integrated system is broadly applicable across a wide range of molecular dynamic studies in any adherent live cells, allowing direct optical imaging of cell responses to mechanical stimulation in real-time. Significant rearrangement of the actin filaments and focal adhesions was shown due to local mechanical stimulation at the apical cell surface that induced changes into the cellular structure throughout the cell body. These innovative techniques will provide new information for understanding live cell restructuring and dynamics in response to mechanical force. A detailed protocol and a representative data set that show live cell response to mechanical stimulation are presented.

This paper aims to instruct the reader in the operation of an integrated atomic force-optical imaging microscope for mechanical stimulation of live cells in culture. A step-by-step protocol is presented. A representative data set that shows live cell response to mechanical stimulation is presented.

Tümleşik Optik ve Atomik Kuvvet Mikroskobu eğitimi Mekanik Uyarım Canlı Hücre Tepki

To understand the mechanism by which living cells sense mechanical forces, and how they respond and adapt to their environment, a new technology able to ...

Visualization of UV-induced Replication Intermediates in E. coli using Two-dimensional Agarose-gel Analysis

Inaccurate replication in the presence of DNA damage is responsible for the majority of cellular rearrangements and mutagenesis observed in all cell types and is widely believed to be directly associated with the development of cancer in humans. DNA damage, such as that induced by UV irradiation, severely impairs the ability of replication to duplicate the genomic template accurately. A number of gene products have been identified that are required when replication encounters DNA lesions in the template. However, a remaining challenge has been to determine how these proteins process lesions during replication in vivo. Using Escherichia coli as a model system, we describe a procedure in which two-dimensional agarose-gel analysis can be used to identify the structural intermediates that arise on replicating plasmids in vivo following UV-induced DNA damage. This procedure has been used to demonstrate that replication forks blocked by UV-induced damage undergo a transient reversal that is stabilized by RecA and several gene products associated with the RecF pathway. The technique demonstrates that these replication intermediates are maintained until a time that correlates with the removal of the lesions by nucleotide excision repair and replication resumes.

Visualization of UV-induced Replication Intermediates in E. coli using Two-dimensional Agarose-gel Analysis

We present a procedure by which two-dimensional agarose-gel analysis can be used to identify the structure of replication intermediates that occur following UV irradiation.

UV ile indüklenen Çoğaltma Ara Görselleştirme E. coli İki boyutlu agaroz-jel Analizi

Inaccurate replication in the presence of DNA damage is responsible for the majority of cellular rearrangements and mutagenesis observed in all cell types ...

Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, polarity, and motility. The organization of the actin and microtubule networks has been extensively studied but that of IFs is not yet fully characterized. IFs have an average diameter of 10 nm and form a network extending throughout the cell cytoplasm. They are physically associated with actin and microtubules through molecular motors and cytoskeletal linkers. This tight association is at the heart of the regulatory mechanisms that ensure the coordinated regulation of the three cytoskeletal networks required for most cell functions. It is therefore crucial to visualize IFs alone and also together with each of the other cytoskeletal networks. However, IF networks are extremely dense in most cell types, especially in glial cells, which makes its resolution very difficult to achieve with standard fluorescence microscopy (lateral resolution of ~250 nm). Direct STochastic Optical Reconstruction Microscopy (dSTORM) is a technique allowing a gain in lateral resolution of one order of magnitude. Here, we show that lateral dSTORM resolution is sufficient to resolve the dense organization of the IF networks and, in particular, of IF bundles surrounding microtubules. Such tight association is likely to participate in the coordinated regulation of these two networks and may, explain how vimentin IFs template and stabilize microtubule organization as well as could influence microtubule dependent vesicular trafficking. More generally, we show how the observation of two cytoskeletal components with dual-color dSTORM technique brings new insight into their mutual interaction.

The overall goal of this methodology is to give the optimal experimental conditions from sample preparation to image acquisition and reconstruction in order to perform 2D dual color dSTORM images of microtubules and intermediate filaments in fixed cells

Ara filamentler ve mikrotübüller 2 boyutlu doğrudan Stokastik optik imar mikroskobu ile görüntüleme

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, ...

SA-&#946;-Galactosidase-Based Screening Assay for the Identification of Senotherapeutic Drugs

Cell senescence is one of the hallmarks of aging known to negatively influence a healthy lifespan. Drugs able to kill senescent cells specifically in cell culture, termed senolytics, can reduce the senescent cell burden in vivo and extend healthspan. Multiple classes of senolytics have been identified to date including HSP90 inhibitors, Bcl-2 family inhibitors, piperlongumine, a FOXO4 inhibitory peptide and the combination of Dasatinib/Quercetin. Detection of SA-&#946;-Gal at an increased lysosomal pH is one of the best characterized markers for the detection of senescent cells. Live cell measurements of senescence-associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-Gal) activity using the fluorescent substrate C12FDG in combination with the determination of the total cell number using a DNA intercalating Hoechst dye opens the possibility to screen for senotherapeutic drugs that either reduce overall SA-&#946;-Gal activity by killing of senescent cells (senolytics) or by suppressing SA-&#946;-Gal and other phenotypes of senescent cells (senomorphics). Use of a high content fluorescent image acquisition and analysis platform allows for the rapid, high throughput screening of drug libraries for effects on SA-&#946;-Gal, cell morphology and cell number.

Cellular senescence is the key factor in the development of chronic age-related pathologies. Identification of therapeutics that target senescent cells show promise for extending healthy aging. Here, we present a novel assay to screen for the identification of senotherapeutics based on measurement of senescence associated &#946;-Galactosidase activity in single cells.

Senoterapötik Ilaçların tanımlanması için SA-β-Galactosidaz tabanlı tarama tahlili

Cell senescence is one of the hallmarks of aging known to negatively influence a healthy lifespan. Drugs able to kill senescent cells specifically in cell ...

Label-Free Imaging of Lipid Storage Dynamics in Caenorhabditis elegans using Stimulated Raman Scattering Microscopy

Lipid metabolism is a fundamental physiological process necessary for cellular and organism health. Dysregulation of lipid metabolism often elicits obesity and many associated diseases including cardiovascular disorders, type II diabetes, and cancer. To advance the current understanding of lipid metabolic regulation, quantitative methods to precisely measure in vivo lipid storage levels in time and space have become increasingly important and useful. Traditional approaches to analyze lipid storage are semi-quantitative for microscopic assessment or lacking spatio-temporal information for biochemical measurement. Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy is a label-free chemical imaging technology that enables rapid and quantitative detection of lipids in live cells with a subcellular resolution. As the contrast is exploited from intrinsic molecular vibrations, SRS microscopy also permits four-dimensional tracking of lipids in live animals. In the last decade, SRS microscopy has been widely used for small molecule imaging in biomedical research and overcome the major limitations of conventional fluorescent staining and lipid extraction methods. In the laboratory, we have combined SRS microscopy with the genetic and biochemical tools available to the powerful model organism, Caenorhabditis elegans, to investigate the distribution and heterogeneity of lipid droplets across different cells and tissues and ultimately to discover novel conserved signaling pathways that modulate lipid metabolism. Here, we present the working principles and the detailed setup of the SRS microscope and provide methods for its use in quantifying lipid storage at distinct developmental timepoints of wild-type and insulin signaling deficient mutant C. elegans.

Label-Free Imaging of Lipid Storage Dynamics in Caenorhabditis elegans using Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy allows selective, label-free imaging of specific chemical moieties and it has been effectively employed to image lipid molecules in vivo. Here, we provide a brief introduction to the principle of SRS microscopy and describe methods for its use in imaging lipid storage in Caenorhabditis elegans.

Uyarılmış Raman Saçılma Mikroskopisi Kullanılarak Caenorhabditis elegans Lipid Depolama Dinamiklerinin Etiketsiz Görüntülenmesi

Lipid metabolism is a fundamental physiological process necessary for cellular and organism health. Dysregulation of lipid metabolism often elicits ...

Divergence of Root Microbiota in Different Habitats based on Weighted Correlation Networks

The root microbiome plays an important role in plant growth and environmental adaptation. Network analysis is an important tool for studying communities, which can effectively explore the interaction relationship or co-occurrence model of different microbial species in different environments. The purpose of this manuscript is to provide details on how to use the weighted correlation network algorithm to analyze different co-occurrence networks that may occur in microbial communities due to different ecological environments. All analysis of the experiment is performed in the WGCNA package. WGCNA is an R package for weighted correlation network analysis. The experimental data used to demonstrate these methods were microbial community data from the NCBI (National Center for Biotechnology Information) database for three niches of the rice (Oryza sativa) root system. We used the weighted correlation network algorithm to construct co-abundance networks of microbial community in each of the three niches. Then, differential co-abundance networks among endosphere, rhizoplane and rhizosphere soil were identified. In addition, the core genera in network were obtained by the "WGCNA" package, which plays an important regulated role in network functions. These methods enable researchers to analyze the response of microbial network to environmental disturbance and verify different microbial ecological response theories. The results of these methods show that the significant differential microbial networks identified in the endosphere, rhizoplane and rhizosphere soil of rice.

Network analysis was applied to evaluate the association of various ecological microbial communities, such as soil, water and rhizosphere. Presented here is a protocol on how to use the WGCNA algorithm to analyze different co-occurrence networks that may occur in the microbial communities due to different ecological environments.

Ağırlıklı Korelasyon Ağlarına Dayalı Farklı Habitatlarda Kök Mikrobiyotasının Ayrışması

The root microbiome plays an important role in plant growth and environmental adaptation. Network analysis is an important tool for studying communities, ...